Name: Methodik zur Entwicklung von Sterbetafeln für festsitzende Insekten im Feld mit der Mottenschildläuse Tabak Tabaci, in Baumwolle als ein Modellsystem (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
Description: Erfahren Sie die kohortenbasierte Sterbetafelmethode zur Quantifizierung von Mortalitätsraten bei Insekten mit immobilen Larvenstadien im Feld. Diese Technik ermöglicht die direkte Messung von Todesursachen unter realistischen Bedingungen und liefert wertvolle Einblicke in Populationsdynamiken in Agrarökosystemen.

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Wir danken D. Ashton, V. Barkley, K. Beimfohr, F. Bojorquez, J. Cantrell, G. Castro, R. Christensen, J. Fearn, C. Jara, D. Meade, G. Owens, L. Rodarte, D. Sieglaff, A. Sonoqui, M. Stefanek, B. Stuart, J. Trejo, A. Slade und E. Yescas für technische Hilfe. Teilweise wurde durch USDA Agricultural Research Service, USDA National Institute für Ernährung und Landwirtschaft Erweiterung IPM Programm und Pest Management Alternativen spezielle Projekte, Cotton Incorporated, Arizona Baumwolle Growers Association, Baumwolle unterstützt Stiftungen, USDA-Cree, NAPIAP (Western Region) und westlichen Region IPM Sonderprojekte.

Hinweis: die unten beschriebenen Techniken gelten teilweise Leben Tische, weil sie nicht explizit Reproduktion oder Sterblichkeit der Erwachsenen Stufen enthalten. Die Begriff Kohorte ist gleichbedeutend mit Generation, weil sie Sterblichkeit vom Ei zum Erwachsenen Stadium untersucht.
 1. etablieren Wiese <ol><li>Verhalten Sterbetafeln jederzeit während des Wachstums der Pflanzen nach Insekten vorhanden sind. Die Wahl zu Studien zu initiieren, wenn hängt der Ziele und Aufgaben der Forschung.</li>
	<li>Wählen Sie aus zwei Reihen von Ernte nahe der Mitte des Grundstücks um Randeffekte aus den umliegenden Grundstücke oder unbebaute Flächen zu minimieren. Markieren Sie den Kopf der jede Zeile mit einer Draht-Flagge oder ein Holzpfahl, einfache Verlegung zu erleichtern, sobald die Ernte groß wird.</li>
	<li>Einziehen ca. 3-4 m vom Rand des Grundstückes parallel zu der Zeile. Verwenden Sie eine Zeile, um Ei Kohorten und die zweite Nymphe Kohorten zu gründen herzustellen</li></ol> 2. Ei-Kohorten zu schaffen <ol><li>Verwendung eine 8 X Hand Objektiv neu gelegte Eiern auf der Unterseite der Blätter im oberen Bereich der Hauptstamm der Baumwollpflanze (in der Regel die zweite oder dritte Knoten von oben) suchen. 
	Hinweis: Lebensstadien von B. Tabaci sind in der Regel vertikal in den Baumkronen der Pflanze mit Eiern im oberen Bereich der Anlage und immer älter nymphal Stadien unten verteilt. Dies führt da 1 St Instar Nymphen setzen sich auf dem gleichen Blatt als das Ei und die Pflanze Blätter oberhalb der ersten Eiablage Stelle wie es wächst.
	<ol><li>Verwendung einer höheren macht 15 X Objektiv zu beobachten, frische Eiern und überprüfen, Identifizierung, bevor mit dem 8 X-Objektiv, um das Insekt zu markieren. Frischeier haben eine helle weiße Färbung unter dem Objektiv und heben sich von Eiern, die ältere (Abbildungen 1A und 1 b). Eiern verdunkeln zu einer tannish Farbe, wie sie Reifen.</li>
	</ol></li> <li>Eine ungiftige, ultra-fein-Punkt schwarzen permanent-Marker verwenden, um einen kleinen Kreis um das Ei zu zeichnen. Zeichnen Sie die Kreis klein genug, um ein Weibchen legen ein weiteres Ei innerhalb des Kreises später möglichst zu vermeiden.
	<ol><li>Schneiden ein Loch oder ein Schlitz an der Seite von 8 X Lupe mit einer Säge oder einem Bohrer so, dass der Stift eingefügt und durch die Linse beim Zeichnen betrachtet werden kann ( Abbildung 2A).</li>
	</ol></li> <li>Wiederholen Sie diesen Vorgang auf dem gleichen Blatt, wenn möglich, um anderen Eiern zu markieren, markieren von insgesamt nicht mehr als vier Eiern auf ein einzelnes Blatt und nicht mehr als ein Ei pro Blatt Sektor. Für Baumwolle, das Blatt ist unterteilt in vier Sektoren von drei großen Blattadern ( Abbildung 3).</li>
	<li>Binden einen kleinen leichte Pappen Tag rund um den Blattstiel des Blattes mit markierten Ei(er). Die Tag-Nummer und beinhalten Notation für die Handlung oder Behandlung Anzahl je nach Versuchsanordnung ( Abb. 2 b).</li>
	<li>Binden eine 1 m lange Länge der Beflaggung Maßband um den Hauptstamm im oberen Bereich der Anlage. Stimmengleichheit Bogen-Stil verwenden, so dass das Band wie nötig zu halten, für wiederholte Besuche auf diesen Speicherort im Feld sichtbar leicht verschoben werden kann.</li>
	<li>Datensatz Blatt Nummer und Positionsinformationen auf einem tragbaren analoge oder elektronischen Notebook (Tabelle 1). Positionsinformationen verwendet die Sektoren des Blattes an feiner Hinweis Speicherort (z. B. 1-1, 1-2, 1 bis 4 Eiern in Sektoren 1, 2 und 4 auf Blatt #1 zu kennzeichnen).</li>
	<li>Jeder Kohorte an einem einzigen Tag zu etablieren. 
	Hinweis: Eine Kohorte in einem bestimmten Grundstück besteht aus mindestens 50 Eier total.
	<ol><li>Nutzung nicht mehr als ein Blatt pro Pflanze besser zu verteilen, die Mitglieder der Kohorte. 
		Hinweis: Abhängig von Insekten Dichte, dies kann überall von 13 Blätter mit 3 bis 4 Eiern oder 50 Blätter mit einem Ei. Die einzelnen Pflanzen werden ausgewählt, um die markierten Blätter entlang so viel von der Reihe wie möglich verteilen.</li>
	</ol></li></ol> 3. Nymphe Kohorten zu schaffen <ol><li>Verwendung eine 8 X Lupe für die Suche nach neu 1 St ließ sich Nymphen auf der Unterseite der Blätter über INSTAR 3-5 Blätter nach unten von der Oberseite des Haupttriebs der Baumwollpflanze. A 15 X-Objektiv verwendet, um Identifikation überprüfen Kennzeichnung mit 8 X Objektiv.</li>
	<li>Verwenden eine ungiftige, ultra-fein-Punkt schwarzen permanent-Marker, um einen kleinen Kreis um die Nymphe zu zeichnen. Zeichnen Sie die Kreis klein genug, um einen Crawler, die Abrechnung innerhalb des Kreises später möglichst zu vermeiden. 
	Hinweis: Frisch geschlüpften 1 St Instar Nymphen heißen Crawler, die während der ersten paar Stunden nach Ei schlüpfen mehrere cm bewegen kann. Anschließend &#34; setzt sich &#34; auf eine Seite wo es füttern und mausern, ohne jemals wieder zu bewegen, bis die Erwachsenen entsteht. Diese geregelt, dass 1 St Instar Nymphen ( Abbildung 1) aus der Crawler unverwechselbar sind. Erstens sie sind unbeweglich und zweite, sie sind 2-dimensionale und legen Sie fest und flach auf dem Blatt und haben eine leicht transparenter Bernsteinfarbe.
	<ol><li>Schneiden ein Loch oder ein Schlitz an der Seite von 8 X Lupe mit einer Säge oder einem Bohrer so, dass der Stift eingefügt und durch die Linse beim Zeichnen betrachtet werden kann ( Abbildung 2A).</li>
	</ol></li> <li>Wiederholen Sie diesen Vorgang auf dem gleichen Blatt, wenn möglich, um anderen Nymphen, Kennzeichnung von nicht mehr als vier Nymphen auf einem einzigen Blatt und nicht mehr als eine Nymphe pro Blatt Sektor zu markieren. Für Baumwolle, das Blatt ist unterteilt in vier Sektoren von drei großen Blattadern ( Abbildung 3).</li>
	<li>Binden einen kleinen leichte Pappen Tag rund um den Blattstiel des Blattes mit markierten Nymphe. Die Tag-Nummer und beinhalten Notation für die Handlung oder Behandlung Anzahl je nach Versuchsanordnung ( Abb. 2 b).</li>
	<li>Binden eine 1 m lange Länge der Beflaggung Maßband um den Hauptstamm im oberen Bereich der Anlage. Stimmengleichheit Bogen-Stil verwenden, so dass das Band wie nötig zu halten, für wiederholte Besuche auf diesen Speicherort im Feld sichtbar leicht verschoben werden kann.</li>
	<li>Datensatz Blatt Nummer und Positionsinformationen auf einem tragbaren analoge oder elektronischen Notebook (Tabelle 1). Positionsinformationen verwendet die Sektoren des Blattes an feiner Hinweis Speicherort (z. B. 1-1, 1-2, 1-4 Nymphen in Sektoren 1, 2 und 4 auf Blatt #1 zu kennzeichnen).</li>
	<li>Zu gewährleisten, die ausgeglichen 1 St instar Nymphen und nicht Crawler gekennzeichnet sind, gehen Sie zurück zu jedem markierten Blatt und beobachten das markierte Insekt ca. 1-2 h nach der Ersteinrichtung. Bemerkt der besiedelt Nymphen können erforderlich sein.</li>
	<li>Schaffen jeder Kohorte an einem einzigen Tag. 
	Hinweis: Eine Kohorte in einem bestimmten Grundstück besteht aus mindestens 50 Nymphen insgesamt. Nicht mehr als ein Blatt wird pro Pflanze verwendet, um die Mitglieder der Kohorte besser zu verteilen. Abhängig von Insekten Dichte kann dies überall von 13 Blätter mit 3-4 Nymphen oder 50 Blätter mit einer Nymphe. Die einzelnen Pflanzen werden ausgewählt, um die markierten Blätter entlang so viel von der Reihe wie möglich verteilen. Wegen der 1. Instar Crawler Stufe sind die Eizellen in Protokoll Nr. 2 gekennzeichnet nicht die gleichen Insekten, die dann als Nymphe befolgt werdens. damit keine Crawler Mortalität wird gemessen und der Sterbetafel ist rechtzeitig etwas abgelegen, weil Ei und Nymphe Kohorten in der Regel am gleichen Tag eingerichtet sind. Die Forschung hat gezeigt, dem Crawler Sterblichkeit ist vernachlässigbar und kann im wesentlichen ignorierte 30.</li>
</ol> 4. Beobachtung und Aufzeichnung von Ei schlüpfen und Mortalität <ol><li>nach 8-10 d (28-32 ° C; durchschnittliche Arizona Sommerbedingungen) nach Gründung Ei Kohorten, sammeln Blätter mit gekennzeichneten Eiern und wieder an das Labor für die Beobachtung unter einem Mikroskop seziert. Eizellen sind zu klein, um Sterblichkeit und Todesursachen im Feld eindeutig bewerten.</li>
	<li>Todesursachen bei Eiern zu bestimmen und notieren in der Arbeitsmappe initiierte Kohorte Einrichtung (Tabelle 1). 
	Hinweis: Tod zeichnet sich als Entwurzelung, Raub oder Inviability. Entwurzelung: das Ei fehlt aufgrund von Wetterbedingungen (Wind, weht Staub, Regen) oder kauen Prädation. Raub: saugen Raubtiere verlassen hinter einem eingestürzten Chorion ( Abbildung 4 K). Ausgebrütete Eiern eingestürzten erscheinen können, aber werden ein vertikalen Schlitz im Ei Chorion. Verwenden Sie eine Minuten-Pin, um das Chorion auf dem Blatt unter der Lupe zu suchen, diesen Spalt zu necken. Inviability: Eiern schlüpfen nach 8-10 d-Periode nicht und sind eine dunkle braune Farbe. Unter Arizona würde Sommer Bedingungen (28-32 ° C) normalerweise in 5-7 Tagen schlüpfen. Dies kann in anderen Regionen unterscheiden und Anpassungen eventuell Sammlung rechtzeitig aus dem Feld.</li>
</ol> 5. Beobachtung und Aufzeichnung von Nymphal Entwicklung und Mortalität <ol><li>ein bis zwei Tage nach Gründung der Kohorte, verwenden Sie ein 15 X Objektiv, die Entwicklung der Nymphen zu bewerten und eine Todesursache tot zuzuordnen. Bemerkungen mindestens dreimal pro Woche (jeden zweiten Tag).
	<ol><li>Verwendung relativer Größe ( Abbildung 1 -G) und Zeit nach Gründung Instar beurteilen. 
		Hinweis: Es gibt vier nymphal Larvenstadien und Entwicklung ist schnell unter Sommerbedingungen Arizona (28-32 ° C) mit jeweils die ersten drei Stufen dauert rund 2 d und die letzte Phase dauert ca. 3-5 d (total nymphal Entwicklung 2 wk oder weniger). Neue Beobachter sollten Instar Größen lernen durch Beobachtung von Insekten aufgezogen im Labor oder Gewächshaus auf die Wirtspflanze von Interesse. Die relative Lautstärke in den Bauch des Bacteriosomes (Symbionten beherbergen Orgeln von der Mottenschildläuse) relativ zur gesamten Körpergröße ist eine hilfreiche Indikator für nymphal Instar ( Abbildung 1 -G). Neu gemausert Nymphen sind sehr flach und durchscheinend. Nymphen zu mausern bereit sind prall, gewölbte Profil und undurchsichtig.</li>
		<li>Ursachen des Todes für Nymphen und aufzeichnen in der Arbeitsmappe initiierte Kohorte Einrichtung (Tabelle 1). 
		Hinweis: Tod zeichnet sich als Entwurzelung, Parasitismus, Raub oder unbekannten abhängig von Instar ( Abbildung 4). Entwurzelung: Nymphen von jedem Stadium fehlen aufgrund von Wetterbedingungen (Wind, weht Staub, Regen) oder kauen Prädation. Schätzen Sie die Bühne verdrängt Nymphen als der durchschnittliche Bühne tot und Leben Nymphen auf einen bestimmten Beobachtungstag. Parasitismus: nur beobachtbare in 4 th instar Nymphen. Gekoppelten gelblich Bacterisomes sind durch die Entwicklung Parasitoiden Larve ( Abb. 4A); verdrängt. Manchmal ist das Larvenstadium sichtbar ( Abbildung 4). Das Puppenstadium der Parasitoiden ist unverwechselbar und bestimmte Gattungen ( Abbildung 4 b , 4 D). Raub: saugen Raubtiere wird der Inhalt der Nymphe zu evakuieren und verlassen hinter einem eingestürzten Kadaver ( Abbildung 4 -4I). Selten kann ein Kauens Raubtier Beweise ( Abbildung 4J) verlassen. Unbekannt: der Tod, die eines der oben genannten Ursachen zugeordnet werden können. In feuchter Umgebung kann pilzartige Krankheit eine zusätzliche Ursache des Todes sein. Diese Kategorie kann auch Nymphen getötet von Parasitoiden Host-Fütterung enthalten. Nymphen, die überleben erweisen sich als Erwachsene verlassen einen unverwechselbaren t-förmigen Schlitz in der Exuviae ( Abbildung 1 H)</li></ol></li> <li>aufzeichnen Entwicklungsphase (lebendig) und Ursache des Todes und der Bühne in der Arbeitsmappe an Kohorte initiiert Einrichtung (Tabelle 1).</li>
	<li>Haben die Nymphen, die auf einem einzigen Blatt beobachtet wird entweder starb oder erwies sich als ein Erwachsener Mottenschildläuse, das Blatt zu sammeln und zurück ins Labor. Verwenden Sie die höhere Vergrößerung eines sezierenden Mikroskops zu bestätigen, dass die Todesursache festgestellt im Feld korrekt ist und korrigieren. 
	Hinweis: Nicht jedes nicht verdrängt Totes Insekt über den typischen zweiwöchigen Beobachtungszeitraum auf dem Blatt bleibt und so einige Überprüfungen werden nicht möglich.</li>
</ol> 6. Zusammenfassung der Daten und Analysen <ol><li>Consult Ressourcen zur Verfügung, um bei der Konstruktion von Sterbetafeln aus den Daten gesammelt 2 , 8 , 11 , 31. Eine Beispieltabelle Leben wird als Tabelle 2 dargestellt. 
	Hinweis: Robuste Leben Tabelle Analysen erfordern mehrere unabhängige Sterbetafeln, die über Zeit und/oder verschiedenen Standorten durchgeführt. Dies könnte ein multivoltine Insekt wie B. Tabaci mehrere Sterbetafeln im Laufe einer Saison und/oder mehrere Saisons und Websites.
	<ol><li>Schätzung real Sterblichkeit (d X/l 0) basierend auf der Anzahl von Insekten, die am Anfang der Generation etabliert. 
		Echte Mortalität = (d X/l 0) wo d X ist die Zahl sterben während der Phase X und l 0 ist die Anzahl der Insekten zu Beginn der Generation. Diese Mortalitätsraten sind additiv und der Summe der d x über Stufen Schätzungen der gesamten Sterblichkeit für die Generation (Tabelle 2).</li>
		<li>Schätzen offensichtlich Sterblichkeit innerhalb einer Stufe (Q X) basierend auf der Anzahl von Insekten lebend am Anfang einer bestimmten Etappe (Tabelle 2). Bühne-spezifische Q X oder Faktor im Stadium-spezifische Q X zu schätzen. Diese Preise gelten nur innerhalb einer Stufe Additiv.</li>
		<li>Bestimmen marginal Sterblichkeit mit der Formel: 
		M B = d B / (1-d-A) wo M B die Grenzrate der Sterblichkeit Faktor B, d B ist die scheinbare Rate von Sterblichkeit von Faktor B und d A ist die scheinbare Rate von Sterblichkeit zusammengefasst für alle Sterblichkeit-Faktoren, die verdrängen können B 13 , 32 (Tabelle 3 Faktor). 
		Hinweis: Für festsitzende Insekten wie weiße fliegen und viele andere Insekten sind die vielfältigen Ursachen des Todes in einem bestimmten Lebensabschnitt nicht sequenziell. Stattdessen handeln sie zeitgleich und Abschätzung der Grenzsteuersätze ist gewünscht, genau zu schätzen, dass Phase-spezifische Rate von Sterblichkeit von einem 32 , 34 verursachen. Beispielsweise kann ein Parasitoiden Mottenschildläuse Nymphe angreifen. Das Parasitoiden Ei schlüpfen könnte und können die Larven entwickeln sich in der Hostie. Diese Aktivität, dem Betrachter zunächst asymptomatisch tut, oder würde höchstwahrscheinlich, das Host-Insekt zu töten und als die Ursache des Todes gutgeschrieben werden sollte. Aber in einigen Fällen kann ein Raubtier dieser gleichen Nymphe angreifen oder die Nymphe aus dem Blatt führt den Betrachter auf die Ursache des Todes als Raub oder Entwurzelung beachten verdrängt werden kann. Geringe Mortalität korrigiert dies.
		<ol><li>Convert Bühne-spezifische Grenzsteuersätze auf k-Werte 35 k = ln (1 - M), wo ln natürlichen Logarithmus und M ist die marginale Sterblichkeitsrate von Interesse. k-Werte sind additiv und dies vereinfacht die weitere Analysen. k-Werte können sein Rücken umgewandelt zu einer proportionalen Sterblichkeit von 1 - e [-k].</li>
		</ol></li> <li>Unersetzlich Sterblichkeit als Schätzung [1 - e (-TotalK)]-[1 - e (-{TotalK - Kvalue ich })]. 
		Hinweis: Dies gibt den Teil des Generationswechsels Gesamtmortalität nicht realisiert werden würde, wenn ein bestimmtes Sterblichkeit Faktor entfernt wurde. Zum Beispiel, wieviel Generationen Sterblichkeit verloren wäre, wenn Raub oder Parasitismus wegen einem Insektizid-Spray entfernt wurden? Unersetzliche Sterblichkeit geschätzt auf diese Weise setzt voraus, dass gibt es keine Dichte-Abhängigkeit in der Sterblichkeit.</li>
		<li>Schlüssel Faktoren <ol><li>verwenden eine einfache grafische Analyse den k-Wert für eine einstufige oder jeder eine Mortalität-Faktor (oder eine Mortalität Faktor innerhalb einer Stufe) Plotten gegen den Gesamt-K-Wert für die gesamte Generation (insgesamt K = Summe aller einzelnen k-Werte). 
			Hinweis: Der Sterblichkeit-Faktor, der am ehesten das Muster der Gesamt-K am besten imitiert ist der Schlüsselfaktor, der Faktor, der die am meisten zu Veränderungen im Generationswechsel Mortalität 35 beitragen. Eine mehr quantitative Methode regrediert einzelnen k-Werte auf Gesamt-K und der Schlüsselfaktor identifiziert, als derjenige mit der größten Steigung Wert 3.</li>
		</ol></li> <li>Dichte Abhängigkeit durch rückläufige k-Werte für die Faktoren von Interesse auf den natürlichen Logarithmus der Insektenpopulation Dichte unabhängig voneinander gemessen (z.B. 13) zu testen. Eine signifikante positive Steigung schlägt direkte Dichte Abhängigkeit und einer negativen Steigung inverse Abhängigkeit. 
		Hinweis: mit zusätzlichen Leben Tabelleninformationen auf Erwachsene überleben und die Vermehrung, viele weitere Parameter (z. B. Generationszeit, net Fortpflanzungsrate, sofortige Preise der Erhöhung, Lebenserwartung in einem bestimmten Stadium, etc.) und Analysen (Matrix-Modelle und Elastizität Analysen 36 , 37 durchgeführt werden können.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

In der Regel werden die Entwicklung des Lebens, die Tabellen für multivoltine Insekten mit weitgehend überlappenden Generationen sind gezwungen, einen vertikalen Ansatz, wo eine Bevölkerung über Zeit und verschiedene grafische und mathematische Techniken wiederholt abgetastet wird, verwendet, um Einstellung in den einzelnen Phasen zu schätzen und Sterblichkeitsrate von wechselnden dichten der verschiedenen Leben Phasen2ableiten. Die Stärke des Ansatzes hier ist, dass es diese Einschränkung durch e...

Sterbetafeln sind ein gemeinsames Instrument mit einer langen Geschichte in Ökologie1,2. Sterbetafeln sind im Wesentlichen ein Zeitplan für die Geburten und Todesfälle in einer Bevölkerung über Zeit und diese Daten kann verwendet werden, um eine Reihe von Parametern wichtig zu verstehen und Vorhersagen zu Populationsdynamik zu quantifizieren. Sterbetafeln können auch Informationen über Todesursachen, die wichtig zum Verständnis trophischer Interaktionen und bei der Entwicklung von Strategien für die Verwaltung von Schädlingen in landwirtschaftliche und natürliche Systeme sind. Zahlreiche feldbasierte Sterbetafeln für Insekten3,4,5gebaut worden, und Analysen lieferten wichtige Erkenntnisse über die Dynamik, Regulierung und Vorhersage von Insektenpopulationen in vielen verwaltet und natürliche Systeme6,7,8,9,10,11,12,13,14. Die Begriff Leben Tabelle dient oft auch Laborstudien Grundlage zu beschreiben, die weitgehend untersuchen Fahrpläne von Geburten und Toden aber unter künstlichen Bedingungen, die das Insekt zu natürlichen Sterberate Kräfte und realistische Umgebungsvariablen nicht offen legen. Im Allgemeinen ist das Ziel der Untersuchungen im Labor, die vergleichende biotische Potenzial einer Spezies zu schätzen. Die hier beschriebenen Methoden konzentriert sich für Feld basierend, dass Untersuchungen, die definieren Potenzial gegenüber der Umgebung realisiert.
Sterbetafeln können charakterisiert werden als Horizontal, in dem eine echte Kohorte von gleich alten Personen sind von Anfang ihres Lebens bis zum Tod, gefolgt "oder" vertikal, wo häufige Proben durch die Zeit einer Population mit einer vermeintlich stabile Altersstruktur getroffen werden und dann werden wichtige Sätze von mathematisch konstruierten Kohorten2,15abgeleitet. Sterbetafel, die bereitgestellt werden kann, hängt von der Art des Insekts. Horizontale Sterbetafeln können oft für Univoltine (eine Generation pro Jahr) Insekten entwickelt werden, während ein solcher Ansatz für ein multivoltine Insekt mit vielfältigen und weit überlappenden Generationen pro Jahr sehr herausfordernd sein kann. Eine Vielzahl von Analysemethoden wurden vorgeschlagen und zur vertikalen Sterbetafeln für Insektenpopulationen (siehe Southwood2 Beispiele) zu entwickeln. Die Methodik, die hier demonstriert ermöglicht die Entwicklung der Kohorte basierende, horizontale Sterbetafeln im Feld für multivoltine Insekten mit bestimmten Lebensgeschichte Eigenschaften, insbesondere die Anwesenheit von Traubeneichen Lebensstadien. Die Methode wird als Modellsystem für ein wichtiger Schädling in Baumwolle demonstriert.
Die Mottenschildläuse, Tabak Tabaci Biotyp B (= Tabak-Argentifolii, Nahost-Asia Minor 116) ist ein globales Schädling der Landwirtschaft, der Ertrag und die Qualität in vielen landwirtschaftlichen und gartenbaulichen Kulturen, einschließlich wirkt sich negativ auf Landwirtschaften in gemäßigten Regionen17geschützt. Auswirkungen entstehen durch Phloem Fütterung, die Nährstoff-Flow, Störungen von unbekannter Ätiologie verursacht durch nymphal Fütterung, Übertragung von zahlreichen Pflanzenviren und Ernte-Qualität-Effekte durch die Ablagerung von Honigtau18,19 stört . Das Insekt hat ein breites Wirtsspektrum und multivoltine, mit weniger als 12-13 Generationen pro Jahr je nach Region und verfügbaren Nahrungsmittel Ressourcen20ist. Management-Herausforderungen sind auch durch seine hohe reproduktive Potential, seine Fähigkeit zu zerstreuen und Migration innerhalb und zwischen den landwirtschaftlichen Systemen, seinen Mangel an einer ruhenden Phase (Diapause oder beispielsweise) und seiner Bereitschaft zu schnell Resistenzen entwickeln verschärft Insektizide für die Unterdrückung21,22verwendet.
Erhebliche Fortschritte erzielt in integrated Pest Management (IPM) Strategien zu entwickeln, um effektiv und kostengünstig verwalten Populationen von diesem Schädling betroffenen Kulturen23,24,25. Diese Management-Systeme wurden auf eine solide grundlegendes Verständnis der Populationsdynamik von B. Tabaci ausgesagt und Sterbetafeln wurden eine wichtige Technik, die dieses Verständnis ermöglicht haben. In Arizona Sterbetafeln haben erlaubt die Schätzung und Ermittlung von wichtigen Sterblichkeit Kräfte für B. Tabaci in mehreren Ernte Systeme13,26, haben es ermöglicht die Messung der Sterblichkeit Dynamik relativ zu Management-Strategien, einschließlich Nichtziel-Wirkungen von Insektiziden14, haben ein Mittel zur Abschätzung der funktionellen Nichtziel-Auswirkungen transgener Baumwolle produzierenden Insektizide Proteine27, strenge unterstützt haben Bewertung von einem klassischen Biokontrolle Programm28 (Naranjo, unveröffentlichte Daten) und dazu beigetragen, die vergleichende Auswirkungen von Top-Down- und Bottom-up-Auswirkungen auf die Pest Dynamik29untersuchen. Alle diese Anwendungen haben die hier beschriebene Methode bereitgestellt. Der Ansatz könnte in einer Reihe von natürlichen und verwalteten Systemen für das Studium der Insektenpopulation Ökologie nützlich sein.

<table><tbody><tr><td>Markierungsband</td><td>Gempler, Janesville, Wisconsin USA</td><td>52273</td><td>Fünf Farben</td></tr><tr><td>Manila Merchandise Tags</td><td>American Tag Company, Pico Rivera, Kalifornien USA</td><td>12-104</td><td></td></tr><tr><td>Ultra feiner Spitzenmarker</td><td>Sanford, Bellwood, Illinois, USA</td><td>451898</td><td>Erhältlich bei Office Max, Amazon</td></tr><tr><td>Peak Lupe 8X</td><td>Adorama, New York, NY USA</td><td>2018</td><td></td></tr><tr><td>Peak Lupe 15X</td><td>Adorama, New York, NY USA</td><td>19621</td><td></td></tr></tbody></table>

methodik zur entwicklung von sterbetafeln für festsitzende insekten im feld mit der mottenschildläuse tabak tabaci, in baumwolle als ein modellsystem

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Sterbetafeln bieten eine Möglichkeit die Zeitpläne von Geburt und Tod von Menschen im Laufe der Zeit zu messen. Sie können auch verwendet werden, zu quantifizieren, die Quellen und die Rate von Sterblichkeit in Populationen, die eine Vielzahl von Anwendungen in der Ökologie, einschließlich der landwirtschaftlichen Ökosysteme hat. Horizontale oder Kohorte-basierte, Leben, die Tabellen für die direkte und präzise Methode vital Bevölkerung Raten zu quantifizieren enthalten, da sie eine Gruppe von Individuen in einer Population von der Geburt bis zum Tod folgen. Hier werden Protokolle vorgestellt, für die Durchführung und Auswertung der Kohorte-basierte Sterbetafeln im Feld, das die Traubeneichen Natur der unreifen Lebensstadien von einer globalen Insekt-Schädling Tabak Tabacinutzt. Einzelnen Insekten befinden sich auf der Unterseite der Blätter von Baumwolle und zeichnen sich durch einen kleinen Kreis um das Insekt mit einem ungiftigen Stift zeichnen. Dieses Insekt kann dann immer wieder im Laufe der Zeit mit Hilfe von Hand-objektive Messung beobachtet werden, Entwicklung von einer Stufe zur nächsten und Bühne-spezifische Ursachen des Todes zu erkennen im Zusammenhang mit natürlichen und eingeführte Sterblichkeit Kräfte. Analysen zu erklären wie richtig messen mehrere Sterblichkeit zwingt diese Handlung zeitgleich innerhalb jeder Phase und wie solche Daten verwenden, um sinnvolle Bevölkerung dynamische Metriken zur Verfügung zu stellen. Die Methode berücksichtigt nicht direkt für Erwachsene überleben und die Vermehrung, die Rückschlüsse auf die Dynamik der unreifen Stadien begrenzt. Beispielhaft ist, konzentriert sich auf die Messung der Auswirkungen von Bottom-Up (Qualität der Pflanze) und Top-Down-(natürliche Feinde) Auswirkungen auf die Sterblichkeit Populationsdynamik von B. Tabaci im Baumwolle-System vorgestellt.

Ein Beispiel-Kohorte ist in Tabelle 2 zeigen eine typische Darstellung und Berechnung des Lebens Tabellenergebnisse vorgestellt. Die nützlichsten Daten in die marginale Sterblichkeitsraten für jeden Faktor innerhalb jeder Phase erfasst werden. Indem Sie diese Sätze in k-Werte (Protokoll Abschnitt 6) konvertieren, werden Bühne-spezifische Sterblichkeit über alle Faktoren und Faktor-spezifische Mortalität über alle Stufen leicht abgeschätzt wie Generationen Sterblichkeit in...

Sterbetafeln Quantifizierung der Quellen und Rate von Sterblichkeit in Insektenpopulationen ermöglichen und dazu beitragen, zu verstehen, vorherzusagen und Populationsdynamik in Agrarökosystemen zu manipulieren. Methoden für die Durchführung und Auswertung der Kohorte-basierte Sterbetafeln im Feld für ein Insekt mit Traubeneichen unreifen Lebensphasen werden vorgestellt.

Methodik zur Entwicklung von Sterbetafeln für festsitzende Insekten im Feld mit der Mottenschildläuse Tabak Tabaci, in Baumwolle als ein Modellsystem

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

Das übergeordnete Ziel dieses kohortenbasierten Lebensrastertabellenansatzes besteht darin, die Sterblichkeitsrate einer Insektenpopulation im Feld direkt zu quantifizieren und die Sterblichkeitsursachen zu identifizieren. Diese Methode kann uns helfen, zentrale Fragen der Populationsdynamik zu beantworten, beispielsweise welche Faktoren zur Sterblichkeit in Populationen beitragen und letztlich, mit welcher Rate Populationen wachsen oder schrumpfen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie die Quellen und Raten der Sterblichkeit durch mehrere Ursachen unter realistischen Feldbedingungen direkt misst.Die Idee zu dieser Methode entstand, als wir erfuhren, dass das Insekt in seinen unreifen Entwicklungsstadien bewegungsunfähig ist. Dies ermöglicht es uns, das Schicksal einzelner Insekten direkt zu verfolgen. Die Durchführung der Methode demonstrieren Isadora Bordini, eine Doktorandin, und Francisco Bojorquez, eine Laborfachkraft.Bereiten Sie Lebens­tafeln jederzeit während des Wachstums der Kulturpflanze vor, sobald Insekten vorhanden sind. Der Zeitpunkt, zu dem die Untersuchungen beginnen, hängt von den Zielen und Vorgaben der Forschung ab. Wählen Sie zwei Reihen der Kul

methodology-for-developing-life-tables-for-sessile-insects-field

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Forschung

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Environment

Umwelt

Dieses Manuskript zeigt und diskutiert Techniken verwendet, um Pestizid-Anfälligkeit Umfrage erkennen und Widerstand gegen Kontakt-und systemische Pestizide in Arthropoden Schädlinge.

Bioassays zur Überwachung Insecticide Resistance

Mündliche und intra haemocolic Infektion der Larven der größeren...

Das Insekt<em&gt; Galleria mellonella</em&gt; Als leistungsfähiges Infektion Modell zur bakterielle Pathogenität Untersuchen

Dieses Video zeigt eine Methode zur Etablierung eines Mycobacterium bovis-Infektionsmodells in den Larven der Großen Wachsmotte, Galleria mellonella. Ein biolumineszierender Stamm von Mycobacterium bovis BCG wird in die Hämolymphe der Larve injiziert, um eine Infektion zu etablieren, und die Biolumineszenz wird in vordefinierten Intervallen gemessen, um den Fortschritt der Infektion zu untersuchen.

Eine Technik zur Etablierung eines bakteriellen Infektionsmodells in Insektenlarven

Drosophila melanogaster ist ein leistungsfähiges Modell für die Erkundung der molekularen Grundlagen der Langlebigkeit Regulierung. Dieses Protokoll diskutieren die Schritte bei der Erzeugung eines reproduzierbaren, population-based Messung der Lebensdauer sowie potenzielle Fallstricke und wie man sie vermeidet beteiligt.

Messung der Lebensdauer in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Insecticide Evaluierungen werden häufig gegen erwachsenen Insekten gezielt, anstatt unreifen Stadien. Hier präsentieren wir ein Protokoll für Insektizide gegen Bettwanzen Eier mit einem Vergleich zum ersten nymphal Bett Bug Bühne zu bewerten. Diese Protokolle könnten für andere Insekten angepasst werden, um Insektizid Wirksamkeit bei Non-Adult Lebensphasen zu bewerten.

Ein Verfahren zur Bewertung Insecticide Wirksamkeit gegen Bettwanzen,<em&gt; Cimex lectularius</em&gt;, Eier und First Instars

Hier präsentieren wir ein Protokoll der Host-Gewebeverteilung, Übertragungsmodus und Wirkung auf den Wirt Eignung eines densovirus innerhalb Lepidoptera-Spezies zu untersuchen, die Baumwollkapselwurm. Dieses Protokoll kann auch für die Untersuchung der Wechselwirkung zwischen anderen oral übertragenen Viren und ihren Insekten Wirten verwendet werden.

Protokolle für die Untersuchung die Host-Gewebeverteilung, Transmission-Modus und Effekt auf der Host-Fitness eines Densovirus im Cotton Bollworm

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Isolierung von Endosymbionten aus der Whitefly Bemisia tabaci durch Dissektion und Filtration. Nach der Amplifikation eignen sich die DNA-Proben für die anschließende Sequenzierung und Untersuchung des Mutualismus zwischen Endosymbionten und Whitefly.

Methoden zur Extraktion von Endosymbionten aus der Whitefly<em&gt; Bemisia tabaci</em

Wir präsentieren eine einfache zytogenetische Technik mit 4 ', 6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI) zu bestimmen, die Befruchtungsrate und primäre Geschlechtverhältnis der diploide invasive Schädling Tabak Tabaci.

Festsetzung des Ei Befruchtung Tabak Tabaci mit einer zytogenetischen Technik

Wir beschreiben die Methodik und Bedeutung des topischen Anwendungsbioassays zur Messung der Insektizidempfindlichkeit bei Moskitos und Fruchtfliegen. Der vorgestellte Assay ist ein hoher Durchsatz, verwendet Insektenmasse - so dass eine massenrelativierte tödliche Dosis anstelle der Konzentration berechnet werden kann - und hat wahrscheinlich eine geringere Variabilität als andere ähnliche Methoden.

Topische Anwendung Bioassay zur Quantifizierung der Insektizidtoxizität für Moskitos und Fruchtfliegen

Dieses Protokoll beschreibt den obligatorischen Fütterungstest, um die potenziell toxische Wirkung eines sekundären Pflanzenstoffs auf die Larven der Lepidoptera-Insekten zu bewerten. Dabei handelt es sich um einen hochgradig skalierbaren Insekten-Bioassay, mit dem sich die subletale und letale Dosis, die abschreckende Wirkung und die physiologische Wirkung leicht optimieren lassen. Dies könnte für das Screening umweltfreundlicher Insektizide verwendet werden.

Entwicklung eines Fütterungs-Assay-Systems zur Bewertung der insektiziden Wirkung von sekundären Pflanzenstoffen auf Helicoverpa armigera

Erfahren Sie die kohortenbasierte Sterbetafelmethode zur Quantifizierung von Mortalitätsraten bei Insekten mit immobilen Larvenstadien im Feld. Diese Technik ermöglicht die direkte Messung von Todesursachen unter realistischen Bedingungen und liefert wertvolle Einblicke in Populationsdynamiken in Agrarökosystemen.

Methodik zur Entwicklung von Sterbetafeln für festsitzende Insekten im Feld mit der Mottenschildläuse Tabak Tabaci, in Baumwolle als ein Modellsystem (Video) | JoVE Journal

Methodik zur Entwicklung von Sterbetafeln für festsitzende Insekten im Feld mit der Mottenschildläuse Tabak Tabaci, in Baumwolle als ein Modellsystem

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