Methodik zur Entwicklung von Sterbetafeln für festsitzende Insekten im Feld mit der Mottenschildläuse Tabak Tabaci, in Baumwolle als ein Modellsystem

Das übergeordnete Ziel dieses kohortenbasierten Sterbetafelansatzes ist es, die Sterblichkeitsrate einer Insektenpopulation im Feld direkt zu quantifizieren und die Ursache der Sterblichkeit zu identifizieren. Diese Methode kann uns helfen, Schlüsselfragen der Populationsdynamik zu beantworten, wie z. B. das Verständnis von Faktoren, die zur Sterblichkeit in Populationen beitragen, und letztendlich die Geschwindigkeit, mit der Populationen wachsen und abnehmen. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie die Ursachen und Sterblichkeitsraten aus mehreren Ursachen unter realistischen Bedingungen vor Ort direkt misst.

Die Idee zu dieser Methode kam uns, als wir erfuhren, dass das Insekt in seinem unreifen Stadium unbeweglich ist. So können wir das Schicksal einzelner Insekten direkt nachvollziehen. Das Verfahren wird von Isadora Bordini, einer Doktorandin, und Francisco Bojorquez, einem Labortechniker, vorgeführt.

Bereiten Sie jederzeit während des Wachstums der Pflanze Lebenstabellen vor, sobald Insekten vorhanden sind. Die Entscheidung, wann Studien eingeleitet werden, hängt von den Zielen und Zielsetzungen der Forschung ab. Wählen Sie zwei Reihen Ausschnitt in der Nähe der Mitte der Parzelle aus, um Kanteneffekte durch umliegende Parzellen oder unbewirtschaftete Flächen zu minimieren.

Markieren Sie den Kopf jeder Reihe mit einer Drahtfahne oder einem Holzpfahl. Wählen Sie eine Probenahmestelle nach drei bis vier Metern Reihe. Um spätere Beobachtungen zu vereinfachen, wählen Sie eine Zeile aus, um Eikohorten zu erstellen, und die zweite, um Nymphenkohorten zu erstellen.

Eine Eizellkohorte muss mindestens 50 Eizellen enthalten. Als Folge des Verhaltens und des Pflanzenwachstums sind die Lebensstadien von Bemisia tabaci im Allgemeinen vertikal im Kronendach verteilt, wobei die Eier oben und die Nymphenstadien unten immer älter werden. Verwende eine 8-fache Handlinse, um auf der Unterseite der Blätter nach frisch gelegten Eiern zu suchen.

Idealerweise sollte die Handlinse ein Loch in der Seite haben, durch das der Stift passt. Finde für jede Pflanze in der Studie ein Blatt mit Eiern. Verwenden Sie als Nächstes ein 15-fach-Objektiv, um eine sorgfältigere Untersuchung durchzuführen.

Die Eier dunkeln mit zunehmender Reife zu einer bräunlichen Farbe ab, so dass frische Eier eine strahlend weiße Färbung haben und sich von den älteren Eiern abheben. Der wichtigste Aspekt dieses Protokolls ist die korrekte Identifizierung der neu gelegten Eier und der neu angesiedelten Nymphen im ersten Stadium. Es ist wichtig, dass die Beobachtungen der Sterbetafel ganz am Anfang jeder Lebensphase beginnen, um genaue Ergebnisse zu erhalten.

Nachdem Sie ein Ei gefunden haben, verwenden Sie einen ungiftigen, ultrafeinen schwarzen Permanentmarker, um einen kleinen Kreis um das Ei zu zeichnen. Halten Sie den Kreis klein, damit keine anderen Eier darin abgelegt werden. Markieren Sie auf demselben Blatt bis zu vier Eier in den vier verschiedenen Sektoren.

Auf einem Baumwollblatt gibt es vier Sektoren, die durch die großen Blattadern unterteilt sind. Wählen Sie nur ein Ei pro Blattsektor aus. Identifizieren Sie das markierte Blatt mit einem kleinen, leichten Pappetikett um den Blattstiel des Blattes mit einer Notation für die Parzelle oder die Behandlungsnummer, je nach Versuchsdesign.

Bringen Sie dann eine gut sichtbare Flagge in der Nähe der Spitze der Pflanze an. Gehe nun dazu über, Eier an der nächsten Pflanze weiter unten in der Reihe zu finden. Ermitteln Sie die Kohorte an einem einzigen Tag.

Unter normalen Sommerbedingungen in Arizona sind die Blätter in acht bis 10 Tagen erntebereit, da die Eier in fünf bis sieben Tagen schlüpfen. Passen Sie den Zeitpunkt der Entnahme an, um sicherzustellen, dass alle gesunden Eier geschlüpft sind. Im Feld sind die Eizellen zu klein, um die Sterblichkeit und die Todesursachen vor Ort eindeutig zu bewerten.

Daher werden die Todesursachen wie Verdrängung, Prädation oder Lebensunfähigkeit im Labor unter dem Präpariermikroskop bestimmt. Es ist wichtig, die Todesursache des Eies oder der Nymphe korrekt zu identifizieren, da dies die ökologischen Schlussfolgerungen beeinflusst, die über Faktoren gezogen werden können, die das Populationswachstum und die Populationsregulierung beeinflussen. Wenn das Ei aufgrund von Witterung oder Kauprädation fehlt, wurde es entfernt.

Wenn ein Ei in einen kollabierten Chorion verwandelt wurde, wird dies als Prädation eingestuft. Geschlüpfte Eier sehen ebenfalls zusammengeklappt aus, haben aber einen vertikalen Schlitz im Chorion, der mit einer winzigen Stecknadel gefunden werden kann. Wenn ein Ei nicht geschlüpft ist, dann kategorisiere es als unbrauchbar.

Verwende eine 8-fache Handlinse, um auf der Unterseite der Blätter nach neu angesiedelten Nymphen zu suchen. Solche Blätter sind etwa drei bis fünf Knoten von der Spitze einer Baumwollpflanze entfernt. Wenn Nymphen gefunden werden, überprüfen Sie ihr Stadium mit einer 15-fachen Linse.

Finde mindestens 50 Nymphen für jede Studie. Wählen Sie Pflanzen aus, die gut über die Reihe verteilt sind, und etablieren Sie die Kohorte an einem einzigen Tag. Zeichnen Sie wie zuvor einen kleinen Kreis um die identifizierte Nymphe.

Markiere bis zu vier Nymphen pro Blatt jeweils in einem anderen Sektor und gehe dann zur nächsten Pflanze über. Seien Sie sich bewusst, dass frisch geschlüpfte Nymphen im ersten Stadium mehrere Zentimeter umziehen können, bevor sie sich niederlassen, und dies kann einige Stunden dauern. Sesshafte Nymphen können von kriechenden Nymphen dadurch unterschieden werden, dass sie unbeweglich sind, fester gegen das Blatt gedrückt werden und eine durchscheinendere bernsteinfarbene Farbe haben.

Ältere Nymphen im ersten Stadium erscheinen geschwollen und prall, wenn sie sich der Häutung nähern. Markieren Sie ein Etikett mit einem Vermerk für die Parzellen- oder Behandlungsnummer und befestigen Sie es am Blattstiel des Blattes. Bringen Sie dann eine gut sichtbare Flagge in der Nähe der Spitze der Pflanze an.

Machen Sie sich detaillierte Notizen über die Position der Nymphe, einschließlich Informationen über den Blattsektor. Überprüfen Sie nach ein oder zwei Stunden der Identifizierung von Nymphen sie, um sicherzustellen, dass die kriechenden Nymphen nicht eingekreist wurden. Markieren Sie die angesiedelten Nymphen nach Bedarf.

Ein bis zwei Tage nach der Etablierung der Kohorte verwenden Sie eine 15-fache Linse, um die Entwicklung der Nymphen zu beurteilen und eine Todesursache im Todesfall zuzuordnen. Machen Sie mindestens dreimal pro Woche oder etwa jeden zweiten Tag Beobachtungen. Der Tod wird je nach Stadium als Verdrängung, Parasitismus, Raub oder unbekannt charakterisiert.

Eine typische Sterbetafel einer Kohorte liefert die Grenzsterblichkeitsraten für jeden Faktor innerhalb jeder Lebensphase. Durch die Umrechnung dieser Raten in K-Werte können die stadienspezifische Mortalität über alle Faktoren und die faktorspezifische Mortalität über alle Stadien sowie die Gesamtmortalität der Generationen leicht geschätzt werden. Mit diesen Techniken wurde in einer dreijährigen Studie festgestellt, dass die marginalen Prädationsraten durch saugende Raubtiere signifikant abnahmen, wenn Breitbandinsektizide eingesetzt wurden.

Die Muster der unersetzlichen Sterblichkeit waren ähnlich. Normalerweise sorgte die Prädation für die höchste unersetzliche Sterblichkeit, aber diese ging mit dem Einsatz von Insektiziden deutlich zurück. Parasitismus führte auch zu einer niedrigen unersetzlichen Sterblichkeit.

Die Schlüsselfaktoranalyse, die aus den Daten von vier Replikationsflächen durchgeführt wurde, wurde im Laufe der dreijährigen Studie in insgesamt neun Kohorten kombiniert. Letztendlich war die Prädation am engsten mit Veränderungen in der Generationensterblichkeit verbunden. Einmal gemeistert, kann diese Technik in etwa 30 Minuten pro Parzelle durchgeführt werden, was jedoch je nach Insektendichte stark variieren kann.

Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, ist es wichtig, daran zu denken, die Belastung des zu manipulierenden Blattes zu minimieren, damit die Pflanzenqualität nicht verändert wird. Außerdem sollte ein einzelner Beobachter pro Replikat verwendet werden, um Beobachtereffekte zu blockieren, und alle Beobachter sollten sich häufig treffen, um die Einheitlichkeit der Beobachtungskriterien zu verbessern. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie einen Lebtisch für ein unbewegliches Insekt auf dem Feld einrichten, einschließlich der Ortung, Markierung und Beobachtung von Insekten, um Todesursachen zu bestimmen.

Vergessen Sie nicht, dass es schwierig sein kann, längere Zeit auf dem Feld zu arbeiten, insbesondere in den Sommermonaten, und dass die richtige Kleidung und Flüssigkeitszufuhr erforderlich sind, um die Arbeit sicher auszuführen.