Name: Fourier-basierte Beugung Live-Analyse von Caenorhabditis elegans (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 24 s
Description: Erfahren Sie die Fourier-basierte Beugungsanalyse zur Charakterisierung der Lokomotion von Caenorhabditis elegans in Echtzeit. Diese Methode ermöglicht die Unterscheidung zwischen Wildtyp- und Roller-Phänotypen.

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Wir danken Juan Vasquez für seine rechnerische Beiträge mit diesem Projekt. Wir sind dankbar für die Unterstützung der Vassar College Undergraduate Research Summer Institute (URSI), Lucy Maynard Lachs Research Fund und der NSF Award Nr. 1058385.

1. C. Elegans Wachstum und Pflege <ol><li>Nematoden Kultur Gerichte vorbereiten.
	<ol><li>Füllen die Petrischalen mit einer Agar-Lösung und lassen Sie sie zu festigen, dann Samen mit einer E. Coli-Kultur von der OP50 9 , 10 Stamm.</li>
	</ol></li> <li>Start Einwohner Erwachsenen Nematoden auf jeder Platte indem mehrere Erwachsene Würmer auf frischen Agar gefüllten Petrischalen mit einem E. Coli-Patch vorzubereiten. Pflegen die Nematoden Kulturen bei 20 ° C in einem Inkubator. 
	Hinweis: Nematoden Sorten erhalten Sie bei Caenorhabditis Elegans Genome Center. Für diese Studie, dem Wildtyp, N2, Dehnung und die OH7547 (otls199 [Katze-2::GFP + Rgel-1 (F25B3.3):: DsRed + rol-6(su1006)]) Stamm, der einen Walze Phänotyp zeigt, waren ausgelastet.</li>
	<li>Würmer Propagate für zukünftige Kulturen.
	<ol><li>Entfernen die Petri-Schale mit C. Elegans und einen ungenutzten Lebensraum Petrischale aus dem temperierten Inkubator. Legen Sie sie auf der Bühne eines sezierenden Mikroskops.</li>
		<li>Licht der Bunsenbrenner und sterilisieren die Platin Nematoden Pick indem man das Metall in die Flamme, bis es rot glüht. Lassen Sie die Kommissionierung auf Raumtemperatur abkühlen. Nicht die Abholung festgelegt oder lassen die Pick in Kontakt mit Verunreinigungen kommen.</li>
		<li>Berühren sanft die Spitze der Abholung an den Rand des Kreises der Bakterien. Diese Substanz ist klebrig und Kommissionierung einzelnen Erwachsenen Nematoden einfacher machen.</li>
		<li>Bis zu 4 trächtige Nematoden auf eine Nematode Wachstum Medium (NGM) Agar gefüllt Petri Platte übertragen und bei 20 ° c inkubieren Die Würmer legen Eiern, die in vier Tagen fällig werden.</li>
		<li>Rückkehr die restlichen Nematoden in den Inkubator nach dem Umzug von vier Erwachsenen Nematoden.</li>
	</ol></li></ol> 2. Optischen Aufbau ( Abbildung 1) <ol><li>Secure die Helium-Neon laser nahe der Rückseite linke Ecke der optischen Workbench und schließen Sie es an eine Stromquelle. 
	Hinweis: Der Laser &#39; s-Beam muss erfüllen die Anforderungen für Oversampling. C. Elegans sind etwa 1 mm lang, daher sollte der Laserstrahl einen Durchmesser größer als 2 mm während der Vorfall auf der Nematoden, aber nicht größer als 5 mm haben, so dass das Beugungsmuster nicht schwer zu lokalisieren ist.</li>
	<li>Ein Graufilter zwischen der Helium-Neon-Laser und der Probe zu platzieren, so dass der Laserstrahl durch den Filter vor dem Erreichen der Probenmaterials reist.</li>
	<li>Mit zwei vorderen Oberfläche Aluminium Lenkung Spiegel, bauen ein Periskop durch die Sicherung des ersten Spiegels nach der Graufilter. Den zweite Spiegel ca. 10 cm unterhalb der erste Spiegel geben Raum, um den Laserstrahl zu steuern und legen die Küvette zwischen den Spiegeln zu sichern. Der Laserstrahl und Küvette so ausrichten, dass der Laserstrahl senkrecht durch die Küvette reist. 
	Hinweis: Der Abstand zwischen den diffracting Organismus die Fotodiode muss viel größer als der Organismus selbst Fernfeld Beugung zu erreichen sein. In diesem Experiment aus der Küvette die Fotodiode erreichen Sie nach 20 cm.</li>
	<li>Sichern die Photodiode direkt gegenüber den zweiten Spiegel mit seinem Sensor vor dem Spiegel. 
	Hinweis: Die Küvette mit der Fadenwurm wird zwischen den beiden spiegeln mit Chemie Klammern platziert werden. Siehe Abschnitte 4 und 5.</li>
	<li>Setzen ein Wasser gefüllten Küvette auf die Halterung. Die Höheneinstellung des Standes. Die Höhen und Winkel der Spiegel 1 und 2 Spiegel so einstellen, dass der Laserstrahl die Küvette gerichtet durchläuft, in der Nähe aber nicht direkt auf die Fotodiode.</li>
	<li>Hilfe einer Wasserwaage die Stände Form eine flache Oberfläche für die Küvette sicherzustellen. Ggf. die Spiegel weiter.</li>
	<li>Verbinden die Fotodiode, die digitales Oszilloskop mithilfe des USB-Kabels mit dem digital Oszilloskop zur Verfügung gestellt. Digitale Oszilloskop an den Computer, die verwendet werden, aufnehmen und Speichern der Daten anschließen.</li>
</ol> 3. Oszilloskop-Setup <ol><li>mit der Software für das Oszilloskop auf dem Computer soll mindestens 8 Hz, den Prügel-Zyklus des Wurms hinreichend zu lösen die Sample-Rate. 
	Hinweis: Die Sample-Rate sollte mehr als das Doppelte der erwarteten Prügel Frequenzen der Gattung so dass Nyquist Theorem 11 erfüllt ist.</li>
</ol> 4. Vorbereitung der Wurm und Küvette zur Datenerfassung <ol><li>übertragen vier Erwachsenen Nematoden auf einen frischen NGM 10 Agar gefüllt Petri Teller mit einem dünnen, flachen Platindraht Pick (siehe Abschnitt 1.3).</li>
	<li>Entfernen eine Einweg-Plastik-Küvette aus der Verpackung, wobei Sie darauf achten, nur die Küvette auf seine geriffelten Seiten berühren.</li>
	<li>Verwendung einer Mikropipette, destilliertes Wasser in die Küvette pipette, bis die Küvette ca. 80 % ist gefüllt mit destilliertem Wasser. 
	Hinweis: Es ist wichtig, nur mit destilliertem Wasser oder ionisierten Puffer z. B. M9 10 oder Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) beim Umgang mit der Nematodes wie Leitungswasser Mikroorganismen töten Verbindungen enthält.</li>
	<li>Legen die Petrischale mit C. Elegans sezierenden Rahmen verwendet werden.</li>
	<li>Mit dem Platin Pick, eine Reife C. Elegans aus der Petrischale und tauchen die Abholung in der Küvette, die Kommissionierung in Kreisen bewegen, wenn nötig, die Nematoden zu verdrängen.</li>
	<li>Verhindern Blasenbildung in der Küvette, die Küvette mit Wasser füllen, bis es leicht wölbt sich über die Küvette &#39; s oben. Füllen Sie die Küvette &#39; s-GAP vollständig mit Wasser dann schnell setzen Sie die Kappe auf die Küvette.</li>
	<li>Verwenden eine optische Reinigungstuch Wassertropfen zu entfernen, die vorbei und optische Reinigungspapier zur Reinigung kleinen verbleibenden Tropfen verschüttet haben kann.</li>
</ol> 5. Echtzeit-Datenerfassung von Beugung Muster Intensität Änderungen <ol><li>schalten Sie die Helium-Neon laser und Einstellung der Frequenz/Farbe, so dass es einen roten Strahl erzeugt. Schalten Sie den Sensor. 
	Vorsicht: Verwenden Sie einen niedrig-Energie-Strahl auf 632 nm, als C. Elegans vermeiden Hochfrequenz (blau) Licht 12.</li>
	<li>Suchen Sie den Wurm in die Küvette. Halten die Küvette auf seine geriffelten Seiten die Küvette leicht kippen, bis etwa in der Mitte des Teils der Küvette Nematoden ist. 
	Hinweis: Wackeln oder kippen die Küvette heftig bewirkt, dass den Wurm mit den Wänden der Küvette zu kollidieren. Dies kann die Nematode beschädigen.
	<ol><li>Ort die Küvette auf dem Ständer in das optische System, Zentrierung des Wurms innerhalb der Laser &#39; s-Beam von Mirror 1 Mirror 2 reflektiert. Achten Sie darauf, um Streulicht zu vermeiden.</li>
	</ol></li> <li>Center die Wurm in den Laserstrahl.
	<ol><li>Die Fotodiode in das Beugungsmuster zu platzieren, so dass die Lage der Fotodiode und zentrale maximal das Beugungsmuster stimmen nicht überein.</li>
		<li>Einstellen der Graufilter zur Sättigung der Fotodiode zu verhindern. Das neutrale Dichte Filterrad drehen, regelt die Lichtintensität.
		<ol><li>Drehen die neutrale Dichte so filtern, dass erhöht die Spannung, die Ausgabe von der Photodiode. 
			Hinweis: Die Ausgangsspannung wird mit der Software für die digitale Fotodiode beobachtet. Die Fotodiode ist gesättigt, wenn die Spannung nicht ändert. In diesem Fall drehen Sie die Graufilter, bis die Spannung reduziert, ohne eine minimale Lesung Verflachung. Sicherstellen Sie, dass das Spannungssignal nicht in den Peak-Lesungen, Angabe Sättigung der Fotodiode abflachen wird. Reduzieren Sie die Lichtintensität durch Drehen der neutralen Dichte Filterrad wenn Sättigung beobachtet wird.</li>
		</ol></li> <li>Sobald die beweglichen Beugungsmuster sichtbar, sammeln Daten mit der Fotodiode ist durch Klicken auf die Schaltfläche "Start" auf die Software steuert das Oszilloskop während der Überwachung des Wurms &#39; s-Bewegung. Nehmen Sie Messungen bis bewegt sich der Wurm aus der Laserstrahl und die diffracTion Muster verschwindet, das dauert in der Regel etwa 20 s.
		<ol><li>Stop der Datenerfassung Prozess indem Sie auf die Stopp-Taste auf die Software für das Oszilloskop. Speichern Sie jede Prüfung &#39; s-Daten im CSV oder txt Format.</li>
		</ol></li></ol></li> <li>Wiederholen Sie die Schritte 5.2-5.3 bis mindestens 50 Datensätze für jede Phänotyp gesammelt wurden. Acht bis zehn Tiere pro Testversion verwenden.</li>
	<li>Wenn die Küvette ist zerkratzt entsorgen und der Wurm, und wiederholen Sie Schritt 4. Wenn der Wurm bei der Übertragung beschädigt ist, entsorgen Sie ihn und die Küvette mit destilliertem Wasser spülen, bevor wiederholen Schritt 4 unter Verwendung der gleichen Küvette.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 5 mit der OH7547 &#34; Walze &#34; Stamm, achten Sie darauf, die Daten, um den Wurm Belastung zeigen beschriften.</li>
</ol> 6. Fourier-Spektrum von Daten <ol><li>importieren die Daten in eine Daten-Analyse-Programm in der Lage, diskrete Fourier Transformationen 3.</li>
	<li>Führen Sie Fourier wandelt auf jeder Datensatz mit Hilfe der schnellen Fourier-Transformation (FFT) Option der Software.</li>
	<li>Durchschnitt der Frequenzen aus der FFT-Ergebnisse für jeden Amplitude für die N2-Wildtyp Würmer.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 6.3 mit dem FFTs von der OH7547 &#34; Walze &#34; Würmer.</li>
</ol> 7. Modellierung von Fourier-Spektrum <ol><li>Programm binäre Modellcharakter für die Nematoden Fortbewegung (siehe Programm in der ergänzenden Materialien enthalten). 
	Hinweis: Dieses Modell ist eine grobe Annäherung, die auf zunächst die herausragende Merkmale der Wurm Bewegung zeigt. Das Modell kann verfeinert werden, die Ergebnisse sind im Vergleich mit tatsächlichen Würmer. Wurm-Formen sind Annäherungen mit Mikroskop Bilder 13.
	<ol><li>Sequentielle Frames Erstellen des binären Modells durch mindestens zwei Wurm-Zyklen ( Abbildung 2a). Sehen Sie die Videos in den ergänzenden Materialien; C-Wurm Video (CWorm.avi) und W Wurm Video (WWorm.avi).</li>
	</ol></li> <li>Sequentielle Beugungsmuster zu produzieren. Sehen Sie die Videos in den ergänzenden Materialien. C-Wurm Beugung Video (CWormDiff.avi) und W Wurm Video (WWormDiff.avi).
	<ol><li>Fourier-Transformation binäre Rahmen des Wurm-Bildes. Je größer der Abstand des Rahmens um den Wurm, desto besser die Auflösung des Bildes Beugung werden. 
		Hinweis: Der Absolute Wert jedes Fourier Transformierte Rahmens ist proportional zu den entsprechenden Beugungsmuster ( Abb. 2 b).</li>
		<li>Tune den Kontrast des Beugungsmusters durch Zuordnen einer logarithmischen Skala die Intensitäten der Beugungsmuster. 
		Hinweis: Kameras und Augen neigen dazu, auf einem nicht-linearen Maßstab funktionieren. Eine logarithmische Skalierung kann simulieren, wie ein Beugungsmuster in der Regel vom menschlichen Auge wahrgenommen wird.</li>
	</ol></li> <li>Die modellierten Beugung Signal zu extrahieren.
	<ol><li>Wählen Sie eine exzentrische Lage, das entspricht auf den Speicherort der die Fotodiode in das Beugungsmuster.</li>
		<li>Fügen Sie die benachbarten Matrixelemente rund um den Speicherort der Fotodiode, die Größe der Fotodiode zu simulieren. Die Größe der Fotodiode ist typischerweise 0,1 % des modellierten Beugungsmuster.</li>
		<li>Rekord und Handlung signalisiert die Sequenz von der Größenordnung der Beugung. Überprüfen Sie, ob das Signal physikalisch sinnvoll ist (d. h., bei periodischen Prügel, das Signal von der Photodiode sollte regelmäßige sowie).</li>
	</ol></li> <li>Fourier transformieren die Beugung Signal in 7.3 erhalten und vergleichen Sie die Ergebnisse mit den experimentellen Daten.</li>
	<li>Für verschiedene Stämme der Wurm zu wiederholen und zu vergleichen.</li>
</ol>

<ol><li>Magnes, J., et al. <a target="_blank" href="http://file.scirp.org/Html/6-1850026_21423.htm">Analysis of Freely Swimming C. elegans Using Laser Diffraction.</a> Open J. Biophys. 2, 101-107 (2012).</li>
<li>Magnes, J., Raley-Susman, K. M., Eells, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+Locomotion+Study+of+Freely+Swimming+Micro-organisms+Using+Laser+Diffraction%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Quantitative Locomotion Study of Freely Swimming Micro-organisms Using Laser Diffraction.</a> J. Vis. Exp. (68), (2012).</li>
<li>James, J. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJames%2C+JF+%22A+Student%27s+Guide+to+Fourier+Transforms+with+Applications+in+Physics+and+Engineering%22">A Student's Guide to Fourier Transforms with Applications in Physics and Engineering</a>. , Cambridge University Press. Cambridge. (1995).</li>
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<li>Edwards, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+molecular+solution+for+ultraviolet+light+detection+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">A novel molecular solution for ultraviolet light detection in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS Biol. 6 (8), e198(2008).</li>
<li>Bilbao, A., Wajnryb, E., Vanapalli, S. A., Blawzdziewicz, J. <a target="_blank" href="https://arxiv.org/pdf/1306.4423.pdf">Nematode Locomotion in Confined and Unconfined Fluids.</a> Phys. Fluids. 25, 081902(2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Darunter erstreckt sich von Daten mit Inaktivität wird die Ergebnisse verzerren, da künstliche niedrigere Frequenzen in die Ergebnisse gemittelt werden. Die Photodiode Sättigung erkennt man an flachen Spitzen oder "abgeschnitten" Gipfeln in den Rohdaten. Teilung jeder Rohdatensatz durch Peak Intensitäten helfen bei Bilanzierung von Schwankungen in der Laserintensität.
Die Peak-Frequenzen sind ein Indikator für die allgemeine Prügel Frequenz; Allerdings komplizierte Bewegung verursacht Störungen bei beat Frequenzen in das Beugungsmuster und müssen sorgfältig geprüft werden.
Diese Methode kann verwendet werden, um die Fortbewegung der anderen Nematoden zu untersuchen. Die Umwelt kann auf ein anderes Medium geändert werden. Wellenlängen können auch geändert werden. Arbeiten im sichtbaren Bereich des elektromagnetischen Spektrums ist die einfachste und sicherste.
Eine verfeinerte Modell simuliert die Beugung Spektren realistischer in die Zukunft. Ein Zukunftsmodell gehören einen Wurm, der Orientierungen, ändern die Frequenz Standorte aber relative Gipfel Höhen nicht beeinträchtigen würde. Ein realistischeres Modell würde eine probabilistische Verteilung der Prügel Frequenzen ermöglichen die die Gipfeln wie in den experimentellen Daten erweitern würde. Eine Ausbreitung in Frequenzen würden Variationen in Tracht Prügel Frequenzen ausmachen.
Die aktuelle Wurm-Form ist grob, vor allem in den Kopf und Schweif Region, die mehr als im aktuellen Modell verjüngt werden sollte. Es kann interessant sein, eine detaillierte Analyse der Zeitreihen des Signals zu führen, da es Hinweise auf die Komplexität der Fortbewegung in verschiedenen Mutanten geben könnte.
Es lohnt sich, die Praktikabilität der Erweiterung dieser Technik in mehreren Nematoden gleichzeitig Charakterisierung. Diese Methode sollte als ergänzende Methode zur bestehenden Methoden mit traditionellen Mikroskope verstanden werden. Diese Methode hat einen Vorteil in ein Mikroskop nicht während der Datenerfassung erfordern, so dass der Wurm aus der Brennebene bewegen kann. Die gemittelten Frequenz-Spektren zeigen deutliche Unterschiede in der Wurm Bewegung und von den vorherrschenden Frequenz Gipfeln quantifiziert werden können ist eine neuartige Methode bei der Quantifizierung Wurm Fortbewegung. Datenanalyse der Beugung Signaturen ist bei der Weiterentwicklung und wird hoffentlich zu einer automatisierten Identifikationsprozess mehrere Mutanten und Einzelpersonen führen.

Diese Methode vergleicht experimentelle und modellierten Frequenzspektren der Fortbewegung von C. Elegans mit zwei Sorten mit sehr unterschiedlichen lokomotorischen Muster. Die Ergebnisse zeigen, dass das Frequenzspektrum von zeitlichen Veränderungen abhängt, da die Nematoden in einer Wassersäule schwimmt, so dass klare mikroskopische Bilder nicht für die Analyse benötigt werden. Diese Methode ermöglicht die quantitative Echtzeit-Analyse und bietet ergänzende Informationen, Bilder und Videos mit traditionellen Mikroskope erhalten. Fraunhofer Beugung, auch genannt Fernfeld Beugung, bildet die Grundlage für den Erhalt der live Beugung Daten1,2. Die Lichtintensität an jedem einzelnen Punkt in das Beugungsmuster ist das Ergebnis der Überlagerung von Licht aus allen Richtungen in der Gliederung der Nematoden3. Infolgedessen trägt die Lichtintensität im Laufe der Zeit gesammelt Informationen über die Fortbewegung der Nematoden. Analyse der zeitabhängigen Beugung-Signal kann die charakteristische Bewegung der entsprechenden Mutante identifizieren, da analysieren alle Beteiligten in der Fortbewegung Frequenzen die traditionellen video-Analyse ergänzt. In diesem Fall werden die charakteristischen Unterschiede zwischen der Fortbewegung der "Walze" und Wildtyp C. Elegans bestätigt durch den Vergleich der Frequenz-Spektren von zwei verschiedenen Stämmen von Nematoden.
Einige frühere Merkmale wurden mit Frequenzanalyse der Beugung Signale wie Schwimmbad Frequenzen2,4bestätigt. Noch wichtiger ist, kann diese Methode verwendet werden als ergänzende Methode zur traditionellen Mikroskopie, um Fortbewegung in Echtzeit auf einem Computerbildschirm zu beobachten, wie die Daten erhoben werden. Das Frequenzspektrum der Würmer mit unterschiedlichen lokomotorischen Muster kann quantifiziert werden, unter Berücksichtigung, dass die Fourier Signal von der Beugung Signal umgewandelt.
Des interdisziplinären Charakters der Fourier-basierte Beugung in dieser Arbeit umfasst die Bereiche der Biologie und Physik. Beugung durch unter Probenahme wurde lange zur Kristallstrukturen in Biologie5 und anderen Bereichen zu untersuchen. In diesem Experiment schafft jedoch oversampling6,7 der Fernfeld Beugungsmuster so dass der Organismus in den Laserstrahl zentriert ist. Oversampling ist in der Regel für Objektiv-weniger bildgebende8 in Verbindung mit einer Phase Retrieval-Algorithmus verwendet, die ein Bild des ursprünglichen Objekts rekonstruiert. Phase Retrieval ist schwer zu erreichen wenn Streusignal vorhanden sind, wie der Fall mit einem Fadenwurm ist. Die zeitliche Beugung Unterschrift genügt, um Schlüsselfrequenzen der Wurm Bewegung zu bewerten. Diese Methode ist weniger rechnerisch Besteuerung und bietet eine optische Möglichkeit zur Fortbewegung zu quantifizieren. Diese Technik könnte ohne weiteres zur Analyse von Mutationen oder Umgebungsbedingungen, die Verhalten ändern angepasst werden.

<table><tbody><tr><td>Durchstimmbarer Helium-Neon-Laser</td><td>Forschung Elektro-Optik</td><td>30602</td><td>Zwischen 543 nm und 633 nm können vier Wellenlängen gewählt werden.</td></tr><tr><td>2 Aluminiumspiegel auf der Vorderseite</td><td>Thorlabs</td><td>PF10-03-F01</td><td></td></tr><tr><td>Fotodiode: SI Amplified Detector</td><td>Thorlabs</td><td>PDA 100A</td><td></td></tr><tr><td>Quarzküvette</td><td>Starna Zellen</td><td>21/G/5</td><td>Es können auch Kunststoffzellen verwendet werden.</td></tr><tr><td>MatLab (Software)</td><td>MathWorks</td><td>R2016b (9.1.0.441655)</td><td>Verwenden Sie den fft-Befehl, um die Beugung zu simulieren</td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td>14.7.1</td><td>Wird für die Datenanalyse von Abbildung 4</td></tr> <tr><td>verwendetCaenorhabditis elegans</td> <td>RollerUniversity of Minnesota Caenorhabditis elegans Center (CGC)</td><td>Stamm: OH7547 Genotyp: otIs199.</td><td>https://cbs.umn.edu/cgc/home</td></tr><tr><td>Caenorhabditis elegans Wildtyp</td><td>University of Minnesota Caenorhabditis elegans Center (CGC)</td><td>Stamm:N2 Genotyp: C. elegans Wildisolat</td><td>https://cbs.umn.edu/cgc/home</td></tr></tbody></table>

fourier-basierte beugung live-analyse von caenorhabditis elegans

Fourier-Based Diffraction Analysis of Live Caenorhabditis elegans

Dieses Manuskript beschreibt die Nematoden mit zeitlichen Fernfeld Beugung Signaturen zu klassifizieren. Ein einzelnes C. Elegans ruht in einer Wassersäule in einer optischen Küvette. Ein 632 nm kontinuierliche Welle HeNe-Laser wird durch die Küvette unter Verwendung der vorderen Oberfläche Spiegel gerichtet. Ein deutlichen Abstand von mindestens 20-30 cm reiste nach das Licht die Küvette durchläuft gewährleistet eine nützliche Fernfeld (Fraunhofer) Beugungsmuster. Die Beugung Muster Änderungen in Echtzeit wie die Nematoden schwimmt in den Laserstrahl. Die Fotodiode wird in das Beugungsmuster außermittig platziert. Das Spannungssignal von der Photodiode wird in Echtzeit beobachtet und über ein digitales Oszilloskop aufgezeichnet. Dieser Vorgang ist für 139 Wildtyp und 108 "Roller" C. Eleganswiederholt. Wildtyp-Würmer zeigen eine schnelle Schwingungsmuster in Lösung. Die "Roller" Würmer haben eine Mutation in eine Schlüsselkomponente der Nagelhaut, die mit glatten Fortbewegung behindert. Zeitintervalle, die nicht frei von Sättigung und Inaktivität werden verworfen. Es ist praktisch jeder Schnitt durch seine maximale relative Intensität zu vergleichen zu teilen. Das Signal für jeden Wurm ist, dass Fourier transformiert, damit ergibt sich die Frequenzmuster für jeden Wurm. Das Signal für jede Art von Wurm wird gemittelt. Die gemittelten Fourier-Spektren für die wilde Art und der "Roller" C. Elegans unterscheiden sich deutlich und zeigen, dass die dynamische Wurm Formen der beiden anderen Wurm Stämme mit Hilfe der Fourier-Analyse unterschieden werden können. Die Fourier-Spektren von jedem Wurm Stamm passen eine ungefähre Modell mit zwei verschiedenen binären Wurm-Formen, die Muskeln Momente entsprechen. Der Umschlag der gemittelten Häufigkeitsverteilung für tatsächliche und modellierten Würmer bestätigt, dass das Modell die Daten übereinstimmt. Diese Methode dient als Grundlage für die Fourier-Analyse für viele mikroskopisch kleine Arten, wie jeder Mikroorganismus seine einzigartige Fourier-Spektrum haben.

Der optische Versuchsaufbau in Abbildung 1 dargestellte ermöglicht die Studie der Mikroorganismen ohne Bindung an eine Brennebene. Das Prügel-Signal von der Photodiode kann in Echtzeit auf dem Bildschirm beobachtet werden, wie die Daten gesammelt werden. Ungewöhnliche Muster werden sofort sichtbar sein, ohne eine Video im Detail zu analysieren.
Beispiele für modellierte sequentielle Wurm Bewegung und entsprechende Beugung Muster in Abbildung 2dargestellt. Die modellierten Beugungsmuster qualitativ ähneln experimentelle Muster1 und gibt einen ersten Hinweis, dass die Simulationen erfolgreich die Nematoden Modell.
Eine Probe zeitliche Beugung Signatur der zwei Arten von C. Elegans studierte hier ist in Abbildung 3dargestellt. Qualitativ ist ersichtlich, dass jede Nematoden bei unterschiedlichen Geschwindigkeiten und Amplituden schlägt. Einige der Unterschiede kann durch Kurvenanpassung wie in einer früheren Publikation1quantifiziert werden. Die diskrete Fourier-Transformation zeigt jedoch mehr Details über eingebettete Frequenzen:
<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/56154/56154eq1.jpg">, (1)
wo Fk ist die digitale Fourier-Transformation (FT) und f-n ist das zeitabhängige roh Beugung-Signal mit der diskreten Zeit ist Variable n und der diskrete Frequenz Variablen k. N die Gesamtzahl der Datenpunkte. Die durchschnittliche digitale Fourier-Transformation ermöglicht die Nematoden von Amplitude von der Beugung-Frequenz-Spektrum (Abbildung 4) identifiziert werden. Das Wildtyp-Spektrum wird von niedrigeren Frequenzen als die Walze Bewegung Spektrum dominiert.
Ein Modell, das nähert sich dem Wildtyp versus die Walze C. Elegans Noten tendenziell dem Wildtyp thrash im eine Wellenbewegung (W und S-Form) (Abbildung 2a), während die Walze tendenziell einseitig zu begünstigen, die etwa eine oszillierende C-Form ( ähnelt Abbildung 5). Dies bietet eine Erklärung für die unterschiedlichen Spektren. Die Walze wird meist eine C auf der einen Seite bilden, während die W-Schwingung als zwei gegenläufige Bewegungen C gedacht werden kann. Aus diesem Grund ist die W-Bewegung komplexer enthüllt weitere sekundäre tiefen Frequenzen als die C-Bewegung. Dieses Ergebnis wird in das Rechenmodell bestätigt. Die W-Form hat eine viel höhere Frequenz Dichte als die C-Form (Abbildung 6). Dies wird in das FFT in Abbildung 4 wo die Walze Frequenzen mehr gruppiert sind zwar nicht völlig diskret. Die Statistiken der Walze sind verzerrt, da die Walze Wildtyp Fortbewegung vorübergehend wiederherstellen kann.
Die geglättete Leistungsspektren der Rollentyp C. Elegans zeigt eine breite Spitze bei ~1.5 Hz, während dem Schwimmen Wildtyp C. Elegans eine multimodale Spektrum (einschließlich Peaks bei ~1.0 Hz und 1,75 Hz) aufweist. Die Fotodiode (PD) hat eine endliche Größe auf mehrere Matrixelemente verteilt. Einzelnen Matrixelemente oder Punkte auf das Beugungsmuster variieren in ihrer Intensität, da konstruktive und destruktive Interferenz variiert; Dennoch sind die Frequenzen, bei denen die Intensitäten variieren, das gleiche für alle Matrix-Elemente, wie in Abbildung 7ersichtlich. In Anbetracht der Zeitableitung GL. 1 ist ersichtlich, dass die Frequenzschwankungen nicht auf die Phase-Matrix, sondern nur auf das ursprüngliche Objekt Schwankungen abhängt:
<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/56154/56154eq2.jpg">, (2).
Wie die PD über mehrere Matrixelemente ausbreitet, im Durchschnitt die Peak-Standorte zu einem einheitlichen Frequenz-Profil. Einige Abweichungen zu erwarten und kann geben Aufschluss über die Orientierung des Wurms. Die Häufigkeitsverteilung wird als der Gang der Wurm Änderungen ändern. Das aktuelle Modell ist ein einfaches Modell, das nur für die Bewertung der Peak Standorten eher als relative Gipfel Höhen ermöglicht. Unterschiedliche lokomotorischen Muster werden auf verschiedene Gipfel Standorte im Durchschnitt.

<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig1.jpg"> 
Abbildung 1: Versuchsaufbau. Die low-Power Laser Beam Reisen durch die Graufilter spiegelt sich durch Spiegel M1 nach unten durch die Küvette mit der Wurm auf Spiegel M2 und fährt in Richtung der Photodiode. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig2.jpg"> 
Abbildung 2: Sequentielle Wurm Formen und entsprechenden Beugungsmuster. (ein) wählen Sie einige sequenzielle binäre Abbilder von modellierten W Form Nematoden und die (b) entsprechende sequentielle Beugungsmuster. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig3.jpg"> 
Abbildung 3. Experimentelle Probe Beugung Signaturen. Beugung Unterschriften für (eine) OH7547 "Roller" und (b) N2 Wildtyp C. Elegans mit einer einzigen Fotodiode in das Beugungsmuster. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig4.jpg"> 
Abbildung 4. Experimentelle gemittelt Leistungsspektren von Rollen- und Wildtyp Fraunhofer Beugung Serie. Die Spektren-Show präsentieren die Frequenzen in gemittelte Fourier-Transformation der Zeitreihe mit Photodiode aufgenommen. Eine Gaußsche Filter Standardabweichung dient zum Glätten von 0,075 Hz, bei 3 Standardabweichungen abgeschnitten. Beachten Sie die breite spektrale Peak bei ~1.5 Hz im geglätteten Walze Spektrum, im Vergleich mit dem multimodalen geglättete Wildtyp-Spektrum (einschließlich der Lastspitzen bei ~1.0 und 1.75 Hz). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig5.jpg"> 
Abbildung 5. Beugung Bildung Illustration. Beugungsmuster können durch denken jedes Liniensegment als einer verschwindend kleinen geraden Linie (links) modelliert werden. Überlagerung von diesen Linien (rechts) zeigt den Bau der Fernfeld Beugungsmuster erzeugt von einem C-förmigen Nematoden. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig6.jpg"> 
Abbildung 6. Leistungsspektren von Rollen- und Wildtyp Fraunhofer Beugung Serie simuliert. (ein) C Form und (b) W Form Würmer mit der Fotodiode zentriert auf die Matrixelemente 200 (vertikal) und 175 (Horizontal). Die W-Form zeigt eine höhere Dichte der Frequenzen durch die komplexere Fortbewegung. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig7.jpg"> 
Abbildung 7. Leistungsspektren von Rollen- und Wildtyp Fraunhofer Beugung Serie an verschiedenen Photodiode Standorten simuliert. (ein) W Form Wurm und Wurms (b), C-Form für einzelne Matrixelemente an verschiedenen Standorten, die Simulation von verschiedenen Orten der Fotodiode. Peak-Höhen variieren für verschiedene Standorte; Peak Orte bleiben jedoch für bestimmte Formen gleich. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig7large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

Dieses Manuskript wird beschrieben, wie verschiedene Nematoden Fernfeld Beugung Signaturen zu unterscheiden. Wir vergleichen die Fortbewegung von 139 Wildtyp und 108 "Roller" C. Elegans durch Mittelung Frequenzen die zeitliche Fraunhofer Beugung Signatur an einem Standort mit Hilfe eines Lasers kontinuierliche Welle zugeordnet.

Fourier-basierte Beugung Live-Analyse von Caenorhabditis elegans

This manuscript describes how to classify nematodes using temporal far-field diffraction signatures. A single C. elegans is suspended in a water column ...

Das übergeordnete Ziel dieser auf der Fourier-Analyse basierenden Beugungsanalyse besteht darin, die Fortbewegung von C elegans in Echtzeit zu charakterisieren, während sich die Art frei in einem dreidimensionalen Raum bewegt. Diese Methode kann zentrale Fragen auf dem Gebiet der Neurobiologie beantworten, indem sie die Reaktionen der Art auf unterschiedliche Lösungsdichten oder Beweglichkeitsmutanten beschreibt. Diese Methode dient als Grundlage für die Fourier-Analyse mikroskopischer Arten. Es hat den Vorteil, dass jede mikroskopische Art über ein einzigartiges Fourier-Spektrum verfügt. Obwohl diese Methode Einblicke in die Fortbewegung von C. elegans ermöglichen kann, ist sie auch auf andere Mikroorganismen anwendbar. Im Allgemeinen haben Personen, die neu in dieser Methode sind, Schwierigkeiten, da das Auffinden des Nematoden in der Küvette unter dem Laserstrahl herausfordernd sein kann.Die Idee zu dieser Methode entstand ursprünglich aus dem Versuch heraus, aus dem zeitlichen Beugungssignal selbst – einem verrauschten Signal – Informationen über das Schwimmverhalten zu gewinnen. Befestigen Sie zunächst einen Helium-Neon-Laser in der hinteren linken Ecke des optischen Tisches und schließen Sie ihn an eine Stromquelle an. Bringen Sie einen Neutraldichtefilter zwischen Laser und Probenposition an, sodass der Laserstrahl durch den Filter hindurchtritt, bevor er die Probe erreicht.Stellen Sie mithilfe von zwei Aluminium-Umlenkspiegeln an der Vorderfläche ein Periskop auf, indem Sie den ersten Spiegel unmittelbar nach dem Neutraldichtefilter befestigen. Danach befestigen Sie den zweiten Spiegel etwa 10 Zentimeter unterhalb des ersten Spiegels, um ausreichend Platz zum Lenken des Laserstrahls zu haben. Setzen Sie eine Küvette zwischen die Spiegel ein und richten Sie den Laserstrahl sowie die Küvette so aus, dass der Laserstrahl vertikal durch die Küvette verläuft.Befestigen Sie als Nächstes die Photodiode direkt gegenüber dem zweiten Spiegel, sodass ihr Sensor zum Spiegel zeigt. Stellen Sie dann eine mit Wasser gefüllte Küvette auf einen Halter. Passen Sie die Höhe des Halters sowie die Winkel der Spiegel eins und zwei so an, dass der Laserstrahl durch die Küvette verläuft und in die Nähe der Photodiode, jedoch nicht direkt auf sie, gelenkt wird.Verwenden Sie einen Hebel, um sicherzustellen, dass der Halter eine ebene Fläche für die Küvette bildet. Falls der Halter nicht waagerecht steht, nehmen Sie entsprechende Justierungen vor, bis er ausgerichtet ist. Schließen Sie abschließend die Foto-Diode mithilfe des beigefügten USB-Kabels an das digitale Oszilloskop an und verbinden Sie dieses mit dem Computer.Laden Sie die Oszilloskop-Software und stellen Sie eine Abtastrate von mindestens acht Hertz ein, um den Zersetzungszyklus des Wurms ausreichend aufzulösen. Verwenden Sie einen dünnen, abgeflachten Platin-Draht, um vier erwachsene Nematoden auf eine frische, mit NGM-Agar gefüllte Petrischale zu übertragen. Entfernen Sie als Nächstes eine Einweg-Plastikküvette aus ihrer Verpackung, wobei Sie darauf achten, die Küvette nur an ihren geriffelten Seiten anzufassen.Danach verwenden Sie eine Mikropipette, um destilliertes Wasser in eine Küvette zu pipettieren, bis die Küvette zu etwa 80 % mit destilliertem Wasser gefüllt ist. Stellen Sie die Petrischale mit den C elegans unter ein Stereomikroskop. Verwenden Sie anschließend den Platindraht, um einen ausgewachsenen C elegans aus der Petrischale zu entnehmen, und tauchen Sie den Draht in die Küvette ein.Bewegen Sie den Pick in Kreisen, um den Nematoden gegebenenfalls zu lösen. Handhaben Sie die Nematoden vorsichtig und schütteln Sie die Küvette nicht. Das Schütteln der Küvette kann dazu führen, dass die Würmer nicht ansprechen.Um die Bildung von Blasen in der Küvette zu vermeiden, füllen Sie die Küvette mit destilliertem Wasser, bis es leicht über den oberen Rand der Küvette hinausragt. Füllen Sie dann die Kappe mit Wasser und setzen Sie sie schnell auf die Küvette auf. Entfernen Sie mithilfe von Linsenpapier alle Wassertropfen, die möglicherweise auf die Küvette verschüttet wurden.Verwenden Sie außerdem Linsenpapier, um eventuelle kleine verbleibende Tropfen zu entfernen. Schalten Sie den Helium-Neon-Laser ein und stellen Sie die Frequenzeinstellung so ein, dass ein roter Strahl erzeugt wird. Schalten Sie dann den Sensor ein.Halten Sie die Küvette an ihren geriffelten Seiten und kippen Sie sie vorsichtig, bis sich der Nematode ungefähr in der Mitte der Küvette befindet. Danach stellen Sie die Küvette auf den Halter im optischen System, wobei der Wurm innerhalb des Laserstrahls, der vom ersten zum zweiten Spiegel verläuft, zentriert wird. Anschließend platzieren Sie die Photodiode im Beugungsmuster, sodass sich die Position der Photodiode und das zentrale Maximum des Beugungsmusters nicht überschneiden.Drehen Sie anschließend die Neutraldichtefilter so, dass eine deutliche Spannungsausgabe durch die Photodiode erzeugt wird. Achten Sie darauf, die Lichtintensität mithilfe des Neutraldichtefilters zu begrenzen, um eine Sättigung der Photodiode zu vermeiden. Eine flache Linie weist auf eine Übersättigung oder unzureichende Intensität hin.Sobald das sich bewegende Beugungsmuster sichtbar ist, erfassen Sie die Daten mit der Foto-Diode, indem Sie im Software-Programm auf den Startknopf klicken und gleichzeitig die Bewegung des Wurms am Oszilloskop überwachen. Setzen Sie die Messungen fort, bis sich der Wurm aus dem Laserstrahl bewegt und das Beugungsmuster verschwindet. Falls die Küvette zerkratzt ist, entsorgen Sie sie zusammen mit dem Wurm und beginnen Sie erneut.Stoppen Sie nach etwa 20 Sekunden den Datenerfassungsprozess, indem Sie im Softwareprogramm des Oszilloskops die Schaltfläche „Stop“ anklicken. Speichern Sie die Daten jedes Durchlaufs im Format durch Kommata getrennter Werte oder als Textdatei. Erfassen Sie mindestens 50 Datensätze für jeden Phänotyp und verwenden Sie acht bis zehn Tiere pro Versuchsdurchlauf.Beispiele für modellierte sequenzielle Wurmbewegungen und die entsprechenden Beugungsmuster werden hier gezeigt. Die modellierten Beugungsmuster ähneln qualitativ den experimentellen Mustern und zeigen, dass die Simulation den Nematoden erfolgreich abgebildet hat. Zusätzlich kann die zeitliche Beugungssignatur des Rollers und des Wildtyps C. elegans quantitativ dargestellt werden.Wie hier zu sehen ist, bewegen sich die einzelnen Nematoden mit unterschiedlichen Frequenzen und Amplituden. Die durchschnittlichen digitalen Fourier-Transformationen ermöglichen die Identifizierung des Nematoden anhand der Amplitude seines Beugungsfrequenzspektrums. Beim Wildtyp-Wurm wird das Spektrum von niedrigeren Frequenzen dominiert als beim Rollbewegungs-Spektrum.Hier ist ein Beispiel der w-Oszillation, die man sich als zwei entgegengesetzte Seebewegungen vorstellen kann. Im Gegensatz dazu bildet die Rolle hauptsächlich ein c auf einer Seite und sieht folgendermaßen aus. Bei der Untersuchung der Frequenzen ist die w-Bewegung komplexer und zeigt mehr sekundäre niedrige Frequenzen als die c-Bewegung.Wenn die Methode einmal beherrscht ist, kann ein Datensatz innerhalb von etwa zwei Minuten erfasst werden, sofern die Technik ordnungsgemäß durchgeführt wird. Für den Aufbau der Optik für eine Serie von Datensätzen werden etwa 20 bis 30 Minuten benötigt. Während des Durchführens dieses Verfahrens ist es wichtig, daran zu denken, die C elegans vorsichtig zu handhaben, um die Integrität ihrer Fortbewegung zu bewahren.Nachdem dieses Verfahren durchgeführt wurde, können wir weitere Methoden wie eine Traktorrekonstruktion und eine nichtlineare Analyse anwenden, um mehr über die Bewegung von C elegans zu erfahren. Nach ihrer Entwicklung hat diese Technik Forschern in der Neurobiologie den Weg geebnet, Beweglichkeitsmutanten bei C elegans eingehender zu untersuchen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Beugungsmuster für lebende Nematoden erzeugt und wie man sie analysiert.Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Lasern äußerst gefährlich sein kann und Vorsichtsmaßnahmen wie das Vermeiden von Laserstrahlen auf Augenhöhe getroffen werden sollten, während das Verfahren durchgeführt wird.

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Forschung

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Ingenieurwesen

Mikroskopische Organismen wie die frei schwimmenden...

Quantitative Locomotion Study of Frei Schwimmen Mikroorganismen mittels Laserbeugung

Dieses Video stellt die Konzepte hinter der Kalziumbildgebung vor und enthält ein Beispielprotokoll für die Zeitrafferbildgebung von Würmern, die in geformten Agarose-Vertiefungen enthalten sind.

Calcium Imaging: Eine Methode zur Visualisierung der neuronalen Aktivität in lebenden C. elegans

Die hier vorgestellte Technik misst den Weg frei schwimmen mikroskopischen Spezies unter Verwendung einer einzigen Wellenlänge Exposition. C elegans verwendet werden, um Schattenabbildungs ​​als kostengünstige Alternative zu kostspieligen Mikroskope demonstrieren. Diese Technik lässt sich an verschiedenen Orientierungen, Umgebungen und Arten aufzunehmen, um die Richtung, Geschwindigkeit, Beschleunigung und Kräfte zu messen.

Einzel-Wellenlänge Schatten von Imaging<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Locomotion einschließlich Kraft-Schätzungen

Die Abbildung von Verhalten und neuronaler Aktivität über lange Zeitskalen ohne Immobilisierung des Tieres ist eine Voraussetzung, um Verhalten zu verstehen. Die mikrofluidische Kammerbildgebung (AMI) von Agarose kann verwendet werden, um die neuronale Aktivität und das Verhalten für alle Lebensstadien von Caenorhabditis elegans abzubilden.

Agarose Mikrokammern für Langzeit Calcium Imaging von<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

In diesem Artikel zeigen wir live Darstellung der einzelnen Würmer mit einem benutzerdefinierten mikrofluidischen Gerät. In das Gerät beschränken sich mehrere Würmer individuell separate Kammern, Multiplex längs Überwachung der verschiedenen biologischen Prozesse ermöglicht.

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Wir präsentieren Ihnen eine automatisierte Methode zur dreidimensionalen Rekonstruktion der Keimbahn Caenorhabditis Elegans . Unsere Methode bestimmt die Anzahl und Position der jeder Kern in die Keimbahn und Analysen Keimbahn PROTEINVERTEILUNG und Zytoskeletts Struktur.

Computergestützte Analyse der Keimbahn Caenorhabditis Elegans , die Verteilung der Kerne, Proteine und das Zytoskelett zu studieren

Hier wird ein System zur Kalziumbildgebung bei frei verhaltender Caenorhabditis elegans mit gut kontrollierter , nicht lokalisierter Vibration berichtet. Dieses System ermöglicht es den Forschern, nicht lokalisierte Schwingungen mit gut kontrollierten Eigenschaften bei nanoskaliger Verschiebung hervorzurufen und Kalziumströme während der Reaktionen von C. elegans auf die Schwingungen zu quantifizieren.

Kalziumbildgebung bei frei verhaltender Caenorhabditis elegans mit gut kontrollierter, nicht lokalisierter Schwingung

Hier stellen wir ein Protokoll zur Vorbereitung und Befestigung von Caenorhabditis elegans-Embryonen , zur Aufzeichnung der Entwicklung unter einem 4D-Mikroskop und zur Verfolgung der Zelllinie vor.

4D-Mikroskopie: Entschlüsselung der Caenorhabditis elegans Embryonalentwicklung mittels Nomarski-Mikroskopie

Diese Studie präsentiert Protokolle für zwei halbautomatische Ansätze zur Analyse der Bewegungsaktivität in C. elegans Komplex I Krankheit Gas-1(fc21) Würmer, nämlich ZebraLab (ein Mitteldurchsatz-Assay) und WormScan (ein Hochdurchsatz-Assay) und bieten vergleichende Analysen unter einer Vielzahl von Forschungsmethoden zur Quantifizierung des Nematodenverhaltens und der integrierten neuromuskulären Funktion.

Vergleichende Analyse experimenteller Methoden zur Quantifizierung der Tieraktivität bei Caenorhabditis elegans Modellen der mitochondrialen Erkrankung

Diese Studie untersucht den Einfluss des Alters auf die Fortbewegung bei C. elegans durch Messung des größten Lyapunov-Exponenten (LLE). Mit zunehmendem Alter zeigen C. elegans eine Zunahme und anschließende Abnahme der motorischen Kontrolle. Die Ergebnisse zeigen einen Höhepunkt der LLE nach fünf Tagen, gefolgt von einem Rückgang mit zunehmendem Alter der Würmer.

Altersabhängige Dynamik der Fortbewegung bei Caenorhabditis elegans: Eine Lyapunov-Exponentenanalyse

Hier finden Sie eine Anleitung zur effektiven Nutzung von SegElegans, einem von uns entwickelten Deep-Learning-System zur automatisierten Segmentierung einzelner Würmer in Weitfeldmikroskopiebildern, für die anschließende Verwendung in Bildanalysesoftware wie ImageJ. Wir bieten Möglichkeiten, das System sowohl online als auch offline zu nutzen.

Automatisierte Analyse von C. elegans-Fluoreszenzbildern mit SegElegans

Erfahren Sie die Fourier-basierte Beugungsanalyse zur Charakterisierung der Lokomotion von Caenorhabditis elegans in Echtzeit. Diese Methode ermöglicht die Unterscheidung zwischen Wildtyp- und Roller-Phänotypen.

Fourier-basierte Beugung Live-Analyse von Caenorhabditis elegans

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