Name: Messung der mRNA-Niveaus im Laufe der Zeit während der Hefe S. Cerevisiae hypoxischen Antwort (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-08-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 45 s
Description: Lernen Sie RNA-Seq zur zeitlichen Überwachung von mRNA-Niveaus während der hypoxischen Antwort von S. cerevisiae. Diese Methode ermöglicht die Analyse der Genexpressionskinetik unter Sauerstoffmangel.

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Wir danken der Lewis-Sigler-Institut für Integrative Genomics Sequenzierung Core Facility an der Princeton University für technische Beratung und RNA Bibliothek Vorbereitung und Sequenzierung. Diese Arbeit wurde unterstützt durch Zuschüsse der Rowan University und NIH NIGMS R15GM113187, M.J.H.

1. Induktion Hypoxie
<ol><li>Einen Tag oder mehr vor der Hypoxie zeitlicher Verlauf: bereiten Sie den Brutkasten, Zell-Filter System, Vakuum, Gas-Tank, Fläschchen, Stopper, Glasröhren und Schlauch, wie in der Materialtabelle.</li>
	<li>Ort der N2 Tank, Inkubator, Vakuum und Filtersystem in unmittelbarer Nähe, schnelle Bearbeitung von Zellen aktivieren.</li>
	<li>Bereiten Sie sterile Flüssigmedien YPD (1 % Hefeextrakt, 2 % Pepton, 2 % Glukose) durch Mischen der Komponenten in einer Glasflasche und Autoklavieren.</li>
	<li>Grundriss der Flaschen in den Inkubator. Hinweis: Aus dem N-2 -Tank, der erste Kolben werden einen Wasserabscheider wird, der zweite Kolben der letzte Zeitpunkt, die dritte Flasche werden bis zum vorletzten Mal Punkt und so weiter bis die letzte Flasche die endgültige Wasserabscheider ist. Abbildung 1 zeigt die Reihenfolge und die Verbindungen zwischen den Kolben.</li>
	<li>Impfen Sie am Vortag den zeitlichen Verlauf eine Hefe-Kolonie in eine Kultur von 5 mL Flüssigkeit YPD in ein steriles Röhrchen. Holen Sie insbesondere eine vollständige Kolonie von einer Platte mit einem sterilen Applikator-Stick ab. Legen Sie den Stick in die flüssige YPD und schütteln Sie den Stick, bis die meisten Zellen in der Schwebe sind.</li>
	<li>Drehen Sie die Rohre bei 30 ° C über Nacht (~ 16 h). Hinweis: Nach 16 h, werden Wildtyp Zellen Sättigung (~ 2 x 108 Zellen/mL), gekennzeichnet durch eine stark bewölkt Kultur erreichen. Andere Stämme können länger dauern, Sättigung erreichen und sollte durch Messung der Zellkonzentration mit einem Spektrophotometer getestet werden, wie in Schritt 1.9.4 angegeben.</li>
	<li>Am Tag der zeitliche Verlauf nach 16 h Inkubation, verdünnen die gesättigte Kultur über Nacht 01:50 mithilfe einer 5 mL pipettieren, 4 mL platzieren Kultur in 196 mL flüssige YPD innerhalb einer steril 500 mL Flasche. Wachsen Sie mit Schütteln bei ~ 200 u/min für 4 h bei 30 ° C. Hinweis: Nach 4 h erreichen eine Wildtyp-Kultur eine Mid Log Konzentration von ~ 1-2 x 107 Zellen/mL.</li>
	<li>Während der 4 h Inkubation beschriften Sie die Fläschchen (für Hypoxie und Wasser fallen) und die 50 mL Röhrchen. Wenn der Inkubator in 1.7 Schritt oben nicht für den zeitlichen Verlauf von Hypoxie verwendet wird, schalten Sie die anderen Inkubator und setzen auf 30 ° C.</li>
	<li>
Kurz vor Zellen Hypoxie zu unterwerfen:
	<ol>
<li>Fügen Sie hinzu ~ 50 mL Wasser, zwei sterile 250 mL-Flaschen dienen als die Wasserfallen werden.</li>
		<li>Füllen Sie 1/3 des Eises Eimer mit flüssigem Stickstoff und Tauchen Sie eine Polystyrol-Hartschaum-Rack um 50 mL Zentrifuge Röhren zu halten.</li>
		<li>Richten Sie das Filtersystem für das Sammeln von Zellen. Fügen Sie eine Sterilfilter Disc auf der unteren Einheit des Filtersystems mit einer sterilen Pinzette, achten Sie darauf, nur die Kanten der Filterscheibe berühren. Die Filtereinheit oberen auf die unteren Filtereinheit und mit den Klemmen mit dem System zur Verfügung gestellt. Stellen Sie sicher, dass die unteren und oberen Einheiten ausgerichtet sind, so dass es eine gute Abdichtung und keine Leckage.</li>
		<li>Messen Sie die Zellkonzentration mit einem Spektrophotometer. Verdünnen Sie Zellen, so dass sie im linearen Bereich des Spektralphotometers – OD600 zwischen ~0.2 - 0,6, je nach dem Spektralphotometer gemessen werden können. Hinweis: Eine OD600 Einheit ist ~ 3 x 107 Zellen/mL, je nach Zellmorphologie und Spektralfotometer. Eine Konzentration von ~ 1-2 x 107 Zellen/mL wird erwartet, entspricht OD600 ~0.33 - 0,66.</li>
		<li>
Erhalten Sie schnell die Zeitprobe 0.
		<ol>
<li>Verbinden Sie das Filtersystem mit starken (~ 10 Mbar) Vakuum über Vakuumschlauch und 1.000 mL Flasche Falle. Schalten Sie das Vakuum. Die obere Einheit die Kultur (in der Regel ~ 20 mL) gießen und warten, bis die Flüssigkeit durch den Filter gezogen werden (~ 10 s, je nach Stärke des Vakuums).</li>
			<li>Vorsichtig entfernen Sie die Filterscheibe mit sauberen Pinzette und setzen Sie in ein 50 mL Zentrifugenröhrchen. Legen Sie die Zentrifugenröhrchen sofort in das Rack in flüssigen Stickstoff getaucht. Wichtig ist, nicht vorab chill die Rohre vor dem Einsetzen des Filters, da die Rohre explodieren werden.</li>
			<li>Nach > 30 s, Ort der Röhre in einem-80 ° C Gefrierschrank für die späteren RNA-Extraktion. Reinigen Sie nach jeder Filtration und wieder zusammenbauen Sie, das Filtersystem. Spülen Sie das System von durchziehen Wasser für 10 s ohne eine Filterscheibe. Zu guter Letzt trocknen Sie das System mit einem Papiertuch.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Verdünnen Sie die 4 h-Kultur in verschiedenen Fläschchen für die verschiedenen Zeitpunkte, damit jedem Kolben Mitte Log Konzentration (~ 1-2 x 107 Zellen/mL) zum angegebenen Zeitpunkt der Hypoxie erreicht. Hinweis: Die Tabelle 1 zeigt Verdünnungen, die für die Wildtyp S288C HAP1+ haploiden Belastung verwendet wurden. Es wird empfohlen, jede Belastung in diesen hypoxischen Kulturbedingungen zu testen und die Verdünnungen entsprechend anpassen.</li>
		<li>Sobald Zellen und Medien Fläschchen hinzugefügt werden, ersetzen Sie die Aluminiumfolie abdecken der Küvette öffnen mit einem Stopfen mit zwei Glasröhren eingefügt.</li>
		<li>Platzieren Sie die Fläschchen in den Inkubator in das Layout bestimmt früher.</li>
		<li>Sicher verbinden Sie den Schlauch, wie in Abbildung 1dargestellt.</li>
		<li>Überprüfen Sie, dass die Stopper fest in die Küvette Öffnungen herausgedrückt werden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Zur Zeit 0 öffnen Sie das Regulierventil. Legen Sie den Durchflussmesser auf 3 L/min. Hinweis: Sprudeln wird in beiden Flaschen Wasser beobachtet richtige Gasstrom angibt. Wenn dies nicht der Fall ist, überprüfen Sie alle Verschlüsse sind eng und Schlauch ist ordnungsgemäß angeschlossen.</li>
	<li>Schließen Sie den Inkubator und die Schütteldrehzahl auf ~ 200 u/min festgelegt. Einen Timer gestartet wird.</li>
	<li>Richten Sie vor jeden Zeitpunkt das Filter-System wie oben in Schritt 1.9.3 beschreiben.</li>
	<li>
Haben Sie zu jedem Zeitpunkt (z.B., 5 min, 10 min, etc.) zwei Personen schnell die Zellen wie folgt bearbeiten:
	<ol>
<li>Ego: den entsprechende Kolben aus der Halterung zu entfernen und den Stopfen (mit Glasrohr angeschlossen). Hinweis: Dies nicht den Fluss der N2 einer der verbleibenden Kulturflaschen bricht aber unterbricht vorübergehend die Strömung zu der letzten Wasserabscheider.</li>
		<li>Zweite Person: Pipettieren 1 mL der Kultur und in eine Küvette zu verzichten. Schließen Sie den Schlauch aus der Kultur-Flasche, die jetzt am Ende der Zeile bis zum letzten Wasserabscheider (eine Röhre und ein Stopfen wird dabei entfernt werden.). Dann messen Sie Zellkonzentration in der Küvette, wie oben in Schritt 1.9.4 beschrieben.</li>
		<li>Ego: Gießen Sie den Rest der Kultur in der Vakuumfiltration System, und führen Sie dann filtern und Einfrieren, wie oben in Schritt 1.9.5 beschrieben.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wenn Sie fertig sind mit den Zeitpunkten, schalten Sie das N2 Gas. Schließen Sie zunächst den Regler und warten Sie, bis der Druck zum lösen, und dann schalten Sie den Durchflussmesser. Schließlich zerlegen Sie das System zu und reinigen Sie alle Materialien mit Wasser und dann 70 % Ethanol.</li>
</ol>2. RNA-Extraktion
<ol><li>Bereiten Sie RLT-Puffer zur Reinigung von RNA-Spalte, wie in der Materialtabellebeschrieben.</li>
	<li>Bereiten Sie eine funktionierende Lösung der DNase durch Zugabe von 10 µL der DNase Vorratslösung zu 70 µL Puffer RDD pro Probe (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Entfernen Sie die 50 mL Röhrchen mit Filter und Zellen von-80 ° C Gefrierschrank zu und auf Eis auftauen (ca. 15 min). Führen Sie die folgenden Schritte mit Röhren auf dem Eis.</li>
	<li>Beschriften Sie 2 mL Schraubverschluss Röhrchen und legen Sie sie auf dem Eis, eine Röhre für jede Probe. Jedes Rohr, mit einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch zu schöpfen und messen die Perlen fügen Sie ~0.6 mL säuregewaschen Perlen hinzu.</li>
	<li>Die 50 mL Röhrchen 0,6 mL kaltem Puffer RLT hinzufügen.</li>
	<li>Pipettieren rauf und runter zu Zellen aus Filter entfernen und suspendieren in Lösung. Lassen Sie den Filter in der Lösung bleiben, da der Filter wird die Lösung einweichen. Entfernen Sie alle Lösung absorbiert in den Filter mithilfe der Pipettieren Spitze, um den Filter gegen die Wand des Rohres zu quetschen.</li>
	<li>Übertragen Sie alle Flüssigkeit aus der 50 mL-Tube, der Schraubverschluss-Röhrchen mit Perlen.</li>
	<li>Legen Sie die Schraubverschluss-Röhrchen in eine Korn-Mühle-Homogenisator und 1 min laufen lassen. Legen Sie sofort die Röhren für 3 min auf Eis. Wieder, setzen Sie die Rohre in den Homogenisator und 1 min laufen lassen.</li>
	<li>Entfernen Sie die Rohre aus den Homogenisator und Platz für 5 min auf Eis. Die Perlen werden auf den Boden der Röhrchen abrechnen.</li>
	<li>Führen Sie die restlichen Schritte bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Mit einem Pipettieren übertragen nur die lysate (~ 350 µL), die Perlen zu einem neuen 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch zu vermeiden.</li>
	<li>Microcentrifuge für 2 min bei max. Drehzahl und übertragen Sie dann den Überstand zu einem neuen 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch.</li>
	<li>Fügen Sie 1 Volumen von 70 % Ethanol (aus 200 Beweis Molekularbiologie-Klasse Ethanol). Mischen Sie gut durch pipettieren.</li>
	<li>Übertragen Sie die Lösung und einem Niederschlag einer RNA-Spalte, die in einem 2 mL Sammlung Rohr platziert wurde.</li>
	<li>Zentrifuge für 15 s bei ≥12, 000 X g und entsorgen der durchströmten (die Flüssigkeit im Rohr).</li>
	<li>Die Spalte 350 µL Puffer RW1 hinzufügen. Zentrifuge für 15 s bei ≥12, 000 X g und entsorgen der durchströmten.</li>
	<li>Fügen Sie 80 µL DNase ich Inkubation mischen, um die Spalte-Membran (nicht bekommen, auf Seiten des Rohrs) und für 15 min sitzen lassen.</li>
	<li>Spalte 350 µL Puffer RW1 hinzufügen. Microcentrifuge für 15 s bei ≥12, 000 X g und entsorgen der durchströmten.</li>
	<li>Die Spalte 500 µL Puffer RPE hinzufügen. Microcentrifuge für 15 s bei ≥12, 000 X g und entsorgen Durchflussverfahren.</li>
	<li>Die Spalte 500 µL Puffer RPE hinzufügen. Microcentrifuge für 2 min bei ≥12, 000 X g.</li>
	<li>Sorgfältig entfernen Sie die Spalte und legen Sie in eine neue 2 mL Sammelröhrchen. Microcentrifuge auf Hochtouren für 1 min (um die Membran vollständig zu trocknen).</li>
	<li>Entsorgen Sie das Sammelröhrchen und setzen Sie die Säule zu einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch. Die Spalte Membran 30 µL RNase-freies Wasser hinzufügen.</li>
	<li>Eluieren Sie die RNA aus der Spalte von Microcentrifuging für 1 min bei ≥12, 000 X g. Beim Laden der Spalten in der Microcentrifuge sicherstellen Sie, dass die Deckel von dem Sammelrohr in Richtung stehen die Zentrifuge dreht sich um die Lider Abbruch zu verhindern.</li>
	<li>Hinzu kommt ein weiterer 30 µL RNase-freies Wasser der Spalte Membran, unter Beibehaltung der Spalte in der gleichen Microcentrifuge Schlauch.</li>
	<li>Microcentrifuge für 1 min bei ≥12, 000 X g, so dass die endgültige Eluat Lautstärke 60 µL.</li>
	<li>Speichern Sie jede 1,5 mL Röhrchen mit 60 µL RNA in den-80 ° C Gefrierschrank.</li>
</ol>3. Bestimmung der RNA-Konzentration und Qualität
<ol><li>Messen Sie die Konzentration von RNA und DNA in jeder RNA-Probe mit (a) Fluorometer, (b) DNA und RNA-spezifische fluoreszierende Farbstoffe und (c) Assay Röhren, wie in der Materialtabelleaufgeführt. Folgen Sie den Anweisungen der Fluorometer und Farbstoffe.</li>
	<li>Alternativ messen die Nukleinsäure-Konzentration mit einem UV-Spektrophotometer setzen bei 260 nm. Hinweis: Eine A-260 -Lesung von 1,0 entspricht ~ 40 µg/mL einsträngige RNA.</li>
	<li>RNS-Qualität testen, indem Sie die RNA auf einem kommerziellen Nukleinsäure-Analysator ausgeführt (siehe Materialtabelle) oder auf einem standard Formaldehyd/Agarose gel 26.</li>
</ol>(4) RNA-Seq-Analyse
<ol><li>Bilden Sie aus den Gesamtbestand der RNA 21 µL von 100 ng/µL RNA in RNase-freies Wasser. Verwenden Sie 1 µL von diesem 21 µL, um die RNA-Konzentration wie oben beschrieben zu testen. Senden Sie die restlichen 20 µL (2 µg) gesamte-RNS eine externe Sequenzierung Center für mRNA Bereicherung, Strang-spezifischen Bibliothek Vorbereitung (mit acht oder mehr Barcodes für multiplexing) und Sequenzierung (siehe Materialtabelle). Alternativ lokal führen Sie mRNA Bereicherung und Bibliothek Vorbereitung aus, und senden Sie die Bibliothek für die Sequenzierung.</li>
	<li>Pool acht oder mehr gemultiplexten Proben und Sequenz in eine Spur der nächsten Generation Sequenzer.</li>
	<li>Laden Sie die FASTQ-Datei mit allen von der Sequenz liest und der entsprechende Index liest. Außerdem laden Sie die Textdatei mit den Multiplex-Barcodes. Hinweis: Der Index liest können in einer separaten Datei FASTQ vorhanden sein. Legen Sie alle diese Dateien in einem Verzeichnis.</li>
	<li>Legen Sie das Shell-Skript zur Verfügung gestellt hier, "fastq_pipeline.sh" im gleichen Verzeichnis. Bearbeiten Sie das Skript als angemessen für das Experiment und die Computer-Verzeichnisse. Hinweis: dieses Skript enthält umfangreiche Anmerkungen die Schritte erklären. In Kürze die Skript-Qualität trimmt die liest, ordnet der liest das Genom und erzeugt eine tabulatorgetrennte Datei, enthält die Anzahl der Lesevorgänge pro gen für jede Probe.</li>
	<li>Die FASTQ Dateien und raw lesen Sie Zähldaten auf NCBIs Gene Expression Omnibus vor Veröffentlichung 27einzahlen. Befolgen Sie die Anweisungen für "Submitting Hochdurchsatz-Sequenzdaten, GEO": https://www.ncbi.nlm.nih.gov/geo/info/seq.html.</li>
	<li>Importieren Sie die gelesenen Daten in R statistische Umwelt und führen Sie statistische Analyse mit dem R-Skript zur Verfügung gestellt hier, "Time_course_script. R". Bearbeiten Sie das Skript als angemessen für das Experiment und die Computer-Verzeichnisse. Hinweis: Dieses Skript enthält umfangreiche Anmerkungen die Schritte erklären. Kurz gesagt, dieses Skript importiert die gelesenen Daten, normalisiert das liest, Gene, die im Laufe der Zeit erheblich ändern, führt PCA Analyse und Grafiken die Expression von ausgewählten Genen identifiziert.</li>
</ol>

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Die Autoren haben nichts preisgeben.

In dieser Studie wurde die mRNA-Niveaus für alle Gene während Hypoxie in der Hefe S. Cerevisiaegemessen. Ziel war es, wie die globalen Veränderungen der Genexpression durch Wachstum in einer kontrollierten Umgebung in der Nähe von anoxischen analysieren. Mehrere Maßnahmen wurden ergriffen, um sicherzustellen, dass die hier beschriebene Methode sorgfältig kontrolliert und reproduzierbar war. Erstens Zellen einer genau definierten hypoxischen Umgebung ausgesetzt waren: 99,999 % N2 in rich-Media (YPD). A...

Viele Organismen reagieren auf Hypoxie oder niedrigen O2, durch die Veränderung der gen-Expression- 1,-2,-3. Diese Antwort hilft Zellen, die mit dem Mangel an ein Substrat für die aerobe Atmung und für mehrere biosynthetischen Reaktionen von entscheidender Bedeutung, sondern auch mit einem wechselnden Redox-Zustand 4zu bewältigen. Mehrere Studien in S. Cerevisiae Microarray zeigen, dass die mRNA-Niveaus von Hunderten von Genen in Erwiderung auf Hypoxie 5,6,7,8,9 ändern , 10 , 11 , 12. vor kurzem RNA-Seq wurde verwendet, um Veränderungen der Genexpression im Laufe der Zeit während der Hypoxie 13charakterisieren. Hier werden die experimentellen Details präsentiert und diskutiert.
Hypoxie kann auf verschiedene Weise, jeder produziert eine andere Ebene der O2erreicht werden. Hier, gründete Hypoxie kontinuierlich fließenden ultra-high-Reinheit N2 in Flaschen, die [O2] senkt sofort mit reproduzierbaren Kinetik 10aufgelöst. Es ist möglich, dass es einige O2 Moleküle, die Stoffwechsel und die Genexpression beitragen, aber dieses Umfeld sehr in der Nähe von anaeroben als. In Ermangelung von O2nicht Hefezellen Biosynthese Häm, Ergosterin und ungesättigten Fettsäuren 4,12,14. Frühere Studien haben daher diese Metaboliten aufgenommen, beim Anbau von Hefe ohne Sauerstoff 5,10,15. Jedoch viele hypoxische Antworten sind durch Erschöpfung dieser Metaboliten vermittelt und somit ergänzen sie kehrt die hypoxischen gen Ausdruck Antworten 12,16. Um natürliche Hypoxie zu imitieren, waren diese Metaboliten die Medien nicht hinzugefügt. In der kurzen Zeit, dass Zellen Hypoxie ohne das Vorhandensein dieser wichtige Metaboliten ausgesetzt waren gab es keine spürbaren Zelltod (Daten nicht gezeigt) noch ein längerer Stress-Reaktion- 13.
Die Antwort ist ebenfalls abhängig von der Belastung und der Genotyp. Besonders wichtig sind die Allele der bekannten Regulatoren von hypoxischen Antworten 2. S288C Belastung Hintergrund ist sehr gewünscht, so dass Ergebnisse mit den anderen genomischen Studien mit dieser Sorte verglichen werden können. S288C enthält jedoch ein teilweiser Verlust der Funktion Allel der HAP1 gen 17, kritische transcriptional Regulator für die hypoxischen Antwort. Dieses Allel wurde repariert, in S288C mit einem Wildtyp Kopie aus dem Σ1278b Stamm Hintergrund 11.
Genexpression ist stark abhängig von der zellulären Umgebung. Genomweite mRNA Analyse durchführen, ist es daher wichtig, eine konstante Umgebung beizubehalten und gleichzeitig die unterschiedlichen ein weiterer Parameter wie Zeit, Anregung oder Genotyp. Um hoch reproduzierbare Ergebnisse zu erzielen, betrachten Sie diese drei Methoden für die Untersuchung und aller seiner biologischen oder technischen Wiederholungen. Erstens sollten die gleichen Experimenter(s) Durchführung der Studie, da technische Verfahren über Experimentatoren variieren. Zweitens sollte die gleiche Charge von Zutaten in den Wachstumsmedien verwendet werden, da jede Charge hat eine etwas andere Zusammensetzung, die Genexpression beeinflussen können. Drittens um Zellzyklus Auswirkungen zu minimieren, sollte jeden Zeitpunkt des asynchronen Zellen in der Mitte des Log-Phase des Wachstums (1-2 x 107 Zellen/mL) bestehen.
Wenn eine komplexe Antwort wie die gen-Ausdruck-Reaktion auf Hypoxie zu charakterisieren, ist ein zeitlichen Verlauf vorteilhaft für die Bestimmung der Kinetik der verschiedenen Veranstaltungen. Bestimmten Zeitpunkten sollte gewählt werden, die die wichtigsten Änderungen der Antwort zu erfassen. In dieser Studie wurden Zeitpunkten zwischen 0 und 4 h beobachtet, weil letzten Experimente weit verbreitete Änderungen in der Genexpression während diesem Zeitraum 13 zeigten.
Zur Messung der globalen Genexpression wurde RNA-Seq gebrauchte 18,19. Diese Methode nutzt Next Generation Sequencing, um die relative Häufigkeit jedes Gen Niederschrift zu bestimmen. Im Vergleich zu DNA-Microarray Analyse, weist RNA-Seq höhere Empfindlichkeit (, weniger reichlich Transkripte zu erkennen), einen größeren Dynamikbereich (um größere Falte Veränderungen zu messen) und hervorragende Reproduzierbarkeit (, Genexpression im Laufe der Zeit genau zu folgen). In der Regel ist die zelluläre RNA ribosomalen RNA, die so viele Methoden entwickelt wurden, um für spezifische RNA Arten 20bereichern. Hier, Poly-T Perlen wurden verwendet, um Poly-A-haltige mRNA Transkripte, obwohl die verschiedenen kommerziell zu reinigen - erhältlichen rRNA Erschöpfung Kits könnte auch wirksam bei der mRNA Bereicherung sein.
Hier zeichnete sich die S. Cerevisiae gen Ausdruck Reaktion auf Hypoxie. Zellen Hypoxie ausgesetzt waren und dann zu acht Zeitpunkten abgetastet (0, 5, 10, 30, 60, 120, 180 und 240 min). Reproduzierbarkeit zu bestätigen und um statistisch veränderte Abschriften zu identifizieren, wurden drei biologische Wiederholungen durchgeführt. RNA wurde durch mechanische Störungen und Spalte Reinigung extrahiert und dann für die Analyse der RNA-Seq verarbeitet. Die Post-Sequenzierung Pipeline wird beschrieben und Programmierung Skripte werden bereitgestellt, mit denen die exakte Replikation der Analysen durchgeführt. Speziell, Trimmomatic 21, TopHat2 22, HTseq 23, R statistische Umgebung 24und die DESeq2 Paket 25 dienten, die RNA-Seq-Daten verarbeiten und 607 Gene zu identifizieren, die wesentlich zu, während verändern Hypoxie. Hauptkomponentenanalyse (PCA) und Genexpression von der Wiederholungen angegeben die Reproduzierbarkeit der Technik. Clustering und Heatmaps offenbart weit reichende Ausdruck Kinetik, während gen Ontology (gehen Sie) Analyse zeigte, dass viele zelluläre Prozesse, wie Atmung, in den Sauerstoff-regulierten Genen angereichert sind.

<table><tbody><tr><td>Geschlossener Trockeninkubator</td><td>Thermo Scientific</td><td>MaxQ 4000</td><td>Auf 30 °C eingestellt. Passen Sie die Tür so an, dass ein Tygon-Rohr eindringen kann. Alternativ können Sie den New Brunswick G25 Inkubator verwenden, der einen Schlauchanschluss enthält. Verwenden Sie keinen Wasserschüttler unter freiem Himmel, da sich in den Röhrchen zwischen den Kolben Kondenswasser ansammelt und möglicherweise Kulturen kreuzkontaminiert.</td></tr><tr><td>Mikroanalyse-Filterhalter</td><td>Millipore</td><td>XX1002530</td><td>25 mm Durchmesser, Halterung aus Edelstahl, Nr. 5 perforierte Silikonstopfenhalterungen in Standard-125-ml-Filterkolben</td></tr><tr><td>Starkes Vakuum</td><td>Edwards</td><td>E-LAB 2</td><td>Die " Haus" Das Vakuum kann zu schwach sein. Alternativ können Sie eine elektrisch betriebene tragbare Vakuumpumpe wie die hier aufgeführte verwenden.</td></tr><tr><td>1.000-ml-Kolben</td><td></td><td></td><td>Als Vakuumfalle fungierend.</td></tr><tr><td>~ 2 Fuß Längen dickwandiger Vakuumschlauch, Innendurchmesser 3/8 Zoll, Außendurchmesser 7/8 Zoll</td><td>Tygon</td><td>38TT</td><td>Zwei Teile: Das erste verbindet das Vakuum mit der Falle und das zweite verbindet die Falle mit dem Filtersystem.</td></tr><tr>Hochdruck-Gastank <td></td><td></td><td>N2</td> mit <td>einer Reinheit von 99,999 %, >1.000 psi, mit einem Regler und einem Gasdurchflussregler</td></tr><tr><td>Autoklavierter 500-ml-Kolbenöffnung</td><td></td><td></td><td>mit Aluminiumfolie bedeckt. Einen für jeden Hefestamm.</td></tr><tr><td>Autoklavierte 250-ml-Kolben</td><td></td><td></td><td>Öffnungen, die mit Aluminiumfolie bedeckt sind. Einen für jeden Zeitpunkt plus zwei für Wasserfallen.</td></tr><tr><td>Kolbenstopfen (Größe 6, zwei Löcher mit 5 mm Durchmesser)</td><td></td><td></td><td>Sterilisiert mit 70% Ethanol. Eine für jeden Kolben.</td></tr><tr><td>Glasröhre, Länge 9 cm oder 17 cm, Innendurchmesser 2 mm, Außendurchmesser 5 mm</td><td></td><td></td><td>Sterilisiert mit 70% Ethanol. Zwei Röhrchen für jeden Kolben. In die Löcher jedes Stopfens stecken. Siehe Abbildung 1 für die Platzierung von 9- und 17-cm-Rohren.</td></tr><tr><td>~25 cm Länge Kunststoffschlauch, Innendurchmesser 5 mm</td><td>Tygon</td><td>E-3603</td><td>Ein Stück pro Kolben. Sterilisiert mit 70% Ethanol.</td></tr><tr><td>Sterile Filterscheiben</td><td>Millipore</td><td>HAWP02500</td><td>25 mm Durchmesser, 0,45 & Mikro; m Porengröße, eine für jeden Zeitpunkt</td></tr><tr><td>Sterile dH2O (~100 mL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 mL Küvetten</td><td></td><td></td><td>Zur Messung von OD600 (d. h. Zellkonzentration)</td></tr><tr><td>50 mL sterile Zentrifugenröhrchen</td><td></td><td></td><td>Eine für jeden</td></tr> Zeitpunkt <tr><td>Saubere und sterile Pinzette</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flüssiger Stickstoff</td><td></td><td></td><td>Zum Einfrieren von Zellen</td></tr><tr><td>säuregewaschene Kügelchen</td><td>Sigma</td><td>G8772</td><td>Bei 4 &° halten; C für lysierende Zellen</td></tr><tr><td>Qiagen RNeasy Mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td>Für die Aufreinigung von RNA-Säulen</td></tr><tr><td>Qiagen RLT-Puffer Vorbereiten</td><td></td><td></td><td>durch Zugabe von 10 &; Mikro; L &beta;-Mercaptoethanol pro 1 ml RLT-Puffer, bei 4 μC halten.</td></tr><tr><td>2 ml-Entnahmeröhrchen</td><td>Qiagen</td><td></td><td>im Qiagen Rneasy Mini Kit</td></tr><tr><td>Buffer RPE</td><td>Qiagen</td><td></td><td>im Qiagen Rneasy Mini Kit</td></tr><tr><td>Buffer RW1</td><td>Qiagen</td><td></td><td>im Qiagen Rneasy Mini Kit</td></tr><tr><td>DNase I Lager- und Arbeitslösungen</td><td>Qiagen</td><td>79254</td><td>Das DNase I-Enzym wird als lyophilisiertes Pulver in einem Glasfläschchen geliefert. Injizieren Sie mit einer sterilen Nadel und Spritze 550 & micro; L RNase-freies Wasser (im Qiagen-Kit enthalten) in die Durchstechflasche. Mischen Sie, indem Sie die Flasche vorsichtig umdrehen. Um eine Denaturierung des Enzyms zu vermeiden, nicht wirbeln. Nehmen Sie diese Stammlösung mit einer Pipette aus der Durchstechflasche und lagern Sie sie im Gefrierschrank (-20 °; C) in Einmal-Aliquoten (80 & Mikro; L jeweils). Die Stammlösung sollte nicht aufgetaut und wieder eingefroren werden.</td></tr><tr><td>Puffer RDD</td><td>Qiagen</td><td></td><td>im Qiagen DNase Kit enthalten</td></tr><tr><td>Eiskalte 2-ml-Röhrchen</td><td></td><td></td> mit Schraubverschluss <td>Zum Lyse von Zellen während der RNA-Extraktion</td></tr><tr><td>Mixmühlen-Homogenisator</td><td>Biospec Mini-Beadbeater-24</td><td>112011</td><td>Im Kühlraum aufbewahren</td></tr><tr><td>Bacto Pepton</td><td>BD</td><td>DF0118</td><td>für flüssige YPD-Medien</td></tr><tr><td>Bacto Hefeextrakt</td><td>BD</td><td>DF0886</td><td>für flüssige Medien YPD-Medium</td></tr><tr><td></td><td>Glukose Fisher</td><td>D16</td><td>für flüssige YPD-Medien</td></tr><tr><td>Qubit-Assay-Röhrchen</td><td>Thermo Fisher</td><td>Q32856</td><td>zur Messung der Nukleinsäurekonzentration</td></tr><tr><td>Quant-iTTM dsDNA BR Assay Kit</td><td>Thermo Fisher</td><td>Q32853</td><td>zur Messung der Nukleinsäurekonzentration</td></tr><tr><td>Quant-iTTM RNA Assay Kit</td><td>Thermo Fisher</td><td>Q32855</td><td>zur Messung der Nukleinsäurekonzentration</td></tr><tr><td>Qubit Fluorometer</td><td>Thermo Fisher</td><td>Q33216</td><td>zur Messung der Nukleinsäurekonzentration</td></tr><tr><td>Kommerzielles Elektrophoresesystem</td><td>Agilent</td><td>Bioanalyzer 2100</td><td>zur Messung der Nukleinsäurequalität</td></tr><tr><td>Sequenzer der nächsten Generation</td><td>Illumina</td><td>HiSeq 2500</td><td>für Sequenzierungsbibliotheken</td></tr><tr><td>automatisiertes Liquid-Handling-System</td><td>Wafergen</td><td>Apollo 324</td><td>zur Erstellung Sequenzierungsbibliotheken</td></tr><tr><td>PrepX PolyA mRNA Isolation Kit</td><td>Wafergen</td><td>400047</td><td>zur Isolierung von mRNA aus Gesamt-RNA</td></tr><tr><td>PrepX RNA SEQ für Illumina Library Kit</td><td>Wafergen</td><td>400039</td><td>zur Erstellung strangspezifischer Sequenzierungsbibliotheken aus Gesamt-RNA</td></tr><tr><td>Barcode Splitter</td><td></td><td></td><td>https://toolshed.g2.bx.psu.edu/repository?repository_id=7119c4f7a89efa57&changeset_revision=e7b7cdc1834d</td></tr><tr><td>Samtools, das den gzip-Befehl</td><td></td><td></td><td>enthält http://www.htslib.org/download/</td></tr> <tr><td>Trimmomatic</td><td></td><td></td><td>http://www.usadellab.org/cms/?page=trimmomatic</td></tr><tr><td>Bowtie2 (installiert vor TopHat)</td><td></td><td></td><td>http://bowtie-bio.sourceforge.net/bowtie2/index.shtml</td></tr><tr><td>TopHat</td><td></td><td></td><td>https://ccb.jhu.edu/software/tophat/index.shtml</td></tr><tr><td>HTSeq</td><td></td><td></td><td>http://www-huber.embl.de/HTSeq/doc/overview.html</td></tr><tr><td>R (vor R Studio installiert)</td><td></td><td></td><td>https://cran.rstudio.com</td></tr><tr><td>R Studio (kostenlose Version)</td><td></td><td></td><td>https://www.rstudio.com/products/rstudio/download/</td></tr></tbody></table>

messung der mrna-niveaus im laufe der zeit während der hefe s. cerevisiae hypoxischen antwort

Measuring mRNA Levels Over Time During the Yeast S. cerevisiae Hypoxic Response

Komplexe Änderungen in der Genexpression zu vermitteln in der Regel einen Großteil eine zelluläre Reaktion. Jedes Gen kann Ausdruck mit einzigartigen Kinetik ändern, da das Gen durch den bestimmten Zeitpunkt einer der vielen Reize, Signalisierung, Wege oder Nebenwirkungen geregelt ist. Um das gesamte gen einzufangen war Ausdruck Reaktion auf Hypoxie in der Hefe S. Cerevisiae, RNA-Seq-Analyse verwendet, um die mRNA-Niveaus aller Gene zu bestimmten Zeitpunkten nach der Exposition gegenüber Hypoxie zu überwachen. Hypoxie entstand durch wachsenden Zellen in ~ 100 % N2 Gas. Wichtig ist, wurden im Gegensatz zu anderen hypoxischen Studien, Ergosterin und ungesättigten Fettsäuren nicht zu den Medien hinzugefügt, da dieser Metaboliten Genexpression beeinflussen. Zeitpunkten wurden im Bereich von 0 - 4 h nach Hypoxie ausgewählt, weil damals die wichtigsten Änderungen in der Genexpression erfasst. Zu jedem Zeitpunkt Mitte Log hypoxische Zellen waren schnell gefiltert und eingefroren, Begrenzung der Exposition gegenüber O2 und damit einhergehende Veränderungen der Genexpression. Gesamt-RNS war aus Zellen extrahiert und verwendet, um bereichern für mRNA, die dann in cDNA umgewandelt wurde. Aus diesem cDNA Multiplex-Bibliotheken erstellt wurden und mindestens acht Proben wurden in einer Spur von einer nächsten Generation Sequenzer sequenziert. Eine Post-Sequenzierung Pipeline wird beschrieben, worunter Qualität Basis trimmen, Kartierung und Bestimmung der Anzahl der Lesevorgänge pro gen zu lesen. DESeq2 innerhalb der statistischen R-Umgebung wurde verwendet, um Gene zu identifizieren, die an einem hypoxischen Zeitpunkten wesentlich verändern. Analyse von drei biologische Wiederholungen zeigte hohen Reproduzierbarkeit, Gene der unterschiedlichen Kinetik und eine große Anzahl von erwartet O2-Gene reguliert. Diese Methoden können zur Untersuchung, wie die Zellen der verschiedenen Organismen auf Hypoxie im Laufe der Zeit reagieren und angepasst, um gen-Expression in anderen zellulären Reaktionen zu studieren.

Die Hypoxie zeitlichen Verlauf und RNA-Seq-Analyse wurden unabhängig dreimal durchgeführt. Um die Reproduzierbarkeit der drei Wiederholungen zu untersuchen, wurde Genexpressionsdaten für alle Gene mit Principal Komponente Analysis (PCA) analysiert. Abbildung 2 zeigt, wie die Proben über die ersten beiden Hauptkomponenten verändern die 58,9 % der Variabilität darstellen. Diese Analyse ergab, dass jeder zeitlichen Verlauf ähnliche Veränderungen zeigt (wie durch...

Hier präsentieren wir ein Protokoll mit RNA-Seq, um mRNA-Niveaus im Laufe der Zeit während der hypoxischen Antwort von S. Cerevisiae Zellen zu überwachen. Diese Methode kann zu analysieren, gen-Expression in eine zelluläre Reaktion angepasst werden.

Messung der mRNA-Niveaus im Laufe der Zeit während der Hefe S. Cerevisiae hypoxischen Antwort

Complex changes in gene expression typically mediate a large portion of a cellular response. Each gene may change expression with unique kinetics as the ...

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments besteht darin, die mRNA-Spiegel aller Gene über die Zeit hinweg zu überwachen, während S.Cerevisiae-Zellen einer Hypoxie ausgesetzt werden. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der zellulären Signalübertragung zu beantworten, beispielsweise: Wie sind die Kinetiken der Genexpressionsänderungen während einer zellulären Antwort? Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass die mRNA-Spiegel über einen Zeitraum hinweg gemessen werden, anstatt nur zu einem einzigen Zeitpunkt während der zellulären Antwort. Obwohl diese Methode Einblicke in die hypoxische Antwort von Hefe ermöglicht, kann sie auch auf andere mikrobielle Arten angewendet werden, die in flüssiger Kultur gezüchtet werden können. Eine visuelle Demonstration dieser Methode ist entscheidend, um den detaillierten Aufbau der Kolben und Schlauchverbindungen sowie die schnelle Zellgewinnung unter Hypoxie verständlich zu machen. Einen Tag oder mehrere Tage vor Beginn des Hypoxie-Zeitverlaufs die benötigten Materialien vorbereiten. Stellen Sie den Stickstofftank, den Inkubator, das Vakuum- und das Filtersystem in unmittelbarer Nähe zueinander auf, um eine schnelle Verarb

measuring-mrna-levels-over-time-during-yeast-s-cerevisiae-hypoxic

Research

Forschung

JoVE Journal

Genetics

Genetik

Gene Löschungs-und Protein-Überexpression sind gängige Methoden zur Untersuchung von Funktionen von Proteinen. In diesem Artikel beschreiben wir ein Protokoll für die Analyse der Phänotyp Entwicklung als eine Funktion der Protein-Konzentration in der Bevölkerung und Single-Cell-Ebenen...

Die Analyse der Entwicklung eines morphologischen Phänotyp als Funktion der Protein-Konzentration in Hefezellen

In diesem Protokoll, Genexpression in Hefe...

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Dieses Protokoll beschreibt ein experimentelles Verfahren für die Durchführung...

Visualisierung und Analyse von mRNA Moleküle mittels Fluoreszenz<em&gt; In Situ</em&gt; Hybridisierung in<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

Wir präsentieren ein einfaches Protokoll zur Fluoreszenzmikroskopie Filme von wachsenden Hefezellen und eine GUI-basierte Software-Paket, um Single-Cell-Zeitreihen extrahieren zu erhalten. Die Analyse umfasst automatisierte Linie und Teilung Zeitzuweisung mit Sichtprüfung und manuelle curation der verfolgten Daten integriert.

Acquiring Fluoreszenz Zeitraffer-Filme von Bäckerhefe und Analysieren von Einzel-Zell-Dynamics mit Transplantaten

Zwei komplementäre Verfahren basierend auf Durchflusszytometrie und Mikroskopie vorgestellt, die die Quantifizierung auf der Ebene einer einzelnen Zelle, die Dynamik der Genexpression durch die Aktivierung eines MAPK-Weg in Hefe induziert ermöglichen.

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Die Steady-State-Level spezifischer mRNAs wird durch die Geschwindigkeit der Synthese und der Zerfall der mRNA bestimmt. Genomweite mRNA Abbauraten oder die Zerfallsraten spezifischer mRNAs kann durch Bestimmung mRNA Halbwertszeiten gemessen werden. Dieses Protokoll konzentriert sich auf die Messung der mRNA-Zerfallsraten in Saccharomyces cerevisiae.

Die Messung der mRNA-Abbau Preise in<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em&gt; Verwenden<em&gt; Rpb1-1</em&gt; Die Stämme

Translational Regelung spielt eine wichtige Rolle bei der Kontrolle von Protein Fülle. Hier beschreiben wir eine Hochdurchsatz-Methode zur quantitativen Analyse der Übersetzung in der angehenden Hefe Saccharomyces Cerevisiae.

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Das hier beschriebene Protokoll basiert auf der genomweiten Quantifizierung der neugebildete mRNA von Hefezellen mit 4-Thiouracil beschriftet gereinigt. Diese Methode ermöglicht die Messung der mRNA-Synthese von mRNA Decay abgekoppelt und schafft somit eine genaue Messung der RNA-Polymerase II Transkription.

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Dieses Protokoll beschreibt eine Anwendung der einmolekularen Fluoreszenz-In-situ-Hybridisierung (smFISH), um die In-vivo-Kinetik der mRNA-Synthese und -Degradation zu messen.

Probing mRNA Kinetics in Space and Time in Escherichia coli mit Zwei-Farben-Einmolekülfluoreszenz in Situ-Hybridisierung

Wir stellen eine Technik zur schnellen Stabilisierung translationaler (Proteinbiosynthese) Komplexe mit Formaldehydvernetzung in lebenden Hefe- und Säugetierzellen vor. Der Ansatz ermöglicht die Sezierung transienter Zwischenprodukte und dynamischer RNA:Protein-Interaktionen. Die vernetzten Komplexe können in mehreren nachgelagerten Anwendungen eingesetzt werden, z. B. in Deep-Sequencing-basierten Profilierungsmethoden, Mikroskopie und Massenspektrometrie.

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Dieses Protokoll verwendet einen biolumineszierenden Reporter, der Messungen der transkriptionellen Aktivität in Saccharomyces eubayanus ermöglicht, um den Übergang von Glukose zu Maltose zu überwachen, eine Echtzeitanalyse metabolischer Anpassungen zu ermöglichen und die Stammoptimierung für die industrielle Fermentation unter verschiedenen Bedingungen zu unterstützen.

Im lebenden Organismus Überwachung der transkriptionellen Aktivität während des metabolischen Übergangs mit einem biolumineszierenden Reporter in Hefe

Lernen Sie RNA-Seq zur zeitlichen Überwachung von mRNA-Niveaus während der hypoxischen Antwort von S. cerevisiae. Diese Methode ermöglicht die Analyse der Genexpressionskinetik unter Sauerstoffmangel.

Messung der mRNA-Niveaus im Laufe der Zeit während der Hefe S. Cerevisiae hypoxischen Antwort

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