Name: Techniken für die Untersuchung von der Anatomie des Sehsystems Ant (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 56 s
Description: Erfahren Sie mikroskopische Techniken zur Untersuchung der Augenanatomie von Ameisen. Diese Methoden ermöglichen detaillierte Einblicke in das visuelle System und visuelle Parameter.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir sind dankbar, Jochen Zeil, Paul Cooper und Birgit Greiner für ihre Wissensaustausch im Insekt Anatomie und zur Demonstration verschiedener Techniken, die wir hier beschrieben haben. Wir sind dankbar, die talentierte und unterstützenden Mitarbeiter im Zentrum für Advanced Microscopy bei ANU und der Mikroskopie am MQU. Diese Arbeit wurde durch ein graduate Stipendium für FRE und Zuschüsse von der Australian Research Council (DE120100019, FT140100221, DP150101172) unterstützt.

<ol><li>Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+homing%3A+an+insect+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Visual homing: an insect perspective.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 22, 285-293 (2012).</li>
<li>Wehner, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Desert+ant+navigation%3A+how+miniature+brains+solve+complex+tasks%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Desert ant navigation: how miniature brains solve complex tasks.</a> J. Comp. Physiol. A. 189, 579-588 (2003).</li>
<li>Fent, K., Wehner, R. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17779641">Ocelli: a celestial compass in the desert ant Cataglyphis.</a> Science. 228, 192-194 (1985).</li>
<li>Warrant, E. J., Dacke, M. <a target="_blank" href="http://physiologyonline.physiology.org/content/31/3/182">Visual navigation in nocturnal Insects.</a> Physiology. 31, 182-192 (2016).</li>
<li>Taylor, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dual+function+of+Orchid+bee+ocelli+as+revealed+by+x-ray+microtomography%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">The dual function of Orchid bee ocelli as revealed by x-ray microtomography.</a> Curr. Biol. 26, 1-6 (2016).</li>
<li>Hölldobler, B., Wilson, E. O. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aH%C3%B6lldobler%2C+B+%22The+Ants%22">The Ants</a>. , Springer-Verlag. Berlin Heidelberg. (1990).</li>
<li>Ali, T. M. M., Urbani, C. B., Billen, J. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF01140185">Multiple jumping behaviors in the ant Harpegnathos saltator.</a> Naturwissen. 79, 374-376 (1992).</li>
<li>Weiser, M. D., Kaspari, M. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.0307-6946.2006.00759.x/abstract">Ecological morphospace of New World ants.</a> Ecol. Entomol. 31, 131-142 (2006).</li>
<li>Bulova, S., Purce, K., Khodak, P., Sulger, E., O'Donnell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Into+the+black+and+back%3A+the+ecology+of+brain+investment+in+Neotropical+army+ants+%28Formicidae%3A+Dorylinae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Naturwissen%22%5BJournal%5D)">Into the black and back: the ecology of brain investment in Neotropical army ants (Formicidae: Dorylinae).</a> Naturwissen. 103, 3-4 (2016).</li>
<li>Narendra, A., Reid, S. F., Hemmi, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+twilight+zone%3A+ambient+light+levels+trigger+activity+in+primitive+ants%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">The twilight zone: ambient light levels trigger activity in primitive ants.</a> Proc. R. Soc. B. 277, 1531-1538 (2010).</li>
<li>Narendra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caste-specific+visual+adaptations+to+distinct+daily+activity+schedules+in+Australian+Myrmecia+ants%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">Caste-specific visual adaptations to distinct daily activity schedules in Australian Myrmecia ants.</a> Proc. R. Soc. B. 278, 1141-1149 (2011).</li>
<li>Moser, J., et al. <a target="_blank" href="https://www.treesearch.fs.fed.us/pubs/9853">Eye size and behaviour of day-and night-flying leafcutting ant alates.</a> J. Zool. 264, 69-75 (2004).</li>
<li>Stöckl, A. L., Ribi, W. A., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptations+for+nocturnal+and+diurnal+vision+in+the+hawkmoth+lamina%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Adaptations for nocturnal and diurnal vision in the hawkmoth lamina.</a> J. Comp. Neurol. 524, 160-175 (2016).</li>
<li>Zeil, J. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF00605027">Sexual dimorphism in the visual system of flies: the compound eyes and neural superposition in Bibionidae (Diptera).</a> J. Comp. Physiol. A. 150, 379-393 (1983).</li>
<li>Dacke, M., Nordström, P., Scholtz, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Twilight+orientation+to+polarised+light+in+the+crepuscular+dung+beetle+Scarabaeus+zambesianus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Twilight orientation to polarised light in the crepuscular dung beetle Scarabaeus zambesianus.</a> J. Exp. Biol. 206, 1535-1543 (2003).</li>
<li>Greiner, B., Ribi, W. A., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+and+optical+adaptations+for+nocturnal+vision+in+the+halictid+bee+Megalopta+genalis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss+Res%22%5BJournal%5D)">Retinal and optical adaptations for nocturnal vision in the halictid bee Megalopta genalis.</a> Cell Tiss Res. 316, 377-390 (2004).</li>
<li>Warrant, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nocturnal+vision+and+landmark+orientation+in+a+tropical+halictid+bee%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Nocturnal vision and landmark orientation in a tropical halictid bee.</a> Curr. Biol. 14, 1309-1318 (2004).</li>
<li>Lattke, J. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLattke%2C+JE+%22Ants+Standard+Methods+for+Measuring+and+Monitoring+Biodiversity%22">Ants Standard Methods for Measuring and Monitoring Biodiversity</a>. , 155-171 (2000).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRibi%2C+WA+%22A+Handbook+in+Biological+Electron+Microscopy%22">A Handbook in Biological Electron Microscopy</a>. , 1-106 (1987).</li>
<li>Narendra, A., Ramirez-Esquivel, F., Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compound+eye+and+ocellar+structure+for+walking+and+flying+modes+of+locomotion+in+the+Australian+ant%2C+Camponotus+consobrinus%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Compound eye and ocellar structure for walking and flying modes of locomotion in the Australian ant, Camponotus consobrinus.</a> Sci. Rep. 6, 22331(2016).</li>
<li>Narendra, A., Greiner, B., Ribi, W. A., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+and+dark+adaptation+mechanisms+in+the+compound+eyes+of+Myrmecia+ants+that+occupy+discrete+temporal+niches%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Light and dark adaptation mechanisms in the compound eyes of Myrmecia ants that occupy discrete temporal niches.</a> J. Exp. Biol. 219, 2435-2442 (2016).</li>
<li>Ribi, W. A., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+visual+system+of+the+Australian+%26%2334%3BRedeye%26%2334%3B+cicada+%28Psaltoda+moerens%29%5BTitle%5D)+AND+%22Arthr.+Struct.+Dev%22%5BJournal%5D)">The visual system of the Australian &#34;Redeye&#34; cicada (Psaltoda moerens).</a> Arthr. Struct. Dev. 44, 574-586 (2015).</li>
<li>Ribi, W. A., Warrant, E. J., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+organization+of+honeybee+ocelli%3A+regional+specializations+and+rhabdom+arrangements%5BTitle%5D)+AND+%22Arthr.+Struct.+Dev%22%5BJournal%5D)">The organization of honeybee ocelli: regional specializations and rhabdom arrangements.</a> Arthr. Struct. Dev. 40, 509-520 (2011).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colour+receptors+in+the+eye+of+the+digger+wasp%2C+Sphex+cognatus+Smith%3A+evaluation+by+selective+adaptation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss.+Res%22%5BJournal%5D)">Colour receptors in the eye of the digger wasp, Sphex cognatus Smith: evaluation by selective adaptation.</a> Cell Tiss. Res. 195, 471-483 (1978).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructure+and+migration+of+screening+pigments+in+the+retina+of+Pieris+rapae+L.+%28Lepidoptera%2C+Pieridae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss.+Res%22%5BJournal%5D)">Ultrastructure and migration of screening pigments in the retina of Pieris rapae L. (Lepidoptera, Pieridae).</a> Cell Tiss. Res. 191, 57-73 (1978).</li>
<li>Lau, T., Gross, E., Meyer-Rochow, V. B. <a target="_blank" href="https://www.eje.cz/pdfs/eje/2007/03/14.pdf">Sexual dimorphism and light/dark adaptation in the compound eyes of male and female Acentria ephemerella (Lepidoptera: Pyraloidea: Crambidae).</a> Eur. J. Entomol. 104, 459-470 (2007).</li>
<li>Wipfler, B., Pohl, H., Yavorskaya, M. I., Beutel, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+methods+for+analysing+insect+structures+-+the+role+of+morphology+in+the+age+of+phylogenomics%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">A review of methods for analysing insect structures - the role of morphology in the age of phylogenomics.</a> Curr. Opin. Insect Sci. 18, 60-68 (2016).</li>
<li>Streinzer, M., Brockmann, A., Nagaraja, N., Spaethe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex+and+caste-specific+variation+in+compound+eye+morphology+of+five+honeybee+species%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Sex and caste-specific variation in compound eye morphology of five honeybee species.</a> PLoS ONE. 8, e57702(2013).</li>
<li>Somanathan, H., Warrant, E. J., Borges, R. M., Wallén, R., Kelber, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resolution+and+sensitivity+of+the+eyes+of+the+Asian+honeybees+Apis+florea%2C+Apis+cerana+and+Apis+dorsata%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Resolution and sensitivity of the eyes of the Asian honeybees Apis florea, Apis cerana and Apis dorsata.</a> J. Exp. Biol. 212, 2448-2453 (2009).</li>
</ol>

Die Autoren erklären keinen Interessenkonflikt.

Die Suite der oben beschriebenen Methoden ermöglichen eine effektive Untersuchung über das optische System von Ameisen und anderen Insekten. Diese Techniken informieren Sie unser Verständnis von Abtastauflösung, optische Empfindlichkeit und potenzielle Polarisation Empfindlichkeit des Auges untersucht. Dieses Wissen ist ein wichtiges Fundament für die physiologischen und verhaltensbezogenen Untersuchung ihre visuellen Fähigkeiten. Darüber, während die hier beschriebenen Methoden auf Ant visuelle Systeme konzentriert habe...

Vision ist eine wichtige sensorische Modalität für die meisten Tiere. Vision ist besonders wichtig im Zusammenhang mit der Navigation für festlegend Ziele, Schaffung und Einhaltung von Routen und Erlangung Kompass Informationen1,2. Insekten erkennen visuellen Informationen mit ein paar Facettenaugen und in einigen Fällen ein bis drei dorsal platziert einfachere Augen genannt Ozellen3,4,5.
Die Augen von Ameisen sind von besonderem Interesse, weil, während Ameisen wunderbar vielfältig sind, sie einige Schlüsselmerkmale über Artgrenzen sparen. Trotz der dramatischen Veränderung in Anatomie, Größe und Ökologie die überwiegende Mehrheit der Arten sind eusozialen und Leben in Kolonien; Infolgedessen, Herausforderungen verschiedene Arten ähnliche visuelle in Bezug auf einen zentralen Platz und Ressourcen hin und her navigieren. Über Ameisen kann die gleichen grundlegenden Auge Bauplan bei Tieren von 0,5-26 mm Körperlänge, aus ausschließlich tagaktiv, streng nachtaktive Arten und langsam zu Fuß unterirdisch zu springen visuelle Raubtiere6,7beobachtet werden, 8,9,10. All diese erstaunlichen Unterschiede in der Ökologie und Verhalten ergeben sich unzählige Variationen der gleichen grundlegenden Augenstrukturen entsprechend unterschiedlichen Umgebungen, Lebensstile und Körpergrößen11,12. Infolgedessen bietet das Studium der visuellen Ökologie der Ameisen eine wahre Fundgrube an Möglichkeiten, die entschlossen Prüfer.
Das visuelle System der Insekten zu verstehen ist wichtig einen Einblick in ihre Verhaltensstörungen Fähigkeiten zu erlangen. Dies ergibt sich aus integrative Studien, die Anatomie mit Ökologie und Verhalten zu einem großen Erfolg in wenige Insektengruppen (z.B.Referenzen13,14,15,16, schön zu kombinieren 17). Obwohl Bereich Ameise Navigation und Ameise Verhalten im Allgemeinen recht erfolgreich war, wurde sehr wenig Wert auf Ant Vision außerhalb von ein paar ausgewählten Arten gelegt. Hier erarbeiten wir auf die Techniken bei der Untersuchung Auge Design von Ameisen beteiligt. Während wir auf Ameisen Fokus, können diese Techniken werden, mit geringfügigen Änderungen zu anderen Insekten auch angewendet.

<table><tbody><tr><td>Ameise</td><td>Myrmecia midas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Leica M205 FA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sputter Coater</td><td>Pro Sci Tech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petrischale</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Präpariermikroskop</td><td>Leica MZ6</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Insect Pin</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Farbloser Nagellack</td><td>Ohne Markenzeichen: aus jedem Kosmetikgeschäft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Objektträger</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rasierklinge</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Foreceps</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Deckglas</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Verbundmikroskop</td><td>Leica DM5000 B</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyd</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformalydehyde</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kaliumchlorid (KCl)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>di-Natriumhydrogenphosphat (Na2HPO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kaliumdi-Wasserstoffphosphat (KH2PO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Natrium Chlorid (NaCl)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Osmium tetroxid</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Araldit Epoxidharz</td><td>Sigma Aldrich</td> Pasteur Pipette Sigma Aldrich <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Toluidie Blue</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hotplate</td><td>Riechert HK120</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

techniken für die untersuchung von der anatomie des sehsystems ant

Techniques for Investigating the Anatomy of the Ant Visual System

Dieser Artikel beschreibt eine Reihe von Techniken in der Lichtmikroskopie (LM) und Elektronenmikroskopie (EM), die verwendet werden können, um die internen und externen Auge Anatomie von Insekten zu studieren. Dazu gehören traditionelle histologische Techniken für die Arbeit an Ant Augen optimiert und angepasst, um im Konzert mit anderen Techniken wie Transmissions-Elektronenmikroskopie (TEM) und Rasterelektronenmikroskopie (SEM) arbeiten. Diese Techniken können zwar enorm nützlich, schwierig für den unerfahrenen Mikroskopierer sein groß geschrieben in diesem Artikel auf Problembehandlung und Optimierung für verschiedene Exemplare. Wir informieren über bildgebende Verfahren für die gesamte Probe (Foto-Mikroskopie und SEM) und ihre vor- und Nachteile zu diskutieren. Wir markieren die Technik zur Ermittlung Objektiv Durchmesser für das gesamte Auge und diskutieren neue Techniken zur Verbesserung. Schließlich diskutieren wir Techniken beteiligt Probenvorbereitung für LM und TEM, schneiden, färben und imaging-diese Proben. Wir diskutieren die Hürden, die man erwarten würde, wenn vorbereiten Proben und wie Sie am besten zu ihnen navigieren.

Die hier beschriebenen Methoden ermöglichen detaillierte Untersuchung des einfachen und Facettenaugen der Ameisen. Bildgebung der dorsalen Ansicht des Kopfes mit Z-Stapel Mikrofotografie Techniken erlaubt es, eine Übersicht über das Layout des visuellen Systems (Abbildung 1). Dies ist eine gute Vorbereitung für Sezierungen und strukturierendes Winkel zu bestimmen. Diese Technik eignet sich auch zum Maßnehmen wie Kopfbreite, Auge-Länge und ocellar Objektiv Dur...

Dieser Artikel beschreibt eine Reihe von Techniken in der Licht- und Elektronenmikroskopie, die internen und externen Auge Anatomie von Insekten zu studieren. Dazu gehören mehrere traditionelle Techniken optimiert für Ameise Augen, detaillierte Fehlersuche und Vorschläge für die Optimierung für verschiedene Proben und Regionen von Interesse.

Techniken für die Untersuchung von der Anatomie des Sehsystems Ant

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye ...

Das übergeordnete Ziel dieser Suite von Mikroskopietechniken ist es, detaillierte anatomische Informationen über das visuelle System der Ameise zu erhalten. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der visuellen Ökologie zu beantworten, um verschiedene visuelle Parameter wie optische Empfindlichkeit, Sehschärfe und Größe des Gesichtsfeldes abzuschätzen. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie einen umfassenden Überblick über ein gegebenes visuelles System gibt.Es kann auch an die Verwendung mit vielen verschiedenen Arten angepasst werden. Um die Hornhautrepliken herzustellen, verwenden Sie Ameisen, die in Ethanol konserviert oder auf einem Stift montiert sind, oder in Plastilin. Ist der Kopf relativ groß, können die restlichen Körperteile entfernt werden.Verteilen Sie zunächst schnell trocknenden, farblosen Nagellack mit einem Zahnstocher auf dem Auge, ohne das Auge zu zerkratzen. Lassen Sie die Politur bei Raumtemperatur aushärten. Heben Sie dann mit einer feinen Insektennadel die Replik vorsichtig von der Kopfkapsel an, die das Auge umgibt.Und fassen Sie mit einer Pinzette den Teil der Nachbildung, der den Kopf bedeckt, aber nicht das Auge. Legen Sie als Nächstes die Replik auf einen Objektträger. Verwenden Sie dort eine Rasierklinge, um überschüssiges Material um das Auge herum vorsichtig zu kürzen, während Sie die Replik sichern.Bevor Sie ein Deckglas über die Replik legen, kann es erforderlich sein, drei bis vier feine radiale Teilscheiben zu machen, um sie abzuflachen. Dokumentieren Sie beim Platzieren des Deckglases die Ausrichtung der Replik auf dem Objektträger. Versiegeln Sie dann den Deckglas mit kleinen Tupfern Nagellack an den Ecken und achten Sie darauf, dass die Flüssigkeit die Replik nicht berührt.Der Objektträger ist dann bereit für die Abbildung mit einem Verbundmikroskop. Betäuben Sie zunächst die Ameise und legen Sie sie in eine Petrischale. Wenn die Färbung an helle oder punktuelle Bedingungen angepasst werden muss, sollte dies einige Stunden vor der Dissektion erfolgen.Wenn die Punktbedingungen eingehalten zu sein scheinen, sollte die Dissektion bei rotem Licht durchgeführt werden. Entfernen Sie zuerst die Antennen mit einer Pinzette. Entfernen Sie dann die Mundwerkzeuge mit einer scharfen Rasierklinge.Schneiden Sie bei großen Exemplaren durch den vorderen Teil des Auges. Schneiden Sie in einer kleinen Probe so nah wie möglich an den Augen, ohne am Gehirn zu zerren, da dies die Netzhaut herausreißen kann. Richten Sie dann den Kopf aus und machen Sie einen Querschnitt, der den ventralen Teil des Kopfes entfernt, der einen Teil des ventralen Auges umfassen kann.Lösen Sie dann die Kopfkapsel mit einem koronalen Schnitt, direkt hinter dem Facettenauge. In diesem Beispiel werden der transversale und der koronale Schnitt gleichzeitig vorgenommen. Zum Schluss überführen Sie die präparierte Kopfkapsel mit den Facettenaugen in eiskaltes Fixiermittel.Es ist wichtig, diese Schritte schnell durchzuführen, um zu verhindern, dass sich das Gewebe abbaut, daher sollte das Gewebe innerhalb von zwei Minuten nach dem ersten Schnitt in das Fixiermittel gelangen. Bereiten Sie die Probe gemäß dem Textprotokoll vor und lassen Sie das überschüssige Harz ab. Legen Sie dann die Probe in einer vertikalen Position auf den Block und verwenden Sie bei Bedarf etwas überschüssiges Harz, um sie dort zu befestigen.Beschriften Sie den Block mit Papieretiketten, die in das Harz eingebettet oder am Block befestigt sind. Härten Sie das Harz dann 12 bis 14 Stunden lang in einem 60 Grad Celsius heißen Ofen aus. Nach dem Aushärten legen Sie die Probe in einen sauberen Umschlag.Montieren Sie als Nächstes den Block auf ein Mikrotomfutter. Vergewissern Sie sich vor dem Schnitten, dass die Ausrichtung der Probe für die Schnittebene geeignet ist. Schneide den Harzblock unter einem Präpariermikroskop mit einer Rasierklinge ab.Montieren Sie dann das Spannfutter wieder auf den Mikrotomarm und winkeln Sie die Probe an. Füllen Sie anschließend das Messerschiffchen mit destilliertem Wasser mit einer Spritze mit einem 0,45-Mikron-Filter. Füllen Sie das Wasser bis zur Messerkante.An einigen Stellen kann der Meniskus konvex sein. Lassen Sie dann das Boot abtropfen, bis der Meniskus ganz leicht konkav ist, aber noch bis zur Messerkante reicht. Führe nun das Messer langsam und vorsichtig in Richtung der Probe und richte den Block auf das Messer aus.Führen Sie häufige Kontrollen mit dem Okular durch. Wenn das Messer in der Nähe, aber noch nicht geschnitten ist, beginnen Sie, das Mikrotomrad zu kurbeln, um die Annäherung abzuschließen. Wenn Sie sich dann dem interessierenden Bereich im Block nähern, passen Sie die Dicke des Schnitts an.In diesem Fall wird ein Diamantmesser verwendet, um Ein-Mikron-Schnitte herzustellen. Geben Sie dann aus der mit dem Filter ausgestatteten Spritze eine Reihe kleiner Tröpfchen destillierten Wassers auf einen Objektträger. Um einen interessanten Bereich zu erfassen, nimm ihn mit einem Wimpernwerkzeug auf.Und lassen Sie den gesammelten Teil vorsichtig auf einem Wassertropfen schwimmen. Laden Sie so viele Abschnitte auf jede Folie, wie hineinpassen. Wenn eine Rutsche voll beladen ist, geben Sie sie auf eine heiße Platte bei 60 Grad Celsius, um das Wasser zu verdampfen, und kleben Sie die Abschnitte auf die Folie.Dies dauert etwa 15 bis 20 Minuten. Verwenden Sie als Nächstes eine andere mit einem Filter bestückte Spritze, um einen Tropfen Toluidinblau-Farbstoff auf den Objektträger zu geben. Legen Sie den Tropfen auf ein Ende der Folie und verteilen Sie ihn mit der Kante einer Nadel, ohne die Abschnitte zu berühren oder abzukratzen.Legen Sie dann die Folie für 20 bis 60 Sekunden auf die Herdplatte. Besprühen Sie die Rutsche anschließend mit destilliertem Wasser aus einer Waschflasche und trocknen Sie sie mit der Heizplatte ab. Später überprüfen Sie die Objektträger unter dem Compoundmikroskop und bilden Sie sie dann ab.Die beschriebenen Techniken ermöglichen eine detaillierte Untersuchung der einfachen und Facettenaugen von Ameisen. Die Abbildung der dorsalen Ansicht des Kopfes mit Hilfe der Z-Stack-Mikrofotografie gibt einen Überblick über das Layout des visuellen Systems, das für die Durchführung von Bruttomessungen nützlich ist. Die REM-Bildgebung liefert die Details, die zur Auflösung kleiner Augen erforderlich sind, und die Details, die zur Identifizierung der Form jeder Linse erforderlich sind.Halbdünne Schnitte, die mit Hilfe der Lichtmikroskopie aufgenommen wurden, zeigen die innere Anatomie eines Auges. Die Abmessungen von Linse, kristallinem Kegel und Rhabdomer können bei dieser Auflösung und Vergrößerung gemessen werden. Pigmentzellen, das Vorhandensein von Zapfentrakten und Rhabdomenformverteilungen können ebenfalls untersucht werden.Ultradünne Schnitte, die mit TEM abgebildet werden, liefern Informationen über die Ultrastruktur, wie z. B. die Mikrovillar-Orientierung und beispielsweise die Breite des verengten kristallinen Kegeltrakts. Beim Ausprobieren dieser Technik ist es sehr wichtig, geduldig zu sein, saubere Instrumente zu verwenden und frisch hergestellte Lösungen zu verwenden. Im Anschluss an diese Experimente können dann weitere verhaltensbezogene oder physiologische Experimente durchgeführt werden.Diese Experimente werden uns Aufschluss über die funktionellen visuellen Fähigkeiten des Tieres in Bezug auf die Anatomie des Auges geben. Die Verwendung dieser Techniken ermöglicht es uns, die Vielfalt der visuellen Systeme zu erforschen und zu untersuchen, wie sie sich bei verschiedenen Ameisenarten entwickelt haben, um sich an unterschiedliche Lebensstile und Ökologien anzupassen. Obwohl diese Methode einen Einblick in das visuelle System der Ameise geben kann, kann sie auch verwendet werden, um das visuelle System anderer Insekten sowie anderer Nervengewebe zu untersuchen.Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Fixiermitteln und Harzen äußerst gefährlich ist und Vorsichtsmaßnahmen wie das Arbeiten im Abzug und das Tragen von Nitrilhandschuhen immer getroffen werden sollten.

techniques-for-investigating-the-anatomy-of-the-ant-visual-system

Research

Forschung

JoVE Journal

Environment

Umwelt

Die nicht-menschlichen Primaten ist ein wichtiger translationale Arten für unser Verständnis der Entwicklung und Alterung. Die anatomische Organisation des Primas Netzhaut kann wichtige Einblicke in normalen und pathologischen Bedingungen beim Menschen liefern.

Das Tor zum Gehirn: Die Biologie des Primas Eye

Erstellung von Entwicklungs-und Adult Drosophila Brains und retinae für Live Imaging

Techniken zur Visualisierung von retinalen Zytoarchitektur direkt an einzelnen Elektroden innerhalb eines Retina-Stimulator.

Techniken für die Verarbeitung Augen mit einem Netzhautprothese für lokalisierte Histopathologische Analyse Implantierte

Hier zeigen wir , wie die Anzahl und die räumliche Verteilung der synaptischen aktiven Zonen in Drosophila melanogaster Photorezeptoren zu quantifizieren, markiert mit einem genetisch molekularen Marker codiert und deren Modulation nach längerer Einwirkung von Licht.

Analyse Synaptische Modulation von<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Photorezeptoren nach der Einwirkung von Längerer Licht

Wir präsentieren Ihnen ein Protokoll für die Klassische Konditionierung von geharnischten Ameisen, die es Forschern erlaubt, visuelles lernen und Gedächtnisbildung auf Ebene der Analyse mit frei beweglichen Einzelpersonen nicht möglich zu studieren.

Visuelle Klassische Konditionierung in Waldameisen

Dieses Protokoll beschreibt drei Schritte zur Vorbereitung von Larven und adulten Drosophila-Sehlappen für die Bildgebung: 1) Dissektion des Gehirns, 2) Immunhistochemie und 3) Montage. Der Schwerpunkt liegt auf Schritt 3, da unterschiedliche Montageausrichtungen erforderlich sind, um spezifische Optikkeulenstrukturen sichtbar zu machen.

Dissektion, Immunhistochemie und Montage von Larven und adulten Drosophila-Gehirnen zur Visualisierung des Sehlappens

Das aktuelle Protokoll demonstriert eine einfache Methode zur Rückverfolgung von ventralen Tegmentalflächen (VTA) Glutamatprojektionen auf den Hippocampus. Die Photostimulation von VTA-Glutamat-Neuronen wurde mit CA1-Aufnahmen kombiniert, um zu zeigen, wie VTA-Glutamat-Terminals die mutmaßliche pyramidale CA1-Feuerrate in vivo modulieren.

Kombinierte in vivo anatomische und funktionelle Spurensuche von ventralen Tegmentalflächen-Glutamat-Terminals im Hippocampus

Dieses Protokoll beschreibt das Dissektionsverfahren, den Kulturzustand und die Live-Bildgebung eines Antennen-Hirn-Explantationssystems zur Untersuchung der olfaktorischen Schaltkreisanordnung.

Ein Explantationssystem für Zeitraffer-Bildgebungsstudien der olfaktorischen Schaltkreismontage bei Drosophila

Das Protokoll beschreibt hier die Messung der räumlichen Organisation der visuellen Achsen von Stubenfliegenaugen, abgebildet durch ein automatisches Gerät, unter Verwendung des Pseudopupillenphänomens und des Pupillenmechanismus der Photorezeptorzellen.

Automatisiertes Charting des visuellen Raums von Stubenfliegen-Facettenaugen

Wir beschreiben hier Methoden zur Induktion und Analyse des olfaktorischen erfahrungsabhängigen Umbaus von synaptischen Glomeruli des Antennenlappens im juvenilen Gehirn von Drosophila .

Erfahrungsabhängiger Umbau der synaptischen Konnektivität von olfaktorischen sensorischen Neuronen im juvenilen Gehirn in einer kritischen Phase im frühen Leben

Erfahren Sie mikroskopische Techniken zur Untersuchung der Augenanatomie von Ameisen. Diese Methoden ermöglichen detaillierte Einblicke in das visuelle System und visuelle Parameter.

Techniken für die Untersuchung von der Anatomie des Sehsystems Ant

Weitere Videos entdecken