Name: Automatisierte Ganganalyse bei Mäusen mit chronischen Verengung Verletzungen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 49 s
Description: Erfahren Sie die automatisierte Ganganalyse bei Mäusen mit chronischer Nervenverletzung zur objektiven Bewertung neuropathischer Schmerzreaktionen. Diese Methode erfasst subtile Veränderungen der Sensibilität und motorischen Funktion präzise.

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Diese Forschung wurde unterstützt von Chungnam National University, Korea Institute of Oriental Medicine (KIOM) und einen Zuschuss von der Korea Health Technology R &#38; D Projekt durch den Korea Gesundheit Industrie Entwicklung Institut (KHIDI), gefördert durch das Bundesministerium für Gesundheit &#38; Wohlfahrt, Republik Korea (gewähren Nummer: HI15C0007).

alle Experimente wurden im Einklang mit der ethischen Richtlinien der internationalen Vereinigung zum Studium des Schmerzes und wurden durch die institutionelle Animal Care and Use Committee an der Chungnam National University (genehmigt Daejeon, Südkorea).
 1. Induktion des CCI auf Ischiasnerv <ol><li>Haus männlichen ICR Mäuse mit einem Gewicht von 20-25 g unter einem 12 h hell/dunkel-Zyklus bei kontrollierter Raumtemperatur (gehalten bei 20-25 ° C) und Luftfeuchtigkeit (40-60 %), mit freien Zugang zu Nahrung und Wasser. Erlauben eine Akklimatisierung für Mäuse in der Tierbetreuung Raum von mindestens 1 Woche vor der Operation.
	<ol><li>Im Gehäuse, das Aussehen und Verhalten der Mäuse zu beobachten und verwenden Sie keine Mäuse zeigen abnorme lokomotorische Aktivität. 
		Hinweis: Messen Sie einen Tag vor der Operation CCI die mechanische Empfindlichkeit der Hinterpfote durch die Anwendung von Frey Filamente und führen Sie die automatische Ganganalyse um normale Grundlinie Werte zu erhalten. Anschließend weisen Mäuse nach dem Zufallsprinzip Kontroll- und Versuchsgruppen.</li>
	</ol></li> <li>Am Tag der Operation zu betäuben Mäuse durch Injektion von 2,2,2-Tribromoethanol (250 mg/kg, intraperitoneal (IP)). 
	Hinweis: Tragen Sie persönlichen Schutzausrüstung wie OP-Kittel, Handschuhe und Maske.
	<ol><li>Wiegen 2,5 g 2,2,2-Tribromoethanol und das endgültige Volumen von 5 mL 2-Methyl-2-Buthanol hinzufügen. Halten Sie die Lösung vom Licht (z.B., verwenden Sie einen dunklen Behälter oder in Folie wickeln).</li>
		<li>Allow Reagenzien vollständig durch Erhitzen bei 40 ° C und 10-30 min. unter Rühren auflösen</li>
		<li>Destilliertes Wasser auf das Endvolumen von 200 mL hinzufügen und rühren bis alles gut vermischt.</li>
		<li>Lagern Aliquote bei 4 ° C und im Dunkeln. Nach zwei Wochen sollte die Narkose mit neuen Aliquote ersetzt werden.</li>
		<li>Injizieren ein Volumen von 20 µL pro 1 g Körpergewicht. Zum Beispiel, wenn das Körpergewicht der Maus 25 g, geben Sie 500 µL Lösung. Typische dieser Anästhesie dauert 1 h 
		Hinweis: Diese Lösung wird toxisch bei Lichteinfall und/oder Wärme, also seien Sie vorsichtig, Einwirkung von Licht und Hitze zu vermeiden. Eine IP-Injektion Route wird dringend empfohlen.</li>
	</ol></li> <li>Fällt die Maus in tiefen Narkose, legen Sie es auf dem OP-Tisch mit der dorsalen Seite nach oben (d.h., Bauchlage) und Sterilisieren der Außenbereich der Mitte des Oberschenkels von der rechten Seite mit einem 70 % Alkoholtupfer. 
	Hinweis: Bestätigen Sie Tiefe Narkose durch das Ausbleiben einer Reaktion zu kneifen oder Druck Anregung auf die Hinterpfoten oder Endstück überprüfen.</li>
	<li>Der IHK auf der rechten Ischias-Nerv der Maus zu induzieren.
	<ol><li>Einen Einschnitt auf der Haut in der Mitte des Oberschenkels Gegend von 1,0-1,5 cm Länge mit einer Skalpellklinge machen.</li>
		<li>Unverblümt sezieren der Oberschenkelmuskulatur mit Micro-Mosquito Gefäßklemme um den Ischiasnerv freizulegen.</li>
		<li>Verbinden den exponierten Ischiasnerv 3 Mal mit 1,0-1,5 mm Abständen mit einer 4: 0 Chromsäure Darmsaite Naht. 
		Hinweis: Stellen Sie lose grundsätzlich durch Binden von den Ischiasnerv bis mild schütteln auf der ipsilateralen Hinterpfote erscheint. Die Sham-Gruppe von Mäusen erhalten die gleichen chirurgischen Öffnung unter ähnlichen Bedingungen außer ohne Nerv Ligation.</li>
	</ol></li> <li>Schließen die chirurgische Eröffnung mit 3-4 einfache unterbrochenen Nähten mit 5: 0 Seide und mit Povidon-Jod zur Desinfektion des äußeren Bereichs der Operation sterilisieren.</li>
	<li>Nach der Operation, platzieren Sie den Mauszeiger in einem sauberen Käfig auf ein Heizkissen. Wenn Tiere aus der Narkose wiederhergestellt werden, zurück in ihre Heimat Käfig. 
	Hinweis: In dieser Studie wurden Antibiotika nicht verwendet. Die CCI + GBP Gruppe erhielt IP Gabapentin (GBP) in einer Dosis von 50 mg/kg einmal täglich als Positivkontrolle.</li>
</ol> 2. Messung der mechanischen Allodynie (Testen von Frey) Hinweis: bewerten die Häufigkeit der Rückzug Reaktion auf mechanische Reize mit 1 g von Frey Filament zu plantar Oberfläche der ipsilateralen Hinterpfote.
<ol><li>Auf jedem Testtag der behavioral Testraum Mäuse bringen und gewöhnen die Mäuse in ihrem eigenen Hause Käfig für mindestens 30 Minuten vor dem Test 
	Hinweis: Tragen Sie persönlichen Schutzausrüstung wie OP-Kittel, Handschuhe und Maske.</li>
	<li>Setzen Sie die Maus in eine transparente Acryl-Box auf dem Boden Metallgewebe und akklimatisieren, die Maus für 30 min.</li>
	<li>Sanft auftragen 1 g von Frey Filament an die plantar Oberfläche der Hinterpfote bis beugt sich der Glühfaden.</li>
	<li>Anwenden Filament Stimulation der ipsilateralen Hind Pfote 10 Mal mit Intervallen von mindestens 10 s und dokumentieren Sie das Ergebnis. 
	Hinweis: In dieser Studie wird die Anzahl der Pfote Rückzug Antworten von 10 Studien als Prozentsatz der Pfote Rückzug Frequenz (PWF, %) angezeigt. Die von Frey durchgeführt wurde alle zwei Tage nach der Operation CCI.</li>
</ol> 3. Durchführung von automatisierten Ganganalyse Hinweis: die Gang-Analyse-System visualisiert jeder Pfote Druck, während das Tier Fuß ist und automatisch verschiedene Gangartparameter analysiert, so wie Print, paw paw Intensität, Schrittlänge, Haltung Phase, Schrittfolge, Schaukel, Schwunggeschwindigkeit etc. In dieser Studie zeigten wir Pfote Druckbereich und einzelne Haltung nach der Konvertierung der Daten in die prozentuale Veränderung zwischen kontralateralen links gegenüber ipsilateral rechten Hinterpfote. So zeigt ein Ergebnis von 50 %, dass die Größe der Pfotenabdruck und die Dauer der Pfote Bereich Kontakt mit Boden, zwischen dem linken und rechten Seiten identisch sind. Darüber hinaus niedriger Datenwerte auf nahezu 0 % zeigen, dass die Größe und Dauer des Kontaktes in der ipsilateralen Hinterpfote im Vergleich zur kontralateralen Seite verringert werden (siehe Tafel B in Abbildung 2 und Abbildung 3).
<ol><li>Für die Akklimatisierung, halten die Mäuse innerhalb der Gang-Analysegerät für 10 min. einmal pro Tag ab 5 Tage vor dem Eingriff CCI. 
	Hinweis: Sollte Gang-Analysen-Test einschließlich der Akklimatisierung in der Dunkelheit durchgeführt.</li>
	<li>Bringen die Mäuse in den Testraum zur Ganganalyse und akklimatisieren, in ihre Heimat Käfig für mindestens 30 Minuten vor dem Test
	<ol><li>Legen Sie in der Registerkarte "Setup" im Programm-Menü die &#34; Laufbandlänge &#34; 30 cm, und die &#34; maximale Dauer laufen &#34; bis 5 s und der &#34; maximal laufen Variation &#34; auf 50 %.</li>
		<li>Wählen Sie eine registrierte Kamera aus der &#39; Setup &#39; Registerkarte "von der &#39; Programm &#39; Menü.</li>
		<li>Wählen Sie &#34; öffnen Erwerb &#34; aus der &#39; erwerben &#39; Registerkarte "die &#39; Programm &#39; Menü.</li>
		<li>Im Anschluss an die Statusmeldung klicken Sie auf die &#39; snap Hintergrund &#39;-Taste, um die leer (d.h., Blank) Gehweg Hintergrund fotografieren.</li>
	</ol></li> <li>Klicken Sie auf die &#39; beginnen Erwerb &#39; Taste und legen Sie eine Maus auf dem Gehweg; die Aufnahme beginnt automatisch entsprechend der Bewegung der Maus. 
	Hinweis: Wenn die Maus deutlich über den Gehweg geht, das Programm automatisch klassifiziert diese Bewegung als &#34; konform laufen &#34; mit einem grünen Symbol. Wenn die Software nicht zu den Fußdruck zu erkennen, der Experimentator wird ein rotes Symbol angezeigt und die Aufnahme wiederholen muss. Mindestens fünf erfolgreiche konforme Ausführungen sind für die Analyse erforderlich.</li>
	<li>Wählen Sie nach dem Test &#39; klassifizieren läuft &#39; aus der Registerkarte "Acquire" das &#39; Programm &#39; Menü.</li>
	<li>Wählen Sie die Läufe für Analyse und klicken Sie auf die &#39; automatisch klassifizieren &#39; Schaltfläche ". 
	Hinweis: Nach Klassifizierung, alle statistischen Parameter werden automatisch gespeichert und der Experimentator finden die Ergebnisse &#34; Ansicht ausführen Statistik &#34; im Menü analysieren.</li>
</ol>

<ol><li>Loeser, J. D., Treede, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Kyoto+protocol+of+IASP+Basic+Pain+Terminology%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">The Kyoto protocol of IASP Basic Pain Terminology.</a> Pain. 137 (3), 473-477 (2008).</li>
<li>Colloca, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Dis+Primers%22%5BJournal%5D)">Neuropathic pain.</a> Nat Rev Dis Primers. 3, 17002(2017).</li>
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<li>DeLeo, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+neuropathic+pain+model%3A+sciatic+cryoneurolysis+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Characterization of a neuropathic pain model: sciatic cryoneurolysis in the rat.</a> Pain. 56 (1), 9-16 (1994).</li>
<li>Kim, S. H., Chung, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+experimental+model+for+peripheral+neuropathy+produced+by+segmental+spinal+nerve+ligation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">An experimental model for peripheral neuropathy produced by segmental spinal nerve ligation in the rat.</a> Pain. 50 (3), 355-363 (1992).</li>
<li>Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+behavioral+model+of+neuropathic+pain+disorders+produced+in+rats+by+partial+sciatic+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury.</a> Pain. 43 (2), 205-218 (1990).</li>
<li>Bennett, G. J., Xie, Y. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+peripheral+mononeuropathy+in+rat+that+produces+disorders+of+pain+sensation+like+those+seen+in+man%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man.</a> Pain. 33 (1), 87-107 (1988).</li>
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<li>Bonin, R. P., Bories, C., De Koninck, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simplified+up-down+method+%28SUDO%29+for+measuring+mechanical+nociception+in+rodents+using+von+Frey+filaments%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Pain%22%5BJournal%5D)">A simplified up-down method (SUDO) for measuring mechanical nociception in rodents using von Frey filaments.</a> Mol Pain. 10, 26(2014).</li>
<li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li>
<li>Chen, H., Du, J., Zhang, Y., Barnes, K., Jia, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+a+Reliable+Gait+Evaluation+Method+for+Rodent+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Establishing a Reliable Gait Evaluation Method for Rodent Studies.</a> J Neurosci Methods. , (2017).</li>
<li>Kang, D. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antinociceptive+Profile+of+Levo-tetrahydropalmatine+in+Acute+and+Chronic+Pain+Mice+Models%3A+Role+of+spinal+sigma-1+receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Antinociceptive Profile of Levo-tetrahydropalmatine in Acute and Chronic Pain Mice Models: Role of spinal sigma-1 receptor.</a> Sci Rep. 6, 37850(2016).</li>
<li>Huehnchen, P., Boehmerle, W., Endres, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+paclitaxel+induced+sensory+polyneuropathy+with+%26%2334%3BCatwalk%26%2334%3B+automated+gait+analysis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Assessment of paclitaxel induced sensory polyneuropathy with &#34;Catwalk&#34; automated gait analysis in mice.</a> PLoS One. 8 (10), e76772(2013).</li>
<li>Vrinten, D. H., Hamers, F. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%27CatWalk%27+automated+quantitative+gait+analysis+as+a+novel+method+to+assess+mechanical+allodynia+in+the+rat%3B+a+comparison+with+von+Frey+testing%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">'CatWalk' automated quantitative gait analysis as a novel method to assess mechanical allodynia in the rat; a comparison with von Frey testing.</a> Pain. 102 (1-2), 203-209 (2003).</li>
<li>Martinov, T., Mack, M., Sykes, A., Chatterjea, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+changes+in+tactile+sensitivity+in+the+hind+paw+of+mice+using+an+electronic+von+Frey+apparatus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Measuring changes in tactile sensitivity in the hind paw of mice using an electronic von Frey apparatus.</a> J Vis Exp. (82), e51212(2013).</li>
<li>Ferland, C. E., Laverty, S., Beaudry, F., Vachon, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gait+analysis+and+pain+response+of+two+rodent+models+of+osteoarthritis%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Biochem+Behav%22%5BJournal%5D)">Gait analysis and pain response of two rodent models of osteoarthritis.</a> Pharmacol Biochem Behav. 97 (3), 603-610 (2011).</li>
<li>Mogil, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypolocomotion%2C+asymmetrically+directed+behaviors+%28licking%2C+lifting%2C+flinching%2C+and+shaking%29+and+dynamic+weight+bearing+%28gait%29+changes+are+not+measures+of+neuropathic+pain+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Pain%22%5BJournal%5D)">Hypolocomotion, asymmetrically directed behaviors (licking, lifting, flinching, and shaking) and dynamic weight bearing (gait) changes are not measures of neuropathic pain in mice.</a> Mol Pain. 6, 34(2010).</li>
<li>Ferreira-Gomes, J., Adaes, S., Castro-Lopes, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+movement-evoked+pain+in+osteoarthritis+by+the+knee-bend+and+CatWalk+tests%3A+a+clinically+relevant+study%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pain%22%5BJournal%5D)">Assessment of movement-evoked pain in osteoarthritis by the knee-bend and CatWalk tests: a clinically relevant study.</a> J Pain. 9 (10), 945-954 (2008).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Derzeit ist Messung der mechanischen Allodynie mithilfe von Frey Filamente die am weitesten verbreitete Methode in Tiermodellen Schmerzen, um taktile Überempfindlichkeit zu demonstrieren. Tiermodelle für neuropathische Schmerzen weiter zu entwickeln, wurde die Methodik der Bewertung für die sensorische Funktion auch verbesserte8,9,10,15. In diesen Berichten wurde vermutet, dass diese Änderungen...

Pathologische Veränderungen des Nervensystems induziert durch Stoffwechselstörungen, Entzündung, Infektion, Trauma, Ischämie oder Autoimmunkrankheit führen gelegentlich zu neuropathischen Schmerzen, definiert als ein Schmerz entstehen als direkte Folge einer Verletzung oder Krankheit Auswirkungen auf das somatosensorische System1. Neuropathischer Schmerz ist in der Regel unerträglich und leider herkömmliche Schmerzmittel in der Regel produzieren nicht ausreichend Pain Relief2. Ein wesentliches Merkmal des neuropathischen Schmerzes enthält spontane und Stimulation hervorgerufen (d.h., Allodynie und Hyperalgesie) Schmerzen. Allodynie ist ein nozizeptiven Antwort, die normalerweise nicht schmerzhafte Reize, wie leichte Berührung oder warme Stimulation erfolgt. Hyperalgesie zeigt eine verstärkte Schmerzen Reaktion auf mechanische oder thermische Schmerzreize3. Obwohl diese beiden Symptome sowohl kritisch den Patienten Lebensqualität beeinträchtigen, ist mechanische Allodynie, hervorgerufen durch sanfte taktile Stimulation der meisten erschwerenden Symptom denn weichen Kontakt schwierig, im Alltag zu vermeiden.
Die zugrunde liegende Mechanismus und neue Analgetika zur Behandlung von neuropathischen Schmerzen, untersuchen die präzise Messung der Schmerzen Antwort ist wichtig. Zahlreiche Tiermodelle der neuropathischen Schmerzen entwickelten nozizeptiven Reaktionen auf die hinteren Pfote Bereich wegen seiner hohen Zugänglichkeit4,5,6,7. So wurden die meisten Schmerzen Antwort Bewertungen auf der plantar oder dorsal Oberfläche der Hinterpfote durchgeführt, durch die Anwendung mechanischer Reize mit speziellen Instrumenten, wie z. B. von Frey Filamente. Eines der am häufigsten verwendete Methode ist die Up und down-Methode von Dixon beschrieben geändert8 und den späteren Versionen9,10. Allerdings sehr qualifizierte und erfahrene Experimentatoren sind verpflichtet, die von Frey-Test durchführen und die Ergebnisse möglicherweise subjektiv.
Das automatisierte Gang-Analyse-System kann neurologische und neuromuskuläre Erkrankungen untersuchen, durch die Messung verschiedener Parameter des Gehens in frei beweglichen Nagetiere. In einer Vielzahl von Tiermodellen Nerv Verletzung können der Grad der Nozizeption und die antinozizeptive Wirkung von mehreren Behandlungen ausgewertet werden ohne Zugabe von einem Schmerz Stimulation11,12,13, 14. das Analysesystem kann statische und dynamische Gangartparameter, wie z. B. erkennen: paw print Bereich (Bereich die komplette Paw Print, die Kontakt mit dem Boden), Pfote Intensität (die durchschnittliche Intensität der sich berührenden Pfote Gegend), Länge (die Schrittlänge Abstand zwischen aufeinanderfolgenden Platzierungen von der gleichen Pfote), Haltung phase (die Dauer der Bodenkontakt für einen einzigen Hinterpfote), Schrittfolge (die Reihenfolge, in der die vier Pfoten, sind auf den Boden gelegt), schwingen (die Dauer der Schwungphase) und Geschwindigkeit (berechnet zu schwingen von stride Länge und Dauer zu schwingen und ausgedrückt als Pixel pro Sekunde). Dieser Beitrag veranschaulicht die Verwendung eines Analyse-System und bietet einen kurzen Vergleich der Daten mit den von Frey-Test mit chronischen Verengung Verletzungen (CCI) neuropathischen Mäuse.

<table><tbody><tr><td>0,9 % Kochsalzlösung</td><td>JW Pharmaceutical</td><td>N/A</td><td>Vehikel für Arzneimittel</td></tr><tr><td>1 ml Spritze</td><td>BD Plastipak</td><td>300013</td><td>Injektionsgerät</td></tr><tr><td>2, 2, 2-Tribromethanol (97 % Reinheit)</td><td>Sigma</td><td>T48402</td><td>Anästhetikum</td></tr><tr><td>2-Methyl-2-buthanol (99 % Reinheit)</td><td>Sigma</td><td>152463</td><td>Lösungsmittel für 2, 2, 2-Tribromethanol</td></tr><tr><td>Laufsteg Automatisiertes Ganganalysesystem</td><td>Noldus</td><td>N/A</td><td>Automatische Analysesoftware für den aniaml-Gang</td></tr><tr><td>Chromischer Catgut (4-0 Dicke)</td><td>AILEE</td><td>C442</td><td>Ligatur zur chronischen Verengungsverletzung des Ischiasnervs</td></tr><tr><td>Gabapentin</td><td>Sigma</td><td>Y0001280</td><td>Analgeic, Wird in dieser Studie als Positivkontrollmedikament verwendet</td></tr><tr><td>Graefe Pinzette</td><td>FST</td><td>11051-10</td><td></td></tr><tr><td>Heizkissen</td> für chirurgische Instrumente<td>DAESHIN ELECTRONICS</td><td>M-303AT</td><td>Regulierung der Körpertemperatur</td></tr><tr><td>ICR Maus</td><td>Samtaco</td><td>N/A</td><td>Versuchstier</td></tr><tr><td>Mersilk (3-0 Dicke)</td><td>ETHICON</td><td>W598H</td><td>Nahtmaterial für den chirurgischen Verschluss der Haut</td></tr><tr><td>Micro-Mosquito</td><td>F.S.T</td><td>13010-12</td><td>Chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>F.S.T</td><td>14090-09</td><td>Chirurgisch Instrument</td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>F.S.T</td><td>12002-12</td><td>Chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Povidon Jod</td><td>Firson</td><td>N/A</td><td>Desinfektionsmittel zur Vorbeugung von Infektionen nach der Operation</td></tr><tr><td>Skalpellklinge</td><td>F.S.T</td><td>10010-00 (#10)</td><td>Chirurgisches Instrument zum Vornehmen eines Schnitts</td></tr><tr><td>Skalpellgriff</td><td>F.S.T</td><td>10003-12 (#3)</td><td>Chirurgisches Instrument zum Durchführen eines Schnitts</td></tr><tr><td>Von-Frey Filamente</td><td>North Coast</td><td>NC12775-99</td><td>Messgerät zur Prüfung der sensorischen Funktion bei mechanischer Stimulation</td></tr></tbody></table>

automatisierte ganganalyse bei mäusen mit chronischen verengung verletzungen

Automated Gait Analysis in Mice with Chronic Constriction Injury

Der von Frey-Test ist eine klassische Methode, die am meisten benutzt gewesen, die sensorische Funktion von neuropathischen Schmerzen Tiere zu untersuchen. Es hat jedoch einige Nachteile, wie subjektive Daten und das Erfordernis der qualifizierten, erfahrenen Experimentator. Bisher haben sich eine Vielzahl von Modifikationen von Frey-Methode verbessert, aber es hat noch ein paar Einschränkungen. Jüngste Berichten zufolge Ganganalyse genaue und objektive Daten von den neuropathischen Tieren produziert. Dieses Protokoll wird veranschaulicht, wie die automatisierten Ganganalyse bestimmen den Grad des neuropathischen Schmerzes bei Mäusen durchführen. Nach einigen Tagen der Akklimatisation durften die Mäuse frei bewegen auf dem Glasboden, Fußabdrücke zu beleuchten. Dann, Quantifizierung der Fußabdrücke und Gang durch video-Clips mit automatischen Analyse verschiedener zu Fuß Parameter, wie z. B. Bereich hinweg Paw print, Schaukel, Winkel der Pfote usw. durchgeführt wurden
Diese Studie dient zur Beschreibung der Methodik der automatisierten Ganganalyse und kurz mit Daten aus dem klassischen sensorischen Test unter Verwendung von Frey Filament vergleichen.

Wir haben die von Frey-Test durchgeführt und Ganganalyse bei CCI Mäusen bis zu 10 Tage nach der Operation CCI automatisiert. Für statistische Analysen Messwiederholungen des zwei-Wege-Varianzanalyse (ANOVA) bestimmt die Gesamtwirkung und Dunnetts Post-hoc- Analyse wurde durchgeführt, um festzustellen, den p-Wert unter den experimentellen Gruppen.
Die in Abbildung 1 dargestellten Ergebnisse ...

Die genaue Beurteilung der Schmerz Antwort in einem neuropathischen Tiermodell ist entscheidend für die Pathophysiologie der Schmerzen Krankheiten erforschen und entwickeln neue Analgetika. Wir präsentieren Ihnen eine sensible und objektive Methode, um die sensorische Funktion des Nagers zu bestimmen, die hinteren durch eine automatisierte Gang-Analyse-System Pfote.

Automatisierte Ganganalyse bei Mäusen mit chronischen Verengung Verletzungen

The von Frey test is a classical method that has been widely used to examine the sensory function of neuropathic pain animals. However, it has some ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die mechanische Allodynie von Mäusen mit einer chronischen Verengungsverletzung mit Hilfe eines automatisierten Ganganalysesystems zu analysieren. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen in der Schmerzforschung zu beantworten, indem sie die sensorische Funktion nach peripheren Nervenverletzungen bei Nagetieren misst. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass das Analysesystem schnell und einfach zu bedienen ist und auch verschiedene Gangparameter automatisch bewertet.Für diese Studie werden männliche ICR-Mäuse mit einem Gewicht von 20 bis 25 Gramm mindestens eine Woche lang unter Standardbedingungen untergebracht. Wählen Sie Mäuse nach ihrem Aussehen und Verhalten aus. Verwenden Sie keine Mäuse, die ein abnormales Aussehen oder Verhalten wie Haarausfall, Narbenbildung und weniger Bewegung zeigen.Sammeln Sie mit den ausgewählten Mäusen ab fünf Tagen vor der Operation täglich automatisierte Gangdaten, um eine Ausgangsmessung durchzuführen. Einen Tag vor der Operation führen Sie den Von-Frey-Test mit einem 1-Gramm-Filament an einer Hinterpfote durch, um eine Ausgangsreaktion zu erhalten. Gleichen Sie die Reaktionen zwischen der Verletzungsgruppe und der Scheingruppe aus.Bringen Sie die Mäuse an jedem Testtag in den Verhaltenstestraum und akklimatisieren Sie die Mäuse mindestens 30 Minuten vor dem Test in ihrem eigenen Käfig. Messen Sie jeden zweiten Tag nach der Operation die mechanische Allodynie mit einem Von-Frey-Test. Legen Sie die Maus in eine saubere, durchsichtige Acrylbox auf einem Metallgitterboden und lassen Sie sie 30 Minuten lang an die Box gewöhnen.Tragen Sie anschließend vorsichtig ein ein Gramm Von Frey Filament auf die Plantaroberfläche der ipsilateralen Hinterpfote auf, bis sich das Filament biegt. Wiederholen Sie dieses Stimulationsmuster 10 Mal und beobachten Sie, ob die Pfoten sich zurückziehen. Warten Sie mindestens 10 Sekunden zwischen den Stimulationen.Erfassen Sie die Anzahl der Abhebungen und bewerten Sie deren Häufigkeit für die Analyse. Führen Sie auch jeden zweiten Tag den Ganganalysetest durch, der im Dunkeln durchgeführt werden muss. Auch hier sollten Sie die Mäuse für mindestens 30 Minuten an den Testraum in ihrem Heimkäfig gewöhnen.Um das Ganganalysegerät einzurichten, gehen Sie zur Softwaresteuerung. Stellen Sie auf der Registerkarte "Setup" die Laufsteglänge auf 30 Zentimeter ein, legen Sie die maximale Laufdauer auf fünf Sekunden und die maximale Laufvariation auf 50 % fest. Wählen Sie als Nächstes eine registrierte Kamera auf der Registerkarte "Setup" des Programmmenüs aus und wählen Sie dann auf der Registerkarte "Erfassen" die Option "Aufnahme öffnen". Klicken Sie nach der Statusmeldung auf die Schaltfläche Hintergrund einrasten, um ein Hintergrundbild des leeren Gehwegs aufzunehmen.Platzieren Sie nun eine Maus auf dem Gehweg und lassen Sie sie 10 Minuten lang an das Gerät gewöhnen. Das Gerät sollte zwischen Mäusen immer mit Alkohol gewaschen werden. Nachdem sich die Maus an das Gerät gewöhnt hat, klicken Sie auf die Schaltfläche "Erfassung starten".Die Aufnahme startet automatisch entsprechend der Bewegung der Maus. Wenn die Maus deutlich über den Laufsteg fährt, klassifiziert das Programm automatisch die konformen Läufe mit einem grünen Symbol. Wenn die Software die Fußabdrücke nicht erkennt, leuchtet ein rotes Symbol auf.Nachdem Sie mindestens fünf konforme Läufe gesammelt haben, wählen Sie auf der Registerkarte "Abrufen" des Programmmenüs die Option "Läufe klassifizieren" aus. Wählen Sie aus, welcher Lauf analysiert werden soll, und klicken Sie auf die Schaltfläche Automatisch klassifizieren. Die Ergebnisse werden automatisch gespeichert.Um die Ergebnisse anzuzeigen, klicken Sie im Menü "Analysieren" auf "Laufstatistik anzeigen". Der Von-Frey-Test und die automatisierte Ganganalyse wurden verwendet, um Mäuse zu beurteilen, die sich an 10 aufeinanderfolgenden Tagen nach der Operation der CCI-Operation unterzogen hatten. Die Häufigkeit des Pfotenentzugs nahm zwei Tage nach der Operation zu und hielt 10 Tage an.Dieser Effekt konnte durch tägliche postoperative Injektionen von Gabapentin deutlich reduziert werden. Mit Hilfe der Ganganalyse-Software konnte die Größe der linken und rechten Hinterpfotenabdrücke verglichen werden. Normalerweise sind die Flächen gleich, was durch einen Wert von 50% angezeigt wird.Die CCI-Operation hatte einen signifikanten Einfluss auf den Pfotenabdruck, und dieser Effekt konnte mit Gabapentin signifikant reduziert werden. Die Ganganalyse-Software ist auch in der Lage, die Veränderung der Einzelstanddauer zu erfassen, wenn die Maus nur auf einer Hinterpfote lastet. Dies wird berechnet und als prozentuale Veränderung dargestellt.Diese Metrik zeigt den gleichen Effekt für die CCI-Operation und die Gabapentin-Behandlungen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie automatisierte Ganganalysesysteme bedient und analysiert werden, um die Pathophysiologie von neuropathischen Schmerzen in Tiermodellen wie chronischen Verengungsverletzungen zu untersuchen.

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Kinematische Ganganalyse in der Sagittalebene liefert präzise Informationen über wie Bewegung ausgeführt wird. Wir beschreiben die Anwendung dieser Techniken, Gang Defizite für Mäuse ausgesetzt Autoimmun-vermittelter Demyelinisierung zu identifizieren. Diese Methoden können auch verwendet werden, Gang Defizite für andere Maus-Modellen mit eingeschränkter Fortbewegung zu charakterisieren.

Sagittalebene kinematische Ganganalyse bei C57BL/6 Mäusen unterworfen MOG35-55 induzierte experimentelle Autoimmune Enzephalomyelitis

In dieser Studie zeigen wir Ihnen die Nutzung der kinematischen Ganganalyse anhand der ventralen Flugzeug imaging zu überwachen, die subtilen Veränderungen in motorische Koordination sowie das Fortschreiten der Neurodegeneration mit zunehmendem Alter in Maus-Modellen (z. B. Endophilin mutant Mauslinien).

Ganganalyse altersabhängigen motorische Beeinträchtigungen bei Mäusen mit neurodegenerativen Erkrankungen

Hier wird ein Protokoll zur Erfassung und Analyse dreidimensionaler Kinematik entolierter Vierbeiner bei Nagetieren für präklinische Studien vorgestellt.

3D Kinematic Gait Analysis for Preclinical Studies in Rodents

Die Footprint-Analyse ist eine kostengünstige Alternative zu digitalisierten Ganganalyseprogrammen für Forscher, die Bewegungsanomalien bei Mäusen quantifizieren. Aufgrund seiner Geschwindigkeit, Einfachheit und Längspotenzial, Es ist ideal für Verhaltens-Phänotypisierung von Mausmodellen.

Low-Cost Gait Analyse für Verhaltens-Phänotypisierung von Maus-Modellen von neuromuskulären Erkrankungen

Die automatisierte Ganganalyse ist ein praktikables Werkzeug zur Bewertung der funktionellen Erholung in Nagetiermodellen von peripheren Nervenverletzungen und Rückenmarksprellungen. Während es nur ein Setup erfordert, um die Funktion des Bewegungsapparates in verschiedenen experimentellen Modellen zu bewerten, ist eine sorgfältige Hard- und Software-Anpassung und Das Training der Tiere sehr wichtig.

Automatisierte Gait-Analyse zur Beurteilung der funktionellen Erholung bei Nagetieren mit peripheren Nerven- oder Rückenmarkskontitionsverletzungen

Wir stellen ein Protokoll zur Beurteilung des motorischen Verhaltens über eine Verhaltenstestbatterie bei Ratten nach Ischiasnervenquetschverletzung zur Verfügung.

Multifaktorielle Beurteilung des motorischen Verhaltens bei Ratten nach einseitiger Ischiasnervenquetschverletzung

Das vorliegende Protokoll beschreibt die dreidimensionale Bewegungsverfolgung/-auswertung zur Darstellung der Veränderung der Gangbewegung von Ratten nach Exposition gegenüber einer simulierten Nichtverwendungsumgebung.

Umfassendes Verständnis der inaktivitätsinduzierten Gangveränderung bei Nagetieren

Es wird eine experimentelle Pipeline zur quantitativen Beschreibung des Bewegungsmusters von frei gehenden Mäusen mit der MouseWalker (MW) Toolbox bereitgestellt, die von ersten Videoaufnahmen und Tracking bis hin zur Analyse nach der Quantifizierung reicht. Ein Modell für Rückenmarksprellungen bei Mäusen wird verwendet, um die Nützlichkeit des MW-Systems zu demonstrieren.

Verwendung des MouseWalkers zur Quantifizierung der Dysfunktion des Bewegungsapparates in einem Mausmodell für Rückenmarksverletzungen

Dieses Protokoll etabliert eine kinematische Bewertungspipeline für Ratten-Hintergliedmaßen mittels eines markerlosen Laufbandtests mit Deep-Learning-gesteuerter Auto-Labeling, die eine reproduzierbare Bewegungsquantifizierung ermöglicht.

Tiefenlernen-basiertes Mehrgelenk-Synchrontracking zur objektiven Quantifizierung der Hintergliedmaßen-Lokomotor-Kinematik bei Ratten

Wir haben ein Computer-Programm, um neuronale Morphologie Analyse entwickelt. In Kombination mit zwei bestehenden Open-Source-Analyse-Tools, führt unser Programm Sholl Analyse und bestimmt die Anzahl der Neuriten, Verzweigungspunkte, und Neuriten Tipps. Die Analysen werden, so dass lokale Änderungen in Neuriten Morphologie beobachtet werden durchgeführt.

Automatisierte Sholl Analyse digitalisierter neuronale Morphologie bei Multiple Scales

Erfahren Sie die automatisierte Ganganalyse bei Mäusen mit chronischer Nervenverletzung zur objektiven Bewertung neuropathischer Schmerzreaktionen. Diese Methode erfasst subtile Veränderungen der Sensibilität und motorischen Funktion präzise.

Automatisierte Ganganalyse bei Mäusen mit chronischen Verengung Verletzungen

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