Name: PET und MRT geführte Bestrahlung von einem Glioblastom Rattenmodell mit einer Mikro-Moorpackung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-12-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 48 s
Description: Erfahren Sie die bildgeführte konformale Bestrahlung von Glioblastomen im Rattenmodell mittels PET- und MRT-gestützter Mikrobestrahlung. Diese Methode ermöglicht präzise Tumorzielung für verbesserte präklinische Strahlentherapie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren möchten Stichting Luka Hemelaere und Soroptimist International für die Unterstützung dieser Arbeit danken.

Die Studie wurde von der Ethikkommission für Tierversuche (ECD 09/23 und ECD 12/28) genehmigt. Alle kommerziellen Details finden in Tabelle der Materialien.
(1) F98 GB Rattenmodell Zelle
<ol>
	<li>Kulturzellen Sie die F98 GB, ATCC, erwarb Monolagen mit Dulbeccos modifizierten Eagle Medium, 10 % Kälberserum, 1 % Penicillin, Streptomycin 1 %, 1 % L-Glutamin und 0,1 % Amphotericin B, und legen Sie in eine CO2 -Inkubator (5 % CO2 und 37 ° C).</li>
	<li>Die Gliom Zellen im Gehirn von Frau Fischer F344 Ratten (Körpergewicht 170 g) zu impfen.<ol>
		<li>Nutzen Sie sterile Instrumente und tragen Sie sterile Handschuhe zu, zu allen Zeiten.</li>
		<li>Die Ratten durch die Injektion einer Mischungaus aus 74 mg/kg Ketamin und 11 mg/kg Xylazin Intrapertioneally (IP) mit einer Insulin-Spritzen (1 mL, 29 G) zu betäuben. Bestätigen Sie die Anesthetization durch das Fehlen der Reaktion auf den Entzug Reflex der Extremität. Die Ratten in einem stereotaktischen Gerät mit Befestigungspunkten für Nase und Ohren zu immobilisieren. Ort ein Carbomer Auge gel, um Trockenheit der Augen während der Narkose zu verhindern.</li>
		<li>Rasieren Sie die Ratte aus Augenhöhe an der Rückseite des Schädels zu und desinfizieren Sie die Haut mit Povidon-Jod.</li>
		<li>Setzen Sie des Schädels durch eine Mittellinie Kopfhaut Schnitt von 2 cm aus, und ein 1 mm Loch (Diamantbohrer) 2 mm Posterior und 2,5 mm seitliche zu Bregma in der rechten frontalen Hemisphäre.</li>
		<li>Hierbei geführte Insulin Nadel (29 G) und 5 µL Zellsuspension (20.000 F98 GB Zellen) 3 mm tief, mit einer Microsyringe Pumpe Controller zu injizieren (Einstellungen: Spritzen (I50), 1 nL/s (001 SDN) zu bewerten).</li>
		<li>Zurückziehen Sie die Spritze langsam, und schließen Sie den Schnitt mit Knochen Wachs. Naht der Haut und mit Povidon-Jod desinfizieren.</li>
		<li>Die Körpertemperatur der Tiere nach der Operation mit einer roten Lampe zu stabilisieren. Überwachen Sie das Erwachen der Ratte, bis es ausreichend Bewusstsein zur Aufrechterhaltung der sternalen liegen wiedererlangt hat. Das Tier nicht in die Gesellschaft anderer Tiere bis vollständig erholt zurück. Halten Sie alle Tiere unter ökologisch kontrollierten Bedingungen (12 h normal hell/dunkel-Zyklen, 20-24 ° C und 40-70 % Relative Luftfeuchtigkeit) mit Nahrung und Wasser Ad Libitum. Achten Sie darauf, die Tiere aufmerksam zu verfolgen, durch die Überwachung ihres Körpergewichts, Essen, Wasseraufnahme, und ihre Aktivität und normales Verhalten. Verwenden Sie eine tödliche Dosis Pentobarbital-Natrium, die Tiere (160 mg/kg) einzuschläfern, wenn ein Rückgang von 20 % des Körpergewichts beobachtet wird oder wenn das normale Verhalten (z. B.mangelnde Pflege) stark verschlechtert.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Bestätigung des Tumorwachstums
Hinweis: Bewerten Sie Tumor Wachstum 8 Tage nach Impfung mit T2-gewichteten MRT, dynamischen Kontrast-verstärkte MRI (DCE-MRT) und T1-gewichteten MRT Kontrast verstärkt. Wenn der Tumor eine Größe von 2,5 x 2,5 x 2,5 mm3erreicht, wählen Sie die Ratte für die Therapie.
<ol>
	<li>Schließen Sie zuerst eine 30 G-Nadel, ein 60 cm langes Rohr, die intravenös in die seitlichen Schweif Vene gelegt wird. Die Ratten durch ein Prüfkopf mit 2 % Isofluran gemischt mit Sauerstoff (0,3 L/min) zu betäuben. Anesthetization zu bestätigen, wenn die Ratten auf den Rückzug Reflex des Gliedes nicht ansprechen. Decken Sie die Ratten mit einer beheizten Decke und legen Sie sie in das MRI-Bett. Verwenden Sie eine Carbomer-Augen-Gel, um Trockenheit zu verhindern.</li>
	<li>Stellen Sie das Bett in die Halterung mit einem festen Ratte Gehirn Oberfläche Spule und positionieren Sie das Bett in einer 72 mm Ratte Ganzkörper Sender Spule.</li>
	<li>Führen Sie einen Localizer-Scan, gefolgt von einer T2-gewichtete Spin-Echo-Scan Tumorwachstum zu beurteilen. T2-MRT-Sequenz Details: TR/TE 3661/37,1 ms, 109 µm isotrop in der Ebene Auflösung, Slice Dicke 600 µm, 4 Mittelwerte, TA 9 min 45 s.</li>
	<li>Tumor auf die T2-gewichtete Übernahme bestätigt ist, injizieren Gadolinium-haltigen Kontrastmittel in die intravenös platzierten Röhre (MRT-Kontrastmittel; 0,4 mL/kg) 30 s nach dem Start der DCE-MRI-Übernahme. DCE-MRI zu erwerben, während 12 min mit einem schnell-Low-Winkel (FLASH) Sequenz in eine einzige Scheibe (1 mm Schnittstärke) gedreht. Verwenden Sie eine in-Plane-Ortsauflösung von (312 µm2) und einer zeitlichen Auflösung von 1,34 s.</li>
	<li>Die Bild-Sequenz-Analyse-Tool wählen Sie aus einer Region of Interest (ROI) innerhalb der vermuteten Tumorregion um die Signalintensität im Laufe der Zeit zu zeichnen. Anschließend analysieren Sie die resultierende DCE Kurvenform bestätigen das Vorhandensein von Glioblastom (Abbildung 3).</li>
	<li>Zu guter Letzt erwerben Sie eine Kontrast-verstärkte T1-gewichtete Spin-Echo-Sequenz. T1-MRT-Sequenz Details: TR/TE 1539/9,7 ms, 117 µm isotrop in der Ebene Auflösung, Slice Dicke 600 µm, 3 Durchschnitte, TA 4 min 15 S. typischen Kontrast verstärkt T1-gewichteten MRT-Bilder sind in Abbildung 2dargestellt.</li>
	<li>Nach Abschluss der T1-gewichteten Sequenz, kann das Tier unter kontinuierlicher Aufsicht Aufwachen bis es volle Bewusstsein wiedergewinnt.</li>
</ol>
(3) Multimodalität Bildgebung für die Zielauswahl Volumen
Hinweis: MRT-geführte 3D durchführen können konformalen Bestrahlung der Ratte F98 GB Modell mit PET-geführte Teilvolumen Steigerung, 3 bildgebende Modalitäten müssen durchgeführt werden. Erstens die Radiotracer zu injizieren und führen Sie dann MRT während Tracer Aufnahme, anschließend führen Sie eine statische PET-Akquisition und eine Behandlungsplanung CT.
<ol>
	<li>Die Tiere mit einem Prüfkopf mit 2 % Isofluran gemischt mit Sauerstoff (0,3 L/min) zu betäuben. Anesthetization zu bestätigen, wenn die Ratten auf den Rückzug Reflex des Gliedes nicht ansprechen. Verwenden Sie ein Augengel Carbomer Trockenheit während der Narkose zu verhindern.</li>
	<li>Legen Sie einen Katheter (26 G) in die Vene der Schweif, die Injektion von 37 MBq von PET radioaktiver Tracer in 200 µL Kochsalzlösung aufgelöst. Spritzen Sie 18F-FET oder 18F-FAZA, 30 min oder 2 h vor PET Erwerb bzw..</li>
	<li>MRT-Kontrastmittel (0,4 mL/kg) intravenös in der Rute Ader mit dem Katheter 15 min vor PET Erwerb zu injizieren.</li>
	<li>Die Ratten auf eine hauseigene Multimodalität Bett gemacht und mit Haken und Ösen Verschlüsse, Aufrechterhaltung einer festen Position während der Bildgebung und Mikro-Bestrahlung (Abbildung 1).</li>
	<li>Beheben Sie drei Multimodalität Marker (Kapillaren mit Wasser gefüllt), unterhalb, oberhalb und auf der rechten Seite des Schädels. Legen Sie die Ratte immer noch fixiert auf dem Bett Multimodalität, im tierischen Halter von der MRI-Scanner, beheben Sie die Ratte Gehirn Oberfläche Spule zu und positionieren Sie dieses Set-up in einer 72 mm Ratte Ganzkörper-Sender Spule. Führen Sie einen Localizer-Scan, gefolgt von einem Kontrast-verstärkte T1-gewichtete Spin-Echo-Sequenz.</li>
	<li>Transportieren Sie das Tier um ein 18F-FET oder 18F-FAZA PET Erwerb durchzuführen. Erwerben Sie einen 30 min statische PET-Scan in List-Modus. Scan sollte entweder 30 min. nach Injektion 18F-FET oder 2 h nach 18F-FAZA Injektion erworben.</li></ol>Alle PET-Scans in einer 200 × 200 × 64 Matrix durch eine 2D maximale Wahrscheinlichkeit Erwartung Maximierung (MLEM) Algorithmus mit 60 Iterationen und einer Voxel-Größe von 0,5 × 0,5 × 1,157 mm zu rekonstruieren.
	<li>Legen Sie das Tier immer noch fixiert auf dem Bett Multimodalität, auf einem Kunststoffhalter auf der vier-Achsen Roboter Positionierung Tabelle der Mikro-Brutapparat befestigt. Führen Sie einen hochauflösenden Behandlung Planung CT Scan mit einem Aluminium-Filter von 1 mm und eine 20 x 20 cm (1.024 x 1.024 Pixel) amorphen Si Flachdetektor. Rekonstruieren die CT-Bilder mit einer isotropen Voxel-Größe von 0,2 mm. Fix die Röhrenspannung und Rohr zurzeit 70 kV und 0,4 mA, beziehungsweise. Insgesamt 360 Projektionen über 360° zu erwerben.</li>

(4) RT Behandlungsplanung
<ol>
	<li>Verwenden Sie die präklinische Behandlung Planungssystem (PCTPS) für die Behandlungsplanung. Importieren Sie die Planung CT in der PCTPS und manuell segment dieser CT-Bild in drei verschiedenen Gewebe-Klassen: Knochen, weiches Gewebe und Luft. Diese manuelle Segmentierung basiert auf drei verschiedene grau-Wertgrenzen definieren, auf die Planung CT. Diese manuell ausgewählten grau-Wertgrenzen sollte gewählt werden, so dass Luft in das Gehirn fehlt und dass dicke Knochen des Schädels ungleich Null ist. Sobald diese Schwellenwerte definiert sind, werden von der PCTPS für Knochen, weiches Gewebe und Luft (Abbildung 4) Materialdichten zugewiesen.</li>
	<li>Wenn nur MRI Anleitung benötigt wird, laden Sie die MRT-Untersuchung und Co mit der Planung CT mit Hilfe der PCTPS registrieren.<ol>
		<li>Verwendung starrer Körper Transformationen (drei Translationen und drei Rotationen), die Multimodalität Marker und der Schädel. Durch die Überlagerung der erhöhte Signalintensität des Schädels auf CT mit schwarzen Signal im MRT, eine präzise Mischung kann erreicht (Abbildung 5).</li>
		<li>Wählen Sie das Ziel für die Bestrahlung in der Mitte des Kontrast steigernde Tumors im T1-gewichteten MRT, siehe Abbildung 6 und Abbildung 7.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wenn zusätzliche Angaben zum Tier enthalten sein muss, gehören Sie eine CT/MRT/PET-Co-Registrierung mit der biomedizinischen Bild Quantifizierung Software (BIQS).<ol>
		<li>Verwenden Sie die Konturierung Werkzeug in der BIQS PET/MRT-Bild-Fusion (Abbildung 8) zu erreichen. Nach Co-Registrierung, wählen Sie das Ziel in der Mitte der erhöhte PET-Tracer-Aufnahme in die BIQS (Abbildung 9) und geben Sie die Koordinaten manuell in der PCTPS die folgenden Transformationen zu verwenden: X → -X, Y → Z und Z → -Y.</li>
		<li>Wählen Sie die verordnete Dosis, Anzahl der Bögen, Bogen Position, Drehbereich der Bögen und der Kollimator Größe (Abbildung 10).</li>
		<li>Für MRT-geführte RT, verwenden Sie die folgenden Einstellungen: eine Dosis von 20 Gy, 3 Bögen am Sofa Winkel-45 °, 0 ° und 45° mit Bogen Rotationen von 120 ° und einem Kollimator Größe von 5 x 5 mm positioniert.</li>
		<li>Für PET-MRT-geführte RT, verwenden Sie die folgenden Einstellungen: eine Dosis von 20 Gy mit 3 Bögen und ein 5 x 5 mm Kollimator und zusätzlich 5 Gy für Teilvolumen Steigerung mit 3 nicht-koplanare Bögen und ein 1 x 1 mm Kollimator. Wählen Sie eine Drehung von 120° für alle Bögen beim Ändern der Position von der Couch (-45 °, 0 ° c und 45 °).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Berechnen Sie die Dosisverteilung innerhalb des Tieres und die Strahlparameter Lieferung, die verordnete Dosis an das Ziel mit der PCTPS zu liefern. Testen Sie vor der eigentlichen Bestrahlung die Arc-Drehungen an den verschiedenen Couch Positionen um Kollision während der Bestrahlung zu verhindern.</li>
	<li>Für die eigentliche Bestrahlung Kupfer 0,15 mm Filter auswählen, stellen Sie die Röntgen-Spannung auf 220 kV, legen Sie die x-ray aktuelle 13 mA und Position die richtige Kollimator an der Füllstelle. Führen Sie die RT durch die geeignete Strahlparameter Lieferung von der PCTPS auf der Mikro-Brutapparat übertragen.</li>
	<li>Während dieser Verfahren wird die Ratte kontinuierliche Isoflurane Narkose gehalten (2 % Isofluran, mit Sauerstoff gemischt 0,3 L/min). Nach der Hinrichtung des letzten Bogens kann das Tier unter kontinuierlicher Aufsicht Aufwachen bis es das volle Bewusstsein wiedererlangt.</li>
</ol>
(5) Dosis Volumen Histogramme (DVHs)
Hinweis: Um die tatsächliche Dosis geliefert, das Zielvolumen Tumor und die umgebenden normalen Hirngewebe zu vergleichen, DVHs berechnen.
<ol>
	<li>Zeichnen Sie ein Volumen-of-Interest (VOI) rund um den Tumor und das normale Gehirn auf die T1-gewichteten Kontrast verstärkt MRT-Bilder zu berechnen Sie die Mittelwert, maximale und minimale Dosis (Abbildung 11).</li>
	<li>Als Ersatz für die maximalen, Mittelwert und minimale Dosis an das Tumorvolumen und der normalen Gewebe Hirnvolumen berechnen Sie die D2, D50und D90. D steht für die Dosis erhielt von X % des Volumens, gekennzeichnet durch den Index und der daraus resultierenden DVH abgeleitet werden können.</li>
</ol>
(6) TMZ und Sham Chemotherapie
<ol>
	<li>Die Behandlung des Glioblastoms bei Patienten zu imitieren, begleitende Chemotherapie mit IP-Injektionen von 29 mg/kg TMZ verwalten aufgelöst in Kochsalzlösung mit 25 % Dimethylsulfoxide (DMSO) einmal täglich für 5 Tage ab dem Tag der Bestrahlung24, 25. Verwendung 1 mL, 29 G Insulin Spritze nach Injektion zu verabreichen.</li>
	<li>Verwalten Sie für die Kontrollgruppe Einspritzung aus Schritt 6.1 ohne TMZ.</li>
</ol>

<ol><li>Stupp, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Promising+survival+for+patients+with+newly+diagnosed+glioblastoma+multiforme+treated+with+concomitant+radiation+plus+temozolomide+followed+by+adjuvant+temozolomide%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Oncol%22%5BJournal%5D)">Promising survival for patients with newly diagnosed glioblastoma multiforme treated with concomitant radiation plus temozolomide followed by adjuvant temozolomide.</a> J Clin Oncol. 20 (5), 1375-1382 (2002).</li>
<li>Dhermain, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiotherapy+of+high-grade+gliomas%3A+current+standards+and+new+concepts%2C+innovations+in+imaging+and+radiotherapy%2C+and+new+therapeutic+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Chin+J+Cancer%22%5BJournal%5D)">Radiotherapy of high-grade gliomas: current standards and new concepts, innovations in imaging and radiotherapy, and new therapeutic approaches.</a> Chin J Cancer. 33 (1), 16-24 (2014).</li>
<li>Ahmed, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Malignant+gliomas%3A+current+perspectives+in+diagnosis%2C+treatment%2C+and+early+response+assessment+using+advanced+quantitative+imaging+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Manag+Res%22%5BJournal%5D)">Malignant gliomas: current perspectives in diagnosis, treatment, and early response assessment using advanced quantitative imaging methods.</a> Cancer Manag Res. 6, 149-170 (2014).</li>
<li>Verhaegen, F., Granton, P., Tryggestad, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+radiotherapy+research+platforms%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Small animal radiotherapy research platforms.</a> Phys Med Biol. 56 (12), R55-R83 (2011).</li>
<li>Kinsella, T. J., Vielhuber, K. A., Kunugi, K. A., Schupp, J., Davis, T. W., Sands, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+toxicity+and+efficacy+study+of+a+14-day+schedule+of+oral+5-iodo-2-pyrimidinone-2-deoxyribose+as+a+prodrug+for+5-iodo-2-deoxyuridine+radiosensitization+in+U251+human+glioblastoma+xenografts%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Preclinical toxicity and efficacy study of a 14-day schedule of oral 5-iodo-2-pyrimidinone-2-deoxyribose as a prodrug for 5-iodo-2-deoxyuridine radiosensitization in U251 human glioblastoma xenografts.</a> Clin Cancer Res. 6 (4), 1468-1475 (2000).</li>
<li>Vellimana, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+of+paclitaxel+thermal+gel+depot+with+temozolomide+and+radiotherapy+significantly+prolongs+survival+in+an+experimental+rodent+glioma+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">Combination of paclitaxel thermal gel depot with temozolomide and radiotherapy significantly prolongs survival in an experimental rodent glioma model.</a> J Neurooncol. 111 (3), 229-236 (2012).</li>
<li>Kioi, M., Vogel, H., Schultz, G., Hoffman, R. M., Harsh, G. R., Brown, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+vasculogenesis%2C+but+not+angiogenesis%2C+prevents+the+recurrence+of+glioblastoma+after+irradiation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Inhibition of vasculogenesis, but not angiogenesis, prevents the recurrence of glioblastoma after irradiation in mice.</a> J Clin Invest. 120 (3), 694-705 (2010).</li>
<li>Vinchon-Petit, S., Jarnet, D., Jadaud, E., Feuvret, L., Garcion, E., Menei, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((External+irradiation+models+for+intracranial+9L+glioma+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">External irradiation models for intracranial 9L glioma studies.</a> J Exp Clin Cancer Res. 29, 142(2010).</li>
<li>Yang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convection+enhanced+delivery+of+carboplatin+in+combination+with+radiotherapy+for+treatment+of+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">Convection enhanced delivery of carboplatin in combination with radiotherapy for treatment of brain tumors.</a> J Neurooncol. 101 (3), 379-390 (2011).</li>
<li>Rousseau, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+of+intracerebral+delivery+of+cisplatin+in+combination+with+photon+irradiation+for+treatment+of+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">Efficacy of intracerebral delivery of cisplatin in combination with photon irradiation for treatment of brain tumors.</a> J Neurooncol. 98 (3), 287-295 (2010).</li>
<li>Baumann, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+integrated+method+for+reproducible+and+accurate+image-guided+stereotactic+cranial+irradiation+of+brain+tumors+using+the+small+animal+radiation+research+platform%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Oncol%22%5BJournal%5D)">An integrated method for reproducible and accurate image-guided stereotactic cranial irradiation of brain tumors using the small animal radiation research platform.</a> Transl Oncol. 5 (4), 230-237 (2012).</li>
<li>Grosu, A. -L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implications+of+IMT-SPECT+for+postoperative+radiotherapy+planning+in+patients+with+gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Radiat+Oncol+Biol+Phys%22%5BJournal%5D)">Implications of IMT-SPECT for postoperative radiotherapy planning in patients with gliomas.</a> Int J Radiat Oncol Biol Phys. 54 (3), 842-854 (2002).</li>
<li>Butterworth, K. T., Prise, K. M., Verhaegen, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+image-guided+radiotherapy%3A+Status%2C+considerations+and+potential+for+translational+impact%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">Small animal image-guided radiotherapy: Status, considerations and potential for translational impact.</a> Br J Radiol. 88 (1045), 4-6 (2015).</li>
<li>Aird, E. G. A., Conway, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CT+simulation+for+radiotherapy+treatment+planning%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">CT simulation for radiotherapy treatment planning.</a> Br J Radiol. 75 (900), 937-949 (2002).</li>
<li>Baker, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localization%3A+Conventional+and+CT+simulation%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Radiol.+79+%28Spec+No+1%29%22%5BJournal%5D)">Localization: Conventional and CT simulation.</a> Br J Radiol. 79 (Spec No 1). , S36-S49 (2006).</li>
<li>Corroyer-Dumont, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MRI-guided+radiotherapy+of+the+SK-N-SH+neuroblastoma+xenograft+model+using+a+small+animal+radiation+research+platform%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">MRI-guided radiotherapy of the SK-N-SH neuroblastoma xenograft model using a small animal radiation research platform.</a> Br J Radiol. 90 (1069), 20160427(2017).</li>
<li>Bolcaen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MRI-guided+3D+conformal+arc+micro-irradiation+of+a+F98+glioblastoma+rat+model+using+the+Small+Animal+Radiation+Research+Platform+%28SARRP%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">MRI-guided 3D conformal arc micro-irradiation of a F98 glioblastoma rat model using the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP).</a> J Neurooncol. 120 (2), 257-266 (2014).</li>
<li>Niyazi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FET-PET+for+malignant+glioma+treatment+planning%5BTitle%5D)+AND+%22Radiother+Oncol%22%5BJournal%5D)">FET-PET for malignant glioma treatment planning.</a> Radiother Oncol. 99 (1), 44-48 (2011).</li>
<li>Grosu, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+experience+with+I-123-alpha-methyl-tyrosine+SPECT+in+the+3-D+radiation+treatment+planning+of+brain+gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Radiat+Oncol+Biol+Phys%22%5BJournal%5D)">First experience with I-123-alpha-methyl-tyrosine SPECT in the 3-D radiation treatment planning of brain gliomas.</a> Int J Radiat Oncol Biol Phys. 47 (2), 517-526 (2000).</li>
<li>Ling, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+multidimensional+radiotherapy+%28MD-CRT%29%3Abiological+imaging+and+biological+conformality%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Radiat+Oncol+Biol+Phys%22%5BJournal%5D)">Towards multidimensional radiotherapy (MD-CRT):biological imaging and biological conformality.</a> Int J Radiat Oncol Biol Phys. 47 (3), 551-560 (2000).</li>
<li>Wahl, R. L., Jacene, H., Kasamon, Y., Lodge, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+RECIST+to+PERCIST%3A+Evolving+Considerations+for+PET+response+criteria+in+solid+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Nucl+Med%22%5BJournal%5D)">From RECIST to PERCIST: Evolving Considerations for PET response criteria in solid tumors.</a> J Nucl Med. 50 Suppl 1. (5), 122S-150S (2009).</li>
<li>Daisne, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+volume+in+pharyngolaryngeal+squamous+cell+carcinoma%3A+comparison+at+CT%2C+MR+imaging%2C+and+FDG+PET+and+validation+with+surgical+specimen%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Tumor volume in pharyngolaryngeal squamous cell carcinoma: comparison at CT, MR imaging, and FDG PET and validation with surgical specimen.</a> Radiology. 233 (1), 93-100 (2004).</li>
<li>Grosu, A. -L., Weber, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PET+for+radiation+treatment+planning+of+brain+tumours%5BTitle%5D)+AND+%22Radiother+Oncol%22%5BJournal%5D)">PET for radiation treatment planning of brain tumours.</a> Radiother Oncol. 96 (3), Elsevier Ireland Ltd. 325-327 (2010).</li>
<li>Banissi, C., Ghiringhelli, F., Chen, L., Carpentier, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treg+depletion+with+a+low-dose+metronomic+temozolomide+regimen+in+a+rat+glioma+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Immunol+Immunother%22%5BJournal%5D)">Treg depletion with a low-dose metronomic temozolomide regimen in a rat glioma model.</a> Cancer Immunol Immunother. 58, 1627-1634 (2009).</li>
<li>Robinson, C. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+alternative+temozolomide+schedules+on+glioblastoma+O%286%29-methylguanine-DNA+methyltransferase+activity+and+survival%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Cancer%22%5BJournal%5D)">Effect of alternative temozolomide schedules on glioblastoma O(6)-methylguanine-DNA methyltransferase activity and survival.</a> Br J Cancer. 103, 498-504 (2010).</li>
<li>España, S., Marcinkowski, R., Keereman, V., Vandenberghe, S., Van Holen, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DigiPET%3A+sub-millimeter+spatial+resolution+small-animal+PET+imaging+using+thin+monolithic+scintillators%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">DigiPET: sub-millimeter spatial resolution small-animal PET imaging using thin monolithic scintillators.</a> Phys Med Biol. 59 (13), 3405(2014).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenlegen

Um genaue Bestrahlung des Ziels Glioblastom Tumor im Rattengehirn zu erreichen, reichte die Mikro-Brutapparat on-Board-CT-Führung nicht aus. Hirntumoren sind aufgrund unzureichender Weichgewebe Kontrast, kaum sichtbar, auch wenn Kontrastverstärkung verwendet werden würde. Als solche muss MRI aufgenommen werden, um eine präzisere Bestrahlung zu ermöglichen. Mit einem sequentiellen Herr Erwerb auf einem 7 T-System und eine CT-Übernahme auf der Mikro-Brutapparat waren wir in der Lage, gezielt die Dosis auf den Kontrast stei...

Hochwertige Gliom ist die häufigste und aggressivste bösartigen Hirntumor bei Erwachsenen mit eine mediane Überlebenszeit von 1 Jahr trotz aktuellen Behandlungsmethoden. Die Standardtherapie umfasst maximal chirurgische Resektion, gefolgt von kombinierten externen Strahl Strahlentherapie (RT) und Temozolomid (TMZ), gefolgt von Wartung TMZ1,2,3. Seit der Einführung von TMZ nun mehr als 15 Jahren wurden keine nennenswerten Verbesserungen bei der Behandlung dieser Tumoren. Daher die Umsetzung neuer therapeutischer Strategien ist dringend notwendig aber sollte zuerst in kleine Tier Krebs-Therapie-Modelle (vor allem Mäuse und Ratten) untersucht werden. Tumor-tragenden Nager-Modelle können verwendet werden, zu untersuchen, die Wirksamkeit von neuen und komplexen Strahlung Protokolle, eventuell in Kombination mit anderen (neuen) Behandlungsmitteln, um Strahlung Antwort bewerten oder Radio-Schutz-Agents zu untersuchen. Ein großer Vorteil der präklinischen Strahlenforschung ist die Fähigkeit, unter kontrollierten experimentellen Bedingungen mit großer Kohorten beschleunigte Daten Ausbeute durch die kürzeren Laufzeiten von Nagetieren zu arbeiten. Die präklinische Ergebnisse sollten dann in einer klinischen Studie in einer viel schneller und effizienter Weise als in der aktuellen Praxis4übersetzt werden.
Kleine tierische Strahlung Experimente in den letzten Jahrzehnten in der Regel mit festen Strahlung Quellen5,6,7, z.B., 137erreicht wurden Cs und 60Co, Isotope, oder linear Beschleuniger für menschliche klinische Anwendung, Anwendung einer einzigen Strahlungsfeld mit MV Röntgenstrahlen6,8,9,10,11vorgesehen. Allerdings erreichen diese Geräte nicht Sub-Millimeter Präzision, die für Kleintiere12erforderlich ist. Darüber hinaus haben MV Röntgenstrahlen Eigenschaften ungeeignet für die Bestrahlung von kleiner Objekten, wie z. B. ein Dosis Aufbau an der Grenzfläche Luft-Gewebe in der Region Eingang des Balkens mit einem Umfang in der Reihenfolge des Tieres Größe selbst4,6 ,8,9,10,11. Letzteres macht es ziemlich schwierig, eine einheitliche Dosis auf einen Tumor zu liefern, unter Schonung der umgebenden normalen Gehirn Gewebe4,8,9,10,11. Daher ist es unklar, welche Maße aktuellen tierexperimentellen Studien noch für moderne RT Praxis12relevant sind. In diesem Zusammenhang neu entwickelte dreidimensionale (3D) konforme kleine tierische Mikro-Bestrahlungsgeräte sind viel versprechend, um die technologische Kluft zwischen fortgeschrittenen 3D bildgebende RT Techniken, wie z. B. Intensität-modulierte Strahlentherapie (IMRT) oder winkeltreue Bögen verwendet bei Mensch und aktuelle kleine Tier Bestrahlung4,13. Diese Plattformen machen Gebrauch von einer Kilovoltage (kV) Röntgenquelle, scharfe Penumbras einzuholen und Dosis zu vermeiden. Diese Plattformen umfassen eine computergesteuerte Bühne für Tier Positionierung, ein kV Röntgenquelle für Bildgebung und Strahlentherapie, eine rotierende Gantry Montage erlauben Strahlung Anlieferung aus verschiedenen Blickwinkeln und ein Kollimator System, den Strahl zu gestalten 4. im Jahr 2011 wurde eine Mikro-Brutapparat in der präklinischen imaging Labor der Universität Gent (Abbildung 1) installiert. Dieses System ist vergleichbar mit modernen menschlichen Strahlentherapie-Praxis und ermöglicht eine Vielzahl von präklinischen Experimenten, wie die Synergie von Strahlung mit anderen Therapien, komplexe Strahlung Systeme und bildgebende Sub Ziel Boost Studien.
Behandlungsplanung auf diese Mikro-Bestrahlungsgeräte basiert auf CT, die menschlichen Planung Systeme14,15entspricht. Für CT-Bildgebung ist ein on-Board-Röntgen-Detektor in Kombination mit der gleichen kV Röntgenröhre verwendet, während der Behandlung verwendet wird. CT-Aufnahmen wird verwendet, da es eine genaue Positionierung der Tiere ermöglicht und Informationen, die für einzelne Strahlung Dosis Berechnungen über Segmentierung bietet. Jedoch können nicht aufgrund der niedrigen Weichgewebe Kontrast in CT imaging, Tumoren im Gehirn von Kleintieren, wie hochwertige Gliom, leicht abgegrenzt werden. Die Einbeziehung der multimodale Bildgebung ist daher notwendig für eine präzise Ziel-Volume-Abgrenzung. Im Vergleich zum CT, bietet MRI in beträchtlichem Ausmaß überlegen Weichgewebe Kontrast. Dies macht es viel einfacher, Läsion Grenzen zu visualisieren, die dazu führt, eine viel bessere Abgrenzung der das Zielvolume helfen, besser die Läsion zu bestrahlen und vermeiden umliegendes Gewebe, wie in Abbildung 24, 16. Ein weiterer Vorteil ist, dass MRI nicht-ionisierender Strahlung, im Gegensatz zu CT verwendet, die ionisierende Strahlung verwendet wird. Die wichtigsten Nachteile der MRT sind die relativ lange Aufnahmezeiten und hohe Betriebskosten. Es ist wichtig zu beachten, dass MRI-Scans für Dosis Berechnungen verwendet werden können, da sie nicht die erforderlichen Elektron Dichte Informationen bieten zwar Fortschritte in diesem Bereich auch mit der jüngsten Entwicklung der Herr LINACS gemacht werden. Als solche ist eine kombinierte CT/MRI-Dataset die Methode der Wahl für die Planung der Bestrahlung von malignem Gliom, enthält sowohl die Informationen, die notwendig sind für die Ausrichtung (MRT-basierte Bände) und Dosis Berechnungen (CT-basierte Elektronendichte).
Um die Lücke zwischen kleinen tierischen Bestrahlung und klinische Routine zu verringern, muss MRI eindeutig in die Arbeitsabläufe der Mikro-Brutapparat, integriert werden, erfordern eine ordnungsgemäße Anmeldung zwischen MRT und CT, die alles andere als trivial ist. In diesem Papier, unser Protokoll für MRT-geführte 3D konformalen Bestrahlung von F98 Glioblastom bei Ratten diskutiert wird, veröffentlichte die seit kürzlich17.
Obwohl mit CT und MRT in den Workflow der Mikro-Brutapparat ein deutlicher Schritt nach vorne in der kleinen tierischen Bestrahlung Forschung ist, erlauben diese anatomischen bildgebenden Verfahren nicht immer eine vollständige Definition des Ziel-Volume. Pathologische Veränderungen im Gehirn auf CT und MRI zeichnen sich durch erhöhten Wassergehalt (Ödeme) und Austritt von Blut - Hirn-Schranke oder Kontrastverstärkung. Allerdings sind Kontrastverstärkung und hyper-intensive Bereiche im T2-gewichteten MRT nicht immer ein genaues Maß der Tumor Ausdehnung.Tumorzellen wurden weit über den Rand der Kontrastverstärkung12festgestellt. Darüber hinaus können keine dieser Techniken identifizieren die aggressivsten Teile innerhalb des Tumors verantwortlich für therapeutische Widerstand und Tumor-Rezidiv sein können. Daher zielen Zusatzinformationen aus molekularen bildgebenden Verfahren wie PET einen Mehrwert für RT haben Volumen Definition, weil diese Techniken ermöglichen es den biologischen Wege in Vivo12,18zu visualisieren, 19.
Im Jahr 2000 Konzept Ling Et Al. das der biologischen Zielvolumen (BTV) durch die Integration von anatomischen und funktionellen Bildgebung in der Strahlentherapie Workflow, zu was sie mehrdimensionale konformalen Strahlentherapie20genannt. Dies schafft die Möglichkeit zur Verbesserung der Dosis gezielt durch die Bereitstellung einer ungleichmäßigen Dosis an eine Zielregion mit zum Beispiel PET-Bildern. Die am weitesten verbreitete PET-Tracer für Tumor-Staging und zur Überwachung der Behandlung Antwort ist Fluor-18 (18F) mit der Bezeichnung Fluorodeoxyglucose (FDG), die die Glukose-Stoffwechsel-21visualisiert. Im Kopf-Hals-Tumoren haben frühere Studien gezeigt, dass der Einsatz von 18F-FDG-PET, eine bessere Einschätzung der tatsächlichen Tumorvolumen geführt, definiert durch die pathologischen Proben, im Vergleich mit CT und MRT22. In primäre Gehirn haben Tumoren, wo FDG nicht aufgrund der sehr starken Hintergrund-Signal aus dem normalen Gehirn, Aminosäuren, wie z. B. 11C-Methionin und vor kurzem 18F-Fluoroetthyltyrosine (FET) nützlich ist, untersucht worden für den GTV Abgrenzung mit oft deutliche Unterschiede zwischen den Aminosäuren-PET und MRT-basierte GTVs23. Allerdings wurde noch keine prospektiven Studie untersucht die Bedeutung dieses Befundes durchgeführt. In dieser Studie werden die Aminosäuren-Tracer- 18F-FET und Hypoxie Tracer 18F-Fluoroazomycin-Arabinoside (18F-FAZA) ausgewählt. 18 F-FET und 18F-FAZA wurden ausgewählt, da eine erhöhte Aufnahme der Aminosäure stark mit der Proliferationsrate in GB Tumoren korreliert ist, während Aufnahme von einer Hypoxie PET-Tracer mit Widerstand (Chemo) Strahlentherapie18 korreliert ist , 23. Teilvolumen Steigerung mit Mikro-Brutapparat wurde optimiert, indem eine zusätzliche Strahlendosis zu einer PET-definierten Teil des Tumors F98 GB bei Ratten.

<table><tbody><tr><td>GB RAT Modell</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>F98 Glioblastom-Zelllinie</td><td>ATCC</td><td>CRL-2397</td><td></td></tr><tr><td>Fischer F344/Ico crl Ratten</td><td>Charles River</td><td>N/A</td><td>http://www.criver.com/products-services/basic-research/find-a-model/fischer-344-rat</td></tr><tr><td>Mikropumpensystem</td><td>World Precision Instruments</td><td>UMP3</td><td>Micro 4: https://www.wpiinc.com/products/top-products/make-selection-ump3-ultramicropump/#tabs-1</td></tr><tr><td>Stereotaktischer Rahmen</td><td>Kopf</td><td>902</td><td>Modell 902 Dual Kleintier Stereotaktischer Rahmen</td></tr><tr><td>Diamantbohrer</td><td>Velleman</td><td>VTHD02</td><td>https://www.velleman.eu/products/view/?id=370450</td></tr><tr><td>Knochenwachs</td><td>Aesculap</td><td>1029754</td><td>https://www.aesculapusa.com/products/wound-closure/hemostatic-bone-wax</td></tr><tr><td>Insulinspritze Microfine</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>320924</td><td>1 mL, 29G</td></tr><tr><td>InfraPhil IR-Lampe</td><td>Philips</td><td>HP3616/01</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon</td><td>Ethicon</td><td>662G/662H</td><td>FS-2, 4-0, 3/8, 19 mm</td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td> Katalognummer</td><td>Kommentare</td></tr><tr><td>Zellkultur</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen</td><td>14040-091</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Invitrogen</td><td>15140-148</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamin</td><td>Invitrogen</td><td>25030-032</td><td></td></tr><tr><td>Fungizone</td><td>Invitrogen</td><td>15290-018</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Invitrogen</td><td>25300-062</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Invitrogen</td><td>14040-224</td><td></td></tr><tr><td>Falcons</td><td>Thermo Scientific</td><td>178883</td><td>175 cm2 Nunclon-Oberfläche, Einmalartikel für Zellkulturen mit Filterkappen</td></tr><tr><td>Zellgefriermedium</td><td>Sigma-aldrich</td><td>C6164</td><td>Zellgefriermedium-DMSO, sterilfiltriert, geeignet für Zellkultur, Endotoxin getestet<</td></tr><tr><td>strong>Name</strong</td><td>><>Unternehmen</td><td>Katalognummer<</td><td>>Kommentare</strong</td></tr><tr><td>>Tierbestrahlung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikrobestrahlung</td><td>Röntgenstrahl</td><td>SARRP</td><td></td></tr><tr><td>Software für die Bestrahlung</td><td>Röntgenstrahl</td><td>MuriPlan</td><td>präklinisches Bestrahlungsplanungssystem (PCTPS), Version 2.0.5.</td></tr><tr><td>Name</td><td>Unternehmen</td><td>Katalognummer</td><td>Kommentare</td></tr><tr><td>Kleintier-PET</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>microPET System Möglichkeit 1</td><td>Molecubes</td><td>B-Cube</td><td>http://www.molecubes.com/b-cube/</td></tr> <tr><td>microPET System Möglichkeit 2</td><td>TriFoil Bildgebung, Northridge CA</td><td>FLEX Triumph II</td><td>http://www.trifoilimaging.com</td></tr><tr><td>PET-Tracer</td><td>Eigenhergestellte</td><td></td><td>18F-FDG, 18F-FET, 18F-FAZA, 18F-Cholin</td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Katalognummer</td><td>Comments</strong</td></tr><tr><td>>Small animal MRT</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>MikroMRT-System</td><td>Bruker Biospin</td><td>Pharmascan 70/16</td><td>https://www.bruker.com/products/mr/preclinical-mri/pharmascan/overview.html</td></tr><tr><td>Dotarem Kontrastmittel</td><td>Guerbet</td><td></td><td>MRT Kontrastmittel, Dotarem 0,5 mmol/ml</td></tr><tr><td>Ganzkörper-Sendespule für Ratten</td><td>Rapid Biomedical</td><td>V-HLS-070</td><td></td></tr><tr><td>Oberflächenspule für Ratten</td><td>Rapid Biomedical</td><td>P-H02LE-070</td><td></td></tr><tr><td>Heizgerät auf Wasserbasis</td><td>Bruker Biospin</td><td>MT0125</td><td></td></tr><tr><td>30 G Nadel für IV-Injektion</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>305128</td><td>30 G</td></tr><tr><td>PE 10 Schlauch (60 cm/Injektion)</td><td>Instech Laboratories, Inc</td><td>BTPE-10 BTPE-10</td><td>, Polyethylenschlauch 0,011 x 0,024 Zoll (0,28 x 60 mm), unsteril, 30 m (98 ft) Spule, Instech Laboratories, Inc Plymouth Meeting PA USA- (800) 443-4227- http://www.instechlabs.com</td></tr><tr><td>nicht heparinisierte Mikrohämatokrit-Kapillaren</td><td>GMBH</td><td>7493 21</td><td>Diese Kapillaren sind mit Wasser gefüllt, um Marker zu erzeugen, die in MRT und CT sichtbar</td></tr> sind<<tr><td>strong>Name<</td><td>strong>Unternehmen</td><td>Katalognummer</td><td>Kommentare</strong</td></tr><tr><td>>Verbrauchsmaterialien</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran: Isoflo</td><td>Zoetis</td><td>B506</td><td>Anästhesie</td></tr><tr><td>Ketamin: Ketamidor</td><td>Ecuphar</td><td></td><td>Anästhesie</td></tr><tr><td>Xylazin: Sedaxyl</td><td>Codifar NV</td><td></td><td>Anästhesiekatheter</td></tr><tr><td></td><td>Terumo</td><td>Versatus-W</td><td>26G</td></tr><tr><td>Temozolomid</td><td>Sigma-aldrich</td><td>T2577-100MG</td><td>Chemotherapie</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-aldrich</td><td>276855-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Insulinspritze Microfine</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>320924</td><td>1 ml, 29G</td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Katalognummer<</td><td>strong>Kommentare</td></tr><tr><td>Bildanalyse</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PMOD-Software</td><td>PMOD technologies LLC</td><td>PFUS (Fusionstool)</td><td>biomedizinische Bildquantifizierungssoftware (BIQS), Version 3.405, https://www.pmod.com/web/?portfolio=22-image-processing-pfus</td></tr><tr><td>Name</td><td>Company<</td><td>strong>Katalognummer</td><td>Kommentare</td></tr><tr><td>strong<>Anästhesieausrüstung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anästhesiegerät</td><td>ASA LTD</td><td>ASA 0039</td><td>ASA LTD, 5 Valley Road, Keighley, BD21 4LZ</td></tr><tr><td>Sauerstoffgenerator</td><td>Veterinärtechnik Int.</td><td>7F-3</td><td>BDO-Medipass, Ijmuiden</td></tr></tbody></table>

pet und mrt geführte bestrahlung von einem glioblastom rattenmodell mit einer mikro-moorpackung

PET and MRI Guided Irradiation of a Glioblastoma Rat Model Using a Micro-irradiator

Jahrzehntelang erfolgte kleine Tier Strahlenforschung meist mittels ziemlich grobe Versuchsaufbauten einfachen Single-Beam-Techniken ohne die Fähigkeit, eine spezifische oder gut abgegrenzte Tumorvolumen Zielen. Die Lieferung der Strahlung wurde erreicht mit festen Strahlenquellen oder Linearbeschleuniger Megavoltage (MV) Röntgenstrahlen produziert. Diese Geräte sind nicht in der Lage, für Kleintiere erforderliche Sub-Millimeter-Genauigkeit zu erreichen. Darüber hinaus hohen Dosen an gesunde umliegende Gewebe behindern Antwort Bewertung geliefert. Um die Übersetzung zwischen kleinen Untersuchungen an Tieren und Menschen zu erhöhen, war unser Ziel, die Behandlung von menschlichen Glioblastom in einem Rattenmodell zu imitieren. Um eine genauere Bestrahlung in einer präklinischen Einstellung zu ermöglichen, wurden vor kurzem Präzision bildgestützten kleine Tier Strahlung Forschungsplattformen entwickelt. Ähnlich wie bei menschlichen Planungssysteme, Behandlungsplanung auf diese Mikro-Bestrahlungsgeräte Computertomographie (CT) beruht. Allerdings macht es wenig Weichgewebe Kontrast auf CT sehr anspruchsvolle Ziele in bestimmten Geweben, wie das Gehirn zu lokalisieren. Daher könnten mit Magnetresonanz-Bildgebung (MRI), die ausgezeichneten Weichgewebe Kontrast im Vergleich zum CT, eine genauere Abgrenzung der Zielvorgabe für die Bestrahlung. In den letzten Jahrzehnt auch biologische bildgebende Verfahren wie die Positronen-Emissions-Tomographie (PET) gewonnen Interesse für Strahlung Therapie Behandlung Beratung. PET ermöglicht die Visualisierung von z.B., Glukose Verbrauch, Aminosäure Transport oder Hypoxie im Tumor anwesend. Ausrichtung auf die höchst proliferative oder Radio-resistenten Teile des Tumors mit einer höheren Dosis könnte einen Überlebensvorteil. Diese Hypothese führte zu die Einleitung der biologischen Tumorvolumen (BTV), neben der herkömmlichen Brutto Zielvolumen (GTV), klinische Zielvolumen (CTV) und geplante Zielvolumen (PTV).
In der präklinischen imaging Labor der Universität Gent gibt es eine Mikro-Brutapparat, ein kleines Tier Haustier und ein 7 T kleines Tier MRI. Ziel war es, MRT-geführte Bestrahlung und PET-geführte Teilvolumen Steigerung in einem Rattenmodell Glioblastom zu integrieren.

Um die menschliche Behandlung Methodik zur Bestrahlung von Glioblastom in einem präklinischen Modell zu imitieren, war die Einbindung des MRT-geführte Strahlentherapie notwendig. Verwenden die PCTPS und die Mikro-Brutapparat-Schnittstelle konnten wir F98 Glioblastom bei Ratten mit mehreren winkeltreue nicht koplanar Bögen die Kontrast-verstärkte Region auf T1-gewichteten MRT17zu bestrahlen. Starre Körper Transformationen in Kombination mit einem Multi-Modalität Bet...

In der Vergangenheit war kleine Tier Bestrahlung in der Regel ohne die Fähigkeit, eine gut abgegrenzte Tumorvolumen Ziel durchgeführt. Ziel war es, die Behandlung von menschlichen Glioblastom bei Ratten zu imitieren. Über eine kleine Tier Bestrahlung-Plattform haben wir MRT-geführte 3D konformalen Bestrahlung mit der PET-basierten Teilvolumen Förderung in einer präklinischen Einstellung durchgeführt.

PET und MRT geführte Bestrahlung von einem Glioblastom Rattenmodell mit einer Mikro-Moorpackung

For decades, small animal radiation research was mostly performed using fairly crude experimental setups applying simple single-beam techniques without ...

Das übergeordnete Ziel dieser Methodik ist die Durchführung einer bildgesteuerten konformen Bestrahlung bei Kleintieren. Diese Methode kann dazu beitragen, zentrale Fragen in der Radiologie zu beantworten, wie spezifische Tumorvolumina für eine gezielte Strahlentherapie abgegrenzt werden können. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie die menschliche Behandlung von Krebs nachahmt und die Bestrahlung von Tumoren bei Ratten ermöglicht.Die Verwendung von PETs zur Führung von Strahlungsstrahlen ermöglicht es, die Krebsbiologie als eine neue und vielversprechende Entwicklung auf dem Gebiet der Strahlentherapie bei Kleintieren zu berücksichtigen. Durch die Einbeziehung eines biologischen Zielvolumens können die aktivsten und strahlenresistentesten Bereiche des Tumors gezielt angesprochen werden, was zu besseren Therapieergebnissen führt. Um das Gehirn einer anästhesierten 170-Gramm-Ratte mit Gliomzellen zu impfen, bestätigen Sie zunächst die Sedierung durch mangelnde Reaktion auf das Einklemmen der Zehen, entfernen Sie die Haare von der Augenhöhe bis zur Rückseite des Schädels und tragen Sie Salbe auf die Augen des Tieres auf.Legen Sie das Tier in einem stereotaktischen Gerät ruhig. Desinfizieren Sie die freiliegende Haut mit Povidon-Jod und legen Sie den Schädel mit einem zwei Zentimeter langen Schnitt in der Mittellinie der Kopfhaut frei. Machen Sie mit einem Diamantbohrer ein ein Loch von einem Millimeter zwei Millimeter nach hinten und zweieinhalb Millimeter lateral des Bregmas in die rechte vordere Hemisphäre.Laden Sie anschließend die Nadel einer 29-Gauge-Insulinspritze mit fünf Mikrolitern Zellsuspension, injizieren Sie die Zellen mit einer Mikrospritzenpumpensteuerung unter stereotaktischer Anleitung drei Millimeter tief in den Schädel und ziehen Sie die Nadel langsam zurück. Verschließen Sie den Schnitt mit Knochenwachs. Nähen und desinfizieren Sie dann die Haut mit mehr Povidon-Jod und verwenden Sie eine rote Lampe, um die Körpertemperatur des Tieres nach der Operation zu stabilisieren und bis zur vollständigen Genesung zu überwachen.Acht Tage nach der Inokulation verbinden Sie eine 30-Gauge-Nadel mit einem 60 Zentimeter langen Schlauch. Intravenös in der lateralen Schwanzvene positionieren und das anästhesierte Tier in ein MRT-Bett legen. Platzieren Sie das Bett in der Halterung mit einer festen Spule für die Oberfläche des Rattengehirns und positionieren Sie das Bett in einer 72-Millimeter-Spule für den Rattengriffkörper.Beurteilen Sie dann das Tumorwachstum mit einem Localizor-Scan, gefolgt von einem T2-gewichteten Spin-Echo-Scan. Wenn ein Tumor bestätigt wird, beginnen Sie eine 12-minütige MRT-Aufnahme mit dynamischem Kontrakt und injizieren Sie 30 Sekunden nach Beginn des Scans ein Gadolinium-haltiges Kontrastmittel in den intraveniell platzierten Schlauch. Um die Signalintensität über die Zeit darzustellen, verwenden Sie das Bildsequenzanalyse-Tool, um eine Region von Interesse innerhalb der vermuteten Tumorregion auszuwählen und die Form der resultierenden dynamischen kontraktverstärkten Kurve zu analysieren, um das Vorhandensein des Glioblastoms zu bestätigen.Erwerben Sie dann eine kontrastverstärkte, T1-gewichtete Spin-Echo-Sequenz. Für eine multimodale Bildgebung des Zielvolumens führen Sie einen 26-Gauge-Katheter in die Schwanzvene ein und injizieren Sie 37 Megabecquerel des interessierenden PET-Tracers und 200 Mikroliter Kochsalzlösung in den Katheter. 15 Minuten vor der PET-Entnahme injizieren Sie das MRT-Kontrastmittel durch den Schwanzvenenkatheter und legen Sie die anästhesierte Ratte auf ein speziell angefertigtes multimodales Bett.Positionieren Sie einen Multimodalitätsmarker unter, über und auf der rechten Seite des Schädels. Befestigen Sie die Ratte mit Klettverschlüssen am Bett. Stellen Sie das Bett in die Tierhalterung des MRT-Scanners, befestigen Sie die Oberflächenspule des Rattengehirns und positionieren Sie das gesamte Setup in der 72-Millimeter-Senderspule des Rattengriffkörpers.Erhalten Sie einen Lokalisator-Scan, gefolgt von einer kontrastverstärkten T1-gewichteten Spin-Echo-Sequenz, wie gezeigt. Am Ende des T1-Scans übertragen Sie das Tier auf das PET-Instrument und erhalten den entsprechenden 30-minütigen statischen PET-Scan im Listenmodus entsprechend den Parametern für den injizierten PET-Tracer. Transportieren Sie dann das Bett auf einen Kunststoffhalter, der auf dem vierachsigen Roboter-Positionierungstisch des Mikrobestrahlungsgeräts befestigt ist.Und erhalten Sie einen hochauflösenden CT-Scan mit einem Aluminiumfilter von einem Millimeter und einem 20 x 20 Zentimeter großen amorphen Silizium-Flachdetektor. Wählen Sie manuell Grauwert-Schwellenwerte aus, bis Sie eine gute Segmentierung von Knochen, Weichgewebe und Luft erreicht haben. Achte darauf, dass sich keine Luft im Schädel befindet.Importieren Sie für die Behandlungsplanung die planende Computertomographie (CT) in das präklinische Behandlungsplanungssystem (PCTPS) und segmentieren Sie das CT-Bild manuell in drei verschiedene Gewebeklassen. Eine präzise Verschmelzung kann erreicht werden, indem die erhöhte Signalintensität des Schädels auf dem CT-Scan mit dem schwarzen Signal auf dem MRT-Scan überlagert wird. Laden Sie den MRT-Scan und die Co-Registrierung unter Verwendung der starren Transformationen und der multimodalen Marker und des Schädels.Laden Sie das MRT in das PCTPS. Füllen Sie dann zunächst die Transformationsmatrix aus. Wechseln Sie von CT zu MRT und zurück, um die Fusion zu überprüfen und linke, rechte, hintere, anteriore und untere, überlegene Transformationen und Rotationen hinzuzufügen, bis die perfekte Fusion erreicht ist.Wählen Sie dann das Ziel oder die Bestrahlung in der Mitte des kontrastverstärkenden Tumors auf dem T1-gewichteten MRT aus. Wenn zusätzliche PET-Informationen aufgenommen werden müssen, verwenden Sie die biomedizinische Bildquantifizierungssoftware, um eine CT/MRT-PETCO-Registrierung einzuschließen. Laden Sie zuerst den CT-Scan, danach den PET-Scan.Überprüfen Sie die Ausrichtung des PET-Scans beim Laden. Ändern Sie die Farbskala des PET-Bildes und die Ausrichtung. Wenden Sie einen Gaußschen Filter auf das Bild an, so dass die Traceraufnahme im Tumor deutlich sichtbar wird.Passen Sie den CT-Kontrast an, um den Bildfusionsprozess zu starten, um eine PET-MRT-Bildfusion zu erzielen, und verwenden Sie das Konturierungswerkzeug in der Quantifizierungssoftware. Wählen Sie nach der Co-Registrierung das Ziel in der Mitte der erhöhten PET-Tracer-Aufnahme in der Quantifizierungssoftware aus. Verwenden Sie sowohl Rotationen als auch Verschiebungen und überprüfen Sie die Verschmelzung in allen Scheiben des Bildes.Wählen Sie den Mittelpunkt des Bereichs mit der höchsten Traceraufnahme aus, und extrahieren Sie die Koordinaten. Und geben Sie die Koordinaten manuell in das PCTPS ein. Wenn die automatischen PET-MRT- und CT-Bildfusionswerkzeuge keine gute Fusion erzeugen, können Konturierungswerkzeuge und manuelle Transformationen verwendet werden, um die Fusionsergebnisse zu verbessern.Wählen Sie die verschriebene Dosis, die Anzahl der Bögen, die Bogenposition, den Rotationsbereich der Bögen und die Kollimatorgröße aus und passen Sie die Einstellungen für die geeignete MRT- oder PET-MRT-geführte Strahlentherapie an. Für die eigentliche Bestrahlung wählt man einen 0,5-Millimeter-Kupferfilter, stellt die Röntgenspannung auf 220 Kilovolt und den Röntgenstrom auf 13 Milliampere ein und positioniert den rechten Kollimator auf der Gantry. Übertragen Sie dann die entsprechenden Strahlführungsparameter vom PCTPS auf den Mikrostrahler, um die Strahlentherapie durchzuführen.Um die humane Behandlungsmethodik für die Glioblastom-Bestrahlung in einem präklinischen Modell nachzuahmen, wird das iso-Zentrum für die Bestrahlung in der Mitte der kontrastmittelverstärkten Tumorregion auf der T1-gewichteten MRT ausgewählt, wie gerade gezeigt. In diesem Experiment wurden Verteilungen und kumulative Dosisvolumen-Histogramme der mittleren, minimalen und maximalen Dosen des Zielvolumens und der normalen Hirngewebevolumina für fünf verschiedene Tiere berechnet. Für die Co-Registrierung der MRT- und CT-Modalitäten ermöglicht die biomedizinische Bildquantifizierungssoftware den Einsatz vieler Werkzeuge für den starren Abgleich.Durch Anwendung einer einfachen Transformation können sowohl die MRT- als auch die PET-basierten Isozentren auf das PCTPS übertragen werden, um die Dosisberechnung der Strahlung innerhalb jedes Isozentrums zu ermöglichen. Eine kleine bestimmte Technik kann verwendet werden, um Tumore bei Ratten und Mäusen im Unterricht zu bestrahlen, wenn sie richtig durchgeführt wird. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, daran zu denken, die Tiere während der Narkose sorgfältig zu überwachen.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie die bildgeführte Bestrahlung von Tumorzielen von Interesse anwenden können.

pet-mri-guided-irradiation-glioblastoma-rat-model-using-micro

Research

Forschung

JoVE Journal

Cancer Research

Krebsforschung

Hirntumor-Patienten routinemäßig durchlaufen kranialen Strahlentherapie, und während von Vorteil, diese Behandlung führt oft lähmenden kognitive Dysfunktion. Dieser ernste ungelöste Problem hat derzeit keine klinischen Inanspruchnahme und getrieben hat unsere Anstrengungen zur Stammzell-basierten Therapien für die Verwertung von Strahlung induzierte kognitive dekrementiert zu entwickeln.

Stem Cell Transplantation Strategien für die Wiederherstellung der kognitiven Dysfunktion von Cranial Strahlentherapie verursachten Schäden

Der Zweck dieses Artikels ist es, die Verwendung einer orthotopen Glioblastom-Modell für die Radiochemotherapie Studien beschreiben. Dieser Artikel wird jedoch Zellprozessierung gehen, Implantieren, Strahlentherapie und der Maus mit Hilfe eines intrakraniellen Modell.

Kombination Strahlentherapie in einem orthotopen Maus Brain Tumor-Modell

Intrakranielle Implantation von GL261-Zellen in C57BL / 6 Mäusen produziert maligne Gliome, dass viele Merkmale der menschlichen Glioblastoma multiforme zu rekapitulieren. Wir verwendeten GL261-Zellen stabil exprimiert Luziferase, damit wir...

Intrakranielle Implantation mit anschließender 3D In Vivo Bioluminescent Imaging von Murine Gliome

Wir beschreiben eine integrierte Methode für die präzise, ​​stereotaktische Implantation von humanen Glioblastom multiforme Zellen in den Gehirnen von Nacktmäusen und anschließende...

Stereotaktische Intrakranielle Implantation und<em&gt; In vivo</em&gt; Bioluminescent Imaging der Tumorxenotransplantaten in einem Maus-Modell-System des Glioblastoma multiforme

Quelle: Bolcaen, J., et. al., PET- und MRT-gesteuerte Bestrahlung eines Glioblastom-Rattenmodells mit einem Mikrobestrahlungsgerät.  J. Vis. Exp. (2017)Dieses Video zeigt das Verfahren zur Etablierung eines Glioblastom-Rattenmodells durch stereotaktische Injektion von Hirntumor-verursachenden Glioblastomzellen in den präfrontalen Kortex.

Generierung eines Glioblastom-Rattenmodells

Forschung auf Behandlungsstrategien für pluripotente Stammzellen abgeleitet darum ist wichtig für die klinische Übersetzung der Stammzell-Therapie. Hier beschreiben wir ein Protokoll, um erstens Stammzellen abgeleitet darum zu generieren, bei Mäusen und dann selektiv auf und behandeln diese Tumoren in vivo mit einem kleinen Tier Brutapparat.

Gezielte und selektive Behandlung von pluripotenten Stammzellen abgeleitet darum mit externen Strahl Strahlung in einem kleinen Tier-Modell

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Durchführung einer präklinischen Positronen-Emissions-Tomographie-basierten Strahlentherapie in einem Ratten-Glioblastom-Modell unter Verwendung von Algorithmen, die intern entwickelt wurden, um die Genauigkeit und Effizienz zu optimieren.

Positronen-Emissions-Tomographie-basierte Dosismalerei-Strahlentherapie in einem Glioblastom-Rattenmodell unter Verwendung der Small Animal Radiation Research Platform

In dieser Arbeit beschreiben wir ein präklinisches orthotopes Mausmodell für GBM, das durch intrakranielle Injektion von Zellen aus gentechnisch veränderten Mausmodelltumoren etabliert wurde. Dieses Modell zeigt die Krankheitsmerkmale des humanen GBM. Für translationale Studien wird der Hirntumor der Maus mittels In-vivo-MRT und Histopathologie verfolgt.

Translationale orthotope Modelle des Glioblastoma multiforme

Wir stellen einen neuartigen Ansatz für die Zwei-Photonen-Mikroskopie der Tumorabgabe von fluoreszenzmarkierten Eisenoxid-Nanopartikeln an das Glioblastom in einem Mausmodell vor.

Zwei-Photonen-Intravitalmikroskopie des Glioblastoms im Mausmodell

Die Blut-Hirn-Schranke ist eine große Hürde bei der Bereitstellung von Therapien für das Glioblastom, eine Krankheit, für die es keine Heilung gibt. Hier berichten wir über eine in vivo bildgesteuerte therapeutische Nanoplattform für Eisenoxid, die diese physiologische Barriere aufgrund ihrer Größe umgehen und sich im Tumor anreichern kann.

Nanopartikel-Verabreichung einer Oligonukleotid-Nutzlast in einem Glioblastom-Multiforme-Tiermodell

Das Glioblastom ist eine verheerende Form des primären Hirntumors, und die interstitielle Laser-Wärmetherapie entwickelt sich zu einer vielversprechenden Alternative zur konventionellen chirurgischen Resektion bei inoperablen Glioblastomen. Dieses Protokoll beschreibt ein optimiertes präklinisches Mausmodell, das zur Untersuchung von Behandlungseffekten oder adjuvanten und kombinatorischen Behandlungen verwendet werden kann.

Ein immunkompetentes Mausmodell für die interstitielle Laser-Wärmetherapie des Glioblastoms

Erfahren Sie die bildgeführte konformale Bestrahlung von Glioblastomen im Rattenmodell mittels PET- und MRT-gestützter Mikrobestrahlung. Diese Methode ermöglicht präzise Tumorzielung für verbesserte präklinische Strahlentherapie.

PET und MRT geführte Bestrahlung von einem Glioblastom Rattenmodell mit einer Mikro-Moorpackung

Weitere Videos entdecken