Name: Chronische Transkraniellen Elektrostimulation und Intracortical Aufnahme bei Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 51 s
Description: Lernen Sie die Herstellung und Implantation chronischer transkranieller Stimulationselektroden bei frei beweglichen Ratten. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Kurz- und Langzeiteffekten auf die Gehirnfunktion und therapeutische Anwendungen bei Epilepsie und Depression.

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Diese Arbeit wurde unterstützt durch EU-RP7-ERC-2013-Starting Grant (No.337075), das "Momentum"-Programm von der ungarischen Akademie der Wissenschaften (LP2013-62) und der GINOP-2.3.2-15-2016-00018-Zuschuss. Wir danken Máté Kozák für die Stimulation zu dokumentieren und Aufnahme von Elektroden und Mihály Vöröslakos für die fruchtbaren Diskussionen während der Protokoll-Design.

Alle hier beschriebene Methoden sind nach den Richtlinien der Europäischen Gemeinschaften Rat (86/609 ECC) und für Animal Research bei Albert Szent-Györgyi medizinische und pharmazeutische Center der Universität von der Ethikkommission genehmigt worden Szeged (XIV/218/2016).
1. Herstellung der Elektroden Stimulation
<ol><li>Zu einer Stimulation Elektrode, schneiden sechs 10 cm lange Stücke von Miniatur-Anschluss Drähte entfernen 2 cm von der Verkleidung an einem Ende und 1 cm am anderen Ende.</li>
	<li>Zwei Kabel Verdrillen und kürzere geschälte seitlich festlöten.</li>
	<li>Erwerben Sie einen Streifen von drei Band-Verpackung einer integrierten Schaltung mit SOT-353-Fall.</li>
	<li>Nähen Sie die verdrillten Leitungen durch die drei Löcher des Pakets. Mehr geschälte Segment der Drähte sollte sich in den Hohlräumen des Pakets. Positionieren Sie die Kabel so, dass das Ende der Isolierung im Einklang mit den Rand der Löcher ist.</li>
	<li>Setzen Sie den dental Zement auf den Löchern, die Drähte zu beheben. Achtung: Der dental Zement muss dicht genug, um zu vermeiden, in den Hohlraum des Pakets undicht sein.</li>
	<li>Sobald der Zement verfestigt (mindestens 10 min) ist, drehen Sie das Paket und legte eine dünne Schicht von Sekundenkleber in das Loch eine Wasserdichte Abdichtung gegenüber den porösen Zement zu bilden. Zu vermeiden, kleben die geschälte Drähte.</li>
	<li>Verdrillen Sie die Kabel auf der kürzeren Seite geschälte und festlöten Sie (Abbildung 1A).</li>
	<li>Greifen Sie mehr geschälte Segment der Drähte mit der Spitze eines feinen Pinzette zu, Rollen sie herum zu und wickeln Sie sie in die Hohlräume (Abbildung 1 b). Schneiden Sie überschüssiges Kabel, wenn nötig.</li>
</ol>2. Herstellung der Aufnahme Elektroden
<ol><li>Um eine Aufnahme zu machen sah Triplett Elektrode (Abbildung 1-D), schneiden Sie ein 1 cm langes Stück Edelstahlrohr mit High-Speed-Rotary. Entfernen Sie die Flosse von den Enden des Rohres mit einer spitzen Nadel zu und dafür sorgen Sie, dass das Rohr frei von Schmutz und völlig durchlässig ist. Hinweis: Verwenden Sie Zange, nicht, wie sie das Rohr verzieht.</li>
	<li>Biegen Sie eine vergoldete Board Abstandhalter Pin mit einer Mindestlänge von 3 cm, Inhaber eines J-Form zu bilden. Schneiden Sie das längere Bein der 'J' Form und Löten sie zusammen, um wieder die ursprüngliche Form, eine abnehmbare Gelenk zwischen der langen linearen Teil, der von dem stereotaktischen Gerät stattfinden wird, und die "U"-Form, die die Elektrode zu halten, und dienen als ein Ankerpunkt zu machen . Das Rohr und das kürzere Bein des Inhabers "J" zusammenkleben. Kleben Sie einige zusätzliche 1 cm langen Stangen, falls erforderlich, für die Stabilität.</li>
	<li>Schneiden Sie 3 Stücke von 2,5 cm lange elektrodenleitungen mit Edelstahl, ultrafeine Schere. Stellen Sie sicher, dass es einen klaren und scharfen Schnitt, und die Isolierung an der runden Oberfläche der Elektrode Leitung intakt ist. Stellen Sie außerdem sicher, dass der Schnitte Tipp nicht aufgrund der Krafteinwirkung gebogen ist. Beugen Sie 1 oder 2 mm an einem Ende der einzelnen Drähte in verschiedenen Winkeln (z.B., eine linke gerade eine 45 ° und einen rechten Winkel), unterscheidbar zu machen.</li>
	<li>Das Rohr mit den Drähten zu füllen, wählen Sie einen entsprechenden Abstand der Elektroden für das Experiment (z. B.zur kortikalen lokales Feld möglicher (LFP) und aktuelle Quelle Dichte (CSD) Registrierung der empfohlenen Vorsprung von den Spitzen der Drähte aus der Öffnen der Tube: 4,5 mm, 4,1 mm und 3,7 mm, beziehungsweise). Hinweis, welcher Draht welche Tiefe für die Aufrechterhaltung einer richtigen Kanal Ordnung entspricht.</li>
	<li>Sobald die Drähte neben einander rechtsbündig und sind parallel mit dem Rohr, zur Behebung der elektrodenleitungen platzieren Sie einen einzigen Tropfen flüssigen Sekundenkleber an beiden Enden des Rohres mit einer spitzen Nadel. Stellen Sie sicher, dass der Kleber in das Rohr durch die Kapillarwirkung, aber nicht in der Aufnahme-Standorte an den überstehenden enden fließt.</li>
	<li>Bereiten Sie eine Elektrode-Interface-Platine mit einem richtigen Microconnector kompatibel mit dem Aufnahmesystem verwendet werden.</li>
	<li>Führen Sie die nicht-Aufnahme, gebogenen Enden der Drähte in die Löcher der Elektrode Interface-Platine entsprechend des gewünschten Aufnahme Kanals ein. Wenn alle Drähte in Position sind, drücken Sie die gold Pins in die Löcher mit einer Pinzette. Hinweis: Gold Pins können mit dental Zement fixiert werden, aber in den meisten Fällen ist es stabil genug, auch ohne diese Sicherheit Schritt.</li>
</ol>3. Anästhesie
<ol><li>Legen Sie das Tier in einer versiegelten Anästhesie Induktion Kammer und mit 4-5 % von Isofluran in 2 L/min medizinische Luft füllen.</li>
	<li>Wenn die Ratte Liegerad ist, entfernen Sie das Tier aus der Kammer zu und legen Sie sie in einem stereotaktischen Rahmen mit eine geeignete Belüftung Nasenstück.</li>
	<li>Stellen Sie Isofluran auf 2 % ein, obwohl die Rate der Luftstrom sollte gleich bleiben. Überprüfen Sie die Höhe der Anästhesie. Ist die Abwesenheit von der Pfote Rückzug Reflex in Reaktion auf kneifen, weiter, sonst erhöhen die Tiefe der Narkose.</li>
	<li>Überwachen Sie und warten Sie die Ratte Körpertemperatur auf 37 ± 0,5 ° C mit einem homöotherm Überwachungssystem. Wenden Sie ein Tröpfchen von Paraffin-Salbe auf die Augen, Austrocknung der Hornhaut zu verhindern. Wiederholen Sie diesen Vorgang während der Operation mehrmals, wenn nötig.</li>
	<li>Subkutan injizieren Sie 0,3 mg/kg Atropin um Schleim in den Atemwegen zu vermeiden. Wiederholen Sie diesen Vorgang alle vier Stunden bei längeren Operationen. Atmung zu überwachen und Verdampfer, bei Bedarf anpassen.</li>
</ol>4. die Implantation der Stimulation und Aufnahme Elektroden
Hinweis: Autoklav alle notwendigen chirurgischen Instrumente und befolgen Sie die allgemeinen Regeln der Asepsis und Antisepsis während des gesamten Verfahrens. Berühren Sie unsterilen Bereiche außerhalb der OP-Bereich. Tauchen Sie die Elektroden in Äthyl-Alkohol (70 %) für 30 min vor der Implantation.
<ol><li>Entfernen Sie die meisten die Haare aus der Kopfhaut mit einer Haarschneidemaschine. Enthaarungscreme auf die Kopfhaut auftragen, gleichmäßig auf der Oberfläche und ein paar Minuten warten. Einem Spatel um vorsichtig die Sahne und die restlichen Haare zu entfernen. Spülen Sie die Haut mit Wasser, dann mit Desinfektionsmittel.</li>
	<li>1-2 % Lidocain zu injizieren (nicht mehr als eine Gesamtdosis von 7 mg/kg) subkutan zur Betäubung der Haut. Einen einzigen Tropfen Vet Salbe für die Augen (z.B. Paraffin) gelten.</li>
	<li>Machen Sie eine gründliche und eine lange (~ 2 cm) sagittale Inzision in der Mittellinie mit einem Skalpell von der Stirn bis zum Nacken. Sezieren der Gewebe einschließlich der Knochenhaut vom Schädel, dann reinigen Sie den Bereich zwischen der Cristae der beiden Temporal Knochen mit einem Meißel oder Zahn einer Pinzette. Halten Sie den Schädel durch zurückziehen der sezierten Haut mit vier Bulldoggen ausgesetzt.</li>
	<li>Sanft legen Sie feine Pinzette zwischen den steilen Rand des Schläfenbeins und Muskeln und trennen Sie sie. Machen Sie jigging Bewegungen, so viel von der großen Oberfläche des Schläfenbeins wie möglich, vorzugsweise von der Kante des Occipital Knochens auf die Ebene der koronalen Nähte, verfügbar zu machen, ohne die Muskeln.</li>
	<li>Platzieren Sie Retraktoren Bitemporally um die Temporal Knochen ausgesetzt.</li>
	<li>Spülen Sie die Oberfläche des Schädels mit 1-2 mL 3 % H2O2, dann waschen Sie es mit 1-2 mL Wasser.</li>
	<li>Die Oberfläche der Temporal Knochen sehr sorgfältig an der Luft trocknen, die Feuchtigkeit mit ocular-Sticks aufwischen. Testen Sie, ob die Stimulation Elektroden auf die Oberfläche gereinigt vertikale Schädel passen (die Oberkante der Stimulationselektrode sollte im Einklang mit der Kante der Crista des Schläfenbeins). Nachjustieren Sie die Bulldogs und die Retraktoren oder prägen Sie die Stimulation Elektroden mit einer Schere, bei Bedarf.</li>
	<li>Füllen Sie die Hohlräume der Stimulation Elektroden mit elektrisch leitfähige gel und legte eine dünne Schicht des Klebers auf die Felge der Elektroden.</li>
	<li>Legen Sie die Stimulationselektrode auf die trockene Oberfläche des Schläfenbeins mit einer präzise Bewegung und halten Sie es fest im Ort für eine Minute mit einer feinen Pinzette. Stellen Sie sicher, dass keine Feuchtigkeit in Kontakt mit dem Kleber. MOP mit ocular-Sticks, falls erforderlich. Achtung: für den Fall, dass eine Instabilität der Elektrode erlebt wird, entfernen Sie es. Wiederholen Sie nach Reinigung der Knochen diesen Schritt mit einer neuen Stimulationselektrode.</li>
	<li>Setzen Sie dental Zement über die Ränder der Stimulationselektrode, während die undichte Feuchtigkeit des Gewebes kontinuierlich mit ocular-Sticks getrocknet wird. Decken Sie die gesamte Stimulationselektrode mit Zement.</li>
	<li>Nachdem der Kleber vollständig ausgehärtet ist, wiederholen Sie diese Schritte auf der kontralateralen Seite.</li>
	<li>Bohren Sie einige Löcher überall auf den Schädel zum Ankern Schrauben. Miniatur-Schrauben in die Löcher zu fahren und legte dental Zement übergießen. Verwenden Sie ein kleinerer Durchmesser von ca. 10 % im Vergleich zu den Schraubendurchmesser Bohrkopf.</li>
	<li>Je nach Zweck der Experimente einen Stecker an den Enden der Kabel Löten, legen Sie es auf die Oberfläche, und mit Zement, oder weiter Implantation Aufnahme Elektroden und Lichtleitfasern oder Vorbereiten einer kranialen Fenster über den Schädel. Löten Sie in diesem Fall die Stecker zu und Verankern sie das Konstrukt erst am Ende. Im Falle der Notwendigkeit der gleichzeitigen TES und LFP Langzeitaufzeichnungen Implantat die vorgenannten Elektrode Drillinge anstelle von einzelnen Drähten. Hinweis: Dieses Setup ermöglicht die Entfernung von gemeinsamen Modus Stimulation Artefakte8. Für die Details der Aufnahme Elektrode Implantation siehe vorherigen Protokolle14,15.</li>
	<li>Waschen Sie die exponierten Geweben reichlich mit Desinfektionsmittel. 1-2 % Lidocain zu injizieren (nicht mehr als eine Gesamtdosis von 7 mg/kg) subkutan.</li>
	<li>Debride Wundränder und schließen Sie sie mit einfachen unterbrochene Nähte um den Connector/Implantat. Desinfizieren Sie die Wunde mit Povidon-Jod.</li>
	<li>Carprofene 5 mg/kg subkutan zu injizieren. Wiederholen Sie diesen Vorgang, wenn nötig. Hinweis: Andere Analgetika können entsprechen die Anforderungen der lokalen ethischen Berechtigung Board verwendet werden.</li>
	<li>Auszusetzen, Anästhesie, release Earbars und Nasensteg und setzen Sie das Tier in einem Käfig postoperative Erholung, um wieder zu Bewusstsein kommen.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass das Tier unter strenger Aufsicht in den ersten postoperativen Stunden. Weiterhin die Implantat-Bereich in regelmäßigen Abständen zu überwachen. Hinweis: Das Tier sollte nicht unbeaufsichtigt gelassen werden bis es ausreichend Bewusstsein zur Aufrechterhaltung der sternalen liegen wiedererlangt hat. Haus das Tier individuell bis zur endgültigen Genesung von der Prozedur.</li>
</ol>

<ol><li>Ozen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+electric+stimulation+entrains+cortical+neuronal+populations+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+neuroscience+%3A+the+official+journal+of+the+Society+for+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Transcranial electric stimulation entrains cortical neuronal populations in rats.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 30 (34), 11476-11485 (2010).</li>
<li>Ali, M. M., Sellers, K. K., Frohlich, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+alternating+current+stimulation+modulates+large-scale+cortical+network+activity+by+network+resonance%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+neuroscience+%3A+the+official+journal+of+the+Society+for+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Transcranial alternating current stimulation modulates large-scale cortical network activity by network resonance.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 33 (27), 11262-11275 (2013).</li>
<li>Helfrich, R. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Entrainment+of+brain+oscillations+by+transcranial+alternating+current+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Current+biology+%3A+CB%22%5BJournal%5D)">Entrainment of brain oscillations by transcranial alternating current stimulation.</a> Current biology : CB. 24 (3), 333-339 (2014).</li>
<li>Bikson, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+direct+current+stimulation+for+major+depression%3A+a+general+system+for+quantifying+transcranial+electrotherapy+dosage%5BTitle%5D)+AND+%22Current+treatment+options+in+neurology%22%5BJournal%5D)">Transcranial direct current stimulation for major depression: a general system for quantifying transcranial electrotherapy dosage.</a> Current treatment options in neurology. 10 (5), 377-385 (2008).</li>
<li>Lefaucheur, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence-based+guidelines+on+the+therapeutic+use+of+transcranial+direct+current+stimulation+%28tDCS%29%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+neurophysiology+%3A+official+journal+of+the+International+Federation+of+Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS).</a> Clinical neurophysiology : official journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).</li>
<li>Kuo, M. F., Nitsche, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+transcranial+electrical+stimulation+on+cognition%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+EEG+and+neuroscience%22%5BJournal%5D)">Effects of transcranial electrical stimulation on cognition.</a> Clinical EEG and neuroscience. 43 (3), 192-199 (2012).</li>
<li>Sandrini, M., Fertonani, A., Cohen, L. G., Miniussi, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Double+dissociation+of+working+memory+load+effects+induced+by+bilateral+parietal+modulation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropsychologia%22%5BJournal%5D)">Double dissociation of working memory load effects induced by bilateral parietal modulation.</a> Neuropsychologia. 50 (3), 396-402 (2012).</li>
<li>Berenyi, A., Belluscio, M., Mao, D., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closed-loop+control+of+epilepsy+by+transcranial+electrical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Closed-loop control of epilepsy by transcranial electrical stimulation.</a> Science. 337 (6095), New York, N.Y. 735-737 (2012).</li>
<li>Kozak, G., Berenyi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sustained+efficacy+of+closed+loop+electrical+stimulation+for+long-term+treatment+of+absence+epilepsy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+reports%22%5BJournal%5D)">Sustained efficacy of closed loop electrical stimulation for long-term treatment of absence epilepsy in rats.</a> Scientific reports. 7 (1), 6300(2017).</li>
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<li>Marshall, L., Binder, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+transcranial+oscillatory+stimulation+to+research+on+neural+networks%3A+an+emphasis+on+hippocampo-neocortical+rhythms%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+human+neuroscience%22%5BJournal%5D)">Contribution of transcranial oscillatory stimulation to research on neural networks: an emphasis on hippocampo-neocortical rhythms.</a> Frontiers in human neuroscience. 7, 614(2013).</li>
<li>Reato, D., Rahman, A., Bikson, M., Parra, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+weak+transcranial+alternating+current+stimulation+on+brain+activity-a+review+of+known+mechanisms+from+animal+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+human+neuroscience%22%5BJournal%5D)">Effects of weak transcranial alternating current stimulation on brain activity-a review of known mechanisms from animal studies.</a> Frontiers in human neuroscience. 7, 687(2013).</li>
<li>Thut, G., Miniussi, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+insights+into+rhythmic+brain+activity+from+TMS-EEG+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+cognitive+sciences%22%5BJournal%5D)">New insights into rhythmic brain activity from TMS-EEG studies.</a> Trends in cognitive sciences. 13 (4), 182-189 (2009).</li>
<li>Gage, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+implantation+of+chronic+neural+electrodes+for+recording+single+unit+activity+and+electrocorticographic+signals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (60), (2012).</li>
<li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (61), e3568(2012).</li>
<li>Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+Continuous+EEG+Monitoring+in+Small+Rodent+Models+of+Human+Disease+Using+the+Epoch+Wireless+Transmitter+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (101), e52554(2015).</li>
<li>Ung, K., Arenkiel, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiber-optic+implantation+for+chronic+optogenetic+stimulation+of+brain+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Fiber-optic implantation for chronic optogenetic stimulation of brain tissue.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (68), e50004(2012).</li>
<li>Mostany, R., Portera-Cailliau, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+craniotomy+surgery+procedure+for+chronic+brain+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A craniotomy surgery procedure for chronic brain imaging.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (12), (2008).</li>
</ol>

Antal Gesellschafterversammlung ist der Inhaber und Gründer der Amplipex Ltd, ein Unternehmen für die Herstellung von großflächigen multiplexing Biosignal-Verstärker. Gábor Kozák und Tamás Földi haben nichts preisgeben.

Der wichtigste Schritt dieses Protokolls ist das Verkleben von der Elektrode-Paket auf der Knochenoberfläche. Bei unsachgemäßer Abdichtung, entsteht eine Lücke zwischen den Elektroden und den Knochen, und sekundäre Narbengewebe kann wachsen in diese Lücke, die die Qualität der Stimulation verringert. Die Knochenoberfläche muss komplett trocken sein, während der Schritte auf das Paket kleben und bei Instabilität der Elektroden zu erleben, muss es entfernt und ersetzt mit einem neuen Paket um die besten Ergebnisse zu erhal...

Transkraniellen Elektrostimulation (TES) ist eine wertvolle methodische Aktivität des Gehirns in eine zeitlich beschränkte Weise beeinflussen. Je nach Größe und Platzierung der Elektroden Stimulation, TES beeinträchtigen großes Gehirn Volumen und mitzureißen neuronale Populationen diffus1,2,3. Transkranielle Gleichstrom Stimulation ist für die Behandlung von schweren depressiven Störungen4,5, und viele Studien zu konzentrieren auf die kognitive Effekte der transkraniellen Stimulation in Menschen6 zeigen bereits medizinisch anerkannt. , 7. Darüber hinaus viel versprechende Ergebnisse wurden bei der Kontrolle der epileptische Anfälle8,9der Potenziale der TES gemeldet.
Trotz intensiver Forschung gibt es noch viele offene Fragen hinsichtlich der genaue Mechanismus der Action, mögliche Nebenwirkungen und das langfristige Resultat der Anwendung dieser Methode10,11,12. Daher ist es von entscheidender Bedeutung für eine stabile und reproduzierbare Protokoll, die Auswirkungen des TES in Tiermodellen zu untersuchen haben. Angesichts der Tatsache, dass viele Erkrankungen (z.B.Depressionen, Epilepsie und Schizophrenie) nur ausgiebig werden wach Tiere untersucht können und die Natur von diesen Erkrankungen erfordern in der Regel langfristige Behandlung, bieten wir ein Protokoll für chronische Implantation von Elektroden Transkranielle bei Ratten. Die hier vorgestellte Methode eignet sich für Verhaltensstudien oder kombinierbar mit Implantation von Elektroden Aufnahme (d.h., Kabel, Silikon-Sonden, Juxtacellular Elektroden) oder chronische kranialen Windows für elektrophysiologische Experimente und bildgebenden Verfahren, beziehungsweise. Abhängig von den experimentellen Design kann das Timing der Stimuli zufällige oder ereignisgesteuerte spezifischen Verhaltens Hinweise oder die elektrophysiologischen Markenzeichen von bestimmten Gehirn Staaten (Anfälle, Theta-Schwingungen)8, 11 , 13.
Es ist wichtig zu erwähnen, dass im Gegensatz zu den derzeit verwendeten menschlichen Ansatz, der Verkörperung der Elektroden auf der Haut verwendet werden, hier eine Methode zeigen wir, die subkutane Implantation rechts über die Oberfläche des Schläfenbeins, da Ratten kaum beschäftigt tolerieren Sie nichts auf ihrer Haut, die leicht zu erreichen mit ihren Pfoten gelegt.
Nach den Grundsätzen der Ersatz, Reduktion und Raffinesse, aufgrund der chronischen Natur der Implantation hilft diese Methode zur Reduzierung der Anzahl der Tiere, da jedes Tier in verschiedenen experimentellen Bedingungen monatelang, erlaubt die Verwendung eingestellt werden kann weniger Tiere zu verschiedenen Hypothesen zu testen.
In der vorliegenden Studie wir bieten eine ausführliche, schrittweise Protokoll Transkranielle Stimulation Elektrode Herstellung (Abbildung 1A-B) und zeigen die chronische Implantation diese Elektroden über die zeitliche Knochen ein sechs-Monat-alten männliche Long-Evans-Ratte.

<table><tbody><tr><td>Cyanacrylat-Flüssigkeit</td><td>Henkel</td><td>Loctite 401</td><td></td></tr><tr><td>Cyanacrylat-Gel</td><td>Henkel</td><td>Loctite 454</td><td></td></tr><tr><td>Draht für Stimulationselektroden</td><td>Phoenix Wire Inc.</td><td>36744MHW - PTFE Microminiature Hook-Up Wire Board</td><td></td></tr><tr><td>Spacer</td><td>E-tec Interconnect</td><td>SP1-020-S378/01-55</td><td></td></tr><tr><td>Steckverbinder</td><td>E-tec Interconnect</td><td>P2510I-02</td><td></td></tr><tr><td>Bandverpackung für Stimulationselektroden</td><td>Nexperia</td><td>74HC1G00GW</td><td>Bandverpackung für jeden integrierten Schaltkreis mit SOT-353-Gehäuse kann verwendet werden</td></tr><tr><td>Grip Cement</td><td>Industriequalität Dichtungsmasse Dentsply</td><td>675571 (Pulver) 675572 (Lösungsmittel)</td><td></td></tr><tr><td>Elektrisches Gel</td><td>Rextra</td><td>EKG-Gel</td><td></td></tr><tr><td>Aufzeichnungselektrodendraht</td><td>California Fine Wire Co.</td><td>.002 (50 Mikron) Wolfram 99,95% (CFW Material #: 100-211), HMl-Natural, geschnitten auf 3,0 Zoll Stücke, rund, geschnitten Länge Stück Draht</td><td></td></tr><tr><td>Ultrafeine Schere</td><td>Hammacher Instrumente</td><td>Edelstahl HSB 544-09</td><td></td></tr><tr><td>Edelstahlrohr</td><td>Vita Needle Company</td><td>29 RW, 304SS Schlauch, T.I.G. Geschweißt und Stecker</td><td></td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeits-Rotationssäge</td><td>Dremel</td><td>Modell # 395</td><td></td></tr><tr><td>Rotationssägehalter</td><td>Dremel</td><td>Modell # 220</td><td></td></tr><tr><td>Kreissäge Trennscheibe</td><td>Dremel</td><td>Modell # 409</td><td></td></tr><tr><td>Okularsticks</td><td>Lohmann-Rauscher</td><td>Pro-ophta Ocular Sticks Nassdesinfektionsmittel</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Egis</td><td>Betadine</td><td></td></tr><tr><td>Trockendesinfektionsmittel</td><td>Wagner Pharma</td><td>Reseptylharnstoff</td><td></td></tr><tr><td>Bohrmaschine</td><td>NSK-Nakanishi Großbritannien</td><td>Vmax35RV Pack</td><td></td></tr><tr><td>Verankerungsschrauben</td><td>Antrin Miniature Specialties, Inc.</td><td>000-120x1/16 SL BIND MS SS</td><td></td></tr></tbody></table>

chronische transkraniellen elektrostimulation und intracortical aufnahme bei ratten

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transkraniellen Elektrostimulation (VES) ist ein kraftvoll und relativ einfache Ansatz, diffus Aktivität des Gehirns nach dem Zufallsprinzip oder in einer geschlossenen ereignisgesteuerte Weise beeinflussen. Obwohl viele Studien über mögliche nutzen und Nebenwirkungen von TES in gesunden und pathologischen Gehirn konzentriert sind, gibt es noch viele grundlegende Fragen bezüglich der Wirkmechanismus der Stimulation. Deshalb gibt es ein klares muss für eine stabile und reproduzierbare Methode zu testen, die akute und chronische Effekte des TES bei Nagetieren. TES kombinierbar mit regelmäßigen Verhaltensstörungen, elektrophysiologische und bildgebende Techniken, neuronale Netze in Vivozu untersuchen. Die Implantation von Elektroden Transkranielle Stimulation erlegt nicht zusätzliche Beschränkungen für das experimentelle Design auf und eine vielseitige, flexible Tool bietet, um Aktivität des Gehirns zu manipulieren. Hier bieten wir Ihnen eine ausführliche, schrittweise Protokoll zu fabrizieren und Implantat Transkranielle Stimulation Elektroden Hirnaktivität monatelang in einer zeitlich beschränkten Weise zu beeinflussen.

Die Implantation von Elektroden chronische Stimulation (Abbildung 1 b) kombinierbar mit zusätzlicher Implantation von Elektroden (Abbildung 1-D) aufnehmen. Diese Einstellungen eignen sich zur Anforderungs-Aufnahme und Stimulation Systeme mit spezifischen Hirnaktivitäten stören bilden. Hier präsentieren wir repräsentative Ergebnisse einer geschlossenen Epilepsie-Erkennung und Interventionssystem, angewendet auf Lo...

Dieses ausführliche Protokoll beschreibt Transkranielle Stimulation Elektrode Platzierung auf dem Felsenbein um die kurz- und langfristigen Auswirkungen der transkraniellen Elektrostimulation im frei beweglichen Ratten zu untersuchen.

Chronische Transkraniellen Elektrostimulation und Intracortical Aufnahme bei Ratten

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, ein Schritt-für-Schritt-Protokoll zur Herstellung und Implantation chronischer transkranieller Stimulationselektroden zu zeigen. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der Neurostimulation zu beantworten, wie z.B. die Langzeitwirkungen der zeitlich gezielten diffusen transkraniellen Elektrostimulation. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass diese Methode aufgrund der geringen Größe des Implantats mit regulären elektrophysiologischen optogenetischen und bildgebenden Verfahren bei frei beweglichen Tieren kombiniert werden kann.Die Implikationen dieser Technik konzentrieren sich auf die Therapie von Epilepsie, Depressionen und anderen neuropsychologischen Störungen, da sie in der Lage ist, große Gehirnnetzwerke sofort zu beeinflussen. Um eine Stimulationselektrode herzustellen, schneiden Sie sechs 10 Zentimeter lange Stücke Miniatur-Anschlussdrähte ab. Entfernen Sie zwei Zentimeter der Verkleidung an einem Ende und einen Zentimeter am anderen Ende.Als nächstes verdrehst du zwei Kabel miteinander und lötest sie mit der kürzeren geschälten Seite an. Erwerben Sie anschließend einen Streifen mit drei Bandverpackungen für einen integrierten Schaltkreis mit SOT-353-Gehäuse. Nähen Sie die verdrillten Drähte durch die drei Löcher der Verpackung.Das längere geschälte Segment der Drähte sollte sich in den Hohlräumen der Verpackung befinden. Positionieren Sie das Kabel so, dass das Ende der Isolierung mit dem Rand der Löcher übereinstimmt. Tragen Sie dann Zahnzement auf die Löcher auf, um die Drähte zu fixieren.Sobald der Zement erstarrt ist, drehen Sie die Packung um, um eine dünne Schicht Sekundenkleber in das Loch einzubringen, um eine wasserartige Abdichtung zum porösen Zement hin zu bilden. Vermeiden Sie es, die abgezogenen Drähte zu kleben. Verdrehen Sie danach die Kabel auf der kürzeren geschälten Seite zusammen und löten Sie sie.Fassen Sie das längere geschälte Segment der Drähte mit der Spitze einer feinen Pinzette. Rollen Sie sie herum und wickeln Sie sie in die Hohlräume. Schneiden Sie bei Bedarf überschüssiges Kabel ab.Um eine Triplet-Elektrode herzustellen, schneiden Sie mit einer Hochgeschwindigkeits-Rotationssäge ein ein Zentimeter langes Stück Edelstahlrohr ab. Entfernen Sie die Finne mit einer scharfen Nadel von den Enden des Rohres und stellen Sie sicher, dass das Rohr frei von Schmutz und vollständig durchlässig ist. Biegen Sie den vergoldeten Distanzstift aus Platine mit der Mindestlänge von drei Zentimetern zu einer J-förmigen Halterung.Schneiden Sie den längeren Schenkel der J-Form ab und löten Sie ihn zusammen, um die ursprüngliche Form wiederherzustellen und eine lösbare Verbindung zwischen dem langen linearen Teil, der von der stereotaktischen Vorrichtung gehalten wird, und der U-Form, die die Elektrode hält und als Verankerungspunkt dient, herzustellen. Anschließend kleben Sie die Tube und das kürzere Bein des J-Halters zusammen. Kleben Sie bei Bedarf noch ein paar Zentimeter lange Stäbe auf, um die Stabilität zu gewährleisten.Schneiden Sie anschließend drei Stücke 2,5 Zentimeter lange Elektrodendrähte mit einer ultrafeinen Schere aus Edelstahl ab. Stellen Sie sicher, dass es sich um einen klaren und scharfen Schnitt handelt und die Isolierung an der kreisförmigen Oberfläche des Elektrodendrahts intakt ist. Achten Sie außerdem darauf, dass die Schnittspitze durch die ausgeübte Kraft nicht verbogen wird.Biegen Sie an jedem Ende der Drähte einen oder zwei Millimeter in verschiedenen Winkeln, um sie unterscheidbar zu machen. Füllen Sie anschließend das Rohr mit den Drähten und wählen Sie einen geeigneten Abstand der Elektroden für das Experiment. Notieren Sie, welcher Draht welcher Tiefe entspricht, um eine korrekte Kanalreihenfolge beizubehalten.Sobald die Drähte direkt nebeneinander ausgerichtet und parallel zum Schlauch sind, fixieren Sie die Elektrodendrähte, indem Sie mit einer scharfen Nadel einen einzelnen Tropfen flüssigen Sekundenkleber an beide Enden des Schlauchs geben. Achten Sie darauf, dass der Kleber aufgrund der Kapillarwirkung in die Tube fließt, aber nicht in Richtung der Aufnahmestellen an den hervorstehenden Enden. Bereiten Sie eine Elektroden-Schnittstellenplatine mit einem geeigneten Mikrostecker vor, der mit einem zu verwendenden Aufnahmesystem kompatibel ist.Führen Sie dann die gebogenen Enden der Drähte in die Löcher der Elektroden-Schnittstellenplatine ein, die dem gewünschten Aufnahmekanal entsprechen. Wenn alle Drähte in Position sind, schiebe die goldenen Stecknadeln mit einer Pinzette in die Löcher. Bei diesem Verfahren entfernen Sie mit einer Haarschneidemaschine die meisten Haare von der Kopfhaut des Tieres.Tragen Sie anschließend Enthaarungscreme auf die Kopfhaut auf. Verteilen Sie es gleichmäßig auf der Oberfläche und warten Sie einige Minuten. Verwenden Sie einen Spatel, um die Creme und die restlichen Haare vorsichtig zu entfernen.Spülen Sie die Haut mit Desinfektionsmittel ab. Injizieren Sie 1 bis 2% Lidocain subkutan, um die Haut zu betäuben. Tragen Sie dann einen einzigen Tropfen Tierarztsalbe auf jedes Auge auf.Machen Sie einen gründlichen und einen langen sagittalen Schnitt entlang der Mittellinie mit einem Skalpell von der Stirn bis zum Hals. Präparieren Sie anschließend das Gewebe einschließlich des Periosts vom Schädel. Reinigen Sie dann mit einem Meißel oder einer Zahnzange den Bereich zwischen den Crista der beiden Schläfenknochen.Halten Sie den Schädel frei, indem Sie die präparierte Haut mit vier Bulldoggen zurückziehen. Platzieren Sie die feine Pinzette vorsichtig zwischen dem steilen Rand des Schläfenbeins und den Muskeln und trennen Sie diese. Machen Sie wackelnde Bewegungen, um so viel wie möglich von der großen Oberfläche des Schläfenbeins freizulegen, vorzugsweise vom Rand des Hinterhauptbeins bis zur Ebene der koronalen Nähte, ohne die Muskeln zu beschädigen.Platzieren Sie anschließend die Retraktoren bitemporal, um die Schläfenknochen freizulegen. Spülen Sie die Oberfläche des Schädels mit ein bis zwei Millilitern 3%igem Wasserstoffperoxid ab. Waschen Sie es dann sehr vorsichtig mit ein bis zwei Millilitern Wasser und lassen Sie die Oberfläche der Schläfenknochen die Feuchtigkeit mit Augenstäbchen aufwischen.Testen Sie anschließend, ob die Stimulationselektroden auf die gereinigte vertikale Schädeloberfläche passen. Die Oberkante der Stimulationselektrode sollte in einer Linie mit der Kante der Crista des Schläfenbeins liegen. Stellen Sie die Bulldoggen und die Retraktoren neu ein oder formen Sie die Stimulationselektroden mit einer Schere, falls erforderlich.Füllen Sie anschließend die Hohlräume der Stimulationselektroden mit elektrisch leitfähigem Gel. Und tragen Sie eine dünne Schicht Kleber auf den Rand der Elektroden auf. Legen Sie die Stimulationselektrode mit einer präzisen Bewegung auf die trockene Oberfläche des Schläfenbeins und halten Sie sie eine Minute lang mit einer feinen Pinzette fest an Ort und Stelle.Achten Sie darauf, dass keine Feuchtigkeit mit dem Kleber in Berührung kommt, und wischen Sie ihn bei Bedarf mit Okularstiften auf. Achten Sie darauf, dass die Stimulationselektrode gleichmäßig mit dem trockenen Schläfenbein verklebt ist. Wischen Sie die Feuchtigkeit häufig ab und ziehen Sie das umgebende Gewebe vorsichtig zurück.Bitten Sie bei Bedarf um Hilfe. Tragen Sie danach Zahnzement auf die Ränder der Stimulationselektrode auf, während die austretende Feuchtigkeit des Gewebes kontinuierlich mit Okularstäbchen getrocknet wird. Decken Sie die gesamte Stimulationselektrode mit Zement ab.Nachdem der Zement vollständig ausgehärtet ist, wiederholen Sie diese Schritte auf der kontralateralen Seite. Bohren Sie anschließend mit einem Bohrkopf mit einem 10 % kleineren Durchmesser im Vergleich zum Schraubendurchmesser einige Löcher über den gesamten Schädel, um die Schrauben zu verankern. Treiben Sie Miniaturschrauben in die Löcher und tragen Sie Zahnzement darüber auf.Fahren Sie dann mit der Implantation der Aufzeichnungselektroden fort. Löten Sie die Verbinder und verankern Sie sie am Ende mit dem Konstrukt. Waschen Sie anschließend die freiliegenden Tücher reichlich mit Desinfektionsmittel.Injizieren Sie 1 bis 2% Lidocain subkutan. Um dann Wundränder zu züchten, umschließen Sie sie mit einfachen unterbrochenen Nähten um das Konnektorimplantat. Desinfizieren Sie anschließend die Wunde mit Povidon-Jod.Hier zeigen wir die repräsentativen Ergebnisse eines geschlossenen epileptischen Anfallserkennungs- und Interventionssystems, das an Long-Evans-Ratten angewendet wurde, die spontane Anfälle exprimierten. Es ist bekannt, dass dieser Zug die Verhaltenssymptome in elektrographischen Mustern der Absence-Epilepsie zeigt, die als Spike- und Wellenentladung bezeichnet werden. Hier sind die LFP-Spuren der Anfallsintervention dargestellt, die die stabile Leistung der zeitlich gezielten Stimuli bei der Unterbrechung von Anfällen für 16 Wochen zeigen.Dies zeigt die Robustheit und Zuverlässigkeit der implantierten Stimulationselektroden. Um diese Ergebnisse in einen Kontext zu setzen, hier die Aufzeichnung eines abgebrochenen Experiments, bei dem sekundäres Gewebe zwischen dem Schläfenbein und der Elektrodenoberfläche aufgrund der unsachgemäßen Versiegelung und Zementierung der Elektroden wuchs. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie transkranielle Stimulationselektroden implantiert werden.Im Anschluss an dieses Verfahren können andere Methoden wie die Implantation von Aufzeichnungselektroden oder Schädelfenstern durchgeführt werden, um verschiedene Modalitäten während der Stimulation aufzuzeichnen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Wir geben Ihnen nützliche Informationen für Chirurgen, die das Erlernen der Prozess der Implantation von chronischen neuronalen Aufnahme Elektroden werden. Techniken für beide durchdringenden und der Oberflächenelektrode sind in einem Nagetier-Modell beschrieben.

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Dieses Video zeigt die Methode zur Implantation eines On-Head-Elektrodensystems in eine anästhesierte Ratte zur Echtzeit-Anfallserkennung. Das Verfahren umfasst das Platzieren von Stimulations- und Aufzeichnungselektroden, das Befestigen mit Zahnzement und das Anschließen an einen am Kopf montierten Verstärker.

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[Platzierung von extrakraniellen Stimulationselektroden und Messung des zerebralen Blutflusses und intrakranieller elektrischer Felder bei anästhesierten Mäusen

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Hier stellen wir zwei Protokolle für die Aufzeichnung von Mikro-Elektrokortikographie (μEcoG) mit hoher Dichte bei Ratten und Mäusen vor, einschließlich chirurgischer, Implantations- und Aufzeichnungsmethoden. μECoG-Aufzeichnungen werden entweder in Kombination mit laminarer Polytrodenaufzeichnung im auditorischen Kortex der Ratte oder mit optogenetischer Manipulation der neuronalen Aktivität im somatosensorischen Kortex der Maus durchgeführt.

Multiskalige Untersuchungen der kortikalen Prozessierung durch Integration laminarer Polytroden und Optogenetik mit Mikroelektrokortikographie bei Nagetieren

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