Name: Studie von In Vivo Metabolismus von Glukose in fettreichen Diät gefüttert Mäuse mit oralen Glukosetoleranztest (OGTT) und Insulin-Toleranz-Test (ITT) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 13 s
Description: Erfahren Sie die Charakterisierung des metabolischen Phänotyps von Mäusen mit fettreicher Diät durch orale Glukosetoleranztests und Insulintoleranztests. Diese Methoden ermöglichen die Bewertung von Glukosestoffwechselveränderungen in vivo.

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Diese Forschung wurde von der medizinischen wissenschaftlichen Fonds des Bürgermeisters der Stadt Wien und der Österreichische Gesellschaft Für Laboratoriumsmedizin Und Klinische Chemie unterstützt.

Alle hier beschriebene Methoden wurden durch die Animal Care and Use Committee der medizinischen Universität Wien genehmigt und nach der Föderation der Europäischen Labor Tier Wissenschaft Verbände (FELASA) durchgeführt. Bitte beachten Sie, dass alle in diesem Protokoll beschriebene Verfahren nur durchgeführt werden, sollte nach institutionellen und staatlichen Genehmigung sowie von Mitarbeitern, die technisch kompetent sind.
(1) HFD gefütterten Mäusen
Hinweis: Pflegen Sie alle C57BL/6J Mäuse auf einem 12-h-hell/dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu Nahrungsmitteln und Trinkwasser.
<ol><li>6 Wochen alt, Ort Mäuse für 8-12 Wochen auf eine HFD (40-60 % Fettkalorien) induzieren Adipositas, bei der Fütterung der schlanke Kontrollgruppe einer fettarme Ernährung (LFD) (10 % Fettkalorien).</li>
	<li>Das Körpergewicht der Mäuse auf einer wöchentlichen Basis zu bestimmen. Die Gewichtungskurven sollten ähnliche Muster in beiden Gruppen mit einer höheren Neigung in der HFD gefütterten Gruppe zeigen.</li>
</ol>(2) OGTT
Hinweis: Wenn alle 15 min Zeit Probenahmestellen Blut während OGTT ausgewählt werden, sollte das Experiment mit einem Maximum von 15 Mäuse parallel durchgeführt werden um mindestens 1 min Bearbeitungszeit pro Maus haben.
<ol><li>Vorbereitungen am Vortag OGTT<ol>
<li>Übertragen Sie die Mäuse in einen Käfig mit frischer Bettwäsche und schnell sie über Nacht vor der Prüfung (14 h), gleichzeitig sicherzustellen, dass die Mäuse Zugang zu sauberem Trinkwasser haben (z.B., entfernen Sie das Essen zu 18:00 für eine Startzeit am nächsten Morgen um 08:00). Hinweis: Fasten Mäuse über Nacht ist die Standardtherapie, aber eine kürzere schnelle (5-6 h) mehr physiologische für Mäuse (Einzelheiten siehe Diskussion ).</li>
	</ol></li>
	<li>Vorbereitungen am Tag des Experiments (aber vor dem Experiment)<ol>
<li>10 mL 20 % Glukoselösung vorbereiten (auflösen D-(+)-Glukose in destilliertem Wasser). Hinweis: Alle Reagenzien, die den Tieren verabreicht werden müssen pharmakologische Klasse und steril.</li>
		<li>Plasmagewinnung, eine 96-Well-Platte vorbereiten, indem Sie einen Brunnen für jeden Zeitpunkt der Probenahme und jede Maus mit 5 µL NaEDTA (0,5 M EDTA, pH 8.0 in 0,9 % NaCl, Lagerung bei RT). Während des Experiments speichern Sie diese Platte auf dem Eis. Hinweis: Siehe ergänzende Abbildung 1 für eine detaillierte Checkliste.</li>
	</ol></li>
	<li>Messen Sie das Körpergewicht von allen Mäusen und markieren Sie ihren Schwänzen mit einem wasserfesten Filzstift, um die Mäuse leicht zu unterscheiden (z.B., Maus 1 = 1 Dash, Maus 2 = 2 Bindestriche usw.)zu machen.</li>
	<li>Glukose-Messung und Blutabnahme (Abbildung 2)<ol>
<li>Schneiden Sie vorsichtig 1-2 mm von der Schwanzspitze mit einer scharfen Schere ("Variante A" in Abbildung 2). Wischen Sie immer den ersten Blutstropfen, Hämolyse oder Kontamination mit Gewebeflüssigkeit vor New Blutentnahme für Blut-Glucose-Bestimmung zu vermeiden. Zeichnen Sie eine kleine Blutprobe (~ 3 µL) für die Messung der basale Blutzuckerspiegel (= Zeitpunkt 0) mit dem Blutzuckermessgerät. Achtung: Überprüfen Sie und einstellen Sie der Chargennummer der Teststreifen auf ein Blutzuckermessgerät. Hinweis: Als eine alternative Blut-Sampling-Methode, nick die seitlichen Schweif Ader einer Maus mit einem scharfen Skalpell-Klinge ("Variante B" in Abbildung 2). Die seitlichen Schweif Vene ist in der Regel etwa ein Drittel über die Länge der Rute aus der Schwanzspitze, bewegt in Richtung zur Unterseite der Rute für mehrere Proben zugegriffen. Ein Lokalanästhetikum Creme wird empfohlen. Blutfluss zu stoppen, durch Finger Druck auf das Weichgewebe mindestens 30 s bevor das Tier an seinem Käfig zurückgegeben wird.</li>
		<li>Sammeln Sie eine Blutprobe (rund 30 µL) mit einer frischen Kapillarrohr (halten die Kapillarrohr-horizontale). Leeren Sie das Kapillarrohr mit einer Pipette indem man die Pipettenspitze an der Spitze des Kapillarrohr Ende und drücken vorsichtig das gesammelte Blut in einen Brunnen von 96-Well-Platte unter Vermeidung von Luftblasen. Wiederholen Sie diesen Vorgang für alle Mäuse - einzeln nacheinander. Hinweis: Als Alternative zur Blutentnahme über ein Kapillarrohr verwenden eine Pipette angepasst, um das korrekte Volumen (z.B. 30 µL) Blut sammeln oder sammeln Sie einen Tropfen Blut aus dem Schweif auf Paraffin Film- und Pipettieren es in die EDTA-Lösung. Unbedingt vermeiden Sie den Kontakt mit Blut oder Blutzuckermessgerät Teststreifen, Vaseline, da sie Glukose und Insulin Messungen beeinflussen kann. Achtung: Der OGTT ist sehr belastend für Mäuse: schlanke Mäuse können rund 15 % des Körpergewichts bei nächtlichem Fasten verlieren. Darüber hinaus führt die Blutabnahme zu unterschiedlichen Zeitpunkten zu einem erheblichen Verlust an Blut. Für leichter Blutabnahme ist es möglich, Mouse-tail mit Vaseline vorsichtig zu massieren. Hinweis: Institutionelle Richtlinien können die zulässige Menge an Blut gesammelt innerhalb einer gesetzten Frist beschränkt. Die Probenahme Mengen und Zeitpunkte sollte angepasst werden, um die zulässigen Höchstwerte nicht überschreiten. Das Körpergewicht der Mäuse sollte verwendet werden, um die Summe berechnen Blut Rückzug erlaubt.</li>
	</ol></li>
	<li>Berechnen Sie die erforderliche Menge Glukose-Lösung auf Basis von Körpergewicht (1 g Glukose/kg Körpergewicht, dies kann bis zu 3 g/kg erhöht werden) durch orale Magensonde für jede Maus verabreicht werden. Zum Beispiel müsste eine Maus mit einem Körpergewicht von 30 g 150 µL einer 20 %-Glukose-Lösung, 30 mg von Glukose zu verwalten. Hinweis: Um die Dosis von Glukose auf das Gewicht der Maus zu erkunden ist das Standardverfahren. Wenn Körper Zusammensetzung Daten vorhanden sind, die Dosis von Glukose OGTT berechnet werden soll basierend auf den mageren Körpermasse (Einzelheiten siehe Diskussion ).</li>
	<li>Glukose-Verwaltung<ol>
<li>Bereiten Everythingthat ist während des gesamten Experiments im Voraus erforderlich (Timer, Experiment Schaublatt, Glukose-Monitor und Streifen, Kapillaren, Spritzen, Glukoselösung, 96-Well-Platte, Skalpell, Taschenrechner, Gleichgewicht, Permanentmarker, Bank Papiere, ein Pipette mit einer Spitze und Handschuhe).</li>
		<li>Für Glukose Anwendung zurückhalten der Maus fest greifen sie durch das Genick. Tragen Sie genügend Festigkeit auf die Haut um den Hals zu verhindern, dass die Maus aus dem Restrain verdrehen und richtig seinen Kopf nach hinten neigen. Auch dafür sorgen Sie, dass die Maus richtig atmen kann. Hinweis: Sobald Glukose-Verwaltung gestartet wird, ist gutes Zeitmanagement sehr wichtig.</li>
		<li>Verwalten Sie sorgfältig die Glukoselösung (basierend auf Schritt 2.5) direkt in den Magen mit einer Fütterung Nadel. Richten Sie vorsichtig die Fütterung Nadel durch den Mund in Richtung Speiseröhre. Lassen Sie die Maus, um die Nadel zu schlucken: die Nadel ganz versinkt in der unteren Speiseröhre/Magen der Maus. Dann Spritzen Sie die Glukoselösung verdünnt werden (Abb. 3a).<ol>
<li>Wenn jeder Widerstand erfüllt ist oder wenn das Tier sofort kämpft, ziehen Sie die Nadel heraus und neu zu positionieren. Der Timer gestartet wird unmittelbar nach der ersten Magensonde und Glukose an alle anderen Mäuse in Intervallen von 1 min zu verabreichen. Hinweis: Es kann hilfreich sein, einen Tropfen der Glukoselösung direkt von der Fütterung Nadel bis zur Mündung der Maus, gelten die anregen wird, lecken und schlucken, und erleichtert so einfacher einfügen der Fütterung Nadel. Wenden Sie Druck nicht an, wenn die Fütterung Nadel einsetzen, da dies das Tier ernsthaft verletzen kann.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Messen Sie nach 15 min des Blutzuckerspiegels mit dem Blutzuckermessgerät und zusätzlich nehmen Sie Blutproben (~ 30 µL) (als detailliert beschrieben im Schritt 2.4) jede Maus in der gleichen Reihenfolge, wie sie injiziert wurden. Hinweis: Das Zeitmanagement ist sehr wichtig; so eng wie möglich mit der gleichen Zeiträume für die Magensonde zu folgen. Lassen Sie die Mäuse bewegen sich so frei wie möglich und Grenze einstweilige Verfügung auf ein Minimum, während des gesamten Verfahrens zur Verringerung der Belastung, die die Ergebnisse verändern kann. Melken Sie Rute mit einer Hand und sammeln Sie das Blut mit dem anderen.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 2.7 zu ausgewählten Zeitpunkten abhängig von den erwarteten Ergebnissen (z. B.bei 30, 45, 60, 90, 120, 150 und 180 min nach Gabe von Glukose). Wenn die ausgewählte Zeitpunkte länger als 120 min. sind, sicherzustellen Sie, dass die Mäuse Zugang zu sauberem Trinkwasser haben. Stellen Sie sicher, dass die Mäuse immer Zugang zu sauberem Trinkwasser haben. Nach Abschluss des Experiments die Mäuse zurück in ihre Heimat Käfige mit Nahrung und Wasser ausgestattet. Achtung: Der OGTT ist sehr anstrengend für die Mäuse. Deshalb warten Sie mindestens 1 Woche vor Durchführung des nächsten metabolischen Tests, wie ein ITT.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie nach dem Experiment Blutproben bei 2.500 x g, 30 min, 4 ° C. Übertragen Sie den überstand (Plasma) leeren Brunnen der Platte und speichern es bei-20 ° C bis zur Analyse.<ol>
<li>Hämolyse der Proben aufnehmen, falls vorhanden (siehe Abschnitt 3).</li>
	</ol></li>
	<li>Insulin-Plasmaspiegel mit einem kommerziell erhältlichen ELISA kit (siehe die Tabelle der Materialien) zu bestimmen nach den Anweisungen des Herstellers des Kit. Hinweis: Je nach dem Fasten Zustand sowie auf den Stoffwechsel der untersuchten Mäuse, Schwierigkeiten während dieser Assay können auftreten: Übernachtung Fasten Insulin Ebenen (Zeitpunkt 0) sind sehr niedrig und somit nahe an der Nachweisgrenze liegt. Um dieses Problem zu vermeiden, verdoppelt die Menge der empfohlenen Plasmavolumen und dementsprechend das Ergebnis des ELISA-Tests zu halbieren. Auf der anderen Seite, wenn Mäuse Insulin während OGTT, vor allem bei HFD gefütterten Mäusen erreicht, darf der Insulinspiegel die Nachweisgrenze: die Probe verdünnen (z.B.10-divisibel mit 0,9 % NaCl) und den ELISA-Test zu wiederholen. Hämolyse in Plasma-Proben führen zu den Abbau von Insulin, was zu einem Rückgang der Ablesewerte. Die Degradation hängt von Zeit, Temperatur und der Hämoglobin-Konzentration in der Probe. Halten Sie immer lipämischen Proben, kalt oder auf Eis, Insulin Abbau zu reduzieren.</li>
</ol>3. ITT
Hinweis: Die gleichen Vorsichtsmaßnahmen für OGTT (Umgang mit Mäusen, Blut, Glucometer und Vaseline verwenden) beschrieben haben auch anzuwenden, wenn die ITT durchführen. Beispielsweise sollten alle Injektionen innerhalb von 15 Minuten in 1 min Abständen erfolgen, wenn 15 Mäuse parallel getestet werden. Für das ITT ist nachfolgende Sammlung von Blutproben mit Kapillarröhrchen optional.
<ol><li>Vorbereitungen vor dem experiment<ol>
<li>Schnelle Mäuse für mindestens 2 Stunden vor Insulininjektion, gleichzeitig sicherzustellen, dass die Mäuse Zugang zu sauberem Trinkwasser haben (z. B.entfernen Essen am 08:00, testen Sie Mäuse 2-5 h später).</li>
		<li>Verdünnen Sie Insulin 1:1,000 in 0,9 % NaCl (Lager: 100 U/mL Insulin; arbeiten Konzentration 0,1 U/mL) und 20 % Glukose vorbereiten (D-(+)-Glukoselösung gelöst in destilliertem Wasser) verabreicht werden, wenn die Mäuse blutzuckersenkende geworden. Hinweis: Die ITT erfolgt in der Regel nach einer kurzen schnell die Hypoglykämie zu vermeiden, die sonst über Nacht auftreten Tiere gefastet. Alle Reagenzien, die den Tieren verabreicht werden müssen pharmakologische Klasse sein und steril.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Messen Sie das Körpergewicht von Mäusen zu, markieren Sie Heck schneiden Sie die Schwanzspitze mit einer scharfen Schere und Messen Sie basale Blutzuckerspiegel zu, wie zuvor für den OGTT in Schritt 2.4 beschrieben.</li>
	<li>Insulininjektion<ol>
<li>Intraperitoneal Insulin injizieren (0,75 U Insulin/kg Körpergewicht, vorher berechnet), zurückhalten die Maus durch das Genick-Verfahren.</li>
		<li>Verwenden Sie ein frisches, steriles 27 oder 30 gauge Nadel für jedes Tier zur Vermeidung von Beschwerden und das Risiko einer Infektion der Injektionsstelle. Hinweis: Sterilisierung der Haut verlängere die Dauer der Insulinverabreichung und kann dadurch zusätzliche Störungen des Tieres. Daher ist es nicht empfohlen.</li>
		<li>Neigen Sie den Kopf der Maus nach unten, in einem leichten Winkel, die ventrale Seite des Tieres verfügbar zu machen. Legen Sie die sterile Nadel mit Abschrägung oben und in einem Winkel von 30° im unteren rechten Quadranten des Abdomens des Tieres (Abb. 3 b). Der Timer gestartet wird unmittelbar nach die ersten Maus injiziert wird. Hinweis: Niedrig dosierte ITTs (0,1 U/kg) kann durchgeführt werden, um speziell hepatische Insulinsensitivität beurteilen. Für den OGTT Berechnung der Einspritzmenge anhand des Körpergewichts ist das Standardverfahren und stützen die Dosis auf fettfreien Masse wird bevorzugt, wenn Körper Zusammensetzung Daten vorliegen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Messen des Blutzuckerspiegels zu ausgewählten Zeitpunkten (z. B.nach 15, 30, 45, 60 und 90 min). Hinweis: Da Insulin eine kurze Halbwertszeit von ~ 10 min in Mäusen13 hat, späten Unterschiede nach Insulinverabreichung (z. B.nach 2 h) entsprechen möglicherweise keine direkte Auswirkung der Insulinwirkung. 20 % Glukoselösung zu verwalten, für den Fall, dass eine Maus blutzuckersenkende wird (den Blutglukosespiegel unter 35 mg/dL) und befindet sich in Gefahr zu sterben.</li>
	<li>Nachdem die letzte Zeit zeigt, legen Sie die Mäuse zurück in ihre Heimat Käfige mit reichlich Futter und Wasser zubereitet.</li>
</ol>

<ol><li>Qatanani, M., Lazar, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+obesity-associated+insulin+resistance%3A+many+choices+on+the+menu%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of obesity-associated insulin resistance: many choices on the menu.</a> Genes Dev. 21 (12), 1443-1455 (2007).</li>
<li>Wilcox, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insulin+and+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Biochem+Rev%22%5BJournal%5D)">Insulin and insulin resistance.</a> Clin Biochem Rev. 26 (2), 19-39 (2005).</li>
<li>Reaven, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathophysiology+of+insulin+resistance+in+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Pathophysiology of insulin resistance in human disease.</a> Physiol Rev. 75 (3), 473-486 (1995).</li>
<li>Kahn, B. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Type+2+diabetes%3A+when+insulin+secretion+fails+to+compensate+for+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Type 2 diabetes: when insulin secretion fails to compensate for insulin resistance.</a> Cell. 92 (5), 593-596 (1998).</li>
<li>Gregor, M. F., Hotamisligil, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+mechanisms+in+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Immunol%22%5BJournal%5D)">Inflammatory mechanisms in obesity.</a> Annu Rev Immunol. 29, 415-445 (2011).</li>
<li>Odegaard, J. I., Chawla, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pleiotropic+actions+of+insulin+resistance+and+inflammation+in+metabolic+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Pleiotropic actions of insulin resistance and inflammation in metabolic homeostasis.</a> Science. 339 (6116), 172-177 (2013).</li>
<li>Srinivasan, K., Ramarao, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+in+type+2+diabetes+research%3A+an+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+J+Med+Res%22%5BJournal%5D)">Animal models in type 2 diabetes research: an overview.</a> Indian J Med Res. 125 (3), 451-472 (2007).</li>
<li>Surwit, R. S., Kuhn, C. M., Cochrane, C., McCubbin, J. A., Feinglos, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diet-induced+type+II+diabetes+in+C57BL%2F6J+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Diet-induced type II diabetes in C57BL/6J mice.</a> Diabetes. 37 (9), 1163-1167 (1988).</li>
<li>Winzell, M. S., Ahren, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+high-fat+diet-fed+mouse%3A+a+model+for+studying+mechanisms+and+treatment+of+impaired+glucose+tolerance+and+type+2+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">The high-fat diet-fed mouse: a model for studying mechanisms and treatment of impaired glucose tolerance and type 2 diabetes.</a> Diabetes. 53, Suppl 3. S215-S219 (2004).</li>
<li>Ayala, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standard+operating+procedures+for+describing+and+performing+metabolic+tests+of+glucose+homeostasis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice.</a> Dis Model Mech. 3 (9-10), 525-534 (2010).</li>
<li>Jais, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heme+oxygenase-1+drives+metaflammation+and+insulin+resistance+in+mouse+and+man%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Heme oxygenase-1 drives metaflammation and insulin resistance in mouse and man.</a> Cell. 158 (1), 25-40 (2014).</li>
<li>Teperino, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hedgehog+partial+agonism+drives+Warburg-like+metabolism+in+muscle+and+brown+fat%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Hedgehog partial agonism drives Warburg-like metabolism in muscle and brown fat.</a> Cell. 151 (2), 414-426 (2012).</li>
<li>Cresto, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Half+life+of+injected+125I-insulin+in+control+and+ob%2Fob+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiol+Lat+Am%22%5BJournal%5D)">Half life of injected 125I-insulin in control and ob/ob mice.</a> Acta Physiol Lat Am. 27 (1), 7-15 (1977).</li>
<li>First report of the BVA/FRAME/RSPCA/UFAW joint working group on refinement. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+blood+from+laboratory+mammals+and+birds%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Removal of blood from laboratory mammals and birds.</a> Lab Anim. 27 (1), 1-22 (1993).</li>
<li>McGuill, M., Rowan, A. <a target="_blank" href="https://academic.oup.com/ilarjournal/article/31/4/5/655393/Biological-Effects-of-Blood-Loss-Implications-for">Biological Effects of Blood Loss: Implications for Sampling Volumes and Techniques.</a> ILAR. 31 (4), 5-18 (1989).</li>
<li>Hoff, J. <a target="_blank" href="http://www.osa.sunysb.edu/dlar/newitems/mouseblood.pdf">Methods of Blood Collection in the Mouse.</a> Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).</li>
<li>NIH. National Institute of Health - Guidelines for Survival Bleeding of Mice and Rats. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://oacu.od.nih.gov/ARAC/survival.pdf">http://oacu.od.nih.gov/ARAC/survival.pdf</a> (2017).</li>
<li>Jacobson, L., Ansari, T., McGuinness, O. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Counterregulatory+deficits+occur+within+24+h+of+a+single+hypoglycemic+episode+in+conscious%2C+unrestrained%2C+chronically+cannulated+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Counterregulatory deficits occur within 24 h of a single hypoglycemic episode in conscious, unrestrained, chronically cannulated mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 290 (4), E678-E684 (2006).</li>
<li>Guariguata, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+estimates+of+diabetes+prevalence+for+2013+and+projections+for+2035%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Res+Clin+Pract%22%5BJournal%5D)">Global estimates of diabetes prevalence for 2013 and projections for 2035.</a> Diabetes Res Clin Pract. 103 (2), 137-149 (2014).</li>
<li>Freeman, H. C., Hugill, A., Dear, N. T., Ashcroft, F. M., Cox, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deletion+of+nicotinamide+nucleotide+transhydrogenase%3A+a+new+quantitive+trait+locus+accounting+for+glucose+intolerance+in+C57BL%2F6J+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Deletion of nicotinamide nucleotide transhydrogenase: a new quantitive trait locus accounting for glucose intolerance in C57BL/6J mice.</a> Diabetes. 55 (7), 2153-2156 (2006).</li>
<li>Pelleymounter, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+the+obese+gene+product+on+body+weight+regulation+in+ob%2Fob+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Effects of the obese gene product on body weight regulation in ob/ob mice.</a> Science. 269 (5223), 540-543 (1995).</li>
<li>Chen, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+that+the+diabetes+gene+encodes+the+leptin+receptor%3A+identification+of+a+mutation+in+the+leptin+receptor+gene+in+db%2Fdb+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Evidence that the diabetes gene encodes the leptin receptor: identification of a mutation in the leptin receptor gene in db/db mice.</a> Cell. 84 (3), 491-495 (1996).</li>
<li>Rossini, A. A., Like, A. A., Dulin, W. E., Cahill, G. F. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pancreatic+beta+cell+toxicity+by+streptozotocin+anomers%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Pancreatic beta cell toxicity by streptozotocin anomers.</a> Diabetes. 26 (12), 1120-1124 (1977).</li>
<li>Bailey, C. J., Flatt, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hormonal+control+of+glucose+homeostasis+during+development+and+ageing+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Metabolism%22%5BJournal%5D)">Hormonal control of glucose homeostasis during development and ageing in mice.</a> Metabolism. 31 (3), 238-246 (1982).</li>
<li>Shi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sexually+different+actions+of+leptin+in+proopiomelanocortin+neurons+to+regulate+glucose+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Sexually different actions of leptin in proopiomelanocortin neurons to regulate glucose homeostasis.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 294 (3), E630-E639 (2008).</li>
<li>Collins, S., Martin, T. L., Surwit, R. S., Robidoux, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+vulnerability+to+diet-induced+obesity+in+the+C57BL%2F6J+mouse%3A+physiological+and+molecular+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Genetic vulnerability to diet-induced obesity in the C57BL/6J mouse: physiological and molecular characteristics.</a> Physiol Behav. 81 (2), 243-248 (2004).</li>
<li>Heijboer, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sixteen+hours+of+fasting+differentially+affects+hepatic+and+muscle+insulin+sensitivity+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Lipid+Res%22%5BJournal%5D)">Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice.</a> J Lipid Res. 46 (3), 582-588 (2005).</li>
<li>Kohsaka, A., Bass, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sense+of+time%3A+how+molecular+clocks+organize+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">A sense of time: how molecular clocks organize metabolism.</a> Trends Endocrinol Metab. 18 (1), 4-11 (2007).</li>
<li>Drucker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incretin+action+in+the+pancreas%3A+potential+promise%2C+possible+perils%2C+and+pathological+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Incretin action in the pancreas: potential promise, possible perils, and pathological pitfalls.</a> Diabetes. 62 (10), 3316-3323 (2013).</li>
<li>Andrikopoulos, S., Blair, A. R., Deluca, N., Fam, B. C., Proietto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+the+glucose+tolerance+test+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Evaluating the glucose tolerance test in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 295 (6), E1323-E1332 (2008).</li>
<li>Ahren, B., Winzell, M. S., Pacini, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+augmenting+effect+on+insulin+secretion+by+oral+versus+intravenous+glucose+is+exaggerated+by+high-fat+diet+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">The augmenting effect on insulin secretion by oral versus intravenous glucose is exaggerated by high-fat diet in mice.</a> J Endocrinol. 197 (1), 181-187 (2008).</li>
<li>Bowe, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+phenotyping+guidelines%3A+assessing+glucose+homeostasis+in+rodent+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">Metabolic phenotyping guidelines: assessing glucose homeostasis in rodent models.</a> J Endocrinol. 222 (3), G13-G25 (2014).</li>
<li>Arioli, V., Rossi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Errors+related+to+different+techniques+of+intraperitoneal+injection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Errors related to different techniques of intraperitoneal injection in mice.</a> Appl Microbiol. 19 (4), 704-705 (1970).</li>
<li>Miner, N. A., Koehler, J., Greenaway, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraperitoneal+injection+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Intraperitoneal injection of mice.</a> Appl Microbiol. 17 (2), 250-251 (1969).</li>
<li>Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+glucose+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mol+Biol.+Chapter%22%5BJournal%5D)">Evaluation of glucose homeostasis.</a> Curr Protoc Mol Biol. Chapter. , Chapter 29 Unit 29B 23(2007).</li>
<li>Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+approaches+for+assessing+insulin+sensitivity+and+resistance+in+vivo%3A+advantages%2C+limitations%2C+and+appropriate+usage%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 294 (1), E15-E26 (2008).</li>
<li>McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+experiment+in+centralized+mouse+phenotyping%3A+the+Vanderbilt+experience+and+recommendations+for+evaluating+glucose+homeostasis+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 297 (4), E849-E855 (2009).</li>
<li>Pacini, G., Omar, B., Ahren, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+and+models+for+metabolic+assessment+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Diabetes+Res%22%5BJournal%5D)">Methods and models for metabolic assessment in mice.</a> J Diabetes Res. 2013, 986906(2013).</li>
<li>Polonsky, K. S., Rubenstein, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C-peptide+as+a+measure+of+the+secretion+and+hepatic+extraction+of+insulin.+Pitfalls+and+limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">C-peptide as a measure of the secretion and hepatic extraction of insulin. Pitfalls and limitations.</a> Diabetes. 33 (5), 486-494 (1984).</li>
<li>Hughey, C. C., Wasserman, D. H., Lee-Young, R. S., Lantier, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Approach+to+assessing+determinants+of+glucose+homeostasis+in+the+conscious+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Mamm+Genome%22%5BJournal%5D)">Approach to assessing determinants of glucose homeostasis in the conscious mouse.</a> Mamm Genome. 25 (9-10), 522-538 (2014).</li>
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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Mit der hohen Prävalenz von Diabetes und Folgeerkrankungen der Weltbevölkerung ist eine starke Voraussetzung für Forschung Adressierung der molekulare Mechanismus, Prävention und Behandlung von Krankheiten19. Die vorgestellte Protokoll beschreibt bewährte Methoden für die Erzeugung von HFD Mäuse, ein robustes Tiermodell zur metabolischen Forschung sowie die Durchführung des OGTT und ITT, die mächtige Werkzeuge für die Bewertung der Ganzkörper-Stoffwechselveränderungen sind wie Insulin-Resistenz. I...

In der entwickelten Welt erreicht Adipositas und Diabetes epidemische Dimensionen aufgrund von Bewegungsmangel und dem übermäßigen Konsum von verarbeiteten Lebensmitteln, Effekte, die durch schnelle Verstädterung, Industrialisierung, sowie Globalisierung getrieben werden. Obwohl Forschung auf Insulin-Resistenz und seine Komorbiditäten, wie z. B. Hyperlipidämie und Atherosklerose, hat erlangte Bekanntheit in den letzten Jahrzehnten die komplexen biologischen Mechanismen, die regulieren den Stoffwechsel in Gesundheit und Krankheit bleiben unvollständig verstanden und es gibt noch ein dringender Bedarf an neuen Behandlungsmethoden zur Prävention und Behandlung dieser Krankheiten1.
Insulin und seine counter-regulatory Hormon Glucagon dienen als die wichtigsten Regulatoren der zellulären Energie Versorgung und Makronährstoff Gleichgewicht, damit gleichzeitig die richtige systemische Blut Glukose Konzentrationen2. Glukose selbst fungiert als eines der wichtigsten Stimulatoren der Insulin-Sekretion von β-Zellen der Bauchspeicheldrüse, während andere Makronährstoffe, Humorale Faktoren sowie der neuronalen Input weiter diese Antwort ändern. Insulin löst folglich die anabolen Prozesse des Staates, genährt durch die Diffusion des überschüssigen Blutzuckers in Muskel- und Fettzellen zu erleichtern und weitere Aktivierung Glykolyse sowie Protein oder Fettsäure-Synthese bzw.. Darüber hinaus unterdrückt Insulin hepatische Glukose Ausgabe durch Hemmung der Glukoneogenese. Chronische überschüssige Energieverbrauch und Meta-Entzündung führen zu Hyperinsulinämie und periphere Insulinresistenz durch die Down-Regulierung der Insulin-Rezeptor-Expression sowie Änderungen im nachgeschalteten Signalwege, wodurch sich beeinträchtigt Empfindlichkeit gegenüber Insulin-vermittelte Glukose-Entsorgung sowie unzureichende Hemmung der hepatischen Glukose Produktion3,4,5,6.
Eine breite Palette von Tiermodellen mit genetischen, Ernährungs- oder experimentelle Induktion von Krankheit erwiesen sich als hervorragendes Werkzeug, um die molekularen Mechanismen der Insulin-Resistenz und verschiedene Formen von Diabetes sowie die begleitenden Erkrankungen7 studieren werden . Ein Paradebeispiel ist die weit verbreitete und etablierte HFD-induzierte Mausmodell, charakterisiert durch schnelle Gewichtszunahme durch erhöhte Nahrungsaufnahme in Kombination mit reduzierten Stoffwechseleffizienz, wodurch Insulin Widerstand8, 9. sowohl bei Tiermodellen und beim Menschen, eine Erhöhung der Fastende Glukose und Insulin Blutspiegel, sowie ein eingeschränkter Toleranz gegenüber Glukose Verwaltung sind häufig verwendete Indikatoren der Insulin-Resistenz und andere systemische Veränderungen der Glukose Stoffwechsel. Blut Glukose und Insulin Überwachungsstufen an den basalen Zustand oder nach der Stimulation sind daher bequem auslesen.
Dieses Protokoll beschreibt die Generation der HFD gefütterten Mäusen sowie zwei häufig verwendete Methoden, den oralen Glukosetoleranztest (OGTT) und der Insulin Resistenz-Test (ITT), die nützlich, die metabolische Phänotyp zu charakterisieren und zu untersuchen sind Veränderungen im Glukosestoffwechsel. Wir beschreiben den OGTT im Detail, die die Entsorgung von ein oral verabreichtes Glukose Belastung und Insulin-Sekretion im Laufe der Zeit bewertet. Darüber hinaus bieten wir Anweisungen darüber, wie die ITT zur Insulinwirkung Ganzkörper-Untersuchung durch die Überwachung der Konzentration im Blut Glukose als Reaktion auf einen Bolus Insulin führen. Die in diesem Artikel beschriebenen Protokolle sind gut etabliert und wurden in mehreren Studien10,11,12verwendet. Neben geringfügigen Änderungen, die dazu beitragen können, um Erfolg zu erhöhen, bieten wir Richtlinien für experimentelles Design und Datenanalyse sowie nützliche Hinweise auf mögliche Fallstricke zu vermeiden. Die hier beschriebenen Protokolle kann sehr mächtige Werkzeuge, um den Einfluss von genetischen, pharmakologische, diätetische und andere Umweltfaktoren auf ganzen Körper Glukose-Stoffwechsel und seine assoziierten Erkrankungen wie z. B. Insulin-Resistenz zu untersuchen. Zusätzlich zur Stimulation mit Glukose oder Insulin kann eine Vielzahl von anderen Verbindungen zur Stimulation abhängig vom Zweck der einzelnen Forschung verwendet werden. Obwohl außerhalb des Geltungsbereichs dieser Handschrift, können viele andere downstream-Anwendungen auf den gezogenen Blutproben, wie die Analyse der Blutwerte als Glukose und Insulin (z.B., Lipid und Lipoprotein-Profile) sowie detaillierte durchgeführt werden Analyse der Stoffwechselmarker (z. B.durch quantitative Real-Time Polymerase Chain Reaction (PCR), Western-Blot Analyse und Enzyme-Linked Immunosorbentprobe Assay (ELISA)). Weitere flow Cytometry und Fluoreszenz aktiviert Zelle sortieren (FACS) angewandt werden, um die Effekte in verschiedene einzelne Zellpopulationen zu untersuchen, während transkriptomischen, Proteomik und Metabolomic Ansätze auch für ungezielte Analyse genutzt werden können.
Alles in allem bieten wir ein einfaches Protokoll um HFD-induzierte Mausmodell zu generieren, bei der weiteren Beschreibung zwei leistungsstarke Ansätze zur Untersuchung Ganzkörper-Stoffwechselveränderungen, die OGTT und der ITT, die nützliche Werkzeuge für das Studium der Pathogenese der Krankheit sein kann und Entwicklung neuer Therapien, vor allem im Bereich der Stoffwechsel-assoziierten Erkrankungen wie Insulinresistenz und Diabetes.

<table><tbody><tr><td>Mausstamm: C57BL/6J</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>664</td><td>LFD/HFD</td></tr><tr><td>Accu Chek Performa - Blutzuckermessgerät</td><td>Roche</td><td>6870228</td><td>OGTT/ITT</td></tr><tr><td>Accu Chek Performa - Strips</td><td>Roche</td><td>6454038</td><td>OGTT/ITT</td></tr><tr><td>D-(+)-Glukoselösung</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8769</td><td>OGTT</td></tr><tr><td>Actrapid - Insulin</td><td>Novo Nordisk</td><td>417642</td><td>ITT</td></tr><tr><td>Wiederverwendbare Fütterungsnadeln</td><td>Fine Science Tools</td><td>#18061-22</td><td>OGTT; 22 Gauge (-24 Gauge für junge Mäuse)</td></tr><tr><td>Omnifix-Fine Dosierspritzen</td><td>Braun</td><td>9161406V</td><td>OGTT/ITT</td></tr><tr><td>Sterican Insulinnadel (30G x 1/3"; &oslash; 0,30 x 13 mm)</td><td>Braun</td><td>304000</td><td>ITT; magere Mäuse</td></tr><tr><td>Sterican (G 27 x 3/4"; &oslash; 0,40 x 20 mm)&nbsp; &nbsp;</td><td>Braun</td><td>4657705</td><td>ITT; Mäuse auf HFD</td></tr><tr><td>96 Well PCR-Platten, ohne Rand, flexibel</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>SP0016</td><td>OGTT</td></tr><tr><td>Ultrasensitive Maus Insulin ELISA Kit</td><td>Crystam Chem</td><td>90080</td><td>OGTT</td></tr><tr><td>Nagetierdiät mit 60% kcal% Fett</td><td>Research Diets Inc</td><td>D12492</td><td>Mäuse auf HFD</td></tr><tr><td>Nagetierdiät mit 10% kcal% Fett.</td><td>Research Diets Inc</td><td>D12450B</td><td>Mäusen auf LFD</td></tr><tr><td>BRAND Mikrohämatokrit-Kapillare</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>BR749321</td><td>OGTT/ITT</td></tr><tr><td>Vaseline - Crème</td><td>Riviera</td><td>P1768677</td><td>OGTT/ITT</td></tr></tbody></table>

studie von in vivo metabolismus von glukose in fettreichen diät gefüttert mäuse mit oralen glukosetoleranztest (ogtt) und insulin-toleranz-test (itt)

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT)

Adipositas ist den wichtigste einzelnen Risikofaktor in der Pathogenese des Typ 2 Diabetes, eine Krankheit, die durch eine Resistenz gegen Insulin stimuliert Glukoseaufnahme und eine grobe Dekompensation der systemischen Glukosestoffwechsel auszeichnet. Trotz erheblicher Fortschritte im Verständnis der Glukose-Stoffwechsel bleiben die molekularen Mechanismen der seine Regelung in Gesundheit und Krankheit untersucht, während neue Ansätze zur Vorbeugung und Behandlung von Diabetes dringend benötigt werden. Abgeleitete Glukose die Bauchspeicheldrüse Sekretion von Insulin stimuliert, dient als der wichtigste Regulator der zellulären anabole Prozesse während der gefüttert-Zustand und damit den Blutzucker Ernährung Ebenen um systemische Energiestatus aufrecht zu erhalten. Chronische Überfütterung Auslöser Meta-Entzündung, führt zu Veränderungen im peripheren Insulin-Rezeptor-assoziierten Signal- und reduziert somit die Empfindlichkeit gegenüber Insulin-vermittelte Glukose zur Verfügung. Diese Ereignisse führen letztendlich zu erhöhten Nüchtern-Glukose und Insulinspiegel sowie eine Reduktion in Glukose-Toleranz, die wiederum als wichtige Indikatoren der Insulin-Resistenz dienen. Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Erzeugung und metabolische Charakterisierung der fettreiche Diät (HFD)-gefüttert Mäuse als häufig verwendete Modell der Diät-induzierten Insulin-Resistenz. Wir zeigen im Detail die oralen Glukosetoleranztest (OGTT), die periphere entsorgen ein oral verabreichtes Glukose Belastung und Insulin-Sekretion im Laufe der Zeit überwacht. Darüber hinaus präsentieren wir ein Protokoll für die Insulin-Toleranz-Test (ITT), Ganzkörper-Insulinwirkung zu überwachen. Zusammen repräsentieren diese Methoden und ihre nachgelagerten Anwendungen leistungsstarke Tools zur Charakterisierung des allgemeine metabolische Phänotyps von Mäusen sowie, insbesondere Veränderungen im Metabolismus von Glukose zu beurteilen. Sie können besonders nützlich sein, in den breiten Forschungsfeld der Insulinresistenz, Diabetes und Fettleibigkeit, ein besseres Verständnis der Pathogenese sowie hinsichtlich der Auswirkungen der therapeutische Interventionen zu testen.

Abbildung 1 zeigt eine schematische Zeittabelle für metabolische Phänotypisierung von Mäusen auf Diäten. Im Alter von ca. 6 Wochen sollten Mäuse auf eine HFD platziert werden, während eine LFD-Gruppe als die Kontrollgruppe dienen kann. Wichtig ist, sollte wöchentlich Körpergewicht ermittelt werden, zu beobachten, ob es eine erwartete Zunahme des Körpergewichts. Jede Art von Stress (z.B., Lärm oder aggressive männliche Verhalten) Körpergewichtszunahme...

Der aktuelle Artikel beschreibt die Erzeugung und metabolische Charakterisierung von fettreichen Diät gefütterten Mäusen als Modell für Diät-induzierten Insulinresistenz und Fettleibigkeit. Freuen Sie sich auf weitere detaillierte Protokolle, um die oralen Glukose-Toleranz-Test und die Insulin-Toleranz-Test, Ganzkörper-Veränderungen der Glukose Stoffwechsel in VivoÜberwachung durchführen.

Studie von In Vivo Metabolismus von Glukose in fettreichen Diät gefüttert Mäuse mit oralen Glukosetoleranztest (OGTT) und Insulin-Toleranz-Test (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to ...

Das übergeordnete Ziel dieser Verfahren ist es, den allgemeinen metabolischen Phänotyp von Mäusen zu charakterisieren und Veränderungen im Glukosestoffwechsel in vivo spezifisch zu beurteilen. Diese Methoden können helfen, zentrale Fragen im Bereich des Stoffwechsels zu beantworten. Sie sind repräsentative und leistungsfähige Werkzeuge, um den Einfluss genetischer, pharmakologischer oder ernährungsbedingter Faktoren auf den Glukosestoffwechsel in vivo zu untersuchen.Der Hauptvorteil dieser Techniken besteht darin, dass sie relativ einfach durchzuführen sind. Setzen Sie die Mäuse am Tag vor dem oralen Glukosetoleranztest in einen Käfig mit frischer Einstreu und Trinkwasser, aber ohne Futter, um sie vor dem Test über Nacht zu fasten. Bereiten Sie am nächsten Tag 10 Milliliter 20%ige Glukoselösung vor, indem Sie 45% D-Glukose in destilliertem Wasser verdünnen.Bereiten Sie dann eine Platte für die Plasmaentnahme vor, indem Sie fünf Mikroliter Natrium-EDTA pro Zeitpunkt für jede Maus in die Vertiefungen einer 96-Well-Platte geben. Lagern Sie diese Platte während des Experiments auf Eis. Messen Sie anschließend das Körpergewicht aller Mäuse und markieren Sie ihre Schwänze mit einem Permanentmarker, um die Mäuse leicht unterscheidbar zu machen.Um Blut für die Grundprobenahme zu sammeln, schneiden Sie mit einer scharfen Schere vorsichtig ein bis zwei Millimeter der Schwanzspitze ab. Wischen Sie den ersten Tropfen Blut ab, um eine Hämolyse oder Kontamination mit Gewebsflüssigkeit zu vermeiden, bevor Sie neue Blutproben zur Blutzuckerbestimmung entnehmen. Entnehmen Sie eine kleine Blutprobe für die Messung des basalen Blutzuckerspiegels mit dem Blutzuckermessgerät.Entnehmen Sie dann eine größere Blutprobe mit einem frischen Kapillarröhrchen. Entleeren Sie das Kapillarröhrchen mit einer Pipette, indem Sie die Pipettenspitze oben am Ende des Kapillarröhrchens ansetzen und das gesammelte Blut vorsichtig in eine Vertiefung der 96-Well-Platte drücken, wobei Sie Luftblasen vermeiden müssen. Bereiten Sie 20%ige D-Glukose zu, die in destilliertem Wasser gelöst ist.Um eine Glukoselösung zu verabreichen, halten Sie die Maus zuerst fest, indem Sie sie fest am Genick packen. Tragen Sie genügend Festigkeit auf die Haut um den Hals auf, um zu verhindern, dass sich die Maus verdreht und den Kopf nach hinten neigt. Stellen Sie sicher, dass die Maus richtig atmen kann.Richten Sie dann die Fütterungsnadel vorsichtig durch den Mund in Richtung Speiseröhre. Lassen Sie die Maus die Nadel verschlucken. Nachdem die Nadel in die untere Speiseröhre der Maus eingesunken ist, injizieren Sie die Glukoselösung.Starten Sie den Timer unmittelbar nach der ersten Sonde und verabreichen Sie allen anderen Mäusen Glukose in Abständen von einer Minute. Sobald mit der Glukoseverabreichung begonnen wird, ist ein gutes Zeitmanagement sehr wichtig. Messen Sie nach 15 Minuten den Blutzuckerspiegel wie zuvor mit dem Blutzuckermessgerät.Und dann entnehmen Sie jeder Maus weitere 30 Mikroliter Blutprobe in der gleichen Reihenfolge, in der sie injiziert wurde. Die Blutentnahme sollte 30, 45, 60, 90, 120, 150 und 180 Minuten nach der Glukoseverabreichung wiederholt werden. Stellen Sie sicher, dass Mäuse während dieser Zeit Zugang zu Trinkwasser haben.Wenn die Messungen abgeschlossen sind, bringen Sie die Mäuse in ihre mit Futter und Wasser ausgestatteten Käfige zurück. Dann zentrifugieren Sie die Blutproben bei 2.500 mal G für 30 Minuten bei vier Grad Celsius. Übertragen Sie den Plasmaüberstand in leere Vertiefungen der 96-Well-Platte.Und dann lagern Sie die Platte bis zur Analyse bei minus 20 Grad Celsius. Mindestens eine Woche nach dem Glukosetoleranztest sollten die Mäuse vor der Insulininjektion mindestens zwei Stunden lang gefastet werden, um sicherzustellen, dass die Mäuse Zugang zu Trinkwasser haben. Verdünnen Sie die Insulinstammlösung eins bis tausend mit 0,9 % Natriumchlorid und bereiten Sie 20 % D-Glukose vor, die in destilliertem Wasser gelöst ist, um verabreicht zu werden, wenn die Mäuse hypoglykämisch werden.Berechnen Sie nach dem Wiegen der Mäuse und dem Markieren ihrer Schwänze das Insulinvolumen, das zur Verabreichung von 0,75 Einheiten Insulin pro Kilogramm Körpergewicht erforderlich ist. Schneiden Sie dann die Schwanzspitze mit einer scharfen Schere ab und messen Sie den basalen Blutzuckerspiegel wie zuvor. Um Insulin intraperitoneal zu injizieren, halten Sie die Maus nach der Scrumpf-Methode fest und neigen Sie den Mauskopf in einem leichten Winkel nach unten, um die ventrale Seite des Tieres freizulegen.Platzieren Sie die gefüllte Spritze in einem Winkel von 30 Grad im unteren rechten Quadranten des Bauches des Tieres und injizieren Sie das Volumen mit der Abschrägung der sterilen 30-Gauge-Nadel nach oben. Starten Sie den Timer sofort, nachdem die erste Maus injiziert wurde. Messen Sie den Blutzuckerspiegel zu ausgewählten Zeitpunkten.Setzen Sie die Mäuse nach den letzten Zeitpunkten wieder in ihre mit viel Futter und Wasser vorbereiteten Käfige zu Hause. Der orale Glukosetoleranztest wurde verwendet, um den metabolischen Phänotyp von Mäusen, die 12 Wochen lang mit einer fettreichen Diät gefüttert wurden, mit Mäusen zu vergleichen, die mit einer fettarmen Diät gefüttert wurden. Bei den glukosetoleranten LFD-Mäusen wurde der maximale Blutzuckerspiegel von etwa 240 Milligramm pro Deziliter etwa 15 Minuten nach der Glukoseverabreichung erreicht und unmittelbar danach eine Abnahme in Richtung des Ausgangswerts, was auf eine ordnungsgemäße Glukoseausscheidung hinweist.Im Gegensatz dazu erreichten HFD-Mäuse einen Spitzenwert von etwa 320 Milligramm pro Deziliter Glukose und zeigten fast keine Entsorgung von Glukose. Da sich die Blutzuckerspiegel zwischen den beiden Gruppen im nüchternen Zustand unterscheiden, wurde eine Berechnung der Fläche unter der Kurve über dem Ausgangswert durchgeführt, die die vorherigen Ergebnisse bestätigte. Zusätzlich wurden die Insulinspiegel im Blut mit Hilfe eines Insulin-ELISA bestimmt.Die Mäuse, die mit HFD gefüttert wurden, zeigten im Vergleich zur Kontrollgruppe erhöhte Nüchterninsulinspiegel sowie eine erhöhte Insulinreaktion, was auf eine HFD-induzierte kompensatorische Hyperinsulinämie hinweist. Um die Insulinsensitivität bei den mit HFD gefütterten Mäusen zu messen, wurde eine Woche nach dem oralen Glukosetoleranztest ein Insulintoleranztest durchgeführt. Im Vergleich zur LFD-gefütterten Kontrollgruppe zeigten die mit HFD gefütterten Mäuse eine beeinträchtigte Senkung des Blutzuckerspiegels nach Insulinverabreichung, was auf eine Insulinresistenz hindeutet.Bei diesem Verfahren ist es besonders wichtig, ein gutes Zeitmanagement beizubehalten und den Stress für die Mäuse auf ein Minimum zu reduzieren, um robuste, reproduzierbare Ergebnisse zu erzielen. Unterschiede in der Glukosetoleranz, dem Insulinspiegel und der Insulinsensitivität, die alle durch den Prozentsatz der Methoden ermittelt werden, können helfen, die nächsten komplexen Schritte zu mischen. Dies kann zum Beispiel hyperglykämische oder hyperinsulinämische Behauptungen oder Experimente mit isolierten Pankreasinseln umfassen.

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Die hyperinsulinämische-euglykämische Clamp-oder Insulin-Clamp, ist der Goldstandard für die Beurteilung der Wirkung von...

Hyperinsulinämische-euglykämische Schellen in dem Bewusstsein, Unrestrained Mäuse

Dieses Video zeigt, wie man einen oralen Glukosetoleranztest an einer Labormaus durchführt.

Oraler Glukosetoleranztest (OGTT): Messung des Glukosestoffwechsels bei Mäusen

Das Ziel dieses Protokolls ist ein Standardverfahren zu präsentieren intravenösen Glukosetoleranztests (IVGTTs) zur Durchführung der glykämischen Kontrolle bei nicht-menschlichen Primaten zu bewerten und zu beurteilen, ihre metabolischen Status von gesunden zu dysmetabolische.

Charakterisierung von metabolischen Status in nicht-menschlichen Primaten mit der intravenösen Glukosetoleranztest

Dieses Protokoll untersucht die Rolle der Chemokin (C-C-Motiv) Liganden 5 (CCL5) im Hypothalamus durch die Bereitstellung von Antagonist MetCCL5, in das Gehirn der Maus mit einem Mikro-osmotischen Pumpe Gehirn Infusion System. Diese vorübergehende Hemmung der CCL5 Aktivität unterbrochen Hypothalamus Insulin Signalisierung, Glukoseintoleranz und periphere systemische Insulinsensitivität führen.

Studium der Hypothalamus Insulin-Signal an peripheren Glukoseintoleranz mit einem kontinuierlichen Medikament Infusion System in das Gehirn der Maus

Die Inzidenz der Adipositas steigt und erhöht das Risiko von chronischen Lungenerkrankungen. Die zugrunde liegenden Mechanismen und Präventionsstrategien, wohldefinierte Tier sind Modelle erforderlich. Hier bieten wir drei Methoden (Glukose-Toleranz-Test, Body-Plethysmographie und Lunge Fixierung), um die Wirkung der Fettleibigkeit auf die pulmonale Ergebnisse bei Mäusen untersuchen.

Intraperitoneale Glucose-Toleranz-Test, Messung der Lungenfunktion und Fixierung der Lunge, um die Auswirkungen von Übergewicht und beeinträchtigter Stoffwechsel auf pulmonale Ergebnisse studieren

In dieser Studie beschreiben wir eine in Ovo -System als ein viel versprechendes Instrument, Insulin-mimetischen Verbindungen in einem lebenden Organismus zu testen. Die Hauptvorteile sind angemessene Durchsatzraten und vertretbaren Kosten, die die Identifizierung von sekundären Pflanzenstoffen mit Insulin-mimetischen Eigenschaften ermöglichen.

Ein In Ovo -Modell zum Testen Insulin-mimetischen Verbindungen

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung einer Zusammensetzung Körperanalyse und metabolische Tier Überwachungssystem Körperzusammensetzung und metabolischen Parametern bei Mäusen zu charakterisieren. Eine Adipositas-Modell induziert durch fettreiche Fütterung dient als Beispiel für die Anwendung dieser Techniken.

Körperzusammensetzung und festsetzende Stoffwechselanalyse bei hohen Fett Fed Mäusen

Der aktuelle Artikel beschreibt ein detailliertes Protokoll für isokalorisches 2:1 intermittierendes Fasten zum Schutz und zur Behandlung vor Fettleibigkeit und gestörtem Glukosestoffwechsel bei Wildtyp- und Ob-/Ob-Mäusen.

Bewertung der metabolischen Wirkungen des isokalorischen 2:1 Intermittierendes Fasten bei Mäusen

Diese Studie beschreibt die direkte Messung der hepatischen Glukoseproduktion in einem Mausmodell mit polyzystischem Ovarialsyndrom unter Verwendung eines stabilen Isotopenglukose-Tracers über die Schwanzvene sowohl im nüchternen als auch im glukosereichen Zustand im Tandem.

Evaluierung der hepatischen Glukoseproduktion in einem Mausmodell mit polyzystischem Ovarialsyndrom

Eine hyperglykämische Klemme wird zur Messung der Insulinfreisetzung bei anhaltend höherer Blutzuckerkonzentration verwendet. Eine hypoglykämische Klemme dient zur Messung der Glukoseproduktion, die durch gegenregulatorische Reaktionen induziert wird. Beide Methoden verwenden das gleiche chirurgische Verfahren. Hier stellen wir eine Clamp-Technik zur Beurteilung des systemischen Glukosestoffwechsels vor.

Hyperglykämische Klemme und hypoglykämische Klemme bei bewussten Mäusen

Erfahren Sie die Charakterisierung des metabolischen Phänotyps von Mäusen mit fettreicher Diät durch orale Glukosetoleranztests und Insulintoleranztests. Diese Methoden ermöglichen die Bewertung von Glukosestoffwechselveränderungen in vivo.

Studie von In Vivo Metabolismus von Glukose in fettreichen Diät gefüttert Mäuse mit oralen Glukosetoleranztest (OGTT) und Insulin-Toleranz-Test (ITT) (Video) | JoVE Journal

Studie von In Vivo Metabolismus von Glukose in fettreichen Diät gefüttert Mäuse mit oralen Glukosetoleranztest (OGTT) und Insulin-Toleranz-Test (ITT)

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