Name: Intracavernosal Druck Aufnahme, erektile Funktion bei Nagetieren zu bewerten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Lernen Sie die Messung des intrakavernosalen Drucks bei Ratten zur Bewertung der erektilen Funktion. Diese Methode ermöglicht präzise Untersuchungen von Erektionsmechanismen und Therapieansätzen.

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Diese Arbeit wurde durch die grundlegenden Forschungsmittel für die zentralen Universitäten (020814380018, 020814380077), der China Scholarship Council (CSC, Nr. 201606195024), Natural Science Foundation der Provinz Jiangsu (BK20160138) und Key-Projekt unterstützt. von Wissenschaft und Technologie Development Foundation, Nanjing Medical University (2014NJMUZD053) unterstützt.

Drei-Monate-alten und 18-Monate-alten Sprague-Dawley Ratten wurden in der vorliegenden Studie verwendet. Alle Tiere wurden entsprechend der NIH-Leitlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren bearbeitet. Verfahren im Zusammenhang mit tierischen Probanden stimmten die lokalen institutionellen Animal Care und Ethik-Kommission, mit dem Bemühen, das Leiden der Tiere zu minimieren. Die Protokolle wurden von den institutionellen Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) an der technischen Universität Nanjing (Nanjing, China) genehmigt.
Die Ratten wurden in zwei Gruppen entsprechend ihrem Alter und vorläufige Leistung in der APO-induzierte erektile Funktionstest vor der ICP Aufnahme unterteilt: die junge normalen Gruppe (YN) und Alter erektile Dysfunktion Gruppe (AE-Gruppe)10.
1. Vorbereitung vor der Operation
<ol><li>Manuell machen Sie ein paar bipolare Elektroden für die ICP-Aufnahme (Abbildung 1). Leicht biegen Sie die Enden der Elektroden, und stellen Sie den Abstand zwischen zwei Elektroden auf 1-2 mm breit, wie in Figur 1Adargestellt.</li>
	<li>Schließen Sie die Elektroden an den Stimulator mit Krokodil-Klemmen (Abb. 1AB).</li>
	<li>
Bauen die Kathetersystem: Erstens schließen Sie eine subkutane 23G-Nadel an ein 3-Wege-Ventil mit Schlauch an, dann schließen Sie den Absperrhahn an der Drucksensor. Als nächstes befestigen Sie eine 10-mL-Spritze die dritte Ende des Absperrhahn zu Heparin Kochsalzlösung.</li>
	<li>Nach dem Befüllen des Gesamtsystems mit Heparin Kochsalzlösung (200 U/mL) auf Dichtheit überprüfen. Drehen Sie dann die 3-Wege-Hahn abschließend die Spritze oder Druck-Wandler Kanal (Abbildung 1).</li>
	<li>Heben Sie die Nadel 20 cm bis zur Höhe des hölzernen Pad. Kalibrieren Sie den Druck recording-System mit 20 cm H2O. Danach verschieben Sie die Höhe der Nadel, um die Genauigkeit des Systems der Aufnahme zu überprüfen. Wiederholen Sie die Kalibrierung die Genauigkeit bestätigt wurde.</li>
	<li>Übertragen Sie die Ratten aus der Tierhaltung auf die OP-Raum, und es ermöglichen Sie ihnen, die OP-Raum für mindestens 30 min gewöhnt.</li>
	<li>Die autoklaviert Instrumente werden mit 70 % Ethanol kurz vor Operation besprüht.</li>
</ol>(2) Chirurgie Verfahren
<ol><li>Betäuben Sie die Ratte mit einer intraperitonealen Injektion von Natrium-Pentobarbital bei einer Dosis von 45 mg/kg Körpergewicht zu, und warten Sie ca. 5-10 min. Kneifen die Zehen, eine richtige Anesthetization zu bestätigen.</li>
	<li>Rasieren Sie das Fell des Bauches und des Halses mit einen elektrischen Rasierer zu, und legen Sie die Ratte auf seinem Rücken auf ein Heizkissen.</li>
	<li>Wischen Sie den OP-Bereich mit 10 % Povidon-Jod-Lösung getränkten Wattebällchen gefolgt von 70 % igem Ethanol getränkten Wattebällchen. Darüber hinaus gelten Sie ophthalmologischen Salbe um die Augen vor dem Austrocknen zu verhindern.</li>
	<li>Katheterisierung der linken Halsschlagader.<ol>
<li>Die Haut des Halses mit der Zange fassen und einen horizontalen Schnitt in der Mitte des Halses zu machen. Einschneiden der Muskeln, sorgfältig aussetzen der linken Halsschlagader und einen 5-mm-Abschnitt des Schiffes zu isolieren.</li>
		<li>Sorgfältig trennen Sie die Halsschlagader vom Nervus Vagus mit Pinzette, zeichnen Sie eine Seide Naht unter der Arteria carotis und kaudalen Ende des Schiffes anziehen Sie eine lose Krawatte, dann machen Sie einen anderen festen Knoten am kranialen Ende des Schiffes zu.</li>
		<li>Kaudal Klemmen Sie das Schiff mit einer Bulldogge Klammer über die Naht um den Blutfluss zu stoppen.</li>
		<li>Vorsichtig machen Sie einen Einschnitt auf dem Schiff mit mikrochirurgischen Schere, und legen Sie die arteriellen Katheter zum Herzen hin mit Hilfe von Mikro-sezieren Haken und Zange.</li>
		<li>Befestigen Sie die losen kaudalen Ligatur um den Katheter zu sichern. Entfernen Sie die Bulldog-Klemme um den Blutfluss wiederherzustellen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Isolieren der CN und platzieren Sie die Elektroden
	<ol>
<li>Heben Sie die Haut und Muskeln des Bauches mit einer Zange. Durchschneiden Sie mit der sezierenden Schere das unterere Abdomen in den Penis, einen Mittellinie Schnitt zu machen.</li>
		<li>Schieben Sie den Darm mit Wattestäbchen in den oberen Teil der Bauchhöhle.</li>
		<li>Die Blase mit einer Zange fassen und Herausziehen der Blase aus der Bauchhöhle. Setzen Sie die ventralen Lappen der Prostata, die auf dem ventralen Teil der Harnröhre liegt.</li>
		<li>Ziehen Sie die ventralen Lappen der Prostata, Samenblase und Samenleiter, den dorsalen Lappen der Prostata verfügbar zu machen. Suchen Sie die Haftung der Samenleiter und Prostata.</li>
		<li>Trennen Sie den Abstand zwischen der Prostata und der Samenleiter. Setzen Sie sorgfältig die fibröse Kapsel, die nach der Verknüpfungspunkt der Prostata und Samenleiter befindet. Dann finden Sie die großen Becken Ganglion (Abbildung 2). Hinweis: Die großen Becken Ganglion und höhlenartigen Nerven können an der Oberfläche der Prostata eingesehen werden.</li>
		<li>Trocknen Sie sorgfältig CN Bereich mit einem sterilen Tupfer. Sorgfältig zu isolieren Sie und Haken Sie rechts kavernösen Nerven mit den bipolaren Elektroden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Katheterisierung der linke Schenkel
	<ol>
<li>Einen kleinen Schnitt in die Haut des Penis mit sezierenden Schere geschnitten, und dann vorsichtig die Haut von den Penisschaft entblößen.</li>
		<li>Sezieren der quergestreiften Muskulatur des Penis. Der obere Zweig der Pubis Knochen zu finden.</li>
		<li>Aussetzen des Bulbospongiosus Muskels, umfasst die spongiöse Birne.</li>
		<li>Teilen Sie die Bulbospongiosus Muskel vom Ischiocavernosus Muskel durch mit gebogenen Pinzette.</li>
		<li>Isolieren Sie Ischiocavernosus Muskel mit gebogenen Pinzette sorgfältig zu, und dann schneiden Sie Ischiocavernosus Muskel, der weiße Tunica Albuginea der Crus Corpus Cavernosum aussetzen.</li>
		<li>Stechen Sie nach der anatomischen Richtung der Crus Corpus Cavernosum die Nadel vorsichtig in die Crus Schwellkörper durch den weißen Tunica Albuginea. Hinweis: Dies ist ein entscheidender Schritt zur erfolgreichen Katheterisierung. Eine kleine Menge von heparinisierten Kochsalzlösung injiziert werden kann, und eine leichte penile Tumeszenz sollten beachtet werden, wenn die Nadel richtig eingelegt wurde.</li>
		<li>Sorgfältig lösen Sie die Nadel und vermeiden Sie jede gleiten die Nadel oder Unterbrechung der Verbindungsschlauch. Auf Undichtigkeiten prüfen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(3) stimulieren Sie die CN
<ol><li>Öffnen Sie das Softwareprogramm für Druck Signalaufzeichnung und starten Sie die Druck-Signal-Aufnahme.</li>
	<li>Legen Sie die Parameter der Stimulation: 15 Hertz, Pulsbreite von 5 Millisekunden, 5 Volt und eine 60 s Dauer. Stimulieren Sie kN bei einer Frequenz von 15 Hz mit einer Pulsbreite von 5 ms. Hinweis: Ein starken Anstieg des ICP kann beobachtet werden, während der Anwendung der elektrischen Stimulation.</li>
	<li>Eine 30-minütige Ruhepause zwischen Stimulationen zu ermöglichen. Das Maximum der aufeinander folgenden Stimulation in jedes Tier ist dreimal.</li>
</ol>(4) das Verfahren beenden
<ol><li>Verwalten Sie nach der Aufnahme Euthanasie durch die Injektion von einer Überdosis von Pentobarbital-Natrium in einer Dosis von 150 mg/kg Körpergewicht. Bestätigen Sie den Tod von Ratten, durch die Überprüfung ihrer arteriellen Drucks. Die Ratten, und reinigen Sie die Chirurgie-Tools.</li>
</ol>(5) Datenanalyse
<ol><li>Speichern und Exportieren der Daten aus der Software. Die Antwort wird gemeinhin als das Verhältnis von ICP zu systemischen arteriellen Mitteldruck (MAP) dargestellt. Das Verhältnis von Peak ICP/MAP wurde berechnet, um die erektile Funktion bewerten.</li>
	<li>Pool-Daten von mindestens fünf Ratten und analysieren mit Statistiksoftware. Unterschiede sind statistisch signifikant angesehen, wenn p < 0,05, mit der Student t-Test.</li>
</ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Consensus+Conference.+Impotence.+NIH+Consensus+Development+Panel+on+Impotence%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">NIH Consensus Conference. Impotence. NIH Consensus Development Panel on Impotence.</a> JAMA. 270 (1), 83-90 (1993).</li>
<li>Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigative+models+in+erectile+dysfunction%3A+a+state-of-the-art+review+of+current+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models.</a> J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).</li>
<li>Lue, T. F., Takamura, T., Schmidt, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodynamics+of+erection+in+the+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Hemodynamics of erection in the monkey.</a> J Urol. 130 (6), 1237-1241 (1983).</li>
<li>Carati, C. J., Creed, K. E., Keogh, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autonomic+control+of+penile+erection+in+the+dog%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Autonomic control of penile erection in the dog.</a> J Physiol. 384, 525-538 (1987).</li>
<li>Steers, W. D., Mallory, B., de Groat, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+study+of+neural+activity+in+penile+nerve+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological study of neural activity in penile nerve of the rat.</a> Am J Physiol. 254 (6 Pt 2), R989-R1000 (1988).</li>
<li>Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Animal models of erectile dysfunction.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).</li>
<li>Burnett, A. L., Lowenstein, C. J., Bredt, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitric+oxide%3A+A+physiologic+mediator+of+penile+erection%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Nitric oxide: A physiologic mediator of penile erection.</a> Science. 257 (5068), 401-403 (1992).</li>
<li>Oh, T. Y., Kang, K. K., Ahn, B. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Erectogenic+effect+of+the+selective+phosphodiesterase+type+5+inhibitor%2C+DA-8159%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Pharm+Res%22%5BJournal%5D)">Erectogenic effect of the selective phosphodiesterase type 5 inhibitor, DA-8159.</a> Arch Pharm Res. 23 (5), 471-476 (2000).</li>
<li>Ouyang, B., Sun, X., Han, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+urine-derived+stem+cells+alone+or+genetically-modified+with+FGF2+Improve+type+2+diabetic+erectile+dysfunction+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Human urine-derived stem cells alone or genetically-modified with FGF2 Improve type 2 diabetic erectile dysfunction in a rat model.</a> PLoS One. 9 (3), e92825(2014).</li>
<li>Pan, F., Xu, J., Zhang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+characterization+of+the+MicroRNA+profile+in+aging+rats+with+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Identification and characterization of the MicroRNA profile in aging rats with erectile dysfunction.</a> J Sex Med. 11 (7), 1646-1656 (2014).</li>
<li>Cho, M. C., Park, K., Kim, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restoration+of+erectile+function+by+suppression+of+corporal+apoptosis%2C+fibrosis+and+corporal+veno-occlusive+dysfunction+with+rho-kinase+inhibitors+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Restoration of erectile function by suppression of corporal apoptosis, fibrosis and corporal veno-occlusive dysfunction with rho-kinase inhibitors in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Urol. 193 (5), 1716-1723 (2015).</li>
<li>Hannan, J. L., Matsui, H., Sopko, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caspase-3+dependent+nitrergic+neuronal+apoptosis+following+cavernous+nerve+injury+is+mediated+via+RhoA+and+ROCK+activation+in+major+pelvic+ganglion%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Caspase-3 dependent nitrergic neuronal apoptosis following cavernous nerve injury is mediated via RhoA and ROCK activation in major pelvic ganglion.</a> Sci Rep. 6, 29416(2016).</li>
<li>Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+characterization+of+a+bio-assay+of+erectile+function+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model.</a> J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).</li>
<li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li>
<li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+as+a+model+for+the+study+of+penile+erection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The rat as a model for the study of penile erection.</a> J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).</li>
<li>Albersen, M., Orabi, H., Lue, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+and+treatment+of+erectile+dysfunction+in+the+aging+male%3A+A+mini-review%5BTitle%5D)+AND+%22Gerontology%22%5BJournal%5D)">Evaluation and treatment of erectile dysfunction in the aging male: A mini-review.</a> Gerontology. 58 (1), 3-14 (2012).</li>
<li>Hedlund, P., Matsumoto, K., Andersson, K. -E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Erectile+Dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Prot+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Erectile Dysfunction.</a> Curr Prot Pharmacol. 29, 5.41.1-5.41.22 (2005).</li>
<li>Giuliano, F., Bernabe, J., Rampin, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Telemetric+monitoring+of+intracavernous+pressure+in+freely+moving+rats+during+copulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Telemetric monitoring of intracavernous pressure in freely moving rats during copulation.</a> J Urol. 152 (4), 1271-1274 (1994).</li>
<li>Bernabe, J., Rampin, O., Giuliano, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracavernous+pressure+changes+during+reflexive+penile+erections+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Intracavernous pressure changes during reflexive penile erections in the rat.</a> Physiol Behav. 57 (5), 837-841 (1995).</li>
<li>Bernabe, J., Rampin, O., Sachs, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracavernous+pressure+during+erection+in+rats%3A+an+integrative+approach+based+on+telemetric+recording%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Intracavernous pressure during erection in rats: an integrative approach based on telemetric recording.</a> Am J Physiol. 276 (2 Pt 2), R441-R449 (1999).</li>
<li>Adachi, H., Kodama, K., Ishihara, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+erectile+response+by+continuous+measurement+of+penile+diameter+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Evaluation of erectile response by continuous measurement of penile diameter in rats.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 41 (4), 147-152 (1999).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben

ICP ist ein direktes Maß der erektilen Funktion eine zuverlässige Methode14. Es ermöglicht die Erfassung von Daten auf basale ICP, ICP, Spitze plateau, ICP, Erektion und Abschwellung gelegentlich, Dauer der Reaktion, etc.. Neben diesen gemessenen Parameter direkten, gibt es einige andere Indexparameter: (1) "T80", die Zeit zu 80 % des Peak ICP; (2) "D20", die Zeit auf 20 % des Peak ICP zu verringern; (3) "ΔT80", die Rate der Zunahme des Drucks (pro Sekunde) bei T80; und (4) "ΔD20", die Ra...

ED ist definiert als die Unfähigkeit, zu erreichen oder halten einer Erektion des Penis und eine gemeinsame männliche sexuelle Störung1geworden. Versuchstiere dienen und liefern reproduzierbare Modelle um erektile Funktion2zu untersuchen. Für eine lange Zeit sind mehrere größere Tiermodellen eingesetzt worden, für die Untersuchung von erektilen Funktion3,4,5. Obwohl Nagetiere im Vergleich zu anderen Tieren relativ klein sind, dienen sie auch für die Untersuchung der männlichen erektilen Dysfunktion aufgrund mehrere Vorteile6ausstellen. Erstens sind die morphologischen und funktionellen Geschlechtsmerkmale des Menschen bei Nagetieren zusammengefaßt. Zweitens sind im Vergleich zu größeren Tieren in ED Studien verwendet, Nagetiere günstiger zu kaufen, Haus, und zu pflegen. Drittens: gentechnisch veränderte Nager-Modelle bieten Vorteile in reproduzierbar und spätere Verhaltensstörungen sowie Neurophysiologische Studien. Nagetiere sind daher schnell die primäre Versuchstiere in der Studie von erektiler Dysfunktion geworden.
Profitiert von einer rein genetischen Hintergrund und konsequente Kulturbedingungen und haben Nager-Modelle konstant reproduzierbare Daten5,6,7,8bereitgestellt. Unter den zahlreichen verfügbaren Studien in Bezug auf viele Aspekte der erektilen Funktionen, Apomorphin (APO)-induzierte erektile Reaktion Test und der Elektro-Stimulation-induzierten ICP-Response-Test sind die am häufigsten verwendeten Methoden, die zuverlässig erektile reflektieren Funktion9,10,11,12. Die APO-induzierte erektile Funktionstest, entwickelt von Heaton Et al. 13, ist ein Bio-Assay, der nutzt das Phänomen, dass die Verabreichung von Apomorphin Ratten Erektionen und Gähnen entlockt. Als eine einfache, nicht-invasive und stabile Bio-Assay, erektile Funktion zu bewerten ist die APO-induzierte erektile Funktionstest in vielen Studien verbreitet. Dieser Assay spiegelt jedoch nicht ausreichend die Qualität der Erektionen oder die dynamischen Veränderungen des Blutflusses eine erektile Reaktion14zugeordnet. ICP-Messungen wurden zunächst von Quinlan Et Al. entwickelt. 15. bei diesem Verfahren wird ein Katheter gelegt, in der Arteria carotis, systemischen Blutdruck zu messen, und einem anderen Katheter wird in die Schwellkörper Crus aufnehmen der ICP eingefügt. Vor oder während der ICP Aufnahme, eine vasoaktive Agent und/oder des elektrischen Feldes Stimulation der großen Becken Ganglion (MPG) oder CN waren häufig gegeben, um die Ratten-14. Dieser Test wurde ein zuverlässiges Tool zur Bewertung der Therapien und Medikamente für ED und wird wahrscheinlich als eine wichtige Bewertungsmethode in den zukünftigen6verwendet werden.
Im Vergleich zu den leicht durchgeführt APO-induzierte erektile Funktionstest, erfordern erfolgreiche ICP Aufnahmen Aufmerksamkeit zum Detail, Praxis und Einhaltung der Operationsmethode. Deshalb bieten wir hier eine detaillierte Beschreibung wie ICP Aufnahme durchzuführen.

<table><tbody><tr><td>Animal</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rats</td><td></td><td></td><td>Stamm: Sprague-Dawley Alter: 2-3 Monate</td></tr><tr><td>Ratten</td><td></td><td></td><td>Stamm: Sprague-Dawley Alter: 15-18 Monate</td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Katalognummer<</td><td>strong>Kommentare</td></tr><tr><td><stark>Reagenzien</stark></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kochsalzlösung</td><td>Sigma-Aldrich, S7653</td><td></td><td>löst 8,5 Gramm Natriumchlorid in destilliertem Wasser</td></tr><tr><td>Pentobarbital-Natriumlösung</td><td>Sigma-Aldrich, P3761</td><td></td><td>löst 1 Gramm in 100 ml Kochsalzlösung</td></tr><tr><td>Povidon-Jod</td><td>BTP Pharmaceutical Co. Limited</td><td></td><td>10% (V/V)</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>China National Pharmaceutical Group Corporation (SINOPHARM)</td><td></td><td>70% (V/V)</td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Sigma-Aldrich, H3149</td><td></td><td>lösen 20000U Heparin in 100 ml Kochsalzlösung</td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Katalognummer</td><td>><Kommentare</td></tr><tr><td>Materials</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Injektionsnadel</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&nbsp;</td><td>23G</td><td></td></tr><tr><td>Spritze</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd</td><td>10 ml</td><td></td></tr><tr><td>Drei-Wege-Absperrhahn</td><td>Chengdu Instrumentenfabrik</td><td>TSK 01</td><td></td></tr><tr><td>Elektrode</td><td>Chengdu Instrumentenfabrik</td><td>JST-1</td><td></td></tr><tr><td>Katheterschlauch</td><td>Chengdu Instrumentenfabrik</td><td>PE-10, PE-50</td><td></td></tr><tr><td>Operationsschere</td><td>Shanghai Operationsausrüstung Fabrik</td><td>J22010, J22020</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmologische Operationsschere</td><td>Shanghai Fabrik für Operationsgeräte</td><td>Y00010, Y00020</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmische Pinzette</td><td>Shanghai Fabrik für Operationsgeräte</td><td>JD1010, JD1020</td><td></td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>World Precision Instruments</td><td>WAA260</td><td></td></tr><tr><td>Seidennaht</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&nbsp;</td><td>5-0</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Katalognummer</td><td><>Kommentare</td></tr><tr><td>Ausrüstung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stimulator</td><td>Nanjing Medease Science and Technology Co. Ltd (Modell 4C501H)</td><td></td><td>15 Hz, 5 ms Impuls, 5 V, 60 s Dauer und 5 Minuten Intervall</td></tr><tr><td>Mehrkanal-Signalerfassungssystem</td><td>Nanjing Medease Science and Technology Co. Ltd (Modell 4C501H)</td><td></td><td>Blutdruckmodell</td></tr><tr><td>Druckwandler</td><td>Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Company Limited (Modell YP100)</td><td></td><td>40KPa</td></tr></tbody></table>

intracavernosal druck aufnahme, erektile funktion bei nagetieren zu bewerten

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Erektiler Dysfunktion (ED) ist definiert als die Unfähigkeit, zu erreichen oder halten einer Erektion des Penis, und dies ist eine überwiegend männliche sexuelle Störung geworden. Nagetiere sind viele Studien beschäftigt, die Physiologie/Pathologie der erektilen Funktion zu erforschen. Erektilen Funktion bei Nagern kann durch Messung des Intracavernosal Drucks (ICP) ausgewertet werden. In der Praxis kann ICP nach elektrische Stimulation der höhlenartigen Nerven (ZNS) überwacht werden. Der arterielle Druck der Halsschlagader (der mittlere arterielle Druck) dient als Referenz für ICP. ICP Aufnahme Protokolle verwenden, können viele wichtige Parameter der erektilen Funktion aus der ICP-Response-Kurve gemessen werden. Die ICP-Messung bietet mehr Informationen als der Apomorphin-induzierten Erektion des Penis-Test und ist billiger als die telemetrische Überwachung des Corpus cavernosum Penis, so dass diese Methode die beliebteste erektile Funktion auswerten. Jedoch erfordern im Vergleich zu den leicht durchgeführt APO-induzierte erektile Funktionstest, erfolgreiche ICP Aufnahmen Aufmerksamkeit zum Detail, Praxis und Einhaltung der Operationsmethode. In dieser Arbeit erfolgt eine Einführung in die ICP-Aufnahme bei Ratten das Verfahren effizient ergänzen.

Zahlreiche Studien haben gezeigt, dass Erektionsstörungen im Alter Männchen ist immer ein weit verbreitetes Problem. Medizinischer Behandlung ist jedoch bei der Verwaltung der alterungsbedingte ED16begrenzt. In Nager-Modelle der alterungsbedingte ED werden viele Therapien auf die erektile Funktion des gealterten Ratten getestet. Wie wir oben eingeführt haben, könnte der ICP-Aufnahme-Test verwendet werden, unterscheiden die ED-Tiere von der Gesamtbevölkerung von Ver...

Intracavernosal ist Druck (ICP) eine wichtige Methode, die erektile Funktion von Versuchstieren zu bewerten. Hier wird ein detailliertes Protokoll für den Aufnahmevorgang ICP durch Katheterisierung des Schenkel Penis und dann elektrisch stimuliert die kavernösen Nerven bei Ratten gezeigt.

Intracavernosal Druck Aufnahme, erektile Funktion bei Nagetieren zu bewerten

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die erektile Funktion von Ratten zu testen, indem der Crus corpus cavernosum katheterisiert und der intrakavernöse Druck nach Stimulation der Schwellkörpernerven aufgezeichnet wird. Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsselfragen im Bereich der erektilen Dysfunktion bei Männern zu beantworten, z. B. zur Bewertung von Therapien und Medikamenten für erektile Dysfunktion. Ein Vorteil dieser Technik besteht also darin, dass sie eine genauere Bewertung der Erektionsfunktion und der Reflexe ermöglicht, der dynamischen Veränderung des Blutflusses, die mit der erektilen Reaktion verbunden ist.Die visuelle Demonstration dieser Methode ist von entscheidender Bedeutung, da die Katheterisierung schwer zu erlernen ist, da die kleine Fläche der weißen Tunica albuginea des Crus Corpus Cavernosum das Einführen der Nadel in den Penis crura erschwert. Um sich auf die Operation vorzubereiten, stellen Sie ein Paar bipolare Elektroden für intrakavernosale Druckaufzeichnungen her. Biegen Sie die Enden der Elektroden leicht und stellen Sie den Abstand zwischen ihnen auf ein bis zwei Millimeter ein.Verbinden Sie dann die Elektroden mit zwei Krokodilklemmen mit dem Stimulator. Als nächstes montieren Sie das Kathetersystem. Verwenden Sie zunächst einen Schlauch, um eine subkutane 23-Gauge-Nadel mit einem Dreiwege-Absperrhahn zu verbinden.Verbinden Sie dann den Absperrhahn mit einem Druckmessumformer. Befestigen Sie dann eine mit Heparinkochsalzlösung beladene 10-Milliliter-Spritze an der dritten Position des Absperrhahns. Füllen Sie dann das gesamte System mit Heparin-Kochsalzlösung und prüfen Sie es auf Undichtigkeiten.Heben Sie dann die Nadel 20 Zentimeter an und kalibrieren Sie das Aufzeichnungssystem auf 20 Zentimeter Wasser. Stellen Sie nach der Kalibrierung die Höhe der Nadel ein und überprüfen Sie die Genauigkeit des Aufzeichnungssystems. Wiederholen Sie die Kalibrierung bei Bedarf, bis die Genauigkeit bestätigt ist.Als nächstes bringen Sie die Ratten von der Tierhaltung in den Operationssaal und lassen Sie sie sich mindestens 30 Minuten lang an den Raum gewöhnen. In der Zwischenzeit die chirurgischen Instrumente mit 70% Ethanol sterilisieren und die notwendigen chirurgischen Materialien vorbereiten. Nach 30 Minuten bereiten Sie die erste Ratte auf die Operation vor.Betäuben Sie es mit Natrium-Pentobarbital und warten Sie fünf bis 10 Minuten. Kneifen Sie dann die Zehen der Ratte ein und prüfen Sie, ob kein Reflex vorhanden ist, um eine ordnungsgemäße Betäubung zu bestätigen. Als nächstes rasieren Sie das Fell von Bauch und Hals und legen Sie die Ratte in Rückenlage auf ein Operationsbrett.Wischen Sie nun die freiliegende Haut mit drei abwechselnden Peelings mit 10 % Povidon, Jod gefolgt von 70 % Ethanol ab. Tragen Sie auch eine Augensalbe auf, um ein Austrocknen der Augen zu verhindern. Fahren Sie dann mit der Operation fort.Vor der Isolierung des Nervus cavernosus wird die linke Halsschlagader gemäß dem Textprotokoll katheterisiert. Beginnen Sie die Nervenisolierung, indem Sie die Haut und den Muskel des Bauches mit einer Pinzette anheben. Machen Sie dann mit einer Schere einen Mittellinienschnitt vom Unterbauch zum Penis.Bewegen Sie dann den Darm vorsichtig zur Seite in den oberen Teil der Bauchhöhle. Fassen Sie dann die Blase mit einer Pinzette und ziehen Sie sie aus der Bauchhöhle. Finde nun die ventralen Lappen der Prostata, die sich auf dem ventralen Teil der Harnröhre befinden.Legen Sie als Nächstes den Hinterlappen der Prostata frei, indem Sie die Bauchlappen, die Samenbläschen und die Samenleiter herausziehen. Finden Sie nun den Adhäsionspunkt des Samenleiters und der Prostata. Trennen Sie dann den Raum zwischen Prostata und Samenleiter.Fahren Sie fort, indem Sie die fibröse Kapsel, die sich hinter dem Verbindungspunkt der Prostata und des Samenleiters befindet, vorsichtig freilegen. Finden Sie dann das große Beckenganglion und die Nervus cavernosus, die sich auf der Oberfläche der Prostata befinden. Trocknen Sie nun den Bereich der Nervus cavernosus vorsichtig mit einem Tupfer oder Seidenpapier ab und isolieren und haken Sie dann den rechten Nervus cavernosus vorsichtig mit den bipolaren Elektroden ein.Um die Operation fortzusetzen, schneiden Sie mit einer Präparierschere einen kleinen Schnitt in die Haut des Penis und entblößen Sie dann vorsichtig die Haut des Penisschafts. Legen Sie dann genügend Gewebe frei, um die quergestreifte Penismuskulatur zu präparieren. Finde nun den oberen Ast des Schambeins.Legen Sie dann den Bulbospongiosus-Muskel frei, der die Spongios-Zwiebel bedeckt. Trennen Sie anschließend mit einer gebogenen Pinzette den Bulbospongiosus-Muskel vom Musculus ischiocavernosus. Fahren Sie fort, indem Sie den Musculus ischiocavernosus vorsichtig isolieren.Schneiden Sie dann den Musculus ischiocavernosus ab, um die weiße Tunica albuginea des Crus corpus cavernosum freizulegen. Führen Sie nun die Katheterisierung durch. Folgen Sie vorsichtig der anatomischen Richtung des Crus corpus cavernosum und führen Sie die Nadel vorsichtig durch die weiße Tunica albuginea in den Schwellkörper ein.Die Position der Nadel ist entscheidend für den Erfolg der Operation, daher injizieren Sie testweise eine kleine Menge heparinisierte Kochsalzlösung. Dies sollte eine leichte Tumeszenz des Penis zur Folge haben, wenn die Nadel richtig eingeführt wurde. Lassen Sie die Nadel vorsichtig los, ohne die Nadel neu zu positionieren oder den Verbindungsschlauch zu unterbrechen.Überprüfen Sie dann den Bereich auf Undichtigkeiten. Wenn keine gefunden wird, fahren Sie mit der Stimulation des Nervs und der Analyse der Daten fort. Der beschriebene ICP-Aufzeichnungstest wurde verwendet, um gealterte Ratten mit erektiler Dysfunktion zu unterscheiden, um die Wirkung potenzieller Behandlungen oder Medikamente auf die erektile Funktion zu quantifizieren.Eine typische ICP-Ansprechkurve der Gruppe mit erektiler Dysfunktion war viel niedriger als die Kurve der Kontrollgruppe. In der Regel wurde der höchste ICP für die statistische Analyse gewählt. Nach der Berechnung des Verhältnisses von ICP zu mittlerem arteriellem Druck zeigten die gepoolten Daten von fünf Ratten, dass das Verhältnis in der Altersgruppe im Vergleich zu den Kontrollgruppen signifikant abnahm.Neben diesen beiden Schlüsselparametern, dem Peak-ICP, dem Plateau-ICP, der Abschwellenzeit, der Dauer des Ansprechens und der Bereich unter der Kurve, nahmen die Daten bei gealterten Ratten signifikant ab, so dass die Daten voll von quantitativen Messungen sind, die die erektile Funktion widerspiegeln. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie die ICP-Aufzeichnung an Tieren effizient durchführen können. Vergessen Sie nicht, dass es bei diesem Eingriff wichtig ist, an die Verwendung von Heparin zu denken, um sicherzustellen, dass der Kanülenschlauch frei bleibt.Einmal gemeistert, kann diese Technik in etwa zwei Stunden durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

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