Name: Das Pilocarpin Modell der Temporallappen-Epilepsie und EEG Monitoring mittels Radiotelemetrie System bei Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-27T13:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 8 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie mit Pilocarpin einen Status epilepticus bei Mäusen induzieren und spontane Anfälle per Radiotelemetrie überwachen. Dieses Protokoll ermöglicht die Erforschung chronischer Epilepsie mit hoher Überlebensrate.

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Diese Arbeit wurde von der National Research Foundation of Korea (NRF) Zuschuss finanziert von der koreanischen Regierung (NRF-2014R1A1A3049456) und einen Zuschuss aus den Korea Health Technology R & D Project durch Korea Health Industry Development Institute (KHIDI) unterstützt, gefördert durch das Ministerium für Gesundheit & Wohlbefinden, Republik Korea (HI15C2854).

Alle experimentelle Verfahren wurden von der Ethikkommission der katholischen Universität Korea angenommen und wurden im Einklang mit den nationalen Instituten der Health Guide für die Pflege und Verwendung von Labortieren (NIH Publikationen Nr. 80-23) durchgeführt.
(1) SE Induktion
<ol><li>Kaufen Sie 8 Wochen alten männlichen C57BL/6NHsd Mäusen und wiegen Sie jeder Maus. Verwenden Sie dann ein Filzstift markieren die Schwänzen von alle Mäuse für ihre einfache Identifizierung während SE Induktion.</li>
	<li>Berechnen Sie die Menge von Scopolamin Methylbromid (Scopolamin; 2 mg/kg), Terbutalin Hemisulfate (Terbutalin; 2 mg/kg) und Pilocarpin Hydrochlorid (Pilocarpin; 280 mg/kg), bezogen auf das Gewicht der Maus, und fügen Sie Kochsalzlösung (0,9 % NaCl, 10 mL/kg) Lösungen zu machen. Hinweis: Zum Beispiel, wenn das Gewicht der Maus 25 g, folgende Beträge gelten: Scopolamin und Terbutalin: 2 mg/kg * (25 g/1000 g) = 0,05 mg, Kochsalzlösung: 10 mL/kg * (25 g/1000 g) = 0,25 mL, Pilocarpin: 280 mg/kg * (25 g/1000 g) = 7 mg , Saline: 10 mL/kg * (25 g/1000 g) = 0,25 mL.</li>
	<li>Laden Sie die Scopolamin und Terbutalin Mischung in eine 1 mL Spritze mit einer 30 G-Nadel. Spritzen Sie die Lösung intraperitoneal in jeder Maus, und dann wieder die Mäuse in ihren Käfigen. Injizieren Sie bei 30 min nach der Verabreichung von Scopolamin und Terbutalin Pilocarpin Lösung in jeder Maus (i.p., 1 mL Spritze, Nadel 30 G). Unmittelbar nach Pilocarpin Injektion setzen Sie die Mäuse in einem Inkubator (28-30° C) für die Beobachtung.</li>
	<li>Beobachten Sie sorgfältig das Verhalten der Mäuse bis SE induziert wird. Wenn limbische motorische Anfälle, die Stufe 3 oder höher nach Racine Skala entsprechen, erkannt werden, notieren Sie die Zeit und überwachen Sie die Mäuse um festzustellen, ob die Anfälle häufiger auftreten. Nach kontinuierlichen motorische Anfälle mehr als 2 min dauern, platzieren Sie den Mauszeiger in einen neuen Käfig bei Raumtemperatur und halten Sie Überwachung für 3 h um festzustellen, ob ihre krampfhafte Anfälle weiter und SE induziert wird. Die Mäuse, die nicht einschläfern SE ca. 2 h nach Pilocarpin Injektion. Hinweis: Racine Skala; Stufe 1, Mund und Gesichtsbewegungen; Stufe 2, Kopf nicken; Stufe 3, Vorderbein Klonus; Stufe 4, Aufzucht mit Vordergliedmaße Klonus; Stufe 5, Aufzucht und mit Vordergliedmaße Klonus16fallen. Wenn die Maus nicht auf den Käfig bei Raumtemperatur sofort nach SE Induktion übertragen wird, kann die Maus durch Hyperthermie sterben.</li>
	<li>Kündigen Sie Verhaltens akute Anfälle um 3 Uhr nach SE auftreten durch Injektion von Diazepam (i.p., 10 mg/kg; 1 mL Spritze, Nadel 30 G). Machen Sie die Diazepam-Lösung durch Verdünnung 5 mg/mL von Diazepam in 10 % Polyoxyl 35 hydriertes Rizinusöl durch Zugabe von Kochsalzlösung (i.p., 10 mL/kg; 1 mL Spritze, Nadel 30 G). Hinweis: 10 % Polyoxyl 35 hydriertes Rizinusöl Lösung: 1 mL Polyoxyl 35 hydriertes Rizinusöl Lösung + 9 mL Kochsalzlösung. Lagern Sie die Lösung bei Raumtemperatur. Zum Beispiel, wenn die Maus Körpergewicht 25 g, injizieren 250 µL Diazepam Lösung: 50 µL 5 mg/mL Diazepam + 200 µL 10 % Polyoxyl 35 hydrierten Castor Öl-Lösung = 250 µL 1 mg/mL Diazepam.</li>
	<li>Für Schein Mäuse, durchführen eine i.p.-Injektion der Scopolamin Methylbromid und Terbutalin Hemisulfate Mischung (i.p.; beide 2 mg/kg, 1 mL Spritze, 10 mL/kg; 30 G-Nadel). 30 min später, injizieren die Kochsalzlösung intraperitoneal (i.p., 10 mL/kg; 1 mL Spritze, Nadel 30 G). Hinweis: Wenn die Maus Körpergewicht 25 g, injizieren Sie 250 µL Kochsalzlösung statt Pilocarpin.</li>
	<li>Nach Diazepam verabreichen Injektion (i.p., 1 mL Spritze, Nadel 30 G), 1 mL 5 % Dextrose pro einzelnen Maus (1 mL Spritze, i.p.; 26 G-Nadel). Hinweis: 1 mL 5 % Traubenzucker-Injektion stellt Energiequelle und Flüssigkeitszufuhr, die die Überlebensrate steigern kann.</li>
	<li>Während der Nachbetreuung in den Inkubator (28-30 ° C) übermäßige Absonderungen wie Kot, Speichel und Tränen abwischen.</li>
	<li>Am 1. Tag nach SE Induktion wiegen Sie die Mäuse und für einen zusätzlichen Tag im Inkubator (28-30 ° C) aufbewahren. Am 2. Tag, nach SE Induktion wiegen Sie die Mäuse und wieder in ihre Heimat Käfig. Bieten sie feucht Chow um ihre Genesung zu erleichtern. Hinweis: In diesem Experiment wurde die Sterblichkeitsrate für C57BL/6NHsd nach SE Kündigung 8,57 % im Durchschnitt (3, 35 Mäuse getestet).</li>
	<li>Körpergewicht der Tiere täglich bis zu 7 Tage nach Pilocarpin zu messen und Spritzen die Mäuse mit 5 % Traubenzucker (1 mL Spritze, i.p.; 26 G-Nadel) wenn das Körpergewicht nicht gestiegen. Körper Gewicht Überwachung, wenn die Mäuse starten wieder Körpergewicht und verbrauchen feucht Chow problemlos 2 Tage nach der Injektion Pilocarpin beendet. Hinweis: Wenn das Körpergewicht einer Maus nicht bis 7 Tage Post SE zunahm, schließen die Maus aus dem Experiment und einschläfern durch Kohlendioxid. Tod kann gelegentlich auftreten, je nach Hintergrund der Maus; bei C57BL/6NHsd starb jedoch weniger als 1 % der Mäuse in diesen Experimenten. Mit dem Überleben von mehr als 7 Tagen nach SE Induktion sterben die Mäuse selten während der Latenzzeit.</li>
</ol>2. Implantation Chirurgie für Video-EEG Überwachung
<ol><li>Bereiten Sie 12 Wochen alten Mäusen (4 Wochen nach SE Induktion), Telemetrie-Implantation für EEG Überwachung durchzuführen. Hinweis: Zeitpunkt der Implantation kann abhängig von den experimentellen Zwecken und der Mausstämme geändert werden.</li>
	<li>Vor der Operation zu betäuben die Maus mit einer Mischung (4:0.5) von Ketamin (50 mg/mL) und Xylazin (23,3 mg/mL) Lösung aufgelöst in Kochsalzlösung in einer Dosis von 2,5 µL/g Körpergewicht (1 mL Spritze, i.p.; 26 G-Nadel). Überwachen Sie Atemfrequenz und respiratorischen Anstrengungen der Maus in regelmäßigen Abständen (max. 15 min Intervall) und bewerten Sie die Tiefe der Narkose durch das Pedal Rückzug-Reflex.</li>
	<li>Platzieren Sie den Mauszeiger in einem stereotaktischen Rahmen mit Ohr-Bars und ein Aufbissplatte und wenden Sie Tierarzt Salbe auf beide Augen, Blindheit zu vermeiden.</li>
	<li>Um sterilen Bedingungen während der Operation zu pflegen, Rasieren Sie chirurgische Websites mit einer Rasierklinge. Seien Sie vorsichtig, Fell Kontamination des Operationsfeldes zu verhindern. Nach dem Rasieren, desinfizieren Sie die Haut mit 70 % Ethanol und Jod-Lösung. Hinweis: Operation sollte in einer aseptischen Weise tragen sterile Handschuhe und Masken, mit sterilisierten Geräten und aseptische Techniken durchgeführt werden.</li>
	<li>Machen Sie nach der Bestätigung der Tiefe der Narkose eine Mittellinie Inzision der Haut des Schädels aussetzen. Machen Sie zwei Burr Löcher mit einem Bohrer befestigt, der stereotaktischen Apparat an den Koordinaten aus dem Bregma in der Anteroposterior Achse (AP): +0,1 mm, Mediolateral Achse (ML): +0,1 mm (Referenz) und AP: −0.2 mm, ML: +0,22 mm (linke parietalen Kortex)13.<ol>
<li>Reinigen Sie die Haut mit PBS-getränkten Baumwoll-Swaps, gefolgt von 70 % Ethanol und Jod-Lösung. Machen Sie einen längs-Schnitt in der Mitte des Kopfes mit einer Schere, Aussetzen des Lambda-Ausdrucks (der Punkt, wo die sagittale und die lambdoid Naht treffen), Bregma (der Punkt der Schnittpunkt der Kranznaht durch die sagittale Naht) und den Zielort.</li>
		<li>Anatomische Landmarken wie Lambda und Bregma zu identifizieren. Positionieren Sie den Bohrer am Bregma und beachten Sie die X, Y-Koordinaten für diesen Punkt.</li>
		<li>Verwenden Sie eine Gehirn-Atlas-Bücher oder veröffentlichte Verweise auf die entsprechenden Koordinaten der Hirnregionen für EEG-Aufzeichnung zu bestimmen. Dann berechnen Sie die Koordinaten für die Schrauben (Referenz und Aufnahme) unter Verwendung der Bregma Koordinaten bei Schritt 2.5.2 gemessen.</li>
		<li>Senken Sie langsam die Bohrkrone zu einem Bohrlochs achtgeben, einführen die Bohrkrone zu weit an der Stelle, wo der Schädel dünner wird.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Stecken Sie der Körper des einzelnen Kanals drahtlose EEG Sender hinter dem Nacken subkutan und platzieren Sie flexible führt in der Nähe des Schädels.</li>
	<li>Legen Sie eine Edelstahl-Schraube (2 mm Länge) in jeder Bohrlochs mit einer Pinzette und ziehen Sie ihn mit Hilfe eines Schraubendrehers durch Drehung im Uhrzeigersinn. Stellen Sie sicher, dass die Schraube nicht zu weit tief durch den Grad der Drehung der Schraube einstellen, um Beschädigungen der Dura oder das Hirngewebe zu vermeiden.</li>
	<li>Streifen des Isolierung Mantels 2 mm von der Spitze der Leitungen und dehnen den Draht lange genug runden die Schneckenwelle für eine gute Verbindung zwischen dem Draht und die Schraube. Schließen Sie das Referenz an die vordere Schraube und die Aufnahme Messleitung an die Schraube in der parietalen Kortex. Wenden Sie dann dental Zement um die gesamte Baugruppe im Ort zu sichern, ohne dass die Metallteile.</li>
	<li>Nachdem Sie überprüft haben, dass der dental Zement durch Sichtkontrolle vollständig getrocknet ist, Naht der Haut und aktuell Mupirocin Salbe. Platzieren Sie den Mauszeiger in einem 30 ° C Inkubator allein bis es erholt sich von der Operation (ca. 30 min). Dann zurückkehren Sie die Maus zu Hause Käfig, bis Video-EEG Dauerüberwachung beginnt. Hinweis: Nach der Operation wird jede Maus (i.p., 1 mL Spritze, Nadel 30 G) mit 5 mg/kg Gentamicin (Antibiotika) und 5 mg/kg von Ketoprofen (Analgetika) injiziert. Tiere sollten überwacht werden, bis sie vollständig ambulante geworden. Sender-implantierten Mäuse haben eine Erholungszeit von ca. 1 Woche.</li>
</ol>3. Video und EEG Monitoring und Analyse
<ol><li>Eine Maus in einen einzelnen Käfig und den Käfig auf den Funk-Empfänger-Platten, die Faraday-Käfig, zur Unterbrechung der elektrischen Signale aus beliebigen Quellen installiert ist, einschließlich eines Computers, AC Linien und angrenzenden Empfänger zu vermeiden. Hinweis: Finden Sie das Handbuch des Herstellers. Vorsicht ist geboten, um blinde Flecken zu vermeiden.</li>
	<li>Aufzeichnung der elektrischen Aktivität mit dem Wireless-Video-EEG Telemetriesystem.<ol>
<li>Öffnen Sie die Software für Video-EEG-Aufzeichnung. Klicken Sie auf "Hardware" und wählen Sie "Konfiguration bearbeiten". Passen Sie den Empfänger und der Sender in jede Maus implantiert. Klicken Sie auf "Channel-Konfiguration" und bestätigen Sie, dass alle Kanäle aktiv sind. Klicken Sie auf "Video-Konfiguration", das Video mit der EEG-Daten (Auflösung von 40 x 480 und Frame-Rate von 30,00) zu synchronisieren. Hinweis: Installieren Sie eine IP-Kamera mit hoher Empfindlichkeit, wenn es ist entscheidend für gute Bildqualitäten zu sammeln, die subtile Verhaltensänderungen der Mäuse nachts identifizieren können.</li>
		<li>Klicken Sie auf "Setup" und "P3 Setup" zu einzelnen Tier Eingangsinformationen, abgestimmte Kamera und Grafik-Einstellung.</li>
		<li>Klicken Sie "Erwerb" und "A/D-Abtastrate" Setup Sampling-raten. Klicken Sie auf "Datasetname", jedes Experiment zu benennen. Hinweis: Sampling-Rate für EEG muss höher als 500 Hz. aufgrund der großen Video und EEG-Datengröße, es wird empfohlen, dass nur 24 h Daten pro Sitzung behandelt werden anstatt mit einer 2-Woche-Daueraufzeichnung als eine Datei. Daten können separat in 8 h oder 12 h Abständen bei Mangel an RAM Arbeitsspeicher gespeichert werden.</li>
		<li>Den Sender mit einer magnetischen Bar zu aktivieren und klicken Sie auf "Start Übernahme" die Video-EEG-Aufzeichnung zu sammeln. Kontinuierliche Überwachung der Maus durch Video-EEG-System für mindestens 2 Wochen. Hinweis: Bei C57BL/6 Mäusen tendenziell SRS in Clustern auftreten, dass zuletzt etwa 5,2 Tage und die Dauer der anfallsfrei ca. 6,7 Tage17ist.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bestimmen Sie die Beschlagnahme Häufigkeit und Dauer durch manuelle Inspektion mit der Analysesoftware.<ol>
<li>Markieren Sie den Bereich mit SRS und exportieren Sie die Daten für die statistische Analyse. Seien Sie vorsichtig, EEG Artefakte auszuschließen, die durch den Kopf kratzen oder kauen generiert werden können; Diese können entfernt werden, indem Sie überprüfen die Videodaten. Hinweis: SRS ist definiert als ein plötzliches Auftreten von sich wiederholenden epileptiformen Aktivität Spick (≥ 3 Hz), die weiterhin für mehr als 10 S. krampfhafte Verhalten häufig mit einem Stoß von Spick Aktivität einhergehen können. Non-krampfhafte Anfälle können auch leitfähige spiking Aktivitäten ohne krampfhaft Verhaltensweisen zeigen. Beschlagnahme Kündigung ist definiert als auftritt, wenn die Zündung Spikes zu Grundlinie Aktivität zurückkehren.</li>
		<li>Teilen Sie für die Analyse der Beschlagnahme Frequenz die Gesamtzahl der SRS-Fälle, die während der 2 Wochen durch die Gesamtzahl der Aufnahme Tage für jedes einzelne Tier erkannt.</li>
		<li>Messen Sie für die Analyse der Dauer der Beschlagnahme die Zeit vom Beginn bis zum Ende der epileptiformen Spick Aktivitäten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Befestigen Sie nach Abschluss der Video-EEG-Aufzeichnung das Gehirn mit 4 % Paraformaldehyd durch Transcardial Perfusion. Um die Maus zu betäuben, Einspritzen einer Lösung (4:0.5) von Ketamin (50 mg/mL) und Xylazin (23,3 mg/mL) aufgelöst in Kochsalzlösung in einer Dosis von 10 μl/g Körpergewicht (1 mL Spritze, i.p.; 26 G-Nadel). Sobald die Maus bestätigt wurde, dass tief betäubt werden, führen Sie Transcardial Perfusion.</li>
	<li>Bevor das Gehirn der Maus zu isolieren, Abrufen des Senders von der Maus für die Wiederverwendung nach der Reinigung.<ol>
<li>Entfernen Sie die dental Zement um die Leitungen mit Pinzette.</li>
		<li>Einweichen Sie die Spitze der führt mit dental Zement in 100 % Aceton, bis die dental Zement aufgelöst ist.</li>
		<li>Entfernen Sie Gewebe Verunreinigungen vom Sender durch mit destilliertem Wasser spülen.</li>
		<li>Spülen Sie den Sender mit 70 % igem Ethanol für 3 h und Luft trocknen für die Lagerung. Unmittelbar vor dem nächsten Gebrauch spülen Sie die Schraube und die Sender mit 70 % Ethanol, gefolgt von destilliertem Wasser, und legen Sie sie in Kochsalzlösung. Hinweis: Vorsicht ist geboten, um zu vermeiden, die flexible Drähte zu schneiden, wenn die Maus seit, enthaupten, wenn die flexible Leitungen zu kurz sind, der Lärm in den nächsten Implantation und Video-EEG-Aufzeichnung erhöhen kann.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Diese Arbeit beschreibt die experimentellen Verfahren für die SE Induktion und Bewertung von chronischen Anfällen.
Mehrere Faktoren können erfolgreiche SE Induktion beeinflussen. Präzise Verhaltensstörungen Überwachung gemäß der Racine-Skala ist entscheidend für die Entwicklung der GA-OP. Kopf nicken, zeichnen Vordergliedmaße Klonus, Aufzucht, und fallen Verhaltens von akuten Anfällen zu SE Phase4,16zu entwickeln. Sobald der erste moto...

TLE ist eines der häufigsten erworbenen Epilepsien1. Menschen mit Epilepsie erleben wiederkehrende Anfälle durch abnorme neuronalen Aktivitäten im Gehirn2,3. Da die TLE oft unlösbar ist, ist es wichtig zu verstehen, die grundlegenden Mechanismen, die die Entwicklung der Epilepsie.
Tiermodellen, die die wichtigsten Merkmale des menschlichen TLE rekapitulieren können bieten bessere Anerkennung von TLE Pathophysiologie, so dass wir leicht überwachen und manipulieren wichtige Faktoren bei der Epileptogenesis. Unter anderem wurde Chemoconvulsants-induzierten SE weit verbreiteten4,5. Im Gegensatz zu anderen Epilepsie-Modellen, wie z. B. elektrische Stimulation zeigt keine hippocampale Sklerose und robuste SRS6,7,8, kann die systemische Injektion von Chemoconvulsants klinische Pathogenese der menschlichen TLE nachahmen, d.h., anfängliche-Hirn-Trauma, eine Latenzzeit und einer chronischen Epilepsie inszenieren manifestierenden SRS5,9,10. Daher kann diese Technik in verschiedenen Studien erklären, die Mechanismen der akuten Schädigung des Gehirns, Epileptogenesis oder Beschlagnahme Unterdrückung genutzt werden. Darüber hinaus sind histopathologische Veränderungen induziert durch Chemoconvulsants ähnlich denen im menschlichen TLE, bietet eine zusätzliche Begründung für den Einsatz von TLE Nager-Modelle10,11,12. Insbesondere wurden strukturelle Schäden unter Einbeziehung des Hippocampus konsequent in beiden Kainic Säure - und Pilocarpin-induzierte SE Modellen reproduziert. Allerdings kann im Vergleich zu Kainic Säure Injektion, Pilocarpin Modell robuster SRS bei Mäusen, produzieren, die beträchtliche Vorteile für chronische Epilepsie zu studieren, wenn man die breite Verfügbarkeit von transgenen Maus Linien5, 13 , 14 , 15. Darüber hinaus Beschlagnahme Progression nach Pilocarpin Injektion ist in der Regel schneller als im Kainic Säure-Modell bietet ein weiteres Indiz für die effektive Nutzung von Pilocarpin Modell der Epilepsie.
Hier zeigen wir eine Methode der induzierende SE durch die i.p.-Injektion von Pilocarpin und durch Video und EEG Überwachung bei chronischer Epilepsie.

<table><tbody><tr><td>C57BL / 6</td><td>Envigo</td><td>C57BL / 6NHsd</td><td></td></tr><tr><td>Scopolamin Methylnitrat</td><td>Sigma</td><td>S2250</td><td>Make 10X Aktien</td></tr><tr><td>Terbutalin Hemisulfat Salz</td><td>Sigma</td><td>T2528</td><td>Make 10X Aktien</td></tr><tr><td>Pilocarpin Hydrochlorid</td><td>Sigma</td><td>P6503</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin Hydrochlorid</td><td>Yuhan Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazin Hydrochlorid</td><td>Bayer Korea</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Diazepam</td><td>SAMJIN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rizinusöl (Kolliphor EL)</td><td>Sigma</td><td>C5135</td><td>Polyoxyl 35 hydriertes Rizinusöl</td></tr><tr><td>Saline</td><td>Daihan pharm.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5% Dextrose</td><td>Daihan pharm.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jodlösung (Povidin)</td><td>Firson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tierarztsalbe (Terramycin)</td><td>Pfizer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Blue Nylon</td><td>AILEE</td><td>NB617</td><td></td></tr><tr><td>Mupirocin (Bearoban)</td><td>Daewoong Pharmaceutical Co., Ltd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Samchundang Pharm. Co., Ltd</td><td></td><td>5 mg/kg</td></tr><tr><td>Gentamicin</td><td>Huons, Ltd. </td><td></td><td>5 mg/kg</td></tr><tr><td>1 mL Spritze</td><td>Sung shim medial Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>26 Gauge Nadel</td><td>Sung Shim medial Co., Ltd.</td><td></td><td>26 G * 13 mm (1/2")</td></tr><tr><td>30 Gauge Nadel</td><td>Sung Shim medial Co., Ltd.</td><td></td><td>30 G * 13 mm (1/2")</td></tr><tr><td>Rasierklinge</td><td>Dorco</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Drill</td><td>Saeshin precision Co., Ltd.</td><td></td><td>207A, 35K (Geschwindigkeit)</td></tr><tr><td>Telemetrie-Video-/EEG-System</td><td>Data sciences International. Inc.</td><td>Version 5.20-SP6</td><td></td></tr><tr><td>Implantierbarer Transmitter</td><td>Data sciences International. Inc.</td><td>ETA-F10</td><td></td></tr><tr><td>Schraube</td><td>Sungho Stahl</td><td></td><td>M1.4, 2 mm Länge Edelstahl</td></tr><tr><td>Vertex Dentalmaterial&nbsp;</td>Verifizierter Lieferant - <td>Dentimex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Duksan Pure Chemicals Co., Ltd.</td><td></td><td>CAS 67-64-1</td></tr><tr><td>Paraformaldehyd (PFA)</td><td>Milipor</td><td>1.04005.1000</td><td>4 %&nbsp;</td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma</td><td>S9378</td><td>30 %ige Lösung in 0,01 M PBS</td></tr><tr><td>Cresylviolettacetat</td><td>Sigma</td><td>C5042</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>EMD Millipore Co.</td><td>UN1170</td><td></td></tr><tr><td>Xylol</td><td>Duksan reine Chemikalien Co., Ltd.</td><td>UN1307</td><td></td></tr><tr><td>Essigsäure eiszeitliche</td><td>Junsei-Chemikalie</td><td>31010-0350</td><td></td></tr><tr><td>FSC33 Klar&nbsp;</td><td>Leica biosystems</td><td></td><td>OCT-Verbindung zum Einfrieren von Gewebe</td></tr><tr><td>DPX Halterung für die Histologie</td><td>Sigma</td><td>6522</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11002-12</td><td></td></tr><tr><td>Schere</td><td>Solco biomedical</td><td>02-2445</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktische Fassung</td><td>David Kopf Instruments</td><td>E51070012</td><td></td></tr></tbody></table>

das pilocarpin modell der temporallappen-epilepsie und eeg monitoring mittels radiotelemetrie system bei mäusen

The Pilocarpine Model of Temporal Lobe Epilepsy and EEG Monitoring Using Radiotelemetry System in Mice

Temporallappen-Epilepsie (TLE) ist eine häufige neurologische Erkrankung im Erwachsenenalter. Für Translationale Studien von chronischen Epilepsie wird Pilocarpin induzierten Status Epilepticus (SE) häufig ausgewählt, um spontane wiederkehrende Anfälle (SRS) zu rekapitulieren. Hier präsentieren wir ein Protokoll der SE Induktion durch intraperitoneale (i.p.) Injektion von Pilocarpin und Überwachung der chronischen wiederkehrenden Anfällen mit lebenden Tieren, die mit einem drahtlosen Telemetrie video und Elektroenzephalogramm (EEG) System. Wir zeigten bemerkenswerte Verhaltensänderungen, die Aufmerksamkeit nach Pilocarpin Injektion und deren Korrelation mit hippocampal neuronalen Verlust bei 7 Tagen und 6 Wochen nach Pilocarpin. Wir beschreiben auch die experimentelle Verfahren der Implantation der Elektroden für Video und EEG-Aufzeichnung und Analyse der Häufigkeit und Dauer der chronisch wiederkehrende Anfälle. Abschließend besprechen wir die möglichen Gründe, warum die erwarteten Ergebnisse nicht in jedem Fall erreicht werden. Dies bietet einen grundlegenden Überblick über die Modellierung von chronischen Epilepsie bei Mäusen und Leitlinien für die Problembehandlung. Wir glauben, dass dieses Protokoll als Grundlage für geeignete Modelle der chronischen Epilepsie und Epileptogenesis dienen kann.

Erfolgreiche SE kann induzieren hippocampal Zelltod und SRS (Abbildung 1 und Abbildung 2). Wir Verhaltensstörungen akute Anfälle von Diazepam Injektion um 3 Uhr nach SE Beginn gekündigt und die Mäuse 7 Tage oder 6 Wochen später geopfert.
Für Video-EEG-monitoring, die Mäuse erhalten Implantatchirurgie 4 Wochen nach SE und SRS Fälle waren für 2 Wochen ab ca. 5-7 Wochen na...

Dieses Manuskript beschreibt eine Methode des Verursachens Status Epilepticus durch systemische Pilocarpin Injektion und spontane wiederkehrende Anfälle mit lebenden Tieren, die mit einem drahtlosen Telemetrie video und Elektroenzephalogramm System zu überwachen. Dieses Protokoll kann genutzt werden, für das Studium der pathophysiologische Mechanismen der chronischen Epilepsie, Epileptogenesis und akute Anfälle.

Das Pilocarpin Modell der Temporallappen-Epilepsie und EEG Monitoring mittels Radiotelemetrie System bei Mäusen

Temporal lobe epilepsy (TLE) is a common neurological disorder in adulthood. For translational studies of chronic epilepsy, pilocarpine-induced status ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist die Induktion des Status epilepticus mit Pilocarpin und die Überwachung spontaner rezidivierender Anfälle mit Hilfe eines Radiotelemetriesystems bei Mäusen. Dieses Protokoll kann zur Untersuchung der pathophysiologischen Mechanismen von akuten Anfällen, Epileptogenese und chronischer Epilepsie verwendet werden. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, ein Mausmodell der chronischen Epilepsie zu erhalten, das spontane rezidivierende Anfälle mit hoher Überlebensrate nach akuten Anfällen zeigt.Das Verfahren wird von Dr. Ji-Eun Kim, einer Postdoktorandin in meinem Labor, demonstriert. Beginnen Sie damit, jede acht Wochen alte, männliche Maus zu wiegen. Stellen Sie zwei Milligramm pro Kilogramm Scopolamin und Terbutalin sowie 280 Milligramm pro Kilogramm Pilocarpinlösung her.Injizieren Sie dann die Lösung intraperitoneal in jede Maus und bringen Sie die Mäuse in ihre Käfige zurück. 30 Minuten nach der Verabreichung von Scopolamin und Terbutalin injizieren Sie Pilocarpin-Lösung in jede Maus. Unmittelbar nach der Pilocarpin-Injektion legen Sie die Mäuse zur Beobachtung in einen Inkubator mit 28 bis 30 Grad Celsius.Überwachen Sie als Nächs

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Video zeigt das Verfahren zur Induktion des Status epilepticus (SE) bei Mäusen durch systemische Verabreichung von Pilocarpin zur Modellierung der Temporallappenepilepsie.

Systemische Pilocarpin-Behandlung: Mausmodell der Temporallappenepilepsie

Das Video zeigt die langfristige kontinuierliche Elektroenzephalographie (EEG) Überwachung bei Nagetierwelpen mit einem drahtlosen Sendesystem. Der Sender enthält zwei Aufzeichnungselektroden und eine Referenzelektrode, die bis zur Gehirnoberfläche reicht. Wenn der Welpe in eine Aufzeichnungskammer gebracht wird, kann das EEG während der gesamten Entwicklung des Welpen bis ins Erwachsenenalter kontinuierlich überwacht werden.

Langzeitüberwachung der kontinuierlichen Elektroenzephalographie bei einem Nagetierwelpen

Hier demonstrieren wir die Verwendung einer drahtlosen Basistechnologie für das Elektroenzephalogramm (EEG) in neonatalen Nagetiermodellen menschlicher Krankheiten. Bei der Telemetrie gibt es keine belastenden Verbindungen, was natürliche Verhaltensweisen ermöglicht.

Langfristige kontinuierliche EEG-Monitoring in Kleintier Models of Human Disease Mit dem Epoch Wireless Transmitter-System

EEG Radiotelemetrie Nichteinschränkungs ist eine wertvolle methodische Ansatz zur Aufzeichnung in vivo Langzeit Elektroenzephalogrammen von sich frei bewegenden Nagetiere. Diese detaillierte Protokoll beschreibt stereotaxische epidurale und tiefe intrazerebrale Elektrodenplatzierung in verschiedenen Hirnregionen, um eine zuverlässige Aufnahmen von ZNS-Rhythmik und ZNS im Zusammenhang mit Verhaltensstufen zu erhalten.

Nicht beschränkende EEG Radiotelemetrie: epidurale und Deep Intrazerebrale Stereotaktische EEG Elektrodenplatzierung

Diese Arbeit demonstriert die Leistung von Akupunktur, Epilepsiemodellen und der Analyse des Schlafes bei Nagetieren. Das Verfahren der Akupunktur und die Identifizierung von Akupunkturpunkten werden beschrieben. Pilocarpin oder Pentylentetrazol (PTZ) wird verwendet, um Epilepsie zu induzieren. Für die Schlafanalyse werden Elektrokortikogramm (ECoG), Elektromyogramm (EMG), Gehirntemperatur und Bewegungsaktivitätsaufzeichnungen verwendet.

Manipulation von Epileptiforme Electrocorticograms (ECoGs) und Schlaf bei Ratten und Mäusen durch Akupunktur

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Erfassung von Gehirn und Herz Bio-Signale bei Mäusen mit gleichzeitiger Video Elektroenzephalographie (EEG) und Elektrokardiographie (EKG). Wir beschreiben auch Methoden, um die daraus resultierende EEG-EKG-Aufnahmen für Anfälle, spektrale EEG, Herzfunktion und Herzfrequenz-Variabilität zu analysieren.

Gleichzeitige Video-EEG-EKG Monitoring Neurocardiac Dysfunktion in Mausmodellen der Epilepsie zu identifizieren

Hier stellen wir ein Protokoll vor, um schweres TBI mit dem lateralen Fluid Percussion Injury (FPI) Modell bei erwachsenen, männlichen Wistar Ratten zu induzieren. Wir zeigen auch den Einsatz eines drahtlosen Telemetriesystems, um kontinuierliche Video-EEG-Aufnahmen zu sammeln und epileptiforme Entladungen zu überwachen, die mit der posttraumatischen Epileptogenese übereinstimmen.

Einsatz eines drahtlosen Video-EEG-Systems zur Überwachung von epileptiforlen Entladungen nach lateraler Fluid-Percussion-induzierter traumatischer Hirnverletzung

Dieser Artikel stellt experimentelle Verfahren zur Beurteilung von Gedächtnisstörungen bei pilocarpine-induzierten epileptischen Mäusen vor. Dieses Protokoll kann verwendet werden, um die pathophysiologischen Mechanismen der Epilepsie-assoziierten kognitiven Abnahme zu studieren, die eine der häufigsten Komorbiditäten bei Epilepsie ist.

Beurteilung der Gedächtnisfunktion bei Pilocarpin-induzierten epileptischen Mäusen

Dieser Bericht beschreibt die Methoden zur Erstellung eines Modells der Temporallappenepilepsie, das auf dem elektrischen Anzünden transgener VGAT-Cre-Mäuse basiert. Entzündete VGAT-Cre-Mäuse können nützlich sein, um die Ursachen von Epilepsie zu bestimmen und neue Therapien zu untersuchen.

Präparation und Implantation von Elektroden für elektrisch anzündende VGAT-Cre-Mäuse zur Erstellung eines Modells für Temporallappenepilepsie

Die Amygdala spielt eine Schlüsselrolle bei der Temporallappenepilepsie, die in dieser Struktur entsteht und sich von ihr ausbreitet. Dieser Artikel enthält eine detaillierte Beschreibung der Herstellung von Tiefenhirnelektroden mit Aufzeichnungs- und Stimulationsfunktionen. Es stellt ein Modell der medialen Temporallappenepilepsie vor, das von der Amygdala ausgeht.

Verwendung einer bipolaren Elektrode zur Erstellung eines Temporallappen-Epilepsie-Mausmodells durch elektrisches Anzünden der Amygdala

Dieses Protokoll wurde entwickelt, um ein zuverlässiges und leicht zugängliches System zur Aufzeichnung von frei beweglichen Nagetier-EEGs zu schaffen.

Ein kostengünstiges und minimal-invasives Protokoll für die chronische Multi-Site-Elektroenzephalographie-Aufzeichnung bei frei beweglichen Mäusen

Erfahren Sie, wie Sie mit Pilocarpin einen Status epilepticus bei Mäusen induzieren und spontane Anfälle per Radiotelemetrie überwachen. Dieses Protokoll ermöglicht die Erforschung chronischer Epilepsie mit hoher Überlebensrate.

Das Pilocarpin Modell der Temporallappen-Epilepsie und EEG Monitoring mittels Radiotelemetrie System bei Mäusen

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