Name: Verbesserung der einen geschlossenen Kasten porcinen Myokardinfarkt Modell durch Standardisierung der Gewebe und Blut Stichprobenverfahren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-12T14:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 1 s
Description: Erfahren Sie die Standardisierung von Probennahmeverfahren im geschlossenen Schweinemodell des Myokardinfarkts. Diese Methode ermöglicht präzise Infarktgrößenbestimmung und verbessert die Reproduzierbarkeit für kardiovaskuläre Forschung.

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Die Autoren möchten Professor Christian Heinis bestätigen für die Bereitstellung der FXIIa Inhibitor und das jeweilige Steuerelement. Wir erkennen auch dankbar Olgica Beslac, Dr. Daniel Mettler und Kay Nettelbeck aus der experimentellen Chirurgie-Einheit, Abteilung für biomedizinische Forschung, Universität Bern für den technischen Support. Celine Guillod und Matthias Rausch von der Abteilung für Diagnostik, Intervention und Pädiatrische Radiologie, Universitätsspital Bern, Inselspital unterstützte mit den x-ray Geräten und Techniken. Dieses Projekt wurde gefördert durch den Schweizerischen Nationalfonds, Projekt Nr. 320030_156193. Wir möchten auch Danke, Herr Reto Haenni von Kommunikation und Marketing, Universitätsspital Bern, Inselspital für Videoaufzeichnung unser Experiment.

(1) Tiere:
Alle Tiere wurden nach den Richtlinien der Schweizer nationalen Gesetze behandelt. Die Studie wurde von der lokalen Tierversuche-Ausschuss des Kantons Bern genehmigt (Erlaubnis keine. WERDEN SIE 25/16).
Verwenden Sie große weiße Schweine beider Geschlechter (~ 30 ± 5 kg). Die Tiere blind in zwei Gruppen aufteilen einer Gruppe ein bicyclischen (80 kDa) Proteasehemmer von FXIIa oder Behandlung der Wahl und der andere ein inaktives Steuerelement empfangen.
2. chirurgische Verfahren (Abbildung 1)
<ol><li>Anästhesie und Vorbereitung des Tieres:
	<ol>
<li>Schnell die Tiere für 12 h vor Beginn des Experiments.</li>
		<li>Vorab behandeln Sie das Tier mit 20 mg/kg Ketamin und 2 mg/kg Xylazin über eine intramuskuläre Injektion in den Hals, mit einer 10 mL Spritze. Notieren Sie das Tier Gewicht und Geschlecht.</li>
		<li>Narkose durch die Injektion von 0,5 mg/kg Midazolam und 0,05 mg/kg Atropin in die Ohrmuschel Vene zu induzieren. Das Tier mit einem Endotrachealtubus Intubation.</li>
		<li>Aufrechterhaltung die Narkose durch Beatmung mit einem Beatmungsgerät (O2/air 1:3, Sevorane 1,5 %), ein 7-8 mm Atemwege Rohr und einen Filter. Passen Sie den Bruchteil der inspiriert Sauerstoff (FiO2) auf 35 % und das Atemvolumen auf 6 bis 10 mL/kg.</li>
		<li>Tiefe der Narkose wird in Abwesenheit von motor oder vegetative Reaktionen auf Nase kneifen als angemessen beurteilt. Palpebrale Reflexe und Kiefer Ton wurden überwacht kontinuierlich sowie targeting entspannter Kiefer Ton und fehlender palpebrale Reflexe. Kerntemperatur wurde kontinuierlich überwacht und Wartung der Normothermie (38-38,5 ° C) sorgte mit passiven Erwärmung (Decken und warme Flaschen zu isolieren).</li>
		<li>Frei, wie zuvor beschrieben von Koudstaal und seine Kollegen Schritte 3: 1 3: 3-18, die Halsschlagadern auf beiden Seiten zu sezieren und cannulate sie mit einem 7F Mantel. Cannulate der linken Halsschlagader mit einem 7F Mantel für venöse Blutentnahme.</li>
		<li>Verwalten Sie eine Bolusdosis von 250 µg Fentanyl Schmerzmittel durch den zentralen Venenkatheter, gefolgt von 250 µg/h als intravenöse Dauerinfusion über eine Infusionspumpe. Körpertemperatur, Herzfrequenz und Rhythmus mit einer 3-adrige Elektrokardiogramm (EKG), arteriellen und zentralen Venendrucks während des gesamten Experiments zu überwachen.</li>
		<li>Verwenden standard Blutentnahmeröhrchen, entziehen den Venenkatheter die folgenden Grundlinie Blutproben: 5 mL citrated Plasma und 2,9 mL EDTA-Plasma in die jeweiligen Röhren. Zentrifugieren Sie sofort bei 2.000 x g für 15 min bei 4 ° C. Nehmen Sie 2,9 mL Blut in ein Serum Röhrchen und lassen für 30 min bei Raumtemperatur gerinnen vor Zentrifugation wie oben beschrieben.</li>
		<li>Aliquoten 200 µL Plasma oder Serum in 500 µL Rohre und alle Proben bei-80 ° C für weitere Analysen zu speichern.</li>
		<li>Ziehen Sie 0,5 mL Blut aus dem arteriellen Linie mit speziellen Blut-Gas-Analyse (BGA) Spritzen zur Messung der BGA mit der BGA-Maschine gemäß den Anweisungen des Herstellers.</li>
		<li>Der Venenkatheter mit einer standard 2-mL-Spritze 0,5 mL Blut entziehen und sofort in die ACT-Patrone mit einer 30 G-Nadel zu übertragen. Legen Sie die gefüllte Patrone in die ACT-Maschine zur Messung der Gerinnungszeit nach den Anweisungen des Herstellers. Siehe Abbildung 2 für Zeitpunkte.</li>
		<li>Verabreichen Sie 5000 IU fraktioniertem Heparin in den Venenkatheter mit einer 2 mL Spritze und lassen Sie das Tier zu stabilisieren für 20 min vor Beginn der MI-Experiment.</li>
		<li>Monitor handeln alle 30-45 min wie in 2.1.11 erwähnt. Injizieren Sie 2500 IU fraktioniertem Heparin intravenös, wenn ACT < 180 s.</li>
	</ol></li>
	<li>Myokardinfarkt experiment
	<ol>
<li>Verwenden Sie C Arm Fluoroskopie Serienausstattung (Koronarangiographie Programm, Winkel 0°, 12 Bilder pro Sekunde, ~ 70 kV) - oder alternativ eine dedizierte Angiographie-System - die Koronarintervention durchführen.</li>
		<li>Verwenden Sie Röntgendurchleuchtung Anweisungen zum Einfügen eines Druck-Katheters (5F, 120 cm) über die zuvor platzierten Hülle in der linken Halsschlagader. Wechseln sie in den linken Ventrikel. Verbinden Sie den Druck-Katheter mit ein Erfassungssystem linken Ventrikeldruck aufzeichnen. Das Erfassungssystem muss kontinuierlich berechnen und erfassen von Herzfrequenz, entwickelt Druck, dP/dt maximale (Kontraktilität des linken Ventrikels) und dP/dt minimale (Entspannung des linken Ventrikels) während des gesamten Experiments. Ausgangswerte für 10 min aufnehmen.</li>
		<li>Einfügen einer 6F (100 cm, EB3.75) Führungskatheter über die zuvor platzierten Hülle in der rechten Halsschlagader. Kanüle an der linken Koronararterie zum Erreichen der linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) unter Röntgen-Anleitung. Injizieren Sie Kontrastmittel mit einer 20 mL Spritze über den Führungskatheter eine Basislinie Koronarangiographie durchzuführen. Hinweis: Injektion von Kontrastmittel erfolgte durch manuellen Druck aber auch ein engagiertes Power Injektorsystem genutzt werden.</li>
		<li>Die Größe des Knaben auf dem x-ray Monitor wählen die entsprechende Größe des Katheters perkutane Koronarintervention (PCI) zu beurteilen. Verwenden Sie PCI-Sprechblasen mit einer Länge von 15-25 mm und Durchmesser zwischen 2 und 3,5 mm abhängig von der LAD-Größe. PCI-Katheter und koronare Führungsdraht (F 014/J, 175 cm) montieren. Verbinden Sie die PCI-Katheter mit der Aufblasvorrichtung vorausgefüllt mit Kontrastmittel. Hinweis: Der Bursche Durchmesser kann direkt auf einem kalibrierten Monitor mit einem Lineal gemessen werden und die Größe des PCI-Ballons wird dann entsprechend ausgewählt.</li>
		<li>Das montierte System aus 2.2.4 in das Lumen des Führungskatheters einfügen. Vorantreiben Sie der Führungsdraht in den Knaben, bis sie über die zweite Diagonale Verzweigung des Knaben erreicht.</li>
		<li>Verwenden Sie Röntgendurchleuchtung Anleitungen zu den PCI-Katheter vorschieben, bis sie etwa in der Mitte des Knaben erreicht. Wählen Sie die LAD blockierende Seite je nach Anatomie der Koronarien, in der Regel nach dem zweiten, manchmal nach dem ersten Diagonale Abzweig (Abbildung 3) um ähnliche Prozentsätze der AAR von der linke Ventrikel (LV) haben. Hinweis: Die Wahl des Standortes blockierende richtet sich nach der Länge der Diagonale Zweige und damit den Bereich des Gewebes, welches durch das Blut über die jeweiligen Branchen geliefert wird. Im Falle einer langen werden gegabelten erste Diagonale Zweig der blockierenden Website kurz danach. Im Falle der einen kürzeren ersten Diagonale Zweig erfolgt die Sperrung nach der zweiten Diagonale.</li>
		<li>Entfernen Sie den Führungsdraht und dann der Druck in der Aufblasvorrichtung 7-10 bar Pumpen Sie den Ballon des Katheters PCI und induzieren Myokardischämie für 1 h schrittweise Erhöhung FiO2 auf 50-60 % zwischen 15 und 40 min der Ischämie. Halten Sie Tidalvolumen bei 6 bis 10 mL/kg. Hinweis: Dieses Verfahren reduziert das Auftreten von Extrasystolen und verringern die Häufigkeit von Kammerflimmern zigarettenschachtelgroßen.</li>
		<li>Aufzeichnung einer 5-10 s Videosequenz während der Injektion von Kontrastmittel durch den Führungskatheter, ein Angiogramm der Ballon des Katheters PCI verfügen, nur nach dem Start Ischämie; Wiederholen Sie nach 10 min der Ischämie, vollständige Okklusion des distalen auf den Ballon des Katheters PCI Knaben zu überprüfen.</li>
		<li>Überwachen Sie das Tier sehr genau, um sofort zu erkennen und zu behandeln (2.2.10) Herzrhythmusstörungen. Extrasystolen in der Regel auftreten und Zunahme der Frequenz (> 3 / min.) zwischen 20 und 40 Minuten nach Induktion der myokardialen Ischämie. Tritt dies auf, massieren Sie sanft den Hals auf beiden Seiten unterhalb der Wange. In den meisten Fällen wird dies ausreichen, um einen regelmäßigen Herzschlag, wahrscheinlich durch Stimulation der Vagusnerv Barorezeptoren befindet sich auf der gemeinsamen Halsschlagader wieder herzustellen.</li>
		<li>Wenn Herzrhythmusstörungen in Kammerflimmern Fortschritt, verwenden Sie einen externen, biphasische Defibrillatoren ein Sinusrhythmus wieder herzustellen. Anwenden von 5-10 Herzdruckmassage mit den Defibrillator-Pads unmittelbar vor dem Auftragen des Schocks um die Koronarien mit sauerstoffreichem Blut zu füllen und dann Schock mit 150 J (für Tiere mit 30 kg).</li>
		<li>Gegebenenfalls wiederholen und erhöhen die Energie, um 175 J nach dem 3rd -Schock. Verwenden Sie höhere Energie-Einstellungen für schwerere Tiere.</li>
		<li>Fünf Minuten vor dem Ende der Ischämie-Zeit wiederholen die Blutentnahme in 2.1.8-2.1.13 erwähnt. Injizieren der Prüfsubstanz (entweder der bicyclischen FXIIa Inhibitor oder 4 mg/kg zu kontrollieren, dazu das Blind) intravenös über den zentralen Venenkatheter und Flush die Linie mit 20 mL Kochsalzlösung.</li>
		<li>Zurückziehen einer Plasma-Citrat-Probe (wie unter 2.1.8 und 2.1.9) 4 min nach der Injektion der Substanz im 2.2.12.</li>
		<li>Führen Sie ein Angiogramm (2.2.3) bestätigen LAD Okklusion, dann Luft aus dem Ballon des Katheters PCI und den Führungskatheter dieser Katheter entfernen. Perfusion des Knaben distal zum Ortsbild Okklusion durch Angiogramm unmittelbar nach Deflation und entfernen den Ballon des Katheters PCI, 10 min danach, zu bestätigen, wenn Anzeichen einer myokardialen Ischämie wurden durch EKG sichtbar, für mehr als 5 min und unmittelbar vor Re Okklusion des Knaben.</li>
		<li>Reperfusion des ischämischen Myokard für 2 h zu ermöglichen. Plasma und Serum Proben mit 10, 30, 60 und 115 min der Reperfusion (2.1.8 und 2.1.9) nehmen. BGA Monitor bei 60 bis 115 min (2.1.10).</li>
		<li>Setzen Sie die PCI-Katheter mit dem Führungsdraht auf genau die gleiche Position wie bei der Ischämie. Pumpen Sie den Ballon des Katheters PCI als vor und bestätigen Sie LAD Okklusion durch Angiogramm (2.2.3). Entfernen Sie den Druck-Katheter aus dem linken Ventrikel und stoppen Sie der Aufnahme.</li>
		<li>100 mL 2 % zu injizieren Evans Blue in Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS, pH 7,4) in der zentralen Venenkatheter. Ca. 30 s später, wenn das ganze Tier blau injizieren 40 mL 20 % KCl, das Tier einzuschläfern. Tod wurde durch das Fehlen von ECG Signale und Impulswellen bestätigt.</li>
	</ol></li>
</ol>(3) Stichprobenverfahren
<ol><li>
Extrahieren, sezieren und sampling-Herzen (Abbildung 4)
	<ol>
<li>Führen Sie eine Sternotomie, die das Herz aussetzen. Folgen Sie das zuvor beschriebene von Koudstaal und Kollegen, die Schritte 8-2 und 8: 3-18Protokoll. Schneiden Sie das Perikard während der Inspektion für Anomalien, die stammen aus früheren Perikarditis und das Tier von weiteren Auswertung ausschließen könnten.</li>
		<li>Entleeren Sie und entfernen Sie die PCI-sowie den Führungskatheter. Schneiden Sie das Herz für die weitere Analyse. Schneiden Sie die untere Hohlvene und entfernen Sie Blut mit einer Saugpumpe, dann schneiden Sie die großen Gefäßen, die das Herz mit dem Körper verbindet.</li>
		<li>Spülen Sie das Herz innen und außen mit Raumtemperatur Kochsalzlösung. Wiegen Sie das ganze Herz.</li>
		<li>Innerhalb von 30-40 min, das Herz in Scheiben von etwa 3 bis 5 mm von der Spitze der Chorden Tendinae der Mitralklappe, senkrecht zur Längsachse mit einem scharfen Messer schneiden.</li>
		<li>Achten Sie darauf, immer das Herz in derselben Ausrichtung mit der Bauchseite nach oben um die Ausrichtung der geschnittenen Proben (Abbildung 5) zu platzieren.</li>
		<li>Fotografieren Sie die Scheiben des Herzens mit einer digitalen Spiegelreflexkamera.</li>
		<li>Schneiden Sie den rechten Ventrikel (verwerfen als nicht erforderlich). Fotografieren Sie die linke Herzkammer Scheiben zu und wiegen Sie alle Scheiben für das Gesamtgewicht des linken Ventrikels.</li>
		<li>Unterscheiden Sie zwischen dem Evans Blue positive und Evans Blue negative Gewebe in allen Abschnitten. Zerlegen Sie die Scheiben um die ischämische (Evans blau negativ) aus dem nicht-ischämischen Gewebe (Evans Blue positiv) mit einem Skalpell zu trennen.</li>
		<li>Zunächst analysieren Sie die Evans Blue negativen Abschnitte (der ischämischen Bereich gefährdet, AAR). Wiegen sie alle und steckte sie in einen Kunststoffbehälter.</li>
		<li>Decken Sie die Scheiben vollständig mit 100-150 mL (entsprechend der Größe des Herzens)-Triphenyl-Tetrazolium-Chlorid-Lösung (2 g TTC, 16 g Dextran, Molekulargewicht 48000-90000, in 200 mL PBS, frisch zubereitet), dass die Herz-Stücke innerhalb der Lösung frei bewegen können. Decken Sie den Container und 20 min bei 37 ° C inkubieren Sie, während sanft schütteln.</li>
		<li>Während dieser 20 min Inkubation Zeit wiegen die Evans Blue positive Stücke (Bereich nicht gefährdet, ANR), Proben für die Einbettung von Tissue-Tek nehmen (Wählen Sie die Verletzung den distalsten Teil) und bei-80 ° C zur weiteren Analyse zu speichern. Den Rest in 4 % Formaldehyd-Lösung und Lagerung bei Raumtemperatur für Histologie Abschnitte.</li>
		<li>Entfernen Sie die Stücke von der AAR von der TTC-Lösung. Die rote gefärbte Gewebe ist tragfähige ischämischen Gewebe (VIT) und das Gewebe nicht befleckt nekrotischen ischämischen Gewebe (NIT). Schneiden Sie 2 kleine Stücke (Blöcke von 2-3 mm) aus sowohl die NIT und VIT in Tissue - Tek einbetten und bei-80 ° C zur weiteren Analyse zu speichern. Diese Proben sollten das gleiche Gewicht haben.</li>
		<li>Befestigen Sie den Rest der Stücke (alle Scheiben von der AAR abgeleitet) durch Anheften nach unten in einem Styropor-Behälter und vollständig bedeckt mit 4 % Formaldehyd-Lösung für 24 h bei Raumtemperatur in einer Dampfhaube. Die Stücke sollten für die fotografische Dokumentation im nächsten Schritt flach bleiben.</li>
		<li>Am nächste Tag fotografieren beide Seiten der Stücke mit einer hochauflösenden Kamera mit den gleichen Zoom-Einstellung und die Entfernung aus dem Gewebe (gleiche Vergrößerung). Alle Bilder automatisch Maßstabsleisten hinzufügen. Alle Bars müssen die gleiche Länge haben. Hinweis: Die hochauflösende Kamera sollte mit Software verbunden sein, die jedes Foto automatisch die Maßstabsleiste hinzufügt.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Berechnung der AAR und der Infarkt-Größe
	<ol>
<li>% AAR des linken Ventrikels = (Gewicht der AAR in g / Gewicht des linken Ventrikels in g) * 100.</li>
		<li>Verwenden Sie ImageJ-Software zur Berechnung der Gesamtfläche der AAR und NIT (beide Seiten eines jeden Stückes) anhand der Fotos.</li>
		<li>Einstellen Sie die Maßstabsleiste durch Auswahl der Mensur, Bar mit der geraden Linie vom Winkel Werkzeug. Wählen Sie im Menü analysieren > Maßstab gesetzt und legen Sie die bekannten Abstand und Einheit des Maßstabs. Wählen Sie "global", also der gleiche Maßstab auf alle Bilder angewendet werden sollen.</li>
		<li>Markieren Sie die gesamte Fläche des Gewebes mit der freien Hand-Auswahl-Werkzeug AAR zu berechnen. Achten Sie darauf, dass Sie nicht die Seite (Höhe) des Gewebes und/oder das Fettgewebe (Abbildung 6 C) enthalten.</li>
		<li>Legen Sie die Messung durch Auswahl von "Bereich" und "Labels anzeigen" von Analyze > Menü Messungen festgelegt. Messen Sie die Fläche von Analyze > Messen.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 3.2.5 Maßnahme NIT (Mark nur die nicht-gefärbten Gewebe). Hinweis: Nicht das Fettgewebe (Abbildung 6-D) in die NIT-Berechnung einbeziehen. Wiederholen Sie den Schritt auf der anderen Seite des Gewebes.</li>
		<li>Berechnen Sie die durchschnittliche AAR und NIT für jedes Stück des Gewebes.</li>
		<li>Die Werte aus 3.2.7 verwenden, um die NIT als prozentualer Anteil der AAR:% NIT AAR berechnen = (durchschnittliche Fläche Σ nit cm2/ Σ durchschnittliche Fläche von AAR cm2) * 100.</li>
		<li>Zwei verschiedene Ermittler sollten die oben beschriebene Methode wiederholen. Die akzeptable Unterschied liegt < 10 %.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Ischämie-Marker
	<ol>
<li>EDTA-Plasma-Proben, die zuvor bei-80 ° C (2.1.9) zur Messung des kardialen Troponin gespeichert wurden zu verwenden-Ich benutze eine Einzel-Plex Luminex-Typ-Test wie oben beschrieben 19.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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<li>Regueiro-Purriños, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventricular+Arrhythmias+and+Mortality+Associated+with+Isoflurane+and+Sevoflurane+in+a+Porcine+Model+of+Myocardial+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Ventricular Arrhythmias and Mortality Associated with Isoflurane and Sevoflurane in a Porcine Model of Myocardial Infarction.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. , (2011).</li>
<li>Roberts, L. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evans+blue+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Can+Med+Assoc+J%22%5BJournal%5D)">Evans blue toxicity.</a> Can Med Assoc J. 71, 489-491 (1954).</li>
<li>Ellenbroek, G. H. J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+Outcome+Assessment+in+a+Pig+Model+of+Acute+Myocardial+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction.</a> J Vis Exp. , e54021(2016).</li>
</ol>

Die Autoren erklären keinen Interessenskonflikt.

Myokardialen ich / R Verletzung hat einen signifikanten Einfluss auf die endgültige Infarkt-Größe, die Prognose der Patienten nach akutem Myokardinfarkt3direkt übersetzt wird. Verständnis der Pathophysiologie der myokardialen ich / R Verletzungen ist der erste Schritt zu reduzieren oder zu verhindern. Myokardialen ich / R Verletzungen ist eine akute Erkrankung, die direkt nach Reperfusion der verstopften Gefäße auftritt. Ich / R Verletzung führt zu einer Aktivierung der angeborenen Immunantwort un...

Ischämischer Herzkrankheit, insbesondere akuten Myokardinfarkt (MI), ist die häufigste Todesursache in Industrieländern 1. Heute ist die Standardbehandlung der MI perkutane Koronarintervention (PCI), die Ballon-Katheter-Behandlung. Einer der kritischen Faktoren, die Qualität des Lebens betrifft und Prognose von Patienten nach PCI-behandelten akuten MI ist die Infarkt-Größe. Die Verringerung der Größe haben einen großen Einfluss auf Patienten überleben und Prognose 2. Myokardiale Ischämie/Reperfusion (ich / R) Verletzung hat einen wesentlichen Einfluss auf die Größe des Infarktes, so ist eines der wichtigsten Ziele in der Herz-Kreislauf-Forschung zur Verhinderung oder Reduzierung myokardialen ich / R Verletzungen 3. Die genauen Mechanismen der I / R Verletzungen sind noch in der Untersuchung 4. Aktivierung des Plasma-Kaskaden und Endothelzellen sind Markenzeichen von I / R Verletzungen 5. Aktivierung des Systems der Koagulation ist deutlich mit 6,7. Vor kurzem hat die Rolle des FXII, als einen frühen vorgelagerten Peptid beteiligt Kontaktphase Aktivierung der Gerinnung Kaskade in eine FXII gezeigt Knock-out Rattenmodell der zerebralen ich / R Verletzungen 8. Validierung der Ergebnisse in einem porcinen Modell ist ein wichtiger Schritt in die klinische Übersetzung. Daher testen wir ein neuartiges bicyclischen (80 kDa) FXIIa Proteasehemmer im Zusammenhang mit der Myokardinfarkt ich / R Verletzungen in einer Pilotstudie.
Tiermodellen, die die klinische Situation der akuten MI und PCI-Behandlungen zu imitieren, sind unerlässlich, um unser Verständnis der Pathophysiologie der myokardialen ich verbessern / R Verletzungen und neuartige Behandlungsmöglichkeiten zu testen. Schweine sind eine gute Tiermodell für klinische myokardialen ich / R Verletzungen. Dies ist nicht nur, weil ihre Herzen sehr ähnlich zu den Herzen der Menschen in Bezug auf Anatomie und Herz-Kreislauf sind, sondern sie auch ähnliche pathophysiologische Reaktionen auf myokardiale Ischämie und Reperfusion 9,10 zeigen. Andere Modelle wie Ratten und Mäuse nicht erfüllen diese Kriterien und zeigen erhebliche Unterschiede im Vergleich zu den Herzen der Menschen 11,12, während Hunde zum Beispiel viele weitere Sicherheiten Herzkranzgefäße im Vergleich zu Menschen haben 13.
Porcines akutem Myokardinfarkt-Modell ist am meisten benutzt in der Herz-Kreislauf-Forschung zu ischämischen Herzkrankheiten einschließlich myokardialen untersuchen ich / R Verletzungen 14,15,16,17. Letzteres ist eine entzündliche Erkrankung, die durch die Minimierung die entzündliche Reaktion im Zusammenhang mit Sternotomie oder Thorakotomie verwendet in offenen Thoraxchirurgie ist unerlässlich. Der geschlossene Kasten Modell mit einer klinischen C-Bogen-Angiographie-Einstellung überwindet dieses Problem. Darüber hinaus ist einer der wichtigsten Punkte, dass unser Protokoll eine genaue Unterscheidung zwischen ischämischen (gefährdet, AAR) und nicht-ischämische Bereiche des linken Ventrikels (Bereich nicht gefährdet, ANR), bietet so dass die Infarkt-Größe (nekrotische ischämischen Gewebe, NIT) kann werden Sie genau bestimmt. Unser Ziel für dieses Papier ist, klar zu definieren, eine reproduzierbare Methodik von einem porcinen myokardialen ich / R Verletzungen zu modellieren, insbesondere in Bezug auf Herzmuskelgewebe Probenahme, wodurch für eine genauere Analyse der molekularen Mechanismen von I / R Verletzungen und eine klareres Bild von den Auswirkungen der neuartige medikamentöse Behandlungen.

<table><tbody><tr><td>ABL 90 Flex, Blutgasanalysator</td><td></td> Radiometer-Blutgasanalysator <td></td><td>(BGA)</td></tr><tr><td>ACT Plus</td><td>Medtronic-Aktivierte</td><td></td> <td>Gerinnungszeit</td></tr><tr><td>Atropin</td><td>Sintetica-Atropinum</td><td></td> <td>Sulfas, 0,5mg/ml</td></tr><tr><td>Waage (20-500 Kg)</td><td>NAGATA Waage, Tiwan</td><td>HTB/HTR</td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Waage (21-4200 g)</td><td>Mettler toledo, Schweiz</td><td>MS4002SDR</td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Blutentnahmeröhrchen: EDTA, Citrat und Serum</td><td>S-Monovette, Nümbrecht, Deutschland</td><td>05.1167.001, 05.1071.001 bzw. 05.1557.001</td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>BV Pulsera mobile C-Bogen</td><td>Philips-Alternative</td><td></td> <td>Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Zentrifuge</td><td>Labcare, UK</td><td>ALC PK120R</td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Defibrillator Lifepak 12</td><td>Medtronic-Alternative</td><td></td> <td>Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Dextran aus Leuconostoc mesenteroides</td><td>Sigma-Aldrich, Deutschland</td><td>D3759</td><td>Durchschnittlich M.wt 48000-90000</td></tr><tr><td>Digitale Spiegelreflexkamera</td><td>Sony, Thailand</td><td>DSLR-A500/A550</td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Präparierzange</td><td></td><td></td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>: EMPIRA RX PCI-Dilatationskatheter</td><td>Cordis, Johnson& Johnson, USA</td><td>85R15300S</td><td>Durchmesser 3 mm, Länge 15 mm, Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>EMPIRA RX PCI Dilatationskatheter</td><td>Cordis, Johnson& Johnson, USA</td><td>85R15350S</td><td>Durchmesser 3,5 mm, Länge 15 mm, Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Evans Blue</td><td>Sigma-Aldrich, Deutschland</td><td>E2129</td><td>Toxic</td></tr><tr><td>Fabius GS Premium Atemschutzmaske</td><td>Dr&auml; ger, L&uuml; beck,</td><td></td> <td>Deutschland-Anästhesie-Arbeitsplatz, Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td>Inselspital</td> ISPI-Fentanyl <td></td><td>2500mcg/50ml</td></tr><tr>Institut für <td>Formaldehyd-Pathologie, Universität Bern</td> SI148701 <td>Alternative Produkte können verwendet werden</td><td></td> FXIIa-Inhibitor <td></td></tr> Zur <tr><td></td><td>Verfügung gestellt vom Labor von Prof. Christian Heinis an der EPFL</td><td></td><td>Neuartiges bicyclisches Peptid</td></tr><tr><td>Galeo, Koronarführungsdraht</td><td>Biotronik, Deutschland</td><td>125497</td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Guidance</td><td>Katheter Boston Scientific, Florida, USA</td><td>34356-06</td><td>6F (100 cm, EB3.75). Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Heparin Natrium</td><td>Drossapharm, Basel,</td><td></td> <td>Schweiz-Liquemin, 25000 U.I./5 ml</td></tr><tr><td>High End Elektrochirurgie</td><td>BOWA, Deutschland</td><td>ARC 400</td><td>Elektrische Quelle für die Blutabsaugung. Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Hydro-Guardmini Atemfilter</td><td>Intersurgical, Litauen</td><td>1745000</td><td>Filter</td></tr><tr><td>Image J</td><td>National Institute of Health, USA</td><td>1.47v</td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Aufblasgerät, Atrion QL2530</td><td>Atrion Medizinprodukt, Alabama, USA</td><td>96402</td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>IntelliVue MP 70</td><td>Philips, Böblingen,</td> <td>Deutschland-Monitor</td> <td>(EKG, Herzfrequenz, Blutdruck und Körpertemperatur). Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sintetica SA-Kaliumchlorid</td><td></td> <td>15%</td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Vetoquinol-Narketan</td><td></td><td>, 1ml/100mg</td></tr><tr><td>LR-ACT</td><td>Medtronic</td><td>402-01</td><td>ACT Spezialspritzen</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td></td><td></td> <td>Roche-Dormicum, 5mg/ml</td></tr><tr><td>Monopolares Skalpell</td><td></td><td></td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td></td><td></td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Hochauflösende Kamera, PathStand Macro Imaging Stand für Grossing</td><td>Spotimaging, USA</td><td></td><td>1080 p HD-Auflösung. Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>PBS</td> <td>Inhouse-Präparation-Alternative</td> <td>Produkte können verwendet werden</td><td></td></tr> <tr><td>Periphere Venenkanüle, 18 G</td><td></td><td></td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>PowerLab 4/35 Datenerfassungssystem</td><td>Adinstruments, Spechbach,</td><td></td> Deutschland-Rotamax120T <td></td></tr><tr><td></td><td>Heidolph, Deutschland</td><td>544-41200-00</td><td>Schüttler. Alternative kann verwendet werden</td></tr><tr><td>R&uuml; schelit-Super Safety Clear Tube</td><td>Teleflex, Dublin, Irland</td><td>112480</td><td>Atemwegsschlauch, Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Safe Pico Aspirator Spritzen</td><td>Radiometer</td><td>956-622</td><td>BGA Spezialspritzen</td></tr><tr><td>Saline</td><td>Sintetica Bioren-NaCl</td><td></td> <td>0,9%. Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Sevorane 1,5%</td><td>AbbVie AG-Sevorane</td><td></td> <td>250ml 100%</td></tr><tr><td>Sheath</td><td>Cordis, Johnson& Johnson, USA</td><td>504-607 A</td><td>AVANTI + / 7 F, Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Weltrauminfusionspumpe</td><td>B.Braun Medical AG,</td> <td>Deutschland-Zur</td> <td>Infusion von Fentanyl. Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>SPR-350 (Millar-Katheter)</td><td>Adinstruments, Texas, USA</td><td>840-8166</td><td>MIKRO-TIP, 5F, 120 cm</td></tr><tr><td>Sternotomiesäge</td><td></td><td></td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Nähte</td><td>ETHICON, Johnson& Johnson, USA</td><td>Y3110H</td><td>Monocryl 3-0 SH-1 Plus. Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Spritzen (20, 10 und 5 mL)</td><td>CODAN,Baar, Schweiz</td><td>62.7602, 62.6616, 62.5607 Werden</td><td>verwendet, um Anästhesiematerialien intramuskulär oder direkt in den zentralen Venenzugang zu injizieren. Auch zur Injektion von Heparin oder FXIIa oder der jeweiligen Steuerung. Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Thoraxspreizer</td><td></td><td></td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Tissue-tek</td><td>SAKURA, Niederlande</td><td>4583</td><td>O.C.T. Compound</td></tr><tr><td>Gefäßzange</td><td></td><td></td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr><tr><td>Xenetix 300 Kontrastmittel</td><td>Guerbet, Z&uuml; reich,</td><td></td> <td>Schweiz-Lobitridol, 300 mg Jodid/ml</td></tr><tr>Xylazin-Vetochinol-Xylapan<td></td><td></td><td></td><td>, 20mg/1 mL</td></tr><tr><td>2,3,5-Triphenyltetrazolium Chorid</td><td>Sigma-Aldrich, Österreich</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>500 &mu; L-Rohre (eppendorf)</td><td>Trefflab, Schweiz</td><td>96.08185.9.03</td><td>Alternative Produkte können verwendet werden</td></tr></tbody></table>

verbesserung der einen geschlossenen kasten porcinen myokardinfarkt modell durch standardisierung der gewebe und blut stichprobenverfahren

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myokardiale Ischämie Reperfusion (ich / R) Verletzung trägt fast die Hälfte der nekrotischen Bereich nach Myokardinfarkt. Bisher gibt es kein zugelassenes Medikament zur Verhinderung oder Reduzierung myokardialen ich / R Verletzungen. Das Studium und Verständnis der pathophysiologischen Mechanismen der myokardialen ich / R Verletzung ist wesentlich für die erfolgreiche Behandlungen zu entwickeln. Großen Tierversuche sind ein wichtiger Schritt in translational Methoden. Das porcinen Modell eines akuten Myokardinfarkts wurde gegründet und von uns selbst und andere beschrieben. Wir wollten den Wert des Modells weiter zu verbessern, indem Sie im Detail auf die Sampling-Techniken für den Einsatz in weiteren Untersuchungen. Darüber hinaus legen wir Wert auf kleine, aber wichtige Schritte, die die Qualität der Ergebnisse beeinflussen können. Um die klinische Situation der myokardialen imitieren ich / R Verletzungen, eine perkutane Koronarintervention (PCI)-Katheter in der linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) von einem narkotisierten Schwein eingefügt wurde. ° ° ° Dieses Modell ahmt akutem Myokardinfarkt und PCI-Behandlung bei Menschen mit der Möglichkeit der genauen Bestimmung den Bereich am Risiko sowie die Nekromanten- und tragfähige ischämischen Gewebe. Hier wurde das Modell zur Untersuchung der Wirkung von einem bicyclischen Peptid-Inhibitor der FXIIa. Das Modell kann auch geändert werden, um die Reperfusion länger um später Myokardinfarkt untersuchen zu lassen.

Ein Tier starb vorzeitig vor der Verabreichung von FXIIa-Hemmer oder Kontrolle Peptid aufgrund eines technischen Fehlers (plötzlicher Abfall des Blutdrucks während Ischämie vor Zugabe der Prüfsubstanz). Ein Tier wurde aus der FXIIa-Hemmer Gruppe ausgeschlossen, da keine Ischämie/Reperfusion Verletzungen durch abnorme Anatomie des linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) beobachtet wurde. Ein großer Teil des linken Ventrikels, einschließlich der Spitze wurde durch den Zirkumflex Arterie ...

Hier zeigen wir ein Protokoll zur Stichprobenverfahren eine etablierte porcinen Modell der akuten Myokardinfarkt zu standardisieren, um der translationalen Wertsteigerung für das Verständnis der Pathophysiologie der myokardialen Ischämie/Reperfusion Verletzungen und neuartige Medikamenten-Kandidaten zu testen.

Verbesserung der einen geschlossenen Kasten porcinen Myokardinfarkt Modell durch Standardisierung der Gewebe und Blut Stichprobenverfahren

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

Das übergeordnete Ziel dieses Modells für einen Myokardinfarkt bei geschlossener Brust des Schweins ist die Untersuchung der Reperfusionsverletzung der myokardialen Ischämie. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen der kardiovaskulären Forschung zu beantworten, wie z.B. die Untersuchung der Pathophysiologie von Ischämie-Reperfusionsschäden im Rahmen des akuten Myokardinfarkts. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie eine genaue Bestimmung der Infarktgröße und eine präzise Probenahmetechnik für die weitere Analyse ermöglicht.Bereiten Sie das Schwein auf die Operation vor und verabreichen Sie Anästhetika, wie im Textprotokoll beschrieben. Beginnen Sie die Dissektion, indem Sie die Halsschlagadern auf beiden Seiten befreien. Kanülieren Sie sie mit 7-französischen Scheiden.Als nächstes wird die linke Halsvene mit einer 7-French-Schleuse für die venöse Blutentnahme kanüliert. Verwenden Sie dann Standard-Blutentnahmeröhrchen, um Blutproben aus dem Venenzugang zu entnehmen. Sammeln Sie fünf bzw. 2,9 Milliliter Blut in Citrat- bzw. EDTA-Plasmasammelröhrchen und zentrifugieren Sie sofort bei 2.000 g für 15 Minuten bei vier Grad Celsius.Als nächstes sammeln Sie 2,9 Millili

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

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Chirurgisches Trauma eine entzündliche Reaktion induziert. Zytokine und endogene Liganden bekannt zu modulieren Myokardinfarkt Größe nach Ischämie und Reperfusion. Wir präsentieren eine modifizierte geschlossener Brust Modell der murinen Ischämie und Reperfusion mit hängenden Gewichte zu Auswirkungen der Thorakotomie zu minimieren.

Ein Maus-Closed-Brust-Modell von Myokardischämie und Reperfusion

Dieses Protokoll beschreibt die Schweine-Myokardinfarkt (MI)-Modell unter Verwendung eines 90 min geschlossener Brust koronare Ballon Okklusion der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD), gefolgt von der Reperfusion. Außerdem wird das Protokoll für mehrere Zielgrößen, wie Herzfunktion, Hämodynamik, mikrovaskuläre Widerstand und der Infarktgröße, sind ebenfalls dargestellt.

Myokardinfarkt und Functional Outcome Assessment in Schweine

Zuverlässige und genaue Erfolgskontrolle ist der Schlüssel für die Übersetzung der präklinischen Therapien in die klinische Behandlung. Das aktuelle Dokument beschreibt, wie in einem Schweine akutem Myokardinfarkt Modell drei klinisch relevanten primären Outcome-Parameter der Herzleistung und Schaden zu beurteilen.

Primärer Ergebnisbeurteilung in einem Schwein Modell eines akuten Myokardinfarkts

Dieses Protokoll beschreibt ein neues Verfahren für den 3D-Vergleich von ganzem Herzen Herzmuskelgewebe mit MRI. Dies ist für die genaue Beurteilung der intramyokardialer Injektionen in der Infarktrandzone eines chronischen Schweinemodell eines Myokardinfarkts entworfen.

3D Whole-Herz Myocardial Gewebeanalyse

Wir versuchten, ein Schweinemodell für Herzinsuffizienz zu etablieren, das durch linke Zirkumflexarterienverstopfung und schnelles Tempo verursacht wurde, um die Wirkung und Sicherheit der intramyokardialen Verabreichung von Stammzellen für zellbasierte Therapien zu testen.

Erstellung eines Schweinemodells für postmyokarde Infarkt-Herzinsuffizienz für die Stammzellbehandlung

Das übergeordnete Ziel der aktuellen Studie ist es, die Techniken der Induktion von Myokardinfarkt (MI) und Post-Myokardinfarkt Herzinsuffizienz (post-MI HF) in geschlossenen Brust, erwachsenen Göttinger Minischweinen und die Charakterisierung des Post-MI HF-Modells in Göttinger Minischweinen im Vergleich zu Landrasseschweinen zu präsentieren.

Postmyokardinfarkt Herzinsuffizienz in geschlossener Koronierung/Reperfusion Modell in Göttingen Minischweine und Landrasse Schweine

Hier stellen wir ein Protokoll vor, um hochauflösende Mikrocomputertomographie-Bilder von gesunden und pathologischen großen Säugetier-Vollherzen mit kollagenselektiver Kontrastverstärkung zu erhalten.

Gewebepräparationstechniken für die kontrastverstärkte Mikro-Computertomographie-Bildgebung von Herzmodellen großer Säugetiere mit chronischen Erkrankungen

Myokardinfarkt (MI) Tiermodelle, die den natürlichen Prozess der Krankheit beim Menschen nachahmen, sind entscheidend für das Verständnis pathophysiologischer Mechanismen und die Prüfung der Sicherheit und Wirksamkeit neuer aufkommender Therapien. Hier beschreiben wir ein MI-Schweinemodell, das durch den Einsatz einer perkutanen Embolisationsspule erstellt wurde.

Myokardinfarkt durch perkutane Embolisationsspulenentfaltung in einem Schweinemodell

In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll vor, das sich auf die Qualitätskontrolle der linken anterioren absteigenden Koronararterienligatur konzentriert, indem das traditionelle Verfahren bei Ratten für die akute Myokardischämie-Reperfusionsforschung technisch modifiziert wird.

Linke anteriore absteigende Koronararterienligatur für die Ischämie-Reperfusionsforschung: Modellverbesserung durch technische Modifikationen und Qualitätskontrolle

Das Protokoll beschreibt ein Großtiermodell der Spende nach Kreislauftod, gefolgt von einer thorakoabdominalen normothermen regionalen Perfusion, die das klinische Szenario bei Herztransplantationen genau simuliert und das Potenzial hat, therapeutische Studien und Strategien zu erleichtern.

Großtiermodell der Spende nach Kreislauftod und normothermer regionaler Perfusion zur kardialen Beurteilung

Erfahren Sie die Standardisierung von Probennahmeverfahren im geschlossenen Schweinemodell des Myokardinfarkts. Diese Methode ermöglicht präzise Infarktgrößenbestimmung und verbessert die Reproduzierbarkeit für kardiovaskuläre Forschung.

Verbesserung der einen geschlossenen Kasten porcinen Myokardinfarkt Modell durch Standardisierung der Gewebe und Blut Stichprobenverfahren (Video) | JoVE Journal

Verbesserung der einen geschlossenen Kasten porcinen Myokardinfarkt Modell durch Standardisierung der Gewebe und Blut Stichprobenverfahren

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