Name: Visualisierung der kortikalen Module in abgeflachten Säugetier-Rinde (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 49 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie kortikale Module in abgeflachter Säugetier-Rinde visualisieren. Diese Methode ermöglicht schichtweise Analysen der Hirnarchitektur und vergleichende Studien über kortikale Struktur und Funktion.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde von Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Humboldt Universität Zu Berlin, des Deutschen Zentrums für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF, Förderkennzeichen unterstützt. 01GQ1001A), NeuroCure, und der Gottfried Wilhelm Leibniz-Preis der deutschen Forschungsgemeinschaft. Wir danken Shimpei Ishiyama für hervorragende Grafik-Design und Juliane Diederichs für ausgezeichnete technische Unterstützung.

Alle experimentelle Verfahren wurden nach den deutschen Richtlinien im Bereich des Tierschutzes unter der Aufsicht der lokalen Ethik-Kommissionen (LaGeSo) durchgeführt. Mensch und Fledermaus Gehirn Daten stammen aus Naumann Et Al. 5 die folgende Prozedur erfolgt auf einer männlichen Erwachsenen Wistar Ratte (Stamm: RJHan:WI).
(1) Perfusion und Gehirn Extraktion
Hinweis: Um eine homogen fest und frei von Blut Gehirn zu erhalten, ist Transcardial Perfusion des Tieres dringend empfohlen, da verbleibende Blut unspezifische Hintergrundsignal während der Färbung erhöht. Dennoch ist es auch möglich, abgeflachten Abschnitte von UN-perfundierten Exemplar erhalten und färben sie. Die einfache Handhabung der Probekörpers hängt von der Konzentration des Fixiermittels verwendet. Zu wenig Fixierung erhöht das Risiko der Umgang mit Schädigung des Gehirns beim abflachen und schneiden, während zu hohe Konzentration die Flexibilität zum Abflachen und die Färbung Signalqualität zu senken.
<ol><li>Transcardially Durchspülen des Tieres mit einer 23G-Nadel. Eine ausführlichere Anleitung finden Sie unter Gage Et al. 9<ol>
<li>Verwenden Sie Phosphat Puffer Kochsalzlösung10 (PBS 0,02 M; pH 7,4) zu spülen, Blut aus dem Gehirn und den Körper des Tieres. Fortgesetzt, bis die Infusion Flüssigkeit klar, mit mindestens 150 mL PBS wird über das Gefäßsystem infundiert wird angezeigt. Hinweis: Die besten Ergebnisse werden erzielt bei einem Druck ähnlich wie das Spektrum der physiologischen Blutdruck des Tieres durchblutet wird (z.B., Ratte: 120-130 MmHg). Optional fügen Sie Heparin (10 U/mL hinzu), die Lösung für Blut Koagulation11zu vermeiden.</li>
		<li>Um das Gehirn zu beheben, die Transcardially mindestens 100 mL Paraformaldehyd12 Infusion (PFA, 4 %, in 0,1 M Phosphat-Puffer (PB)13) bis der Hals des Tieres steif ist. Achtung: PFA ist ein potential Karzinogen. Hinweis: Für histochemische Färbung, wie z. B. Cytochrom-Oxidase Aktivität besten Ergebnisse werden erzielt, wenn 2 % PFA. Für andere Färbung, wie z. B. Immunohistochemistry, 4 % PFA wird bevorzugt.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Extrahieren Sie das Gehirn aus dem Schädel. Hinweis: Siehe Gage Et al. 9 für Details.<ol>
<li>Isolieren Sie den Kopf mit großen Scheren oder Knochen Scheren.</li>
		<li>Mit einer feinen Schere, schneiden Sie die Haut entlang der Mittellinie von Hals, Nase. Auseinanderziehen der Haut um den Schädel zu entlarven. Entfernen Sie Hals und zeitlichen Muskeln mit feiner Schere.</li>
		<li>Machen Sie eine Mittellinie durch den interparietal Knochen ab das Foramen Magnum bis zu den Parietal Knochen geschnitten.</li>
		<li>Verwenden Sie Rongeurs, um die interparietal Knochen abziehen. Schieben Sie feine Schere entlang der sagittale Naht und schneiden Sie vom hinteren Ende der parietalen am vorderen Ende der Stirnbeine.</li>
		<li>Verwenden Sie Rongeurs, um der parietalen und Stirnbeine abziehen. Alternativ, heben Sie die Knochen entfernt mit Pinzette. Verwenden Sie einen Löffel zu schneiden ventralen Nervenstränge und das Gehirn zu entfernen. Das Gehirn auf PB (0,1 M, pH 7,4) übertragen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>UN-perfundierten Gehirne zu beheben, durch Eintauchen in 4 % PFA für 1-3 h bei 4 ° C (abhängig von der Größe des Gehirns und Sonde: Zähmung: ~ 1 h, Human: ~ 3 h). Hinweis: Für große und Gyrencephalic Gehirne wie die Menschen isolieren und den Bereich von Interesse, Fixierzeit zu reduzieren.</li>
	<li>Um größeren kortikalen Bereiche in einem Abschnitt zu erhalten, glätten Sie das Gehirn vor weiteren Post-Fixierung; fahren Sie mit Schritt 2 fort. Jedoch um Teile der schwerer zugänglichen Bereichen wie den medialen entorhinalen Kortex zu erhalten, nach dem Beheben des Gehirns bei 4 % PFA für 24 h bevor Sie mit Schritt 2 fortfahren.</li>
</ol>2. Präparation und Abflachung des Gehirns
<ol><li>Trennen Sie die Gehirnhälften mithilfe einer Rasierklinge (Lissencephalic Köpfe) oder Skalpell (Gyrencephalic Köpfe). Hinweis: Wenn das Gehirn nach dem nicht feststeht, ist es anfällig für Beschädigungen durch Handhabung.</li>
	<li>Optionaler Schritt für die Unterstützung der nachfolgende Abschnitt Registrierung und Schrumpfung Schätzung:<ol>
<li>Punktion den Kortex auf einer Fläche von nicht-Interesse, mit einer 35G-Nadel senkrecht zur kortikalen Fläche. Wiederholen Sie Schritt zwei Mal in definierten Abständen entlang der kortikalen Blatt. Um den Abstand entlang der kortikalen Blatt zu bestimmen, verwenden Sie einen vorgeschnittenen Thread auf eine feste Länge (z.B. 5 mm) und legen Sie es entlang der kortikalen Oberfläche Punkte der Punktion zu bestimmen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lissencephalic Gehirne: subkortikale Strukturen mithilfe einer sezierenden Spachtel entfernen. Kritisch: Halten Sie das Gehirn feucht mit PB (0,1 M, pH 7,4) während des gesamten Verfahrens.<ol>
<li>Halten Sie das Gehirn durch das Kleinhirn und sanft legen Sie den Spatel um eine Dissektion Flugzeug im Corpus Callosum zu öffnen. Die Runde Spitze des Spachtel darauf von der Hirnrinde.</li>
		<li>Schieben Sie die Spachtel weiter und ziehen Sie, bis die Spachtel zwischen dem Thalamus und Kortex ist. Separate subkortikalen Strukturen mit Kratzen Bewegungen.</li>
		<li>Überprüfen der Hemisphäre für gleichmäßige Dicke. Hinweis: Alle unebenen Regionen könnte ein Trans-Schicht Gefälle während Schnitt führen. Verwenden Sie für tangentiale schneiden ein Skalpell, um einen sauberen Schnitt durch das Gehirn parallel zur pial Oberfläche der Region machen aus dem tangentialen Abschnitte gewünscht werden.</li>
		<li>Optionale Schritte zur Abflachung Qualitätsverbesserung:<ol>
<li>Machen Sie einen sauberen Schnitt durch das Striatum, Nucleus Accumbens und orbitofrontalen Kortex, da sie die Dicke der Rinde in der lateralen Region erhöhen. Fügen Sie außerdem einen Linderung Schnitt an der Basis des inneren Bereich des präfrontalen Kortex, der ermöglicht die Entfaltung des medialen Teile des Cortex.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Legen Sie die Hemisphäre (Kortex nach unten) auf einen Objektträger. Fahren Sie mit Schritt 2.6.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Gyrencephalic Gehirne: Entfernen der weißen Substanz Windungen zu entfalten (ausführliche Protokolle finden Sie unter: Sincich Et Al. 14; Tootell und Silverman (15). Kritisch: Verwendung PB (0,1 M; pH 7,4), das Gehirn feucht zu jeder Zeit zu halten.<ol>
<li>Ein feuchtes Filterpapier in einer großen Petrischale, setzen Sie den gewünschten Bereich mit dem Kortex nach oben auf.</li>
		<li>Entfernen Sie die Arachnoidea Membran und Pia mit zwei Pinzetten.</li>
		<li>Verwenden Sie einen feuchten Wattestäbchen und einführen Sie vorsichtig, in jeder Sulcus, Verwachsungen zwischen den Windungen zu lösen.</li>
		<li>Umdrehen Sie das Gehirn mit einem anderen feuchten Filterpapier.</li>
		<li>Verwenden Sie zwei gebogene Mikro Spachtel um zu einzelnen Windungen zu entfalten. Verwenden Sie die konvexe Seite der Spatel, um der weißen Substanz auseinander zu necken, bis hin zu nahe an das konkave Ende der Gyrus. Verwenden Sie einen feuchten Wattestäbchen und fahren Sie mit wirbelnden Bewegungen, konkave Ende der Gyrus zu erreichen.</li>
		<li>Neben einzelnen Windungen zu necken. Falls erforderlich, fügen Sie kleine Entlastung schneidet, wenn die Spannung zu hoch ist.</li>
		<li>Glätten Sie entfaltete Gehirn in der Petrischale oder einen ähnlichen Behälter.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Optional legen Sie größere Gehirne auf einem Filterpapier bedeckt Schwamm, um sicherzustellen, dass die Regionen nicht austrocknen.</li>
	<li>Legen Sie zwei gerollte Stücke von Ton auf beiden Seiten. Kritisch: Wie die Dicke des Tons legt fest, wieviel die Hemisphäre abgewickelt werden kann, sicherstellen, dass der Ton 10-20 ist % dünner als die UN-abgeflachte Kortex.</li>
	<li>Drücken Sie vorsichtig eine zweiten Glas Folie/kleine Petrischale auf der Rinde, bis die Hemisphäre komplett flach ist. Um die besten Ergebnisse für eine gewünschte Region zu erhalten, legen Sie die Glas-Folie zuerst auf den entsprechenden Bereich. Um die besten Ergebnisse für Lissencephalic Gehirne zu erhalten, legen Sie den Objektträger tangential an den seitlichen Teil zuerst und konzentrierten Druck auf diese Region.</li>
	<li>Setzen Sie eine Gewicht (z.B. einem keramischen Uhrglas) auf der Glas-Folien/Petrischale und Glätten der Hemisphäre für 3-5 h bei 4 ° C in PB.</li>
	<li>Lassen Sie für Post-Fixierung den Druck und entfernen Sie die Glasplatten zu. Aufsetzen der abgeflachten Halbkugel in PFA (frei schwebend) für 24 h einen Shaker bei 4 ° C. Hinweis: Beste Ergebnisse für histochemische Aktivität Keramikschalen werden erzielt, wenn 1 % mit PFA. Für andere Färbungen, wie z. B. Immunohistochemistry, für UN-perfundierten Gehirne, 2 % PFA verwendet werden kann.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56992/56992fig1.jpg"> Abbildung 1: Schematische Darstellung des Workflows für Abflachung der eine Ratte kortikalen Hemisphäre und Visualisierung von Modulen im somatosensorischen Kortex. Im Anschluss an die Transcardial Durchblutung des Gehirns einer Maus wurde seziert (A). Subkortikale Strukturen wurden entfernt und Kortex wurde zwischen zwei Glasplatten in Phosphatpuffer (B) dem Erdboden gleichgemacht. Abgeflachte Halbkugel (C) war nach dem fest, tangential geschnitten und gebeizt für Cytochrom-Oxidase-Aktivität (D). Skalieren von Balken = 1 cm. R: Rostral, C: am L: seitlich, M: Medial. Abbildung von Lauer Et Al. angepasst 23 <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56992/56992fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
3. Schneiden Tangential Abschnitte
Hinweis: Je nach den Anforderungen der Färbung Protokolle können der Schneidvorgang und Dicke angepasst werden. Ein Vibratome wurde verwendet, um den Hemisphären für histochemische Weiterverarbeitung (Schritt 3.2) auf 80-150 µm geschnitten. Jedoch für immunhistochemische Verarbeitung dünnere Sektionen sind erwünscht und ein Einfrieren Mikrotom diente für Stationspunkte (Schritt 3.3) bei 10-60 µm. Sehen Sie Video 1.
<ol><li>Waschen Sie die abgeflachte Halbkugel in PB (0.1M; pH 7,4) für 15 Minuten.</li>
	<li>Geschnitten Sie die Hemisphäre auf eine Vibratome.<ol>
<li>Ort der Hemisphäre tangential auf dem slicing Halter. Drücken Sie gegebenenfalls noch einmal vorsichtig mit einem Objektträger vor der Befestigung in Position (z.B., mit Sekundenkleber). Hinweis: Minimieren Sie die Kleber verwendet, da aufgrund der geringen Dicke der abgeflachten Halbkugeln schneiden Artefakten führen können.</li>
		<li>Geschnitten Sie die Halbkugel aus dicker und stabiler Ende am Ende dünner (posterior, anterior, hier) an die gewünschte Dicke. Fahren Sie mit Schritt 3.4. Hinweis: Wenn geringe Fixierung Konzentrationen verwendet wurden, schneiden Sie es mit einer langsamen Geschwindigkeit und eine hohe Amplitude.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Schneiden Sie die Hemisphäre auf ein Einfrieren Mikrotom.<ol>
<li>Cryoprotect sinkt das Gehirn durch Eintauchen in eine 30 % Saccharoselösung (in PB) bis es. Hinweis: Abhängig von der Größe des Gewebes wird Cryoprotected Untergang in der Lösung von ein paar Stunden bis wenige Tage reichen. Für größere Gehirne alternative Cryoprotection Methoden angesehen werden könnten (siehe Rosene Et Al. ( 16).</li>
		<li>Bilden Sie eine Eis auf der eisigen Mikrotom, das Gehirn zu montieren. Konstruieren Sie das Eis Basis durch Einfrieren PB auf dem Block Gesicht des eiskalten Mikrotom. Kritisch: Stellen Sie sicher, dass die Oberfläche des Eis-Basis parallel zu dem Mikrotom Klinge. Um dies zu tun, schneiden Sie das leere Eis Basis mit dem Mikrotom-Messer, die Eis-Basis parallel zu der Schnittfläche exakt auszurichten.</li>
		<li>Betten Sie des Gehirns im eiskalten Medium ein und montieren Sie ihn auf das Gesicht der Block des Mikrotom mit einer Fläche von Interesse, die parallel zu den Block-Gesicht. Gesicht der pial Oberfläche des Gehirns auf die Block-Gesicht der Mikrotom. Kritisch: Passen Sie die Gefriertemperatur je nach Probengröße; höhere Temperaturen besser Abschnitt Integrität sicherzustellen, beim Schneiden, aber größere Abschnitte erfordern niedrigere Temperaturen zum Beispiel gleichmäßig einfrieren.</li>
		<li>Schneiden Sie das Gehirn tangential auf die gewünschte Dicke (langsamer und einheitliche Schnittgeschwindigkeiten führen beste Schnittqualität).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Waschen Sie die Abschnitte in PB für 15 min auf einem Boston-Shaker.</li>
</ol><img alt="Video Snapshot" src="/files/ftp_upload/56992/56992video1.jpg"> Video 1: Schematische Video von tangential-Schnitt von einer Ratte mediale entorhinalen Kortex und Anordnung der Module Parasubicular und entorhinalen. Die mediale entorhinalen Kortex des Gehirns, Nagetier befindet sich am hinteren Ende des Kortex und in Richtung der medialen und ventralen Seite gekippt ist. Tangentiale Abschnitte erhält man durch ein Messer entlang dieser Winkel ausrichten. Folglich zeigt die entsprechenden Zelltyp-spezifische Färbung modulare Strukturen im medialen entorhinalen Kortex und angrenzenden Parasubiculum. Video von Ray und Brecht8angepasst. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56992/Video_1_Tangential_Procedure_MEC.mp4" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um dieses Video anzusehen. (Rechtsklick zum download)</a>
(4) Visualisierung der kortikalen Module mit Cytochrom-Oxidase Färbung
Hinweis: Unterschiedliche Färbung Protokolle entwickelt für histochemische Nachweis der Cytochrom-Oxidase Aktivität, z. B.zuerst von Wong-Riley17 und wurden später geändert durch Divac Et al. 18 dieses Protokoll basiert auf der von Divac Et al. 18, da die Verwendung von Nickel-Ammoniumsulfat (NiAS) in einen höheren Kontrast und besser definierte Module in gefärbten kortikalen Areale führt.
<ol><li>Vorbereiten der Cytochrom-Oxidase Färbelösung (siehe Divac Et Al. 18). für 10 mL der Lösung hinzufügen: 10 mL HEPES-Puffer (0,1 M, pH 7,4), 400 mg Saccharose, 12,5 mg NiAS, 2 mg Cytochrom C, 6 mg Diaminobenzidine (DAB). Achtung: DAB und NiAS sind krebserregend. Hinweis: Fügen Sie DAB kurz vor der Inkubation der Abschnitte.</li>
	<li>Waschen Sie die Abschnitte in HEPES-Puffer (0,1 M, pH 7,4) auf einen Shaker für 15 Minuten.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Abschnitte in der Färbelösung bei Raumtemperatur auf einem Boston-Shaker. Hinweis: Beachten Sie die Geschwindigkeit der Färbung. Wenn es keine sichtbare Reaktion, ändern Sie in Inkubation bei 37 ° C. Abhängig von der Menge der Fixierung kann Färbung nach 10 Minuten oder mehrere Stunden beobachtet werden.</li>
	<li>Stoppen Sie die Reaktion durch Zugabe von 4 % PFA; Dies verhindert, dass unerwünschte wieder sterben und Erhöhung der Hintergrundsignal.</li>
	<li>Waschen Sie die Abschnitten drei Mal mit HEPES-Puffer für 10 Minuten.</li>
	<li>Montieren Sie und trocknen Sie die Abschnitte auf Objektträgern.</li>
	<li>Entwässern Sie in den Abschnitten mit einer zunehmenden Alkohol-Zeile:<ol>
<li>Waschen Sie Folien in 60 % Ethanol für 1 min. Waschen die Folien in 80 % Ethanol, für 1 min. Waschen die Folien in 96 % igem Ethanol für 2 min. Waschen die Folien in 100 % igem Ethanol für 3 min. Waschen Sie die Folien in Isopropanol für 5 min. die Objektträger in Xylol für 5 min waschen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sofort eine schnelle Aushärtung-Eindeckmittel und hinzufügen ein Deckglas. Kritisch: Verwenden Sie nicht Montage wässrige Medien, wie NiAS ausgewaschen werden wird und die Färbung beeinträchtigen.</li>
	<li>Halten Sie die Abschnitte bei 4 ° C für langfristige Lagerung.</li>
</ol>(5) Visualisierung der kortikalen Module mit immunhistochemischen Färbung
Hinweis: Mehrere Protokolle stehen für Immunohistochemistry, optimiert für die Probe und die Art der Sonde. Anpassungen können je nach Bedarf von unterschiedlichen Konzentrationen von Antikörpern, permeabilizing Agenten und Inkubationszeiten. Das folgende Protokoll führt zu guten Ergebnissen für die Erkennung einer Vielzahl von Antikörpern und Visualisierung durch fluoreszierende Sonden.
<ol><li>Waschen Sie die Abschnitte mit PBS-Puffer (0,1 M, pH 7,4) für 15 Minuten.</li>
	<li>Optional: Führen Sie Antigen-Retrieval um ein Epitop über einem Wasserbad (basierend auf Jiao Et Al. zu entlarven 19; für alternative Methoden siehe Pileri Et al. ( 20).<ol>
<li>Ein Wasserbad auf 80 ° c vorheizen Tri-Natrium-Citrat Puffer19 (pH 8,0) vorbereiten und im Wasserbad auf 80 ° c vorheizen</li>
		<li>Übertragen Sie die Abschnitte auf Tri-Natrium-Citrat-Puffer. Inkubieren Sie die Abschnitte für 30 min bei 80 ° C</li>
		<li>Die Abschnitte auf Zimmertemperatur abkühlen</li>
		<li>Waschen Sie die Abschnitte mit PBS-Puffer für 15 Minuten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Waschen Sie die Abschnitten zwei Mal in PBS-X (0,5 % Triton-X, in 0,1 M PBS) für 15 Minuten.</li>
	<li>Unspezifische Epitope durch die Abschnitte in einer Lösung von Rinderserumalbumin (BSA; 2,5 %) und Triton-X (0,75 %) mit PBS-Puffer für 2 h Inkubation zu blockieren.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Abschnitte in Primärantikörper, z.B.Calbindin - D28k (1:5 000, 1 % BSA in PBS-X), für 2-3 Tage auf einem Schüttler bei 4 ° C. Hinweis: Optimale Verdünnung für den primären Antikörper richtet sich nach den spezifischen Antikörper verwendet. Beziehen sich auf Herstellerangaben Verdünnung Kriterien für einen spezifischen Antikörper zu erhalten. Mehrere Antikörper können zusammen verwendet werden aber gegen verschiedene Arten angehoben werden.</li>
	<li>Waschen Sie die Abschnitte dreimal mit PBS-Puffer für 15 Minuten.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Abschnitte über Nacht in Sekundärantikörper (1: 200, 1 % BSA mit PBS-Puffer) bei 4 ° C in einen Shaker geben. Hinweis: Mehrere sekundäre Antikörper können bei verschiedenen Spektren verwendet werden, wenn mehrere primäre Antikörper verwendet wurden.</li>
	<li>Der sekundäre Antikörper durch Waschen in den Abschnitten dreimal mit PBS-Puffer für jeweils 10 min. abwaschen.</li>
	<li>Montieren Sie und trocknen Sie die Abschnitte auf einem Objektträger für die Mikroskopie. Hinweis: Die Abschnitte sollte noch vor der Montage das Deckglas feucht sein.</li>
	<li>Gelten Sie Eindeckmedium geeignet für Fluoreszenz-Farbstoffen auf die Gewebeschnitte und einem Deckgläschen.</li>
	<li>Trocknen Sie die Abschnitte für 1 h.</li>
	<li>Für langfristige Lagerung versiegeln Sie des Deckglases mit Nagellack und halten Sie im Dunkeln bei 4 ° C.</li>
</ol>

<ol><li>Brodmann, K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBrodmann%2C+K+%22Vergleichende+Lokalisationslehre+der+Grosshirnrinde+in+ihren+Prinzipien+dargestellt+auf+Grund+des+Zellenbaues%22">Vergleichende Lokalisationslehre der Grosshirnrinde in ihren Prinzipien dargestellt auf Grund des Zellenbaues</a>. , Barth. (1909).</li>
<li>Naumann, R. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.cell.com/current-biology/fulltext/S0960-9822(15)00218-3">The reptilian brain.</a> Curr Biol. 25 (8), R317-R321 (2015).</li>
<li>Kaas, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+columns%2C+modules%2C+and+domains+in+the+neocortex+of+primates%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Evolution of columns, modules, and domains in the neocortex of primates.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (Supplement 1), 10655-10660 (2012).</li>
<li>Woolsey, T. A., Van der Loos, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+structural+organization+of+layer+IV+in+the+somatosensory+region+%28SI%29+of+mouse+cerebral+cortex%3A+the+description+of+a+cortical+field+composed+of+discrete+cytoarchitectonic+units%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">The structural organization of layer IV in the somatosensory region (SI) of mouse cerebral cortex: the description of a cortical field composed of discrete cytoarchitectonic units.</a> Brain Res. 17 (2), 205-242 (1970).</li>
<li>Naumann, R. K., Ray, S., Prokop, S., Las, L., Heppner, F. L., Brecht, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conserved+size+and+periodicity+of+pyramidal+patches+in+layer+2+of+medial%2Fcaudal+entorhinal+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Conserved size and periodicity of pyramidal patches in layer 2 of medial/caudal entorhinal cortex.</a> J Comp Neurol. 524 (4), 783-806 (2016).</li>
<li>Ray, S., Naumann, R., Burgalossi, A., Tang, Q., Schmidt, H., Brecht, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Grid-layout+and+theta-modulation+of+layer+2+pyramidal+neurons+in+medial+entorhinal+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Grid-layout and theta-modulation of layer 2 pyramidal neurons in medial entorhinal cortex.</a> Science. 343 (6173), 891-896 (2014).</li>
<li>Wong-Riley, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytochrome+oxidase%3A+an+endogenous+metabolic+marker+for+neuronal+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cytochrome oxidase: an endogenous metabolic marker for neuronal activity.</a> Trends Neurosci. 12 (3), 94-101 (1989).</li>
<li>Ray, S., Brecht, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+development+and+dorsoventral+maturation+of+the+medial+entorhinal+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Structural development and dorsoventral maturation of the medial entorhinal cortex.</a> Elife. 5, e13343(2016).</li>
<li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> J Vis Exp. (65), (2012).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphate-buffered+saline+%28PBS%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Phosphate-buffered saline (PBS).</a> Cold Spring Harb. Protoc. , (2006).</li>
<li>Olson, S. T., Chuang, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heparin+activates+antithrombin+anticoagulant+function+by+generating+new+interaction+sites+%28exosites%29+for+blood+clotting+proteinases%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Cardiovasc+Med%22%5BJournal%5D)">Heparin activates antithrombin anticoagulant function by generating new interaction sites (exosites) for blood clotting proteinases.</a> Trends Cardiovasc Med. 12 (8), 331-338 (2002).</li>
<li><a target="_blank" href="http://cshprotocols.cshlp.org/content/2009/12/pdb.rec12044.full">Paraformaldehyde (PFA; 4%).</a> Cold Spring Harb. Protoc. , (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://cshprotocols.cshlp.org/content/2006/1/pdb.rec8303.full">Sodium phosphate (PB).</a> Cold Spring Harb. Protoc. , (2006).</li>
<li>Sincich, L. C., Adams, D. L., Horton, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+flatmounting+of+the+macaque+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Visual+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Complete flatmounting of the macaque cerebral cortex.</a> Visual Neurosci. 20 (6), 663-686 (2003).</li>
<li>Tootell, R. B., Silverman, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+methods+for+flat-mounting+cortical+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Two methods for flat-mounting cortical tissue.</a> J Neurosci Methods. 15 (3), 177-190 (1985).</li>
<li>Rosene, D. L., Roy, N. J., Davis, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+cryoprotection+method+that+facilitates+cutting+frozen+sections+of+whole+monkey+brains+for+histological+and+histochemical+processing+without+freezing+artifact%5BTitle%5D)+AND+%22J+Histochem+Cytochem%22%5BJournal%5D)">A cryoprotection method that facilitates cutting frozen sections of whole monkey brains for histological and histochemical processing without freezing artifact.</a> J Histochem Cytochem. 34 (10), 1301-1315 (1986).</li>
<li>Wong-Riley, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+the+visual+system+of+monocularly+sutured+or+enucleated+cats+demonstrable+with+cytochrome+oxidase+histochemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Changes in the visual system of monocularly sutured or enucleated cats demonstrable with cytochrome oxidase histochemistry.</a> Brain Res. 171 (1), 11-28 (1979).</li>
<li>Divac, I., Mojsilovic-Petrovic, J., López-Figueroa, M. O., Petrovic-Minic, B., Møller, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+contrast+in+histochemical+detection+of+cytochrome+oxidase%3A+metallic+ions+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Improved contrast in histochemical detection of cytochrome oxidase: metallic ions protocol.</a> J Neurosci Methods. 56 (2), 105-113 (1995).</li>
<li>Jiao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+and+sensitive+antigen+retrieval+method+for+free-floating+and+slide-mounted+tissue+sections%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A simple and sensitive antigen retrieval method for free-floating and slide-mounted tissue sections.</a> J Neurosci Methods. 93 (2), 149-162 (1999).</li>
<li>Pileri, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antigen+retrieval+techniques+in+immunohistochemistry%3A+comparison+of+different+methods%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Antigen retrieval techniques in immunohistochemistry: comparison of different methods.</a> J Pathol. 183 (1), 116-123 (1997).</li>
<li>Woolsey, T. A., Welker, C., Schwartz, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+anatomical+studies+of+the+SmL+face+cortex+with+special+reference+to+the+occurrence+of+%22barrels%22+in+layer+IV%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Comparative anatomical studies of the SmL face cortex with special reference to the occurrence of "barrels" in layer IV.</a> J Comp Neurol. 164 (1), 79-94 (1975).</li>
<li>Krubitzer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+organization+of+neocortex+in+mammals%3A+are+species+differences+really+so+different%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The organization of neocortex in mammals: are species differences really so different?</a> Trends Neurosci. 18 (9), 408-417 (1995).</li>
<li>Lauer, S. M., Lenschow, C., Brecht, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sexually+selected+size+differences+and+conserved+sexual+monomorphism+of+genital+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Sexually selected size differences and conserved sexual monomorphism of genital cortex.</a> J Comp Neurol. , (2017).</li>
<li>Fleischhauer, K., Petsche, H., Wittkowski, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertical+bundles+of+dendrites+in+the+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Embryol%22%5BJournal%5D)">Vertical bundles of dendrites in the neocortex.</a> Anat Embryol. 136 (2), 213-223 (1972).</li>
<li>Bernardo, K. L., Woolsey, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+trajectories+between+mouse+somatosensory+thalamus+and+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Axonal trajectories between mouse somatosensory thalamus and cortex.</a> J Comp Neurol. 258 (4), 542-564 (1987).</li>
<li>Ray, S., Burgalossi, A., Brecht, M., Naumann, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complementary+Modular+Microcircuits+of+the+Rat+Medial+Entorhinal+Cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Syst+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Complementary Modular Microcircuits of the Rat Medial Entorhinal Cortex.</a> Front Syst Neurosci. 11, (2017).</li>
<li>Livingstone, M. S., Hubel, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thalamic+inputs+to+cytochrome+oxidase-rich+regions+in+monkey+visual+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Thalamic inputs to cytochrome oxidase-rich regions in monkey visual cortex.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 79 (19), 6098-6101 (1982).</li>
<li>Land, P. W., Simons, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytochrome+oxidase+staining+in+the+rat+SmI+barrel+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Cytochrome oxidase staining in the rat SmI barrel cortex.</a> J Comp Neurol. 238 (2), 225-235 (1985).</li>
<li>Welker, C., Woolsey, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure+of+layer+IV+in+the+somatosensory+neocortex+of+the+rat%3A+description+and+comparison+with+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Structure of layer IV in the somatosensory neocortex of the rat: description and comparison with the mouse.</a> J Comp Neurol. 158 (4), 437-453 (1974).</li>
<li>Retzius, G. Die Cajal'schen zellen der grosshirnrinde beim menschen und bei säugetieren. Biol Unters. 5, 1-9 (1893).</li>
<li>Cajal, S. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCajal%2C+SR+%22Histologie+du+Systeme+Nerveux+de+l%27Homme+et+des+vert%C3%A9br%C3%A9s%22">Histologie du Systeme Nerveux de l'Homme et des vertébrés</a>. , Talleres Grafios. Montana, Madrid. (1911).</li>
<li>Chapin, J. K., Lin, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+the+body+representation+in+the+SI+cortex+of+anesthetized+and+awake+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Mapping the body representation in the SI cortex of anesthetized and awake rats.</a> J Comp Neurol. 229 (2), 199-213 (1984).</li>
<li>Löwel, S., Freeman, B., Singer, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topographic+organization+of+the+orientation+column+system+in+large+flat-mounts+of+the+cat+visual+cortex%3A+A+2-deoxyglucose+study%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Topographic organization of the orientation column system in large flat-mounts of the cat visual cortex: A 2-deoxyglucose study.</a> J Comp Neurol. 255 (3), 401-415 (1987).</li>
<li>Tang, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+architecture+of+the+rat+parasubiculum%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Functional architecture of the rat parasubiculum.</a> J Neurosci. 36 (7), 2289-2301 (2016).</li>
<li>Snyder, J. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSnyder%2C+JP+%22Map+projections--A+working+manual+%28Vol.+1395%29%22">Map projections--A working manual (Vol. 1395)</a>. , US Government Printing Office. (1987).</li>
<li>Chung, K., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23722210">CLARITY for mapping the nervous system.</a> Nat Methods. 10 (6), 508-513 (2013).</li>
<li>Renier, N., Wu, Z., Simon, D. J., Yang, J., Ariel, P., Tessier-Lavigne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((iDISCO%3A+a+simple%2C+rapid+method+to+immunolabel+large+tissue+samples+for+volume+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging.</a> Cell. 159 (4), 896-910 (2014).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass die Forschung in der Abwesenheit von kommerziellen oder finanziellen Beziehungen geführt wurde, die als ein potenzieller Interessenkonflikt ausgelegt werden könnte.

Modularität in der Großhirnrinde ist mit einer Vielzahl von Techniken identifiziert worden. Die frühesten Studien in der Regel identifiziert kortikalen Module durch die beiden Visualisierung Zelle dichten Regionen oder fehlender Fasern1. Nachfolgende Methoden haben die Anwesenheit von dendritischen Bündel24, Afferenzen aus einer bestimmten Region25oder Anreicherung von Neurotransmittern26genutzt. Hier zeigen wir zwei Techniken...

Einige der wichtigsten Änderungen in der Gehirnstruktur über Phylogenie kann in der Großhirnrinde beobachtet werden. Trotz der erheblichen Unterschiede der Hirnrinde von Tieren folgt ein gemeinsames Muster und kann breit geteilt werden auf zwei verschiedene Arten von Schichten und Bereichen1. Kortikale Schichten liegen parallel zur Oberfläche des Gehirns und variieren in der Zahl von 3 Schichten in Reptilien Cortex2 bis 6 Lagen in Säugetieren Cortex1. Kortikalen Areale auf der anderen Seite sind verschiedene Regionen des Cortex, die unterschiedliche Funktionalitäten, z.B.weitgehend entsprechen, somatosensorische Cortex in der Empfindung des Touch oder den visuellen Cortex bei der Verarbeitung von visuellen Eingänge beteiligt ist. Diese kortikalen Bereiche können oft in Patches oder Module3, unterteilt werden, die regelmäßig zu, anatomische Strukturen, die im wesentlichen parallel zur pial Oberfläche des Gehirns gefunden wiederholen. Kortikale Module können auf einem bestimmten Layer4beschränkt oder erstrecken sich über mehrere Ebenen5.
Strukturierendes Standardmethoden des Gehirns umfassen Abschnitte des Gehirns, wie koronale oder sagittale senkrecht zur Fläche. Während diese Methoden verwendet werden können, kortikale Module zu visualisieren, kann eine Vielzahl von interessanten Features aufgedeckt werden, wenn die kortikalen Module in einer Ebene parallel zur Oberfläche des Gehirns tangential, visualisiert werden. Zum Beispiel somatosensorischen Module im Nagetier Gehirn repräsentieren Schnurrhaare, erscheinen als Fässer als normal auf die Gehirn-Oberfläche visualisiert, und somit die Regionen ableiten den Name Fass Kortex. Jedoch auf die Fässer in einer tangentialen Ausrichtung zu visualisieren, offenbaren sie eine Whisker-Karte, mit den Fässern in einer topographischen Ausrichtung spiegeln das genaue Layout der Schnurrhaare auf die äußere Körperoberfläche angelegt. In bestimmten Fällen modulare Anordnung hat sogar entkommen Erkennung für einen erheblichen Zeitraum, wenn in gewissem Sinne nicht tangential visualisiert. Die mediale entorhinalen Kortex ist bekannt für das Vorhandensein der Gitterzellen, Neuronen, die in einem regelmäßigen hexagonalen Muster zu feuern, wenn ein Tier eine Umgebung durchlaufen ist. Obwohl es eine stark untersuchten Gegend bis vor kurzem, das Vorhandensein von Patches oder Module von Zellen in der medialen entorhinalen Kortex ist, die physisch in einem hexagonalen Muster6angelegt sind geflohen Erkennung. Das Vorhandensein und die Anordnung dieser Module in der Rattengehirn wurde durch tangentiale Abschnitte des medialen entorhinalen Kortex und untersucht die Cytoarchitecture in gewissem Sinne Schichtweiser erleichtert.
Im Anschluss an die schneiden, kann der besondere Aspekt der Visualisierung der kortikalen Module auch auf vielfache Weise realisiert werden. Klassisch, haben Studien Module basierend auf Zelle Dichte oder Faser Layout1abgegrenzt. Ein weiterer beliebter Ansatz ist die Verwendung von Cytochrom-Oxidase Histochemie, die Bereiche der höheren Aktivität8enthüllt. Neuere Ansätze beinhalten Blick auf genetisch bedingte Zelltypen unterschieden auf der Basis ihrer Protein Ausdruck Profile6,8.
In dieser Studie beleuchten wir Methoden zum Isolieren der Hirnrinde von Säugetier-Gehirne, abgeflachte tangential Abschnitte erhalten und kortikalen Module basierend auf Cytochrom-Oxidase Histochemie und Immunhistochemie Zelltyp spezifische Proteine zu visualisieren.

<table><tbody><tr><td><stark>Cytochromoxidase-Färbung</stark></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cytochrom c aus Pferdeherz</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C2506</td><td></td></tr><tr><td>3,3'Diaminobenzidin-Tetrahydrochlorid-Hydrat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5637</td><td></td></tr><tr><td>D(+)-Saccharose</td><td>Carl Roth&nbsp;</td><td>4621.1</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium-Nickel(II)-sulfat-Hexahydrat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A1827</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Carl Roth&nbsp;</td><td>9105.4</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td><>Unternehmen</td><td>Katalognummer<</td><td>strong>Kommentare</td></tr><tr><td>Antigen-Rückgewinnung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trinatriumcitrat-Dihydrat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S1804</td><td></td></tr><tr><td>Zitronensäure-Monohydrat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1909</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td><>Katalognummer</td><td>Kommentare</td></tr><tr><td>Phosphatpuffer/phosphatgepufferte Kochsalzlösung/Präfix/PFA</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kaliumdihydrogenphosphat</td><td>Carl Roth</td><td>3904.2</td><td></td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Carl Roth</td><td>9265.1</td><td></td></tr><tr><td>Di-Natriumhydrogenphosphat-Dihydrat</td><td>Carl Roth</td><td>4984.3</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>Carl Roth</td><td>0335.3</td><td></td></tr><tr><td>TRITON-X 100</td><td>Carl Roth</td><td>3051.3</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Katalognummer</td><td>Kommentare</strong</td></tr><tr><td>>Immunhistochemie</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Calbindin D-28k aus Hühnerdarm gewonnen, monoklonales</td><td>Maus-Swant</td><td>RRID: AB_10000347</td><td></td></tr><tr><td>Calbindin D-28k aus rekombinantem Ratten-Calbindin D-28k, Kaninchen polyklonales</td><td>Swant</td><td>RRID: AB_10000340</td><td></td></tr><tr><td>Albuminfraktion V, biotinfrei</td><td>Carl Roth</td><td>0163.4</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Katalognummer<</td><td>strong>Kommentare</td></tr><tr><td>Einbett- oder Gefriermedien</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluoromount (Immunfluoreszenz)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F4680</td><td></td></tr><tr><td>Eukitt ( histochemistry)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>03989</td><td></td></tr><tr><td>Medium zum Einfrieren von Gewebe</td><td>Leica Biosystems</td><td>NC0696746</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Unternehmen<</td><td>strong>Katalognummer<</td><td>strong>Kommentare</strong</td></tr><tr><td>>Alkoholdehydration</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 100%</td><td>Carl Roth</td><td>9065.3</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 96%</td><td>Carl Roth</td><td>P075.3</td><td></td></tr><tr><td>2-Propanol</td><td>Carl Roth</td><td>6752.4</td><td></td></tr><tr><td>Xylolersatz</td><td>Fluka</td><td>78475</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Katalognummer<</td><td>strong>Kommentare</td></tr><tr><td>Geräte/Werkzeuge</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microm HM 650V</td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jung RM2035</td><td>Leica Biosystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dumont #55 Pinzette - Inox</td><td>Fine Science Tools</td><td>11255-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzette - Inox Biology Tip</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-30</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5SF Pinzette - Inox Super Fine Tip</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Knochenschere - 24</td><td>cm Fine Science Tools</td><td>16150-24</td><td></td></tr><tr><td>Friedman Rongeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16000-14</td><td></td></tr><tr><td>Blunt Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14000-18</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Schere - Große Schlaufen</td><td>Fine Science Tools</td><td>14101-14</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Schere - Sharp-Blunt</td><td>Fine Science Tools</td><td>14001-13</td><td></td></tr><tr><td>Feine Irisschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14094-11</td><td></td></tr></tbody></table>

visualisierung der kortikalen module in abgeflachten säugetier-rinde

Visualization of Cortical Modules in Flattened Mammalian Cortices

Der Kortex Säugetier-Gehirne ist Parcellated in verschiedene Unterkonstruktionen oder Module. Kortikale Module in der Regel liegen parallel zu den kortikalen Blatt und können durch bestimmte histochemische und immunhistochemischen Methoden abgegrenzt werden. In dieser Studie stellen wir eine Methode zu den Kortex von Säugetier-Gehirne zu isolieren und zu glätten, um Abschnitte Parallel zu den kortikalen Blatt zu erhalten. Wir weitere Highlight ausgewählt histochemische und immunhistochemischen Methoden, diese zu verarbeiten abgeflacht tangential Abschnitte um kortikalen Module zu visualisieren. Wir führen im somatosensorischen Cortex von verschiedenen Säugetieren Cytochrom-Oxidase Histochemie um Körper Karten oder kortikale Module aus verschiedenen Teilen des Körpers des Tieres zu offenbaren. In der medialen entorhinalen Kortex, ein Gebiet, wo Rasterzellen generiert werden, nutzen wir immunhistochemischen Methoden um Module von genetisch bedingten Neuronen zu markieren, die auf mehrere Arten in einem Raster in der kortikalen Blatt angeordnet sind. Insgesamt bieten wir ein Rahmen zu isolieren und bereiten Ligawechsel kortikale Abschnitte abgeflacht und kortikalen Module mit histochemische und immunhistochemischen Methoden in einer Vielzahl von Säugetier-Gehirne zu visualisieren.

Wir erhalten abgeflachten kortikale Abschnitte des somatosensorischen Kortex in einer Vielzahl von Gehirn und verarbeitet sie für Histochemie Cytochrom-Oxidase, die Somatotopic-Module für verschiedene Körperteile zu visualisieren. Diese vergleichende Ansatz ermöglicht es, studieren die evolutionären Kräfte dieser Form Kortex, z.B.hoch konservierte Darstellung der Mystacial Tasthaare in Nagetieren und Lagomorpha als Fässer21 (Abbildung ...

Dieser Artikel beschreibt eine detaillierte Methode abgeflachten tangential Abschnitte von Säugetieren Cortex und kortikalen Module mit histochemische und immunhistochemischen Methoden zu visualisieren.

Visualisierung der kortikalen Module in abgeflachten Säugetier-Rinde

The cortex of mammalian brains is parcellated into distinct substructures or modules. Cortical modules typically lie parallel to the cortical sheet, and ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens zur Cortex-Abflachung und -Färbung ist es, zelluläre Module in den kortikalen Regionen schichtweise sichtbar zu machen. Diese Methode kann Schlüsselfragen der Neurowissenschaften beantworten, z. B. wie sich die kortikale Struktur im Gehirn ausbreitet und wie sie mit der Funktion zusammenhängen könnte. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass Sie die kortikale Architektur auf laminale Weise vergleichen und verschiedene Aspekte davon vergleichen können, z. B. wie sie die Klassenevolution konserviert hat oder wie sie in ihrer Funktion variiert.Die Technik wird von Simon Lauer und Undine Schneeweib, Student und Technikerin aus dem Labor von Professorin Michelle Black, vorgeführt. Zu Beginn perfundieren Sie das Tier transkardial, um ein homogen fixiertes und blutfreies Gehirn zu erhalten. Tauchen Sie das Gehirn nach der Entnahme in 0,1 molaren Phosphatpuffer.Wenn Abschnitte mit großen kortikalen Bereichen gewünscht sind, flachen Sie das Gehirn vor der weiteren Postfixation ab. Um jedoch Abschnitte von schwer zugänglichen Bereichen wie dem medialen entorhinalen Kortex zu erhalten, fixieren Sie das Gehirn 24 Stunden lang mit 4%PFA, bevor Sie es abflachen. Bereiten Sie sich darauf vor, das Gehirn während der gesamten Dissektion mit Puffer feucht zu halten.Trennen Sie zunächst die Halbkugeln mit einem Skalpell. Wenn das Gehirn nicht postfixiert wurde, seien Sie vorsichtig beim Umgang damit. Während Sie das Gehirn durch das Kleinhirn sichern, führen Sie den Spatel vorsichtig ein, um eine Präparierebene im Corpus callosum zu öffnen.Die runde Spitze des Spatels sollte von der Rinde weg zeigen. Manipulieren Sie dann den Spatel, um den Thalamus und die Hirnrinde zu teilen. Trennen Sie anschließend die subkortikalen Strukturen mit einer Rasierklinge.Trennen Sie anschließend die subkortikalen Strukturen mit einem Skalpell oder dem Rand des Spatels. Um die Abflachung zu verbessern, machen Sie einen sauberen Schnitt durch das Striatum, den Nucleus accumbens und den orbitalen frontalen Kortex, da sie die Dicke des Kortex im lateralen Bereich erhöhen. Fügen Sie dann einen entlastenden Schnitt an der Basis des inneren Bereichs des präfrontalen Kortex hinzu.Dies ermöglicht die Entfaltung medialer Teile des Kortex. Platzieren Sie nun einen Hemisphärenkortex auf einem Objektträger. Platzieren Sie dann zwei Tonzylinder auf beiden Seiten des Gewebes.Die Tonerde muss 10 bis 20% dünner sein als das Hirngewebe, da die Tonerde das Ausmaß der Abflachung definiert. Platzieren Sie als Nächstes eine Glasseite tangential auf dem Kortex und berühren Sie zuerst den lateralen Teil. Lege dann ein Gewicht auf das Glas, wobei die Masse über dem seitlichen Teil zentriert ist.Lassen Sie die Baugruppe nun drei bis fünf Stunden in Phosphatpuffer bei vier Grad Celsius ruhen. Der eigentliche Schlüssel zu dieser Vorbereitung besteht darin, das Gehirn so flach wie möglich zu machen, da dies den größten Einfluss auf die Betrachtung der kortikalen Karte hat. Schließlich, falls nötig, postfixieren Sie das Gehirn.Übertragen Sie die abgeflachte Hemisphäre auf 1 % PFA oder 2 % PFA, wenn sie nicht von einem perfundierten Tier entnommen wurde. Lassen Sie es dann 24 Stunden lang bei 4 Grad Celsius unter leichtem Rühren fixieren. Waschen Sie zuerst die abgeflachte Halbkugel 15 Minuten lang in Phosphatpuffer.Schneiden Sie dann die Hemisphäre tangential auf einem Vibratom auf. Fixieren Sie das Taschentuch mit einer kleinen Menge Cyanacrylat und leichtem Drücken. Seien Sie vorsichtig, denn zu viel Klebstoff kann zu Schnittartefakten führen.Schneide nun die Halbkugel vom dickeren und stabileren Ende zum dünneren Ende hin in der gewünschten Dicke ab. Wenn niedrige Fixiermittelkonzentrationen verwendet wurden, schneiden Sie das Gewebe langsam mit hoher Amplitude. Waschen Sie anschließend das geschnittene Gewebe 15 Minuten lang unter leichtem Rühren in Hepespuffer.Bereiten Sie während des Waschens frische Cytochromoxidase-Färbelösung vor. Und fügen Sie die DAB-Komponente hinzu, kurz bevor Sie sie verwenden. Inkubieren Sie nun die Abschnitte in der frisch hergestellten Färbelösung bei Raumtemperatur mit einem Schüttler und beobachten Sie.Abhängig von der Menge der Fixierung kann die Färbung in 10 Minuten oder mehrere Stunden beobachtbar sein. Wenn die Reaktion zu langsam abläuft, erhöhen Sie die Temperatur auf 37 Grad Celsius. Um die Reaktion zu stoppen, geben Sie die Abschnitte in ein Bad mit 4 % PFA und lassen Sie sie 15 Minuten lang unter leichtem Rühren inkubieren.Waschen Sie dann die Abschnitte dreimal, mit Hepespuffer für 10 Minuten pro Waschgang. Montieren und trocknen Sie nun die Abschnitte auf Objektträgern. Und entwässern Sie sie mit immer stärkeren Ethanolbädern.Waschen Sie dann die Objektträger fünf Minuten lang in Isopropanol, gefolgt von Xylol für fünf Minuten. Nach dem Xylolbad sofort ein schnell aushärtendes, nicht wasserbasiertes Einbettmittel zugeben. Medien auf Wasserbasis zersetzen den Fleck.Lagern Sie die Objektträger nach dem Hinzufügen eines Deckglases bei vier Grad Celsius, bis sie abgebildet sind. Kortikale Schnitte des somatosensorischen Kortex in einer Vielzahl von Gehirnen wurden mit den beschriebenen Verfahren bearbeitet. Dieser vergleichende Ansatz ermöglicht die Untersuchung der evolutionären Kräfte, die den Kortex formen, wie z.B. die hochkonservierte Darstellung von mistakialen Vibrissen bei Nagetieren und Hasentieren als Fässer.Die Architektur des medialen entorhinalen Kortex wurde in Schnitten parallel zur Schalenoberfläche beobachtet, wobei bei Mäusen, Ratten und ägyptischen Flughunden tangentiale Schnitte des medizinischen entorhinalen Kortex verwendet wurden. Darüber hinaus wurden menschliche Gehirne durch sanfte Abflachung der Hirnrinde und tangentiale Schnitte bearbeitet. Alle Gehirne wurden kryokonserviert und auf einem Kryostaten bei 60 Mikrometern geschnitten.Die Immunfärbung wurde verwendet, um Calbindin-positive parameatale Zellmodule zu markieren. Im entorhinalen Kortex zeigen die Calbindin-Module eine bemerkenswerte Periodizität bei jeder Spezies und variieren in der Größe nur um den Faktor 10, über eine 20.000-fache Variation der Gehirngröße. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Tangentialschnitte für die Analyse erhalten werden.Einmal gemeistert, kann diese Technik in ein paar Stunden abgeschlossen werden. Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, ist es wichtig, daran zu denken, das Gehirn richtig zu glätten, anstatt die Größe, die Qualität oder das Endergebnis. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Mitteln wie PFA und DAB extrem gefährlich sein kann, und Sie sollten immer Schutzkleidung tragen und unter dem Licht des Feldes arbeiten.

visualization-of-cortical-modules-in-flattened-mammalian-cortices

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Rechtwinklige Mikroprismen in die Maus gesteckt Neokortex ermöglicht tiefe Bildgebung von mehreren kortikalen Schichten mit einer Sicht in der Regel in Scheiben gefunden. Ein-Millimeter-Mikroprismen bieten ein weites Feld-of-view (~ 900 um) und räumliche Auflösungen ausreichen, um dendritischen Dornen zu lösen. Wir zeigen, Schicht V neuronalen Bildgebung und Neokortex Gefäßdarstellung mit Mikroprismen.

In-vivo-Imaging von Deep kortikalen Schichten mit einem MICROPRISMEN

In diesem Video-und ergänzendes Material zeigen wir ein Protokoll für die...

Chronische Imaging of Mouse Visual Cortex Mit einem ausgedünnten Schädel Vorbereitung

Das Video zeigt die Präparation von kollikulo-thalamokortikalen Hirnschnitten aus den Gehirnen von Mäusewelpen. Ein isoliertes Gehirn wird auf einer markierten Folie ausgerichtet und in einem Winkel geschnitten, um das auditorische Mittelhirn und das Vorderhirn in derselben Ebene auszurichten. Das Gehirn wird dann mit einem Vibratom aufgeschnitten, und die Schnitte, die die wichtigsten auditorischen Mittelhirn- und Vorderhirnstrukturen enthalten, werden zur Konservierung in eine Haltekammer...

Präparation von kollikulo-thalamokortikalen Schnitten aus dem Gehirn eines Mäusewelpen

&lt;p style='line-height:1.2;margin-bottom:0pt;margin-top:0pt;' dir='ltr'&gt;Source: Lauer, S. M., et al. Visualisierung von kortikalen Modulen in abgeflachten Säugetierrinden. &lt;span style='-webkit-text-decoration-skip:none;font-family:Arial,sans-serif;font-size:12pt;font-style:normal;font-variant:normal;font-weight:400;text-decoration-skip-ink:none;vertical-align:baseline;white-space:pre-wrap;'&gt;(2018)&lt;br /&gt; Dieses Video zeigt eine Methode zur Visualisierung der kortikalen Module in...

Histochemische Bildgebung von kortikalen Modulen in abgeflachten Hirnschnitten

Es wird ein Verfahren zur Markierung von Neuronen mit Fluoreszenzfarbstoffen in vorbestimmten funktionellen Mikrodomänen des Neokortex beschrieben. Zuerst wird intrinsische Signal Abbildungsoptik verwendet werden, um eine funktionelle Karte zu erhalten. Dann Zweiphotonenmikroskopie wird Etiketts und Bild Neuronen innerhalb eines Mikro-Domäne von der Karte verwendet.

Gezielte Labeling von Neuronen in einem bestimmten Functional Micro-Domäne des Neocortex durch Kombination Intrinsic Signal-und Zwei-Photonen-Imaging

Verwenden von mehreren Winkeln Sie die Maus pup Gehirn zu schneiden, verbessern wir die auf einem zuvor beschriebenen akuten Hirnschnitt, die die Verbindungen zwischen den meisten der großen auditorischen Mittelhirn und Vorderhirnstrukturen erfasst.

Modifikation eines Colliculo-thalamokortikalen Maus Hirnschnitt, Einbindung der 3D-Druckkammerkomponenten und Multiskalen Optical Imaging

Hier stellen wir ein Verfahren zur Durchführung einer großformatigen Ca 2+ -Bildgebung mit zellulärer Auflösung über mehrere kortikale Schichten in frei beweglichen Mäusen vor. Hunderte von aktiven Zellen können gleichzeitig mit einem Miniatur-, Kopf-Mikroskop gekoppelt mit einer implantierten Prismensonde beobachtet werden.

Mehrschicht-Cortical Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Imaging in frei beweglichen Mäusen mit Prisma-Sonden und miniaturisierte Fluoreszenzmikroskopie

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode für die gleichzeitige Darstellung von Thalamocortical Axon Verzweigung und Synapse Bildung in organotypischen Kokulturen des Thalamus und Großhirnrinde. Individuelle Thalamocortical Axone und ihre präsynaptischen Terminals werden durch eine einzelne Zelle Elektroporation Technik mit DsRed und GFP-Tags Synaptophysin visualisiert.

Visualisierung von Thalamocortical Axon Verzweigung und Synapse Bildung in organotypischen Kokulturen

Hier beschreiben wir eine Vorgehensweise für Gewebe, clearing, fluoreszierende Kennzeichnung und umfangreiche Darstellung der Maus Hirngewebe, die dadurch ermöglicht die Visualisierung der dreidimensionalen Organisation der Zelltypen der Großhirnrinde.

Groß angelegte dreidimensionale Bildgebung der zelluläre Organisation in der Maus Neocortex

Wir präsentieren detaillierte Protokolle für die Erzeugung und Charakterisierung von 2D- und 3D-Modellen für humane induzierte pluripotente Stammzellen (hIPSC) der neokortikalen Entwicklung sowie ergänzende Methoden, die eine qualitative und quantitative Analyse der primären Cilium (PC) -Biogenese und -Funktion ermöglichen.

2D- und 3D-humaninduzierte pluripotente Stammzell-basierte Modelle zur Sezierung der primären Ciliumbeteiligung während der neokortikalen Entwicklung

Hier stellen wir zwei Protokolle für die Aufzeichnung von Mikro-Elektrokortikographie (μEcoG) mit hoher Dichte bei Ratten und Mäusen vor, einschließlich chirurgischer, Implantations- und Aufzeichnungsmethoden. μECoG-Aufzeichnungen werden entweder in Kombination mit laminarer Polytrodenaufzeichnung im auditorischen Kortex der Ratte oder mit optogenetischer Manipulation der neuronalen Aktivität im somatosensorischen Kortex der Maus durchgeführt.

Multiskalige Untersuchungen der kortikalen Prozessierung durch Integration laminarer Polytroden und Optogenetik mit Mikroelektrokortikographie bei Nagetieren

Erfahren Sie, wie Sie kortikale Module in abgeflachter Säugetier-Rinde visualisieren. Diese Methode ermöglicht schichtweise Analysen der Hirnarchitektur und vergleichende Studien über kortikale Struktur und Funktion.

Visualisierung der kortikalen Module in abgeflachten Säugetier-Rinde

Weitere Videos entdecken