Name: Proliferation und Differenzierung der murinen Myeloid Precursor 32D/G-CSF-R Zellen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 21 s
Description: Erfahren Sie Methoden zur Kultivierung und genetischen Modifikation der murinen myeloiden Vorläuferzelllinie 32D/G-CSF-R. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung von Proliferation und neutrophiler Differenzierung in der Hämatologie.

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Die Autoren danken Prof. Ruud Delwel und Prof. Ivo Touw für die uns mit der 32D/G-CSF-R Zell-Linie und Prof. Daniel G. Tenen für die uns mit der Bosc23-Zell-Linie. Diese Arbeit wurde unterstützt durch Zuschüsse der Grant-Agentur der Tschechischen Republik (GACR 15-03796S und GACR 17-02177S), MA-J, unterstützt vom Institut für Molekulargenetik der Tschechischen Akademie der Wissenschaften (RVO 68378050), MA-J, ein GA-UK-Stipendium (Projekt Nr. 341015) Charles Universität in Prag zu MK und ein GA-UK-Stipendium (Projekt Nr. 1278217) von Charles Universität in Prag, PD.

Hinweis: Schritte beschreiben Erweiterung, Differenzierung und Transduktion 32D/G-CSF-R-Zellen unter präsentieren.
1. Vorbereitung
<ol><li>Medien-Vorbereitung
	<ol>
<li>250 mL Kulturmedium vorbereiten: (Roswell Park Memorial Institute) RPMI 1640 Medium ergänzt mit 10 % Hitze inaktiviert FBS (fetale Rinderserum) und murinen IL-3 (10 ng/mL).<ol>
<li>Alternativ können Sie hausgemachte IL-3. Zu produzieren hausgemachte IL-3, transduzieren HEK293 Zellen mit IL-3 mit dem Ausdruck ihrer Vektor und IL-3 mit Überstand22zu sammeln. Beachte: Antibiotika wie Penicillin G (100 IE/mL), Streptomycin (100 µg/mL) und Gentamicin (40 µg/mL), verwendbar für die Zelle Kultivierung bei jedem Schritt des Protokolls, sofern nicht anders angegeben.</li>
		</ol>
</li>
		<li>50 mL Differenzierung Medium vorbereiten: RPMI 1640 Medium ergänzt mit 10 % FBS und menschlichen G-CSF (100 ng/mL). Hinweis: Nicht alle Serumchargen unterstützen Differenzierung von 32D/G-CSF-R-Zellen (wichtig). Vor dem Experiment starten Test verschiedene Chargen des Serums. Es wird empfohlen, mindestens 4 verschiedene Chargen zu testen und wählen die optimale basierend auf die Fähigkeit der 32D/G-CSF-R-Zellen zu differenzieren. 32D/G-CSF-R Differenzierung Protokoll unten zu sehen.</li>
		<li>10 mL Einfrieren Medium vorbereiten: RPMI 1640 Medium ergänzt mit 40 % FBS und 10 % DMSO (Dimethyl Sulfoxid).</li>
	</ol></li>
	<li>Produktion von Retroviren
	<ol>
<li>Eine einzelne Zelle Aussetzung der Bosc23 Zellen (6 × 106) in einer Petrischale 16 cm Platte und pflegen in 18 mL DMEM (Dulbeccos geändert Eagle Medium) mit 10 % FBS bis die Konfluenz der Kultur 80 % (24 h erreicht). Hinweis: Zellen sollten in einem monomolekularen Film und nicht die Form Klumpen in Kultur wachsen. Zellzählung kann mit verschiedenen Methoden (gültig für den Rest der hier vorgestellten Protokolle) durchgeführt werden. Im Falle einer geringen Anzahl von Proben wird es empfohlen, die manuelle Zählung unter dem Mikroskop mit Bürker Kammer. In diesem Fall verwenden Sie Trypan blau für den Ausschluss von abgestorbenen Zellen. Zellen 1:1 mit 0,4 % mischen Trypan blau mit PBS-Puffer. Zur Zählung der großen Anzahl von Proben durchführen, kann ein automatische Zelle Zähler eingesetzt werden.</li>
		<li>Kombinieren Sie 40 µg retrovirale Konstrukt (z. B. MSCV), 20 µg pCL-Eco (Verpackung Vektor)23, 80 µl PEI (Polyethylenimine) und 2 mL reduziert Serum Medium (z. B. Opti-MEM) Medium (ohne Antibiotika). Diese Mischung für 20 min bei Raumtemperatur (RT) inkubieren.</li>
		<li>Ersetzen Sie sorgfältig Bosc23 Zellen Medium mit 16 mL DMEM ergänzt mit 2 % FBS. Wärmen Sie Mittel-bis 37 ° C vor dem Gebrauch vor. Hinweis: Verwenden Sie Antibiotika während Transfektion, da es Transfection Leistungsfähigkeit verringern kann.</li>
		<li>Fügen Sie die Mischung in 1.2.2 vorbereitet. tropfenweise und sorgfältig die Bosc23 Kultur, und 4 h bei 37 ° c inkubieren Inkubation auf weniger als 6 h durch PEI Toxizität zu begrenzen.</li>
		<li>Nach der Inkubation ändern Bosc23 Medium bis 18 mL DMEM mit 10 % vorgewärmt FBS, und kultivieren Sie Zellen für 48 h bei 37 ° C. Legen Sie Speisen in einem Labor Biosafety Level 2, hier davon halten Sie ab, diesen Schritt auf und führen Sie standard-Sicherheits-Verfahren.</li>
		<li>Bosc23 Medium (enthaltenden Ecotropic retroviralen Partikel) mit einer serologischen 25-mL-Pipette in ein 50 mL konische Röhrchen zu sammeln, und bei 4 ° c lagern Hinweis: (Wichtig) Transfection Leistungsfähigkeit sollte 90 % um einen hohen Titer-Virus produzieren erreichen.</li>
		<li>Hinzugefügt 18 mL DMEM vorgewärmt 10 % FBS, Bosc23 Zellen und pflegen für 24 h.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 1.2.6. Hinweis: Retroviren Überstände von 1.2.6 und 1.2.8 können zusammengefasst werden, sobald sie die gleiche Temperatur (4 ° C erreichen) um virale Integrität zu wahren.</li>
		<li>Zur Vermeidung von Bosc23 Verunreinigungen in der viralen Überstände spin gesammelten Virus bei 1500 × g für 10 min bei 4 ° C. Aliquoten Virus snap mit Trockeneis oder flüssigem Stickstoff eingefroren und bei-80 ° c lagern Beachten Sie jedoch, dass frisch zubereitete Virus von höherer Qualität in Bezug auf die Effizienz der Infektion als gefrorene Aktien ist. Hinweis: (Wichtig) vermeiden Sie wiederholte Einfrieren/Auftauen des Virus, da es zu einer viralen Verschlechterung führt.</li>
	</ol></li>
	<li>Produktion von lentivirus
	<ol>
<li>Eine einzelne Zelle Aussetzung der HEK293T (menschliche embryonale 293T) Nierenzellen (6 × 106) in einer Petrischale 16 cm Platte und pflegen in 18 mL DMEM mit 10 % FBS bis die Konfluenz der Kultur 80 % (24 h erreicht). Hinweis: Zellen sollten in einem monomolekularen Film und nicht die Form Klumpen in Kultur wachsen.</li>
		<li>Kombinieren Sie 15 µg Lentivirale Konstrukt (z. B. pGhU6), Verpackung Plasmide pCMVdR8.74 (Codierung für Gag/Pol, 12 µg) und pMD2.VSVG (Codierung für VSV-G, 1,4 µg), 85,2 µL PEI und 2 mL reduziert Serum Medium (ohne Antibiotika). Diese Mischung für 20 min bei RT inkubieren</li>
		<li>Ersetzen Sie sorgfältig HEK293T Medium mit 16 mL DMEM ergänzt mit 2 % FBS. Wärmen Sie Mittel-bis 37 ° C vor dem Gebrauch vor. Verwenden Sie Antibiotika nicht während Transfection, da es Transfection Leistungsfähigkeit verringern kann.</li>
		<li>Sorgfältig Tropfen der Mischung in 1.3.2 für die Zellkultur HEK293T vorbereitet und 4 h bei 37 ° c inkubieren Dauer der Inkubation, innerhalb von 6 h PEI Toxizität zu verhindern zu begrenzen.</li>
		<li>Änderung Mittel-bis 18 mL DMEM vorgewärmt 10 % FBS und kultivieren Zellen für 48 h bei 37 ° C. Legen Sie Speisen in einem Labor Biosafety Level 2, hier davon halten Sie ab, diesen Schritt auf und führen Sie standard-Sicherheits-Verfahren.</li>
		<li>Sammeln Sie HEK293T Medium (enthaltenden Amphotropic Lentivirale Partikel) mit einer serologischen 25-mL-Pipette in ein 50 mL konische Röhrchen und speichern Sie es bei 4 ° C. Hinweis: (Wichtig) Transfection Leistungsfähigkeit sollte 90 % um einen hohen Titer-Virus produzieren erreichen.</li>
		<li>Fügen Sie sorgfältig 18 mL vorgewärmten DMEM 10 % FBS zu den HEK293T Zellen. Pflegen Sie für 24 h bei 37 ° C.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 1.3.6. Hinweis: Lentivirale Überstände von 1.3.6 und 1.3.8 können gebündelt werden, sobald sie die gleiche Temperatur (4 ° C erreichen) um virale Integrität zu wahren.</li>
		<li>Zur Vermeidung von Kontamination der viralen überstand mit HEK293T Zellen spin gesammelten Virus bei 1500 × g für 10 min bei 4 ° C. Aliquoten Virus snap mit Trockeneis oder flüssigem Stickstoff eingefroren und bei-80 ° c lagern Beachten Sie jedoch, dass frisch zubereitete Virus von höherer Qualität in Bezug auf die Effizienz der Infektion als gefrorene Aktien ist. Hinweis: (Wichtig) vermeiden Sie wiederholte Einfrieren/Auftauen des Virus, da es zu einer viralen Verschlechterung führt.</li>
	</ol></li>
	<li>Titration von Virus, enthält einen GLP-reporter
	<ol>
<li>Samen 1 × 105 NIH/3 t 3 Zellen in DMEM 300 µL 10 % FBS pro Bohrloch in einer 24-Well-Platte. 7 Brunnen werden zu einem Virus Titer eingesetzt werden.</li>
		<li>Virus bei 37 ° C Auftauen und NIH/3 t 3 Kulturen 1, 5, 10, 50, 100 und 500 µL Virus hinzufügen. Fügen Sie keine Viren in negative Kontrolle gut. Kultivieren Sie Zellen in Anwesenheit des Virus für 48 h bei 37 ° C.</li>
		<li>NIH/3 t 3 Zellen mittels Trypsin/EDTA (Ethylenediaminetetraacetic Säure) 30 µL zu ernten (0,25 % Trypsin, 0,01 % EDTA mit PBS-Puffer) und Zellen in 250 µL PBS in einer Röhre FACS (Fluoreszenz aktiviert Zellsortierung).</li>
		<li>Bestimmen Sie die Häufigkeit der GFP+ Zellen durch Durchflusszytometrie in jeder Probe24. Abgestorbene Zellen durch Zugabe eines Farbstoffs Lebensfähigkeit, wie Hoechst 33258 ausschließen.</li>
		<li>Berechnen Sie die Gesamtzahl der GFP+ Zellen (basierend auf der Anzahl der vergoldeten Zellen und Anteil der GFP+ Zellen) und zeichnen sie gegen das Volumen der Virus-Infektion verwendet. Hinweis: (Wichtig) Effizienz der Infektion ein Plateau erreicht, wenn große virale Dosen angewendet werden. Daher ist es wichtig, schätzen die Titer basierend auf virale Konzentrationen an welche, die Infektion Effizienz in einem linearen Bereich (Beispiel siehe Tabelle 1) auftritt. Die Anzahl der GFP+ Zellen gibt die Anzahl der funktionellen Viruspartikel (TU - Umwandlung von Einheiten) in einem bestimmten Virus-Volumen. Berechnen Sie die Anzahl der TU pro mL.</li>
	</ol></li>
	<li>Titration von Virus, enthält einen Puromycin-reporter
	<ol>
<li>Samen 5 × 104 NIH/3 t 3 Zellen in 3 mL DMEM 10 % FBS pro Bohrloch in einer 6-Well-Platte; 6 Brunnen, ein Virus Titer zu beschäftigen. Kultur über Nacht bei 37 ° C.</li>
		<li>Verdünnen Sie nächsten Tag Virus, wie in Tabelle 2angegeben. Um den Virus zu verdünnen, verwenden Sie vorgewärmte DMEM 10 % FBS. Tun Sie nicht Wirbel.</li>
		<li>Entfernen Sie Kulturmedium von NIH/3 t 3 Zellen zu, und fügen Sie 1 mL der verdünnten Virus.</li>
		<li>Über Nacht bei 37 ° c inkubieren</li>
		<li>Ersetzen Sie sanft die Virus-haltigen Medium mit 2 mL vorgewärmten DMEM 10 % FBS, und über Nacht bei 37 ° c inkubieren</li>
		<li>Ersetzen Sie sanft NIH/3 t 3 Medium, mit 2 mL vorgewärmten DMEM 10 % FBS enthaltenden Puromycin (2 µg/mL).</li>
		<li>Kultur bei 37 ° C und sorgfältig Aktualisierung Medium mit Puromycin alle 3 Tage oder als Medium gelb wird.</li>
		<li>Aspirieren Sie bei 10 bis 12 Tage nach der Infektion Medium aus jedem Brunnen und waschen Sie vorsichtig mit PBS.</li>
		<li>Färben mit 1 mL Kristallviolett-Lösung (0,5 % Kristallviolett 20 % Ethanol und dH2O), 2 min bei RT, und zweimal sorgfältig mit PBS waschen.</li>
		<li>Anzahl blaue Kolonien in jede Vertiefung unter dem Mikroskop (Vergrößerung X4) vorhanden. Keine Kolonien sollte in der negativen Kontrolle gut beobachtet werden.</li>
		<li>Die Gesamtzahl der TU/mL in Anbetracht den Verdünnungsfaktor zu berechnen.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Ausbau und Wartung der 32D/G-CSF-R-Zellen
<ol><li>32D/G-CSF-R Zellen fixiert, eine aliquote nehmen und Auftauen der Zellen im Wasserbad 37 ° C für 1 min und gießen Sie Zellen aus dem Fläschchen direkt in 10 mL vorgewärmten RPMI 1640 Medium ergänzt mit 10 % FBS in eine 15-mL-Tube. Invert das Rohr 3 Mal und die Zellen nach unten drehen sich mit 400 × g. Überstand zu entfernen und Aufschwemmen Zellen in IL-3 mit Nährmedium in einer Konzentration von 0,3 × 106 Zellen/mL.</li>
	<li>Optimale Zelle Wachstum Konzentration beträgt 0,25-0,5 × 106 Zellen/mL. Teilen von Zellen alle 2 Tage bringt sie zu einer Konzentration von 0,1-0,2 × 106 Zellen/mL. Hinweis: (Wichtig) 32D/G-CSF-R Zellen verlieren teilweise ihre Fähigkeit zu unterscheiden, wenn Konzentrationen höher als 1 × 106 Zellen/mL gewachsen. Daher ist es sehr wichtig, um rechtzeitig 32D/G-CSF-R Zellen aufgeteilt.</li>
	<li>Je nach Bedarf, frieren Sie ein und lagern Sie Zelle Aliquote für längere Zeit bei-80 ° C oder in flüssigem Stickstoff. Spin-down 3 × 106 Zellen, überstand zu entfernen und in 1 mL Einfrieren Medium aufzuwirbeln. Legen Sie Rohr in einem eiskalten Container bei-80 ° C. Positionieren Sie für die langfristige Lagerung Zellen in flüssigem Stickstoff.</li>
</ol>(3) Transduktion 32D/G-CSF-R-Zellen
<ol><li>Platte 32D/G-CSF-R Zellen in 6-Well-Platte in einer Konzentration von 0,3 × 106 Zellen/mL.</li>
	<li>Fügen Sie die entsprechende Menge des Virus, ein MOI (Multiplizität der Infektion) zwischen 10 und 40 zu erreichen. Hinweis: Höhere MOI führt zu erhöhten Anteil der GFP+ Zellen sowie höhere Expression des Gens von Interesse. Beispiel: 0,3 × 106 infizieren Zellen mit einer MOI von 10; 3 × 106 TU müssen die 32D/G-CSF-R-Zellen hinzugefügt werden.</li>
	<li>Endkonzentration 8 µg/mL Polybrene hinzu und 6 h bei 37 ° c inkubieren Alternativ führen Sie einen Spin-Impfung: Zentrifugieren bei 1200 × g für 90 min. bei 30 ° C in einer Kultivierung Platte mit einem Swing-Eimer-Rotor und 3 h bei 37 ° c inkubieren</li>
	<li>Sammele Zellen übertragen auf eine 15-mL-Tube und drehen sich mit 450 × g für 5 min (4 ° C).</li>
	<li>Den Überstand verwerfen, Aufschwemmen gebeizte Zellen in 6 mL Kulturmedium, statt in ein T25 Zelle Kultur Kolben und Kultur bei 37 ° C.</li>
	<li>48 h später, Zellen zu ernten und mit 450 × g für 5 min (4 ° C) drehen. Verwerfen Sie den überstand.</li>
	<li>Im Falle einer GLP-Reporter: Platzzellen in 500 µL PBS und Art GFP+ -Zellen mittels einen Flow Cytometry Sorter. Im Falle einer Puromycin-Reporter mit Vektor: Platzzellen in Kulturmedium mit 2 µg/mL von Puromycin.</li>
	<li>Bedarf für weitere Analysen und Experimente Zellen erweitert werden. Hinweis: (Optional) Transduced Zellen können im eiskalten Medien in einem eiskalten Container bei-80 ° C eingefroren, und weiter in flüssigem Stickstoff gelagert.</li>
</ol>(4) 32D/G-CSF-R Zell-Proliferation assay
<ol><li>Zur Verbreitung Rate statt 0,2 × 106 Zellen in 1 mL Kulturmedium zu bewerten und über Nacht bei 37 ° c inkubieren</li>
	<li>Nächsten Tag die Anzahl der Zellen und verdünnen sie zurück zu einer Konzentration von 0,2 × 106 Zellen/mL Kulturmedium mit. Über Nacht bei 37 ° c inkubieren Aufzeichnungen Sie über Zelle Konzentrationen und Verdünnungen auf den täglichen Kulturen mit Tabelle 3angewendet.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 4.2 für so viele Tage wie Verbreitung muss beurteilt werden. Hinweis: Die Länge des Assays Verbreitung hängt die Wirkung des Gens von Interesse. Bei einer starken Phänotyp kann 8-9 Tage ausreichen, um einen signifikanten Effekt (siehe Abbildung 3A) zu beobachten sein. Im Falle einer milden Phänotyp können jedoch längere Zeit erforderlich sein.</li>
	<li>Bewerten Sie Zellwachstum durch eine Verbreitung Kurve zu machen, wie in Tabelle 3angegeben.</li>
</ol>(5) 32D/G-CSF-R Zell-Differenzierung assay
<ol><li>Waschen Sie 0,2 × 106 32D/G-CSF-R Zellen zweimal mit RPMI Medium ohne Zytokine. Hinweis: Die Waschschritte vor Zugabe von G-CSF in der Kultur sind wichtig, da Anwesenheit des restlichen IL-3 Differenzierung hemmen kann.</li>
	<li>Setzen Sie Zellen in 1 mL Differenzierung (-haltigem Medium 100 ng/mL G-CSF) in einer 24/Platte, was zu einer Zelle Konzentration von 0,2 × 106 Zellen/mL (Tag 0). Kultur über Nacht bei 37 ° C.</li>
	<li>Anzahl der Zellen/mL wie oben (Schritt 1.2.1) angegeben.</li>
	<li>Cytospin 2 bis 5 × 104 Zellen auf einem Objektträger (76 X 26 mm) mit Hilfe einer Zentrifuge mit erforderlichen Adaptern bei 20 × g.</li>
	<li>Aktualisieren Sie Differenzierung Mittel- und Platte Zellen in einer Konzentration von 0,2 × 105 Zellen/mL auf einen 24/Platte (Tag1). Entsorgen Sie die alte Platte, und fahren Sie nächsten Tag mit Schritt 5.6 mit der neuen Platte.</li>
	<li>Am Tag 2 bis 7 wiederholen Sie die Schritte 5,3 bis 5,5. Zellproliferation in Anwesenheit von G-CSF zu beurteilen, wie in Schritt 4 beschrieben. Hinweis: (Wichtig) während der Differenzierung, Zellproliferation verlangsamt, also nach 3 bis 4 Tagen in Anwesenheit von G-CSF ist es ausreichend, Zellkulturen bei höheren Konzentrationen.</li>
	<li>Bewerten Sie Differenzierung Bundesstaat 32D/G-CSF-R Zellen basierend auf Zellmorphologie.<ol>
<li>Zellen aus Schritt 5.4 in Methanol für 5 min bei RT zu beheben und Folien an der Luft trocknen lassen. Hinweis: Dias von Tag 0 bis 7 können bei RT gelagert und gleichzeitig fixiert. Ebenso können sie auch bei RT für längere Zeit nach der Fixierung gehalten werden.</li>
		<li>Zellen unter Verwendung des folgenden Herstellers Färbeprotokoll May-Grünwald-Giemsa Fleck.</li>
		<li>Gefärbte Zellen mit einem Mikroskop und Vergrößerung X40 zu visualisieren.</li>
		<li>Anzahl von Explosionen, Klosterturm differenzierte Zellen und Reife Granulozyten mit anschaulichen Bildern auf Abbildung 1 und Beschreibung in Tabelle 4zu quantifizieren.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Die Wahl von einem experimentellen Modell ist eines der wichtigsten Themen in der Forschung. Obwohl primäre tierische und menschliche Zellen geglaubt werden, um die biologisch relevanten Daten zu produzieren, diese Modelle können beinhalten ethische Bedenken und sind oft teuer und/oder anspruchsvolle Isolierung/Kultivierung Verfahren zugeordnet. Primäre Zellen sind in Stückzahlen begrenzt und es ist schwer sie genetisch zu manipulieren. Darüber hinaus stellen primäre Zellen eine heterogene Bevölkerung setzt sich aus vers...

Die hämatopoetische Stammzellen und Vorläuferzellen Bevölkerung versorgt den Organismus mit einer Vielzahl von reifen Zellen, einschließlich der Zellen von der myeloid Abstammung (Neutrophile, eosinophile, Basophils und Monozyten). Der Prozess, der die Produktion von myeloid Zellen aus hämatopoetischen Stammzellen antreibt ist bekannt als Myelopoiesis und ausreichende Produktion von Reifen myeloische Zellen als Reaktion auf wechselnde Anforderungen ist eine Voraussetzung für den ordnungsgemäßen Umgang des Organismus mit stress Krankheiten, wie Infektionen und Blutverlust. Unzureichende Produktion von Reifen myeloische Zellen führen zu Unfähigkeit, Krankheitserreger, reduzierten Blutgerinnung und anderen lebensbedrohlichen Bedingungen1,2zu beseitigen. Darüber hinaus können Veränderungen im myeloid Abstammung Entwicklung auch hämatologischen malignen Erkrankungen, wie akute myeloische Leukämie (AML)3zugeordnet werden. Veränderungen in der Myelopoiesis können aus verschiedenen Gründen auftreten, wie z. B. Defekte Zelle Oberfläche Rezeptoren4, veränderten Ausdrucksformen der Transkription Faktoren5, Signalisierung Bahnen6, was Bildung Mutationen beeinträchtigt / Aktivierung der Onkogene7oder Inaktivierung von Tumor-Suppressor-Gene-8.
Verschiedene Methoden wurden entwickelt, um myeloischen Entwicklung zu untersuchen und beurteilen die Wirkung von bestimmten genetischen Veränderungen, die in diesem Prozess. Gemeinsame Ansätze zur Myelopoiesis Untersuchung beinhalten Primärzellen und transgenen Mäusen. Obwohl diese Modelle Erwerb von biologisch relevante Daten erlauben, haben sie bestimmte Einschränkungen. Die Verwendung von Primärzellen begegnet eine begrenzte Anzahl von Zellen und eine Sperrfrist von Kultur, Einengung der Möglichkeiten um die Genexpression und anschließende biologische oder biochemische Analyse zu ändern. Transgene Mäuse sind teuer und erfordern ein vernünftiges Maß an biologische Begründung. Darüber hinaus fügt arbeiten mit in Vivo Modellen einen Grad an Komplexität zu verstehen, die Rolle eines Gens von Interesse in einem bestimmten Prozess. Daher werden alternative Ansätze, diese Einschränkungen zu umgehen benötigt. Zell-Linien haben unbestreitbare Vorteile: (1) sie besitzen unbegrenzte Verbreitung Kapazität, die ermöglicht die Generierung von genug Material für biochemische und biologische Studien, (2) sie sind anfällig für genetische Manipulationen (Zuschlag, Ko, Überexpression), (3) die Kosten sind relativ gering, und (4) sie erlauben eine gewisse biologische Vereinfachung in bestimmten experimentellen Ansätze erforderlich.
Die elterliche IL-3 (Interleukin-3) abhängige 32D Zelllinie wurde 1983 von Greenberger und Kollegen durch Infektion der Knochenmarkzellen von C3H/HeJ Mäuse mit Freund murine Leukämie-Virus9gegründet. Mehreren 32D Klone wurden in der Literatur beschrieben: cl-239, cl-310und cl-10-11. Die 32D cl-3 Zellen erwiesen sich vermehren sich in IL-3 und Neutrophile Differenzierung bei der Behandlung mit Granulozyten-Kolonie Stimulation Faktor (G-CSF)10zu unterziehen. Im Gegenteil, waren 32D cl-10 Zellen, während IL-3 abhängige Wesen ursprünglich nicht in Reaktion auf die Behandlung von G-CSF Differenzierung. Im Jahr 1995 ausgestrahlt der Gruppe von Dr. Ivo Touw retrovirally 32D cl-10 Zellen mit Wildtyp und mutierte Formen von G-CSF Rezeptor (G-CSF-R), um funktionell wichtige Regionen dieses Rezeptors11zu ermitteln. Diese Studie ergab Generation von den 32D/G-CSF-R-Zellen, die in ähnlicher Weise abhängig von IL-3 sind, aber innerhalb von 6 bis 10 Tage nach dem Austausch des IL-3 mit G-CSF, Zellen aufhören zu vermehren und irreversibel in Reife Neutrophile unterscheiden. Diese Eigenschaften machen 32D cl-3 und 32D/G-CSF-R Zellen vereinfachte Modelle der murinen Neutrophile Differenzierung, die durch zwei klar definierte Wachstums- und Differenzierungsfaktoren - IL-3 und G-CSF moduliert werden kann. In den letzten Jahrzehnten haben mehrere Gruppen 32D/G-CSF-R-Zellen verwendet, um die Rolle bestimmter Gene Proliferation und Differenzierung myeloischer Zellen in Kultur12,13,14,15 studieren , 16, und G-CSF Signalisierung17,18zu studieren. Wichtig ist, die erzielten Ergebnisse mit dieser Zelllinie mit Primärzellen mit transgenen Mäusen16,19,20,21gewonnenen Daten korreliert. Daher glauben wir, dass 32D/G-CSF-R-Zellen, eine verbreitete und etablierte Modell, stellen ein wertvolles System myeloische Differenzierung zu studieren, die parallel mit anderen Ansätzen dieser Frage verwendet werden können.
Hier ausführliche Protokolle, die Handhabung der Zelllinie 32D/G-CSF-R beschreiben, welche Abdeckung Erweiterung, Differenzierung und Bewertung der Proliferation und Differenzierung der Zellen wird vorgestellt. Detaillierte Informationen für die genetische Veränderung von 32D/G-CSF-R-Zellen sind entweder durch Retroviren oder Lentivirale Transduktion sowie Protokolle für die Virus-Titration zur Verfügung gestellt. Darüber hinaus sind mehrere repräsentative Ergebnisse, die Anwendungsmöglichkeiten der 32D/G-CSF-R Zellen zeigen zur Verfügung gestellt.

<table><tbody><tr><td>RPMI 1640 Pulver Medium</td><td>Merck, Kenilworth, NJ, USA</td><td>T 121-10</td><td>ohne NaHCO3, mit L-Glutamin</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA</td><td>15028</td><td></td></tr><tr><td>Opti-MEM I Reduced Serum Medium</td><td>Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA</td><td>31985-047</td><td>L-Glutamin, Phenol Rot</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum (FBS)</td><td>PAA Laboratories (GE Healthcare, Chicago, IL, USA)</td><td>MT35011CV</td><td>Zur Differenzierung von 32D/G-CSF-R-Zellen</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum (FBS)</td><td>Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA</td><td>10270</td><td>Zur Kultivierung von HEK293T-, NIH3T3-, BOSC23-Zellen</td></tr><tr><td>Penicillin</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>P3032</td><td></td></tr><tr><td>Streptomycin</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>S9137</td><td>Streptomycinsulfat-Salzpulver</td></tr><tr><td>Gentamicin</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>G1914</td><td></td></tr><tr><td>murine IL-3</td><td>PeproTech, Rocky Hill, NJ, USA</td><td>213-13</td><td></td></tr><tr><td>human G-CSF</td><td>PeproTech, Rocky Hill, NJ, USA</td><td>300-23</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylenimin</td><td>Polyscience, Warrington, PA, USA</td><td>23966</td><td>linear, MW 25.000 (PEI 25000)</td></tr><tr><td>Polybrene</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>H9268</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>VWR Chemicals, Radnor, PA, USA</td><td>0458</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>E5134</td><td></td></tr><tr><td>Kristallviolett</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>C0775</td><td></td></tr><tr><td>Trypanblau</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>T6146</td><td></td></tr><tr><td>Dimethylsulfoxid (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>Mai-Gr&uuml; nwald Giemsa</td><td>DiaPath, Martinengo, BG, Italien</td><td>10802</td><td></td></tr></tbody></table>

proliferation und differenzierung der murinen myeloid precursor 32d/g-csf-r zellen

Proliferation and Differentiation of Murine Myeloid Precursor 32D/G-CSF-R Cells

Verständnis der hämatopoetischen Stammzellen und Vorläuferzellen Zelle Biologie hat wichtige Implikationen für regenerative Medizin und die Behandlung von hämatologischen Erkrankungen. Trotz der wichtigsten Daten, die Verwendung von in-Vivo -Modelle oder Primärkulturen erworben werden können, schränkt die niedrigen Fülle von hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen deutlich am Pool geeigneter Techniken für ihre Untersuchung. Daher ermöglicht die Verwendung von Zelllinien ausreichende Produktion von biologischem Material für die Durchführung der Vorführungen oder Tests, die große Zelle Zahlen erfordern. Hier präsentieren wir eine detaillierte Beschreibung, Auslesen und Interpretation von Proliferation und Differenzierung Assays, die für die Untersuchung der Prozesse, die in Myelopoiesis und Neutrophile Differenzierung verwendet werden. Diese Experimente beschäftigen 32D/G-CSF-R Zytokin abhängigen murinen myeloische Zelllinie, die besitzt die Fähigkeit zu proliferieren in Anwesenheit von IL-3 und G-CSF zu unterscheiden. Wir bieten Protokolle für den Umgang mit 32D/G-CSF-R Zellen optimiert und besprechen wichtige Gefahren und Nachteile, die die beschriebenen Tests und erwarteten Ergebnisse gefährden könnte. Dieser Artikel enthält außerdem Protokolle für Lentivirale und retroviralen Produktion, Titration und Transduktion 32D/G-CSF-R-Zellen. Wir zeigen, dass genetische Manipulation dieser Zellen eingesetzt werden kann, um erfolgreich funktionelle und molekulare Studien durchzuführen, die Ergebnisse, die mit primären hämatopoetischen Stammzellen und Vorläuferzellen Zellen oder in Vivo Modellen ergänzen können.

Proliferation und Differenzierung von Zellen 32D/G-CSF-R
Proliferation von Zellen 32D/G-CSF-R unter Pro-proliferative und pro-Differenzierung zu bewerten, wurden in Medien mit IL-3 und G-CSF, bzw. 32D/G-CSF-R Zellen kultiviert. Es wurde beobachtet, dass Zellen kultiviert in IL-3 enthaltenden Medium (10 ng/mL) etwa alle 24 h (Abbildung 2A) teilen. Auf Ersatz von IL-3 mit G-CSF (100 ng/mL) Verbreitung al...

Hier werden ausführliche Protokolle für die Kultivierung der murinen myeloid Precursor-32D/G-CSF-R Zell-Linie, Durchführung Virusinfektionen und Durchführung von Proliferation und Differenzierung Assays vorgestellt. Diese Zelllinie eignet sich für das Studium myeloische Zellentwicklung und die Rolle der Gene des Interesses an myeloischer Zellwachstum und Neutrophile Differenzierung.

Proliferation und Differenzierung der murinen Myeloid Precursor 32D/G-CSF-R Zellen

Understanding of the hematopoietic stem and progenitor cell biology has important implications for regenerative medicine and the treatment of ...

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments besteht darin, murine myeloide 32D-G-CSF-R-Zellen genetisch zu verändern, indem das Gen der Wahl überexprimiert oder stillgelegt wird, und die Auswirkungen dieser Veränderungen auf Proliferation und neutrophile Differenzierung der Zelllinie zu untersuchen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Hämatologie zu beantworten, beispielsweise welche Rolle das untersuchte Protein bei Wachstum und Differenzierung myeloischer Vorläuferzellen spielt. Der Hauptvorteil dieser Zelllinie liegt in ihrer unbegrenzten Proliferationskapazität, ihrer Anfälligkeit für genetische Manipulationen, den relativ geringen Kosten und der Möglichkeit einer biologischen Vereinfachung, die bei bestimmten experimentellen Ansätzen erforderlich ist. Die Demonstration des Verfahrens übernimmt heute Petr Danek, ein Doktorand in meinem Labor. Stellen Sie 250 Milliliter RPMI-1640-Medium her, das mit 10 % hitzeinaktiviertem fetalem Kälberserum und 10 Nanogramm pro Milliliter murinem Interleukin-3 ergänzt ist. Bereiten Sie anschließend 50 Milliliter Differenzierungsmedium vor.In einer 16 cm großen Petrischale eine Einzelzell-Suspension von Bosc23-Zellen in 18 Milliliter DMEM-Medium, ergänzt mit 10 % fetalem Kälberserum, ansäen. Etwa 24 Stunden kultivieren, bis die Konfluenz 80 % erreicht. Anschließend MSCV-Retrovirus-Konstrukt, PCL-eco-Verpackungsvektor, Polyethylenimin und serumarmes Medium ohne Antibiotika miteinander mischen. Dieses Gemisch 20 Minuten lang bei Raumtemperatur in einem Flowbox inkubieren. Danach das Kulturmedium der Bosc23-Zellen vorsichtig durch 16 Milliliter vorgewärmtes DMEM-Medium, ergänzt mit 2 % fetalem Kälberserum und auf 37 Grad Celsius gehalten, ersetzen. Als Nächstes die Retrovirus-Mischung tropfenweise auf die Bosc23-Zellen geben. Die Kultur anschließend vier Stunden lang bei 37 Grad Celsius inkubieren.Nach Beendigung der Inkubation das Kulturmedium der Bosc23-Zellen abpipettieren und 18 Milliliter vorgewärmtes DMEM-Medium mit 10 % fetalem Kälberserum hinzufügen. Die Zellen 48 Stunden lang bei 37 Grad Celsius inkubieren. Mit einer 25-Milliliter-Serologischen Pipette das virushaltige Medium der Bosc23-Zellen in ein 50-Milliliter-Konischgefäß überführen. Das Gefäß bei vier Grad Celsius lagern. Anschließend 18 Milliliter vorgewärmtes DMEM-Medium mit 10 % fetalem Kälberserum zu den Bosc23-Zellen geben und die Zellen 24 Stunden lang kultivieren. Zentrifugieren Sie das virale Überstandsgemisch bei 1.500 × g für 10 Minuten bei vier Grad Celsius. Anschließend portionieren Sie das Virus und schockgefrieren es mit flüssigem Stickstoff, um es bei minus 80 Grad Celsius zu lagern. In jedes Loch einer sechs-Loch-Platte geben Sie NIH/3T3-Zellen in drei Milliliter DMEM-Medium, das mit 10 % fetalem Kälberserum ergänzt ist, um einen Virus zu titrieren. Kultivieren Sie die Zellen über Nacht bei 37 Grad Celsius. Am folgenden Tag verdünnen Sie das Virus mit vorgewärmtem Medium, ohne die viralen Partikel zu wirbeln. Aspirieren Sie das Kulturmedium von den NIH/3T3-Zellen und geben Sie je ein Milliliter verdünntes Virus in jedes Loch. Inkubieren Sie über Nacht bei 37 Grad Celsius. Am nächsten Tag aspirieren Sie vorsichtig das verdünnte virale Medium und ersetzen es durch zwei Milliliter DMEM-Medium mit 10 % fetalem Kälberserum und inkubieren erneut über Nacht bei 37 Grad Celsius. Nach der Inkubation aspirieren Sie das alte Medium und ersetzen es durch DMEM-Medium, das zwei Mikrogramm pro Milliliter Puromycin enthält. Kultivieren Sie die Zellen weiter alle drei Tage oder solange, bis das Medium gelb wird, und ergänzen Sie es mit frischem Medium, das Puromycin enthält.Zwischen dem 10. und 12. Tag nach der Infektion das Medium aus den Vertiefungen abpipettieren und vorsichtig mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung waschen. Anschließend mit einem Milliliter Kristallviolett-Lösung bei Raumtemperatur zwei Minuten lang einfärben. Nach der Färbung vorsichtig zweimal mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung waschen. Die Gesamtanzahl der blauen Kolonien in jeder Vertiefung unter dem Mikroskop zählen.Die 32D-G-CSF-R-Zellen in einer 6-Loch-Platte ansäen. Virus mit einer Multiplizität der Infektion zwischen 10 und 40 hinzufügen. Anschließend Polybrene bis zu einer Endkonzentration von acht Mikrogramm pro Milliliter zu den Zellen geben und sechs Stunden bei 37 Grad Celsius inkubieren. Nach der Inkubation die Zellen in ein 15-Milliliter-Röhrchen sammeln und bei vier Grad Celsius mit 450 × g fünf Minuten lang zentrifugieren. Die 32D-Zellen können teilweise ihre Differenzierungsfähigkeit verlieren, wenn sie in Konzentrationen über einer Million Zellen pro ml kultiviert werden; daher ist es sehr wichtig, diese Zellen rechtzeitig zu teilen und die Kulturen nicht überwachsen zu lassen. Entsorgen Sie den Überstand und resuspendieren Sie die Zellen in einem T25-Kulturfläschchen, das sechs Milliliter RPMI-1640-Medium mit zugesetztem hitzeinaktiviertem 10% fetalem Rinderserum und 10 Nanogramm pro Milliliter murinem Interleukin-3 enthält. Inkubieren Sie die Zellen 48 Stunden bei 37 Grad Celsius.Waschen Sie die 32D-G-CSF-R-Zellen zweimal mit RPMI-1640-Medium ohne Zytokine. Anschließend impfen Sie die Zellen am Tag null in einem Milliliter Differenzierungsmedium in einer 24-Well-Platte aus und inkubieren sie über Nacht bei 37 Grad Celsius. Die Zellen benötigen sieben bis neun Tage, um sich in reife Granulozyten zu differenzieren. Danach zählen Sie die Zellenanzahl unter Ausschluss toter Zellen mit Trypanblau. Da IL-3 den Differenzierungsprozess hemmen kann, ist es äußerst wichtig, alle Spuren des Zytokins zu entfernen, bevor die Zellen in GCSF kultiviert werden. Zentrifugieren Sie die Zellen mit einem Cytospin auf einem Objektträger in einer Zentrifuge mit den erforderlichen Adaptern bei 20 × g für fünf Minuten. Danach fixieren Sie die Zellen für fünf Minuten bei Raumtemperatur in Methanol und lassen die Zellen trocknen. Färben Sie die Zellen gemäß der Herstelleranleitung mit May-Grünwald-Giemsa-Färbung. Nach der Färbung betrachten Sie die angefärbten Zellen mit einer 40fachen Vergrößerung.Basierend auf der zellulären Morphologie die Anzahl der Blasten, intermediär differenzierten Zellen und reifen Granulozyten in den gefärbten Zellen quantifizieren. Hier ist eine grafische Darstellung des Proliferationsverhaltens von 32D-G-CSF-R-Zellen in einem Medium mit Interleukin-3 und granulozytenstimulierendem Faktor (G-CSF) dargestellt. Die x-Achse zeigt die Tage der Behandlung, die y-Achse die Zellanzahl in logarithmischer Skala. Der schwarze Verlauf zeigt die Proliferation, wenn die Zellen in einem Interleukin-3-haltigen Medium kultiviert werden. Der blaue Verlauf zeigt eine verminderte Zellproliferation, wenn die Zellen in einem granulozytenstimulierenden Faktor-haltigen Medium kultiviert werden.Gezeigt sind repräsentative Kreisdiagramme und May-Grünwald-Giemsa-Färbungen, die den Anteil und die Differenzierungsmorphologie von 32D-G-CSF-R-Zellen in einem Medium mit granulozytenkoloniestimulierendem Faktor darstellen. Die Kreisdiagramme zeigen den Anteil von Blasten, intermediär differenzierten Zellen und Neutrophilen nach Behandlung mit granulozytenkoloniestimulierendem Faktor zu den Zeitpunkten null, zwei, vier und sechs Tage. Giemsa-gefärbte Zellen am Tag null weisen große charakteristische Kerne und dunkles Zytoplasma auf. Am Tag sechs ist die Kerngröße verkleinert und das Zytoplasma vergrößert, jedoch nicht dunkel. Gezeigt sind repräsentative Kreisdiagramme, die den höheren Anteil an Blastzellen bei Transduktion mit BCR-ABL-Fusionsproteinen im Vergleich zum Kontroll-MSCV-Vektor in Medien mit granulozytenstimulierendem Faktor darstellen. Die Giemsa-Färbung im unteren Panel ist repräsentativ für die Zellen nach Transduktion mit Kontroll- oder BCR-ABL-Fusionsproteinen.Die Zellen durchliefen am sechsten Tag eine neutrophile Differenzierung, wenn sie mit dem MSCV-Kontrollvektor transduziert wurden, während BCR-ABL-transduzierte Zellen hauptsächlich Blasten aufwiesen und keine reifen Neutrophilen zeigten. Wenn die Technik einmal beherrscht ist, kann sie bei korrekter Durchführung innerhalb von zwei Tagen durchgeführt werden. Während des Ablaufs dieses Verfahrens ist es wichtig, die 32D-G-CSF-Rezeptorzellen in den angegebenen Konzentrationen zu kultivieren. Nach diesem Verfahren können weitere Methoden wie Migrationsassays und Überlebensversuche durchgeführt werden, um zusätzliche Fragestellungen zu beantworten. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie mit der 32D-G-CSF-Rezeptorzelllinie umgegangen wird, einschließlich genetischer Manipulation durch lentivirale und retrovirale Transduktion, Expansion, Differenzierung sowie Beurteilung von Proliferation und Differenzierung dieser Zellen. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Viren gefährlich sein kann und Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen von Handschuhen und Schutzbrille stets beachtet werden sollten, während dieses Verfahren durchgeführt wird.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Dieses Video zeigt das Verfahren zur Unterscheidung myeloide dendritische Zellen aus dem Knochenmark der Maus. Isolierung von Maus Schienbein und Oberschenkelknochen, und die Verarbeitung von Knochenmark nachgewiesen. Bilder zeigen Zellmorphologie vor und nach der Differenzierung und Figurengruppen Zellphänotyp und IL-12 Produktion nach der Reifung mit CpG gezeigt.

Kultur myeloide dendritische Zellen aus dem Knochenmark Vorstufen

Dieses Protokoll beschreibt die Ableitung von Gliazellen Eingeschränkte Vorstufen aus fötalem Rückenmark und gehalten in vitro entweder für die Transplantation oder für die Untersuchung von oligodendrocytic Linie.

Ableitung von Gliazellen Eingeschränkte Vorstufen aus E13-Mäusen

Dieses Video demonstriert eine Methode zur Gewinnung von Schwann-Zell-ähnlichen Zellen aus multipotenten Knochenmark-Stromazellen (BMSCs). Zunächst werden die BMSCs einer Hypoxiebehandlung unterzogen, gefolgt von einer gerichteten Differenzierung in neuronale Vorläuferzellen. Anschließend werden spezifische Medien und Kulturbedingungen eingesetzt, um die Transformation dieser Vorläuferzellen in Schwann-Zell-ähnliche Zellen zu induzieren.

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Dieses Protokoll beschreibt experimentelle Verfahren, die die Differenzierung von dendritischen Zellen in plasmazytoiden Peyer-Plaques aus gemeinsamen dendritischen Vorläuferzellen zu bewerten, mit Hilfe von Techniken mit FACS-vermittelten Zellisolierung, hydrodynamische Gentransfer und Flow-Analyse von Immunteilmengen in Peyer-Plaques.

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In dieser Studie stellen wir ein in vitro Kultursystem vor, das effizient pDCs erzeugen kann, indem gemeinsame lymphoide Vorläuferzellen mit AC-6-Feederzellen in Gegenwart von Flt3-Liganden co-kultiviert werden.

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Hier bieten wir eine Methode zum Identifizieren und isolieren große Zahlen von GM-CSF myeloische Zellen unter Verwendung von high-Speed Zellsortierung angetrieben. Fünf verschiedene Populationen (gemeinsame myeloischen Vorläuferzellen, Vorläuferzellen der Granulozyten/Makrophagen, Monozyten, Monocyte abgeleitet Makrophagen und Monocyte abgeleitet DCs) können identifiziert werden, basierend auf Ly6C und CD115 Ausdruck.

Erzeugung einer großen Zahl von myeloischen Vorläuferzellen und dendritischen Zellen Vorstufen aus murinen Knochenmark mit einer neuartigen Zelle Sortieren Strategie

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Identifizierung und Isolierung von Oligopotent und Lineage-committed myeloischen Vorläuferzellen aus Maus Knochenmark

Hier stellen wir ein Protokoll zur immunphenotypischen Charakterisierung und Zytokin-induzierten Differenzierung von Nabelschnurblut abgeleitet CD34+ hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen zu den vier myeloischen Linien vor. Die Anwendungen dieses Protokolls umfassen Untersuchungen über die Wirkung von myeloischen Krankheitsmutationen oder kleinen Molekülen auf die myeloische Differenzierung der CD34+ Zellen.

Panmyeloische Differenzierung von humanem Cordblood abgeleitet CD34+ hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen

Hier beschreiben wir eine neuartige durchflusszytometrische Methode zur prospektiven Isolierung von Vorläuferzellen der frühen Burst-bildenden Einheit erythroid (BFU-e) und der koloniebildenden Einheit erythroid (CFU-e) direkt aus frischem Knochenmark und Milz der Maus. Dieses Protokoll, das auf der Grundlage von Einzelzell-Transkriptomdaten entwickelt wurde, ist das erste, das alle erythroiden Vorläuferzellen des Gewebes mit hoher Reinheit isoliert.

Identifizierung und Isolierung von Burst-bildenden Einheiten und koloniebildenden Einheiten erythroider Vorläuferzellen aus Mausgewebe mittels Durchflusszytometrie

Erfahren Sie Methoden zur Kultivierung und genetischen Modifikation der murinen myeloiden Vorläuferzelllinie 32D/G-CSF-R. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung von Proliferation und neutrophiler Differenzierung in der Hämatologie.

Proliferation und Differenzierung der murinen Myeloid Precursor 32D/G-CSF-R Zellen

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