Name: Ein Time-Lapse, markierungsfreie, Quantitative Phase bildgebende Untersuchung der ruhenden und aktiven menschlichen Krebszellen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 48 s
Description: Erfahren Sie quantitative Phasenmikroskopie zur Charakterisierung angiogener und nicht-angiogener Phänotypen menschlicher Osteosarkomzellen. Diese markierungsfreie Methode analysiert Morphologie, Proliferation und Motilität gleichzeitig.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren erkennen dankbar die Unterstützung der Breast Cancer Research Foundation und der Advanced Medical Research Foundation.

Die hier beschriebenen Methoden wurden von der Boston Kinder Krankenhaus institutionelle Biosafety Committee genehmigt.
1. Zelle-Vorbereitung
<ol><li>
Auftauen KHOS-a und -N-Zellen
	<ol>
<li>Aufwärmen im Kulturmedium, d.h.geändert Dulbecco den Eagle Medium mit 10 % (Vol/Vol) fetalen Kälberserum (FBS) und 1 % (Vol/Vol) Penicillin/Streptomycin ergänzt.</li>
		<li>Nehmen Sie die kryogenen Fläschchen von Zellen aus dem flüssigen Stickstoff-Tank, Tauchen Sie unten die Fläschchen in warmem Wasser in einem 37 ° C Wasserbad ein und schütteln Sie die kryogenen Fläschchen um das Auftauen zu beschleunigen. Halten Sie den Deckel des kryogenen Fläschchen von Kontakt mit Wasser, um Verunreinigungen zu vermeiden. Sobald Zellen aufgetaut sind, Sterilisieren der kryogenen Durchstechflasche mit 70 % Ethanol Lösung sprühen und wischen das Fläschchen.</li>
		<li>Aspirieren Sie in einer Laminar-Flow-Kapuze sofort die Zellsuspension aus der kryogenen Durchstechflasche und auszusetzen Sie sanft in 10 mL erwärmt Kulturmedium (siehe 1.1.1). Zentrifugieren Sie Zellsuspensionen bei rund 200 X g für ca. 5-7 min.</li>
		<li>Aufschwemmen der Zelle Pellet mit 10 mL erwärmt Kulturmedium, und übertragen Sie in ein Fläschchen T75. Sanft pipette mehrmals Zellen gleichmäßig mit einer 10 mL Pipettieren auszusetzen.</li>
		<li>Legen Sie die Flasche in einen Inkubator 37 ° C mit 5 % (Vol/Vol) CO2 und feuchte Atmosphäre. Lassen Sie Zellen für mindestens 12 h befestigen.</li>
		<li>Ca. 3-7 Tage bis zum Zusammenfluss von 80-100 % inkubieren Sie Zellen. Ändern Sie das Kulturmedium alle 2-3 Tage.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Splitting KHOS-a und -N-Zellen
	<ol>
<li>Die Nährmedien aus der Flasche zu entfernen.</li>
		<li>Waschen Sie die Zellen mit 5 mL sterilem PBS (1 X) ohne Kalzium und Magnesium, um nicht adhärente Zellen oder Bruch zu entfernen.</li>
		<li>Fügen Sie 1 mL 0,05 % Trypsin-EDTA-Lösung in die Flasche, und kurz schwenken Sie die Flasche um sicherzustellen, dass die Trypsin-EDTA gleichmäßig verteilt ist.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Flasche für ca. 2-3 min in einem 37 ° C Inkubator oder 3-5 min bei Raumtemperatur. Überprüfen Sie die Zellen unter dem Mikroskop bei ca. 400 X Vergrößerung, um sicherzustellen, dass die Zellen sind aufgerundet und losgelöst.</li>
		<li>Sobald die Zellen getrennt sind, fügen Sie 10 mL Kulturmedium und pipette vorsichtig das Medium nach oben und unten mehrmals Zelle Aggregate in einer Einzelzelle Suspension mit einer 10 mL Pipettieren aufzubrechen.</li>
		<li>Anzahl Zellen Zelle Zähler. Samen Sie die Zellsuspension in neuen T75 Fläschchen bei einer Dichte von 2 × 106 Zellen oder ein Verhältnis von 1:4.</li>
		<li>Zellen auf 80-100 % Zusammenfluss wachsen vor der Aussaat für den QPI-Experiment zu ermöglichen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Seeding KHOS-a und -N-Zellen für QPI
	<ol>
<li>Samen KHOS-a und -N-Zellen in 6-Well-Platten bei der Dichte von 50.000-300.000 Zellen/Brunnen mit 5 mL Kulturmedium nach Auszählung mit einer Zelle Zähler. Hinweis: Die Aussaatdichte ist abhängig von der Zelle Proliferationsrate und den bildgebenden Zeitraum um < 100 % Zusammenfluss bei imaging-Akquisition.</li>
		<li>Inkubieren Sie Zellen für mindestens 12 h um Anlage ermöglichen.</li>
		<li>Verändern Sie das Medium mit frischen Medien vor der Durchführung QPI.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(2) QPI-Übernahme
<ol><li>
Deckglas einrichten
	<ol>
<li>Das Deckglas durch mehrere Male mit entionisiertem Wasser spülen reinigen und Sterilisieren mit 75 % Ethanol-Lösung durch Untertauchen für 15 min. das Deckglas in eine sterile Laminar-Flow-Haube zum Trocknen gelegt.</li>
		<li>Legen Sie vorsichtig das Deckglas auf einem 6-Well-Platte, offensichtliche Luftblasen zu vermeiden. Sicherstellen Sie, dass die Unterseite des Deckglases in Kulturmedien (mindestens 5 mL/Na) eingetaucht ist.</li>
		<li>Legen Sie die Platte in den Brutschrank (37 ° C, 5 % CO2und feuchte Atmosphäre) mindestens 15 min lang equilibrate. Wenn Nebel auf das Deckglas bildet, verwenden Sie ein steriles Wattestäbchen abwischen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Imaging-Zellen mit dem Mikroskop
	<ol>
<li>Öffnen Sie die Software, um das System, einschließlich Selbstkalibrierung von Belichtungszeit, Muster Kontrast und Hologramm Lärm zu initialisieren. Stellen Sie sicher, dass die Werte akzeptabel sind (gezeigt im grünen oder gelben Bereich).</li>
		<li>Platz 6-Well-Platte auf die Bühne des QPI-Mikroskops.</li>
		<li>Klicken Sie auf "Live Capture", und wählen Sie "Manuell" im "Software Fokus." Grob die Phasenbilder von Zellen durch Einstellung des Abstandes der Arbeit im "Microscope Setting" konzentrieren, Umrisse für Zellen in Phasenbilder zu erhalten. Ändern Sie auf "Automatisch" in "Software konzentrieren."</li>
		<li>Klicken Sie auf "Neues Experiment" erstelle ich ein neues Experiment. Beginnen Sie mit der Auswahl des Bildes Erwerb Positionen mit der Maus oder den Pfeiltasten auf dem numerischen Pad. Klicken Sie auf "Remember" nach jeder Auswahl. Normalerweise werden 3-5 Standorte für jede Probe ausgewählt.</li>
		<li>Richten Sie die bildgebenden Intervalle und Zeitraum im Abschnitt "Zeitraffer". Hinweis: Um Krebszellen deutlich zu verfolgen, sollten die Intervalle werden kürzer als 5 min. 48 Stunden als die Frist für die Kombination QPI Analyse festgelegt ist.</li>
		<li>Starten Sie das Experiment durch Klicken auf "Capture", die automatisch zu konzentrieren und die Bilder zu den Zeitpunkten Einstellung zu erwerben.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(3) Datenanalyse
<ol><li>
Zellanalyse Morphologie
	<ol>
<li>Klicken Sie auf "Zellen zu identifizieren." Passen Sie die numerischen Einstellung für "Hintergrund-Schwelle", so dass Zellbereiche auch Hintergrundgeräusche getrennt sind. Passen Sie die Anzahl der Einstellung für "Objektgröße" um sicherzustellen, dass jede Zelle einen Kern hat. Pflegen Sie konsistente Parameter für Proben, die müssen verglichen werden, da diese die letzte Fläche und das Volumen Messungen beeinflussen können. Manuell ändern Sie Zelle Segmente mithilfe von "Manuelle Änderungen,", wenn nötig.</li>
		<li>Verwenden Sie die Funktion "Analysieren von Daten" in der Software, um Zellen zu analysieren. Eine neue Datenanalyse zu starten, indem Sie auf "Neue Analyse." Ziehen Sie die ausgewählten Bilder in "Quelle Frames" Tab und Zelle Morphologie Parameter einschließlich Zellbereich (µm-2), optische Dicke (µm) und Volumen (µm3) für jede einzelne Zelle. Scatter Plot oder Histogramm-Modus und Export Daten als Tabellen oder Abbildungen zu wählen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Verbreitung der Zellanalyse
	<ol>
<li>Wählen Sie mindestens 5 Bilder für die verschiedenen Zeitpunkte von Interesse (z.B., Initial, 12 h, 24 h, 36 h und 48 h). Rekord-Zell-Zahlen, die durch die Software bereitgestellt werden.</li>
		<li>Zur Abschätzung der Verdopplungszeit Zellzahlen nach Normalisierung mit den ersten Zahlen des Grundstückes und exponentielle Wachstumskurven entsprechen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Zelle Bewegungsanalyse
	<ol>
<li>Verwenden Sie die Funktion "Track Zellen" in der Software. Klicken Sie auf "Neue Analyse" um eine neue Datenanalyse zu starten. Drag-Serie von Bildern für einen ausgewählten Zeitraum (z.B.4 h nach 24 h Inkubation) in die Registerkarte "Quelle Frames" und wählen nach dem Zufallsprinzip 10-30 Zellen Zellen unter den Auswahlmodus "Zellen hinzufügen". Schließen Sie die Zellen an den Rändern und diejenigen aus dem Blickfeld.</li>
		<li>Überprüfen Sie sorgfältig die Verfolgung in der Reihe der Bilder. Für den Fall, dass das System verliert die Spur einer Zelle oder die falsche Zelle tracks, manuell anpassen der Tracking-Zelle indem Sie auf "Identifizieren", um Zellen zu identifizieren oder klicken auf "Speicherort ändern" unter "Auswahlmodus" die Zellenposition ändern.</li>
		<li>Wählen Sie rose Plot Zelle Trajektorien in "Plot-Bewegung" oder Grundstück für die andere Bewegung-bezogenen Parameter in "Plotobjekte," wie Motilität Geschwindigkeit (µm/h), Motilität (µm), Migration (µm) und Migration Direktheit. Exportieren Sie die Daten als Tabellen oder Abbildungen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Folkman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiogenesis+in+cancer%2C+vascular%2C+rheumatoid+and+other+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Angiogenesis in cancer, vascular, rheumatoid and other disease.</a> Nature Medicine. 1 (1), 27-31 (1995).</li>
<li>Hanahan, D., Folkman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterns+and+emerging+mechanisms+of+the+angiogenic+switch+during+tumorigenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Patterns and emerging mechanisms of the angiogenic switch during tumorigenesis.</a> Cell. 86 (3), 353-364 (1996).</li>
<li>Harper, J., Moses, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+regulation+of+tumor+angiogenesis%3A+mechanisms+and+therapeutic+implications%5BTitle%5D)+AND+%22EXS%22%5BJournal%5D)">Molecular regulation of tumor angiogenesis: mechanisms and therapeutic implications.</a> EXS. (96), 223-268 (2006).</li>
<li>Naumov, G. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+of+human+tumor+dormancy%3A+an+angiogenic+switch+from+the+nonangiogenic+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+National+Cancer+Institute%22%5BJournal%5D)">A model of human tumor dormancy: an angiogenic switch from the nonangiogenic phenotype.</a> Journal of the National Cancer Institute. 98 (5), 316-325 (2006).</li>
<li>Fang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matrix+metalloproteinase-2+is+required+for+the+switch+to+the+angiogenic+phenotype+in+a+tumor+model%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Matrix metalloproteinase-2 is required for the switch to the angiogenic phenotype in a tumor model.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (8), 3884-3889 (2000).</li>
<li>Almog, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+switch+of+dormant+tumors+to+fast-growing+angiogenic+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Transcriptional switch of dormant tumors to fast-growing angiogenic phenotype.</a> Cancer Research. 69 (3), 836-844 (2009).</li>
<li>Hu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+signature+for+angiogenic+and+nonangiogenic+non-small-cell+lung+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Oncogene%22%5BJournal%5D)">Gene expression signature for angiogenic and nonangiogenic non-small-cell lung cancer.</a> Oncogene. 24 (7), 1212-1219 (2005).</li>
<li>Harper, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repression+of+vascular+endothelial+growth+factor+expression+by+the+zinc+finger+transcription+factor+ZNF24%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Repression of vascular endothelial growth factor expression by the zinc finger transcription factor ZNF24.</a> Cancer Research. 67 (18), 8736-8741 (2007).</li>
<li>Jia, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+repression+of+VEGF+by+ZNF24%3A+mechanistic+studies+and+vascular+consequences+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Transcriptional repression of VEGF by ZNF24: mechanistic studies and vascular consequences in vivo.</a> Blood. 121 (4), 707-715 (2013).</li>
<li>Jia, D., Huang, L., Bischoff, J., Moses, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+endogenous+zinc+finger+transcription+factor%2C+ZNF24%2C+modulates+the+angiogenic+potential+of+human+microvascular+endothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+journal%3A+official+publication+of+the+Federation+of+American+Societies+for+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">The endogenous zinc finger transcription factor, ZNF24, modulates the angiogenic potential of human microvascular endothelial cells.</a> FASEB journal: official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 29 (4), 1371-1382 (2015).</li>
<li>Almog, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+dormancy+of+human+liposarcoma+is+associated+with+impaired+tumor+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+journal%3A+official+publication+of+the+Federation+of+American+Societies+for+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Prolonged dormancy of human liposarcoma is associated with impaired tumor angiogenesis.</a> FASEB journal: official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 20 (7), 947-949 (2006).</li>
<li>Almog, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Consensus+micro+RNAs+governing+the+switch+of+dormant+tumors+to+the+fast-growing+angiogenic+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Consensus micro RNAs governing the switch of dormant tumors to the fast-growing angiogenic phenotype.</a> PloS One. 7 (8), e44001(2012).</li>
<li>Satchi-Fainaro, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prospective+identification+of+glioblastoma+cells+generating+dormant+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Prospective identification of glioblastoma cells generating dormant tumors.</a> PloS One. 7 (9), e44395(2012).</li>
<li>Almog, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+changes+induced+by+the+tumor+dormancy-associated+microRNA-190%5BTitle%5D)+AND+%22Transcription%22%5BJournal%5D)">Transcriptional changes induced by the tumor dormancy-associated microRNA-190.</a> Transcription. 4 (4), 177-191 (2013).</li>
<li>Gao, D., Nolan, D. J., Mellick, A. S., Bambino, K., McDonnell, K., Mittal, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+progenitor+cells+control+the+angiogenic+switch+in+mouse+lung+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Endothelial progenitor cells control the angiogenic switch in mouse lung metastasis.</a> Science. 319 (5860), New York, N.Y. 195-198 (2008).</li>
<li>Folkman, J., Watson, K., Ingber, D., Hanahan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+angiogenesis+during+the+transition+from+hyperplasia+to+neoplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Induction of angiogenesis during the transition from hyperplasia to neoplasia.</a> Nature. 339 (6219), 58-61 (1989).</li>
<li>Popescu, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPopescu%2C+G+%22Quantitative+phase+imaging+of+cells+and+tissues%22">Quantitative phase imaging of cells and tissues</a>. , McGraw-Hill: New York. (2011).</li>
<li>Lee, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+Phase+Imaging+Techniques+for+the+Study+of+Cell+Pathophysiology%3A+From+Principles+to+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors%22%5BJournal%5D)">Quantitative Phase Imaging Techniques for the Study of Cell Pathophysiology: From Principles to Applications.</a> Sensors. 13 (4), 4170-4191 (2013).</li>
<li>Mir, M., Bhaduri, B., Wang, R., Zhu, R., Popescu, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+Phase+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Optics%22%5BJournal%5D)">Quantitative Phase Imaging.</a> Progress in Optics. 57, 133-217 (2012).</li>
<li>Marrison, J., Räty, L., Marriott, P., O'Toole, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ptychography--a+label+free%2C+high-contrast+imaging+technique+for+live+cells+using+quantitative+phase+information%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Ptychography--a label free, high-contrast imaging technique for live cells using quantitative phase information.</a> Scientific Reports. 3, 2369(2013).</li>
<li>Falck Miniotis, M., Mukwaya, A., Gjörloff Wingren, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+holographic+microscopy+for+non-invasive+monitoring+of+cell+cycle+arrest+in+L929+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Digital holographic microscopy for non-invasive monitoring of cell cycle arrest in L929 cells.</a> PloS One. 9 (9), e106546(2014).</li>
<li>Popescu, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+imaging+of+cell+mass+and+growth+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22AJP%3A+Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Optical imaging of cell mass and growth dynamics.</a> AJP: Cell Physiology. 295 (2), C538-C544 (2008).</li>
<li>Guo, P., Huang, J., Moses, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+dormant+and+active+human+cancer+cells+by+quantitative+phase+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry.+Part+A%3A+The+Journal+of+the+International+Society+for+Advancement+of+Cytometry%22%5BJournal%5D)">Characterization of dormant and active human cancer cells by quantitative phase imaging.</a> Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Advancement of Cytometry. 91 (5), 424-432 (2017).</li>
<li>Mir, M., Bergamaschi, A., Katzenellenbogen, B. S., Popescu, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+sensitive+quantitative+imaging+for+monitoring+single+cancer+cell+growth+kinetics+and+drug+response%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Highly sensitive quantitative imaging for monitoring single cancer cell growth kinetics and drug response.</a> PloS One. 9 (2), e89000(2014).</li>
<li>Mir, M., Tangella, K., Popescu, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+testing+at+the+single+cell+level+using+quantitative+phase+and+amplitude+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Blood testing at the single cell level using quantitative phase and amplitude microscopy.</a> Biomedical Optics Express. 2 (12), 3259-3266 (2011).</li>
<li>Park, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+red+blood+cell+mechanics+during+morphological+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Measurement of red blood cell mechanics during morphological changes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (15), 6731-6736 (2010).</li>
<li>Pham, H. V., Bhaduri, B., Tangella, K., Best-Popescu, C., Popescu, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real+time+blood+testing+using+quantitative+phase+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Real time blood testing using quantitative phase imaging.</a> PloS One. 8 (2), e55676(2013).</li>
<li>Sridharan, S., Macias, V., Tangella, K., Kajdacsy-Balla, A., Popescu, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prediction+of+prostate+cancer+recurrence+using+quantitative+phase+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Prediction of prostate cancer recurrence using quantitative phase imaging.</a> Scientific Reports. 5, 9976(2015).</li>
<li>Park, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+cell+surface+area+and+deformability+of+individual+human+red+blood+cells+over+blood+storage+using+quantitative+phase+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Measuring cell surface area and deformability of individual human red blood cells over blood storage using quantitative phase imaging.</a> Scientific Reports. 6, 34257(2016).</li>
<li>Bishitz, Y., Gabai, H., Girshovitz, P., Shaked, N. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical-mechanical+signatures+of+cancer+cells+based+on+fluctuation+profiles+measured+by+interferometry%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biophotonics%22%5BJournal%5D)">Optical-mechanical signatures of cancer cells based on fluctuation profiles measured by interferometry.</a> Journal of Biophotonics. 7 (8), 624-630 (2014).</li>
</ol>

Keine Interessenkonflikte erklärt.

In dieser Studie beschreiben wir eine in-vitro-, nicht-invasiv und markierungsfreie Methode mit QPI, um die Angiogenese und nicht-angiogenen Phänotypen der menschlichen Osteosarkom Zellen quantitativ zu charakterisieren. Durch diese integrierte, Hochdurchsatz-Methode, einschließlich der Zelle, Zelle Dicke, Zellvolumen, Proliferationsrate, Verdoppelung der Zeit, Migration Direktheit, Motilität Geschwindigkeit, Migration und Motilität wurden gleichzeitig mehrere zellulären Parameter analysiert.
<p class="jove_...

Einer der frühesten Checkpoints in die Entwicklung und das Fortschreiten eines soliden Tumors ist der Erwerb von angiogenen Phänotypus, ein Markenzeichen von Krebs. Diese Progression umfasst eine Vielzahl von biochemischen und molekularen Prozessen1,2,3. Eine technische Herausforderung in der Studie von diesen wichtigen Schritt im Tumorprogression ist das Fehlen von Werkzeugen, um kontinuierlich und quantitativ charakterisieren und unterscheiden zwischen angiogenen und nicht-angiogenen Phänotypen von live Krebszellen unvoreingenommen. Die traditionelle Assays verwendet wird, um die zellulären Verhaltensweisen von Angiogenese und nicht-angiogenen Zellen untersuchen, in der Regel erfordern teure Reagenzien und Instrumente, z. B. Verbreitung/Zellwanderung assays4,5, 6,7,8,9,10,11,12,13,14 oder ergänzende in Vivo Bewertungen4,5,6,8,15,16, sowie erfordern Fachwissen und intensive Zeit und Arbeitskosten Verbrauch.
Vor kurzem hat quantitative Phase imaging (QPI) als eine neuartige Technik herausgebildet, die Time-Lapse und Kennzeichnung-freie Bewertung einer Vielzahl von Zelle Morphologie und Verhalten Parameter17,18,19, ermöglicht 20 , 21 , 22. im Gegensatz zu konventionellen Lichtmikroskopie QPI quantifiziert Variationen der Phasenverschiebung Pixel für Pixel nach Licht ein optisches Objekt durchläuft und rekonstruiert ein Autograph mit umgebauten optische Stärke und Volumen, wodurch die direkte Analyse von lebenden Zellen und die folgenden Funktionen: (1) quantitative Bildgebung, Zeitraffer und (2) nicht-invasive Bildgebung, (3) markierungsfreie Bildgebung und (4) gleichzeitige Multi-Parameter-Bildgebung. Diese Eigenschaften machen QPI ein leistungsfähiges Instrument zur Bewertung und pathologische Prozesse auf zellulärer Ebene zu verstehen.
In einer aktuellen Studie genutzt wir QPI um quantitativ charakterisieren und unterscheiden zwischen angiogenen KHOS-a und -angiogenen KHOS-N Phänotypen der menschlichen Osteosarkom Zellen in einer systematischen und quantitative Weise, Kombination von Analysen der Zellmorphologie, Proliferation und Motilität23. Bildanalyse-Software, ein Panel mit der Zelle morphologische und Verhalten wurden Parameter quantitativ zwischen angiogenen und nicht-angiogenen menschlichen Osteosarkom Zellen verglichen und fünf charakteristische Unterschiede zwischen diesen beiden identifiziert wurden Phänotypen. Dieser neuartige Ansatz bietet eine integrierte und quantitative Plattform für die Bewertung einer Vielzahl von biologisch relevante zellulären Eigenschaften.

<table><tbody><tr><td>T75-Kolben</td><td>Corning, NY, USA</td><td>353136</td><td></td></tr><tr><td>6-Well-Platten&nbsp;</td><td>Corning, NY, USA</td><td>3506</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco' s modifiziertes Eagle-Medium (DMEM)</td><td>Thermo Fisher Scientific, MA, USA</td><td>11965092</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum (FBS)</td><td>Atlanta Biologicals, GA, USA</td><td>S11550</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin Streptomycin</td><td>Thermo Fisher Scientific, MA, USA</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS)</td><td>Thermo Fisher Scientific, MA, USA</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Beckman Z1 Coulter Zähler</td><td>Beckman Coulter, IN, USA</td><td>Z1&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>HoloMonitor M4</td><td>Phase Holographic Imaging Phi AB, Lund, Schweden</td><td>M4</td><td>Mikroskop</td></tr><tr><td>Hololid</td><td>Phase Holographic Imaging Phi AB, Lund, Schweden</td><td>PHI 8020</td><td></td></tr><tr><td>HStudioM4</td><td>Phase Holographic Imaging Phi AB, Lund, Schweden</td><td>HStudioM4</td><td>Software</td></tr></tbody></table>

ein time-lapse, markierungsfreie, quantitative phase bildgebende untersuchung der ruhenden und aktiven menschlichen krebszellen

A Time-lapse, Label-free, Quantitative Phase Imaging Study of Dormant and Active Human Cancer Cells

Der Erwerb des Phänotyps Angiogenese ist ein wesentlicher Bestandteil der Flucht aus dem Tumor Dormanz. Obwohl mehrere klassische in-vitro- Assays (z. B.Proliferation, Migration und andere) und in-Vivo -Modelle entwickelt wurden, um zu untersuchen und Angiogenese und nicht-angiogenen Zelle Phänotypen zu charakterisieren, sind diese Methoden Zeit arbeitsintensiv und erfordern oft teure Reagenzien sowie Instrumente und Fachwissen. In einer aktuellen Studie haben wir eine neuartige quantitative Phase imaging (QPI) Technik Zeitraffer und Kennzeichnung-freie Charakterisierungen von Angiogenese und nicht-angiogenen menschlichen Osteosarkom KHOS Zellen führen. Ein Gremium von zellulären Parameter, einschließlich der Zellmorphologie, Proliferation und Motilität, wurden quantitativ gemessen und mit QPI analysiert. Dieser Roman und quantitativen Ansatz bietet die Möglichkeit, kontinuierlich und nicht-invasiv relevante zelluläre Prozesse, Verhaltensweisen und Eigenschaften von Krebszellen und andere Zelltypen in integrierten und einfach zu studieren. Dieser Bericht beschreibt unser experimentelle Protokoll, einschließlich Zelle Vorbereitung, QPI Erwerb und Datenanalyse.

Abbildung 1 zeigt eine typische Zelle Morphologie Charakterisierung. Bilder werden als Hologramme (Abbildung 1A-B) und 2D-Bilder (Abbildung 1-D) dargestellt. Optische Zelle dicken (berechnet aus dem Brechungsindex und optische Weglänge) werden per Linienprofil oder eine ganze Zelle Messung quantifiziert. Scatter plots der Gegend und der Dicke der KHOS-A und KHOS-N-Ze...

Ruhende und aktive Krebs Zelle Phänotypen zeichneten sich mit quantitativen Phase Bildgebung. Cell Proliferation, Migration und Morphologie-Assays wurden integriert und in einer einfachen Methode analysiert.

Ein Time-Lapse, markierungsfreie, Quantitative Phase bildgebende Untersuchung der ruhenden und aktiven menschlichen Krebszellen

The acquisition of the angiogenic phenotype is an essential component of the escape from tumor dormancy. Although several classic in vitro assays (e.g., ...

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments ist es, angiogene und nicht-angiogene Phänotypen menschlicher Osteosarkomzellen systematisch zu charakterisieren, indem Analysen der Zellmorphologie, Proliferation und Motilität kombiniert werden. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen in Bezug auf die Entstehung und Progression von Krebs beim Menschen zu beantworten. Insbesondere die Flucht aus der Tumordormanz und der endogene Schalter.Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass mit dieser integrierten, hochspreizenden Methode multizelluläre Parameter gleichzeitig analysiert werden können. Dazu gehören Zellfläche, Zelldicke, Zellvolumen, Proliferationsrate, Verdopplungszeit, Motilitätsgeschwindigkeit, Migration und Motilität. Zu Beginn erwärmen Sie das Nährmedium in einem Wasserbad auf 37 Grad Celsius.Nehmen Sie dann kryogene Fläschchen mit angiogenen und nicht-angiogenen menschlichen Osteosarkomzellen aus dem Flüssigstickstofftank. Tauchen Sie den Boden der Fläschchen in ein 37 Grad Celsius heißes Wasserbad und schütteln Sie die Kryofläschchen vorsichtig, um den Auftauprozess zu beschleunigen. Sobald die Zellen aufgetaut sind, besprühen Sie das Fläschchen mit 70%igem Ethanol und wischen Sie das Fläschchen ab, um es zu sterilisieren.Aspirieren Sie dann sofort die Zellsuspension aus dem Fläschchen und suspendieren Sie sie vorsichtig in 10 Millilitern erwärmtem Kulturmedium. Zentrifugieren Sie anschließend die Zellsuspensionen fünf Minuten lang, um die Zellen zu pelletieren. Zurück in der Haube entfernen Sie den Überstand und suspendieren das Zellpellet wieder mit 10 Millilitern erwärmtem Kulturmedium.Übertragen Sie dann die Zellsuspension in einen T75-Kolben. Pipettieren Sie die Zellsuspension mehrmals vorsichtig, um die Zellen gleichmäßig zu verteilen. Den Kolben in einen Inkubator stellen und die Zellen mindestens 12 Stunden lang anheften lassen.Wechseln Sie das Kulturmedium alle zwei bis drei Tage. Wenn die Zellen eine Konfluenz von 80 bis 100 Prozent erreichen, nehmen Sie das Nährmedium aus dem Kolben und waschen Sie die Zellen mit fünf Millilitern sterilem PBS ohne Kalzium und Magnesium. Geben Sie dann einen Milliliter einer 0,25%igen EDTA-Lösung in den Kolben und schwenken Sie den Kolben kurz.Inkubieren Sie den Kolben zwei bis drei Minuten lang und überprüfen Sie dann die Zellen unter einem Mikroskop, um sicherzustellen, dass die Zellen abgerundet und abgelöst sind. Sobald die Zellen abgelöst sind, fügen Sie mit einer Pipette 10 Milliliter Nährmedium hinzu und pipettieren Sie das Medium mehrmals vorsichtig auf und ab, um verbleibende Zellaggregate aufzubrechen. Nachdem Sie die Zellen gezählt haben, säen Sie zwei Millionen von ihnen in einen neuen T75-Kolben.Stellen Sie den Kolben in einen Inkubator und züchten Sie die Zellen auf eine Konfluenz zwischen 80 und 100 Prozent, bevor Sie die Zellen für das quantitative Phasenbildgebungsexperiment aussäen. Ernten Sie Zellen durch Tripson-Verdauung und säen Sie angiogene und nicht-angiogene humane Osteosarkomzellen in sechs Well-Platten mit einer Dichte von 50.000 bis 300.000 Zellen pro Well. Bedecken Sie die Zellen mit insgesamt fünf Millilitern Kulturmedium.Inkubieren Sie die Platten dann mindestens 12 Stunden lang, damit sich die Zellen anheften können. Ersetzen Sie das Medium vor der Bildgebung durch ein frisches Medium. Reinigen Sie einen Deckglas, indem Sie ihn mehrmals mit fließendem entionisiertem Wasser abspülen.Tauchen Sie es dann 15 Minuten lang in eine 75%ige Ethanollösung. Legen Sie den sterilisierten Abdeckschub zum Trocknen in eine Laminar-Flow-Haube. Legen Sie dann den Deckglas vorsichtig in eine Sechs-Well-Platte, um offensichtliche Blasen zu vermeiden.Legen Sie die Platte mindestens 15 Minuten lang in den Inkubator, um sie auszugleichen. Wenn sich Nebel auf dem Deckel der Platte bildet, wischen Sie ihn vor der Bildgebung mit einem sterilen Wattestäbchen sauber. Öffnen Sie die Software für die quantitative Phasenbildgebung und initialisieren Sie das System.Stellen Sie sicher, dass die Werte bei der Selbstkalibrierung von Belichtungszeit, Musterkontrast und Hologrammrauschen akzeptabel sind. Platzieren Sie dann die Sechs-Well-Platte auf dem Tisch des quantitativen Phasenbildmikroskops. Zurück in der Software klicken Sie auf Live-Aufnahme.Gehen Sie dann zum Software-Fokusmenü und wählen Sie Manuell. Gehen Sie dann zum Mikroskop-Einstellungsmenü und fokussieren Sie die Phasenbilder der Zellen grob, indem Sie den Arbeitsabstand anpassen, um Umrisse für Zellen in Phasenbildern zu erhalten. Wenn Sie fertig sind, kehren Sie zum Fokusmenü der Software zurück und ändern Sie die Fokuseinstellung auf automatisch.Klicken Sie nun auf Neues Experiment. Beginnen Sie mit der Auswahl der Bildaufnahmepositionen mit der Maus oder den Pfeiltasten auf dem Ziffernblock. Klicken Sie nach jeder Auswahl auf Speichern.Nachdem Sie alle Positionen ausgewählt haben, gehen Sie zum Zeitrafferbereich und stellen Sie die Bildgebungsintervalle so ein, dass sie kürzer als fünf Minuten sind und der Gesamtzeitraum 48 Stunden beträgt. Starten Sie das Experiment, indem Sie auf Erfassen klicken. Dadurch werden Bilder automatisch an den ausgewählten Positionen zu jedem Intervallzeitpunkt fokussiert und aufgenommen.Analysieren Sie nach der Bildaufnahme die Morphologie der Zellen, indem Sie zunächst auf Zellen identifizieren klicken. Passen Sie die numerische Einstellung für den Hintergrundschwellenwert so an, dass die Zellenbereiche gut vom Hintergrundrauschen getrennt sind. Passen Sie als Nächstes die Einstellnummer für die Objektgröße an, um sicherzustellen, dass jede Zelle nur einen Kern hat.Ändern Sie alle Zellensegmente, die dieser Anforderung nicht entsprechen, manuell, indem Sie manuelle Änderungen verwenden. Verwenden Sie dann die Funktion "Daten analysieren" in der Software, um Zellen zu analysieren. Starten Sie eine neue Datenanalyse, indem Sie auf Neue Analyse klicken.Ziehen Sie ausgewählte Bilder auf die Registerkarte "Quellbilder" und notieren Sie die Parameter der Zellmorphologie, einschließlich der Zellfläche, der optischen Dicke und des Volumens für jede einzelne Zelle. Wenn Sie fertig sind, wählen Sie den Streudiagramm- oder Histogrammmodus und exportieren Sie die Daten als Tabellen oder Abbildungen. Wählen Sie mindestens fünf Bilder im Abstand von 12 Stunden aus und notieren Sie die von der Software bereitgestellten Zellennummern.Schätzen Sie die Proliferationsrate der Zellen, indem Sie mit den ursprünglichen Zellzahlen normalisieren und dann die Zellzahlen darstellen. Schätzen Sie schließlich die Verdopplungszeit, indem Sie die Datenpunkte mit einer exponentiellen Wachstumskurve anpassen. Um die Zellbewegung zu analysieren, verwenden Sie die Funktion "Zellen verfolgen" in der Software.Klicken Sie zunächst auf Neue Analyse, um eine neue Datenanalyse zu starten. Ziehen Sie dann eine Reihe von Bildern aus dem gewünschten Zeitraum auf die Registerkarte Quell-Frames. Wählen Sie anschließend im Auswahlmodus Zellen hinzufügen nach dem Zufallsprinzip 10 bis 30 Zellen aus, indem Sie darauf klicken.Überprüfen Sie unbedingt die Nachverfolgung in der Bilderreihe. Für den Fall, dass das System den Überblick über eine Zelle verliert oder die falsche Zelle verfolgt, passen Sie die Tracking-Zelle manuell an, indem Sie auf Identifizieren klicken, um Zellen zu identifizieren, oder indem Sie in den Auswahlmodus wechseln und auf Position ändern klicken, um die Position einer Zelle zu ändern. Wenn Sie fertig sind, gehen Sie zu Plot-Bewegung, und wählen Sie Zeilen Plot der Zellentrajektorien aus, oder gehen Sie zu Plot-Features und Plot für die anderen bewegungsbezogenen Parameter, wie z. B. Motilitätsgeschwindigkeit, Motilität, Migration und Migrationsdirektheit.Exportieren Sie die Daten in Form von Tabellen oder Abbildungen. In diesem Protokoll werden quantitative Phasenbilder als Hologramme dargestellt. Die hier gezeigten Zellen zeigen die typische Zellmorphologie für angiogene und nicht-angiogene humane Osteosarkomzellen.Die Zelldicke wird aus dem Brechungsindex und der optischen Weglänge berechnet und hier als Streudiagramm dargestellt. Die beiden unterschiedlichen Zellphänotypen wiesen unterschiedliche Verteilungsmuster auf und deuten darauf hin, dass die angiogenen Zellen kleinere Zellflächen und eine größere Zelldicke aufweisen als die nicht-angiogenen Zellen. Die Zellproliferationsrate der beiden Zelltypen lässt sich aus solchen 2D-Bildern berechnen, die segmentiert wurden und sich über den Zeitraum von zwei Tagen erstrecken.Für diese spezifischen Zelltypen wurden keine signifikanten Unterschiede gefunden. Um die Zellbewegungseigenschaften für die Zellen zu bestimmen, müssen einzelne Zellen ausgewählt und über die Zeit verfolgt werden. Hier werden die getrackten Zellen mit unterschiedlichen Farben umrandet.Jede einzelne Zelle wurde über einen Zeitraum von vier Stunden mit ihrer hier beschriebenen Gesamtpfadbahn verfolgt, wobei der Nullpunkt ihr Startpunkt ist und ihre endgültige Position durch den farbigen Punkt angezeigt wird. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie mit quantitativer Phasenbildgebung eine Reihe von Zellmorphologie- und Verhaltensparametern quantitativ vergleichen können. In diesem Fall zwischen angiogenen und nicht-angiogenen Zellphänotypen.Nach dieser Entwicklung ebnete diese Technik den Weg für Forscher auf dem Gebiet der Krebsforschung, um den Ausweg aus der Tumorruhe und die Rolle der Angiogenese in diesem Prozess zu erforschen. In einer kontinuierlichen und nicht etikettierenden Plattform. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit menschlichen Zelllinien äußerst gefährlich sein kann und bei der Durchführung dieses Verfahrens immer Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen persönlicher Schutzausrüstung getroffen werden sollten.

a-time-lapse-label-free-quantitative-phase-imaging-study-dormant

Research

Forschung

JoVE Journal

Cancer Research

Krebsforschung

Dieses Video demonstriert die markierungsfreie Identifizierung der Lymphozytenmorphologie und -biochemie durch quantitative 3D-Phasenbildgebung. Diese Technik ermöglicht eine gründliche Analyse von Lymphozyten und deckt ihre inneren Strukturen und Eigenschaften auf, ohne dass Markierungsverfahren erforderlich sind.

Dreidimensionale quantitative Phasenbildgebung zur Charakterisierung von Lymphozyten-Subtypen

Quelle: Parker, J. J., et al. Ein organotypisches Schnittkulturmodell des humanen Glioblastoms zur Untersuchung der Migration von Tumorzellen und der patientenspezifischen Wirkungen von antiinvasiven Medikamenten. J. Vis. Exp. (2017)Dieses Video zeigt die Bildgebung von Glioblastom-Gewebeschnitten, die grün fluoreszierendes Protein (GFP) exprimieren, mittels konfokaler Mikroskopie. Hochauflösende Bilder werden in gleichbleibenden Abständen aufgenommen, um die Bewegung und Richtung der...

Bildgebung der Migration von Tumorzellen im Glioblastomgewebe mittels konfokaler Zeitraffer-Scanning-Mikroskopie

Zeitraffer-Bildgebung verwendet wird, um das Verhalten von primären präneoplastischen Brustepithelzellen aus gentechnisch veränderten Mausmodellen Brustkrebsrisiko abgeleitet, um zu bestimmen, ob es Korrelationen zwischen spezifischen Verhaltensparametern und unterschiedlichen genetischen Läsionen sind beurteilen.

Zeitraffer-Imaging of Primary Präkanzeröse Brustepithelzellen aus gentechnisch veränderten Mausmodellen der Breast Cancer Abgeleitet

Hier beschreiben wir eine Methode der Langzeit-Zeitraffermikroskopie, um einzelne Zellen als Reaktion auf Anti-Krebs-Therapeutika longitudinal zu verfolgen.

Durch den Spiegel: Zeitraffer-Mikroskopie und Longitudinal-Tracking von Einzelzellen Anti-Krebs-Therapeutika zu studieren

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung von Multiphotonen - Mikroskopie ausgedehnte Zeitraffer-Bildgebung von mehrzelligen Interaktionen in Echtzeit durchzuführen, in vivo auf Einzelzellauflösung.

Erweiterte Zeitraffer-Intravital Imaging von Echtzeit-Vielzellige Dynamics im Tumormikromilieu

Live Cell Imaging bietet eine Fülle von Informationen über einzelne Zellen oder ganze Bevölkerungen, die unerreichbar ist von festen Cell imaging allein. Hier werden live-Cell imaging Protokolle Zelle Schicksal Entscheidungen nach der Behandlung mit Anti-mitotische Droge Paclitaxel bewerten beschrieben.

Langfristige Leben-Cell Imaging zu Zelle Schicksal als Reaktion auf Paclitaxel bewerten

Makrophagen-phagozytische Aktivität gegen Krebszellen, insbesondere 4T1 Maus-Mammakarzinom-Zellen, wurde in dieser Studie abgebildet. Das Modell der Kokultur von Lebenden Zellen wurde mit einer Kombination aus fluoreszierender und differentialer Interferenzkontrastmikroskopie erstellt und beobachtet. Diese Bewertung wurde mit Hilfe von Bildverarbeitungssoftware zur Entwicklung von Multipoint-Zeitraffervideos abget/die sich erstellt haben.

Time-Lapse 2D Imaging der phagozytischen Aktivität in M1 Macrophage-4T1 Maus-Mammary Karzinom-Zellen in Kokulturen

In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll zur Untersuchung der Rate der programmierten Zelltodinitiierung vor, indem wir inokulierte Blätter nach der Induktion des Zelltods kontinuierlich abbilden.

Untersuchung der Initiierung des Zelltods mit einem digitalen Mikroskop

Hier stellen wir eine Methode zur Bildgebung lebender Zellen zur Verfügung, mit der die Abstammungslinien von Keratinozyten der Passage 0 manuell verfolgt werden können und die die Erfassung von Proliferationsmetriken ermöglicht, einschließlich des Verschicksals der Zellteilung und der Zellzyklusdauer.

Live-Zell-Imaging mit Zeitrafferfotografie zur Untersuchung der Proliferationskinetik der epidermalen Keratinozyten

Dieses Protokoll stellt einen multimodalen Ansatz dar, der Raman-Spektroskopie und tomographische Phasenmikroskopie für eine markierungsfreie, nicht-invasive Phänotypisierung lebender menschlicher Brustkrebszellen kombiniert. Es umfasst eine benutzerfreundliche, human-bias-freie Analysepipeline für eine schnelle, quantitative morphochemische Analyse, die detaillierte molekulare und strukturelle Einblicke mit Anwendungen in der Krebsforschung und Zellbiologie liefert.

Ein multimodales Bildgebungs-Framework zur Verbesserung der Phänotypisierung von lebenden markierungsfreien Brustkrebszellen

Erfahren Sie quantitative Phasenmikroskopie zur Charakterisierung angiogener und nicht-angiogener Phänotypen menschlicher Osteosarkomzellen. Diese markierungsfreie Methode analysiert Morphologie, Proliferation und Motilität gleichzeitig.

Ein Time-Lapse, markierungsfreie, Quantitative Phase bildgebende Untersuchung der ruhenden und aktiven menschlichen Krebszellen

Weitere Videos entdecken