Name: Eine Minimal-Invasive Modell Endochondral Frakturheilung bei Mäusen unter standardisierten Bedingungen biomechanische Analyse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 41 s
Description: Lernen Sie eine minimal-invasive Osteosynthesetechnik zur standardisierten Stabilisierung von Femurfrakturen bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Analyse der endochondralen Knochenheilung unter kontrollierten biomechanischen Bedingungen.

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Diese Arbeit wurde von der RISystem AG, Davos, Schweiz unterstützt.

Alle Verfahren wurden nach den Richtlinien der National Institutes of Health für den Einsatz von Versuchstieren durchgeführt und institutionellen Leitlinien (Forschungsdefizite Für Verbraucherschutz, Zentralstelle Amtstierärztlicher Dienst, Saarbrücken, gefolgt (Deutschland).
1. Vorbereitung von chirurgischen Instrumenten und Implantaten
<ol><li>Wählen Sie eine Skalpellklinge (Größe 15), einen kleinen Tupfer, feine Pinzette, 27 G Nadel, ein 5: 0-nicht resorbierbare Naht, Schere und einen Nadelhalter aus der mikrochirurgischen Instrument.</li>
	<li>Entpacken Sie die intramedulläre Schraube, den Führungsdraht (0,3/0,2 mm Durchmesser, 10 cm Länge), Zentrier-Bohrer (0,5 mm Durchmesser) und die Handbohrmaschine (Abbildung 1; siehe Tabelle of Materials). Hinweis: Die intramedulläre Schraube (0,5 mm Durchmesser, Länge 17,2 mm) besteht aus medizinischem Edelstahl für retrograde Implantation in den Oberschenkelknochen. Die Schraube hat einen proximalen Thread (0,5 mm Durchmesser, 4 mm Länge) mit einer Nase (0,2 mm Durchmesser, 0,4 mm Länge) an der Spitze und distalen kegelförmigen Kopf (0,8 mm Durchmesser, Länge 0,9 mm), Fraktur Kompression sowie axial- und Rotations-Stabilität zu erreichen.</li>
	<li>Setzen Sie der Implantate und alle chirurgischen Instrumente für eine desinfizierende Lösung (96 % igem Alkohol) für 5 min oder Sterilisieren Sie (Dampfsterilisation, 130 ° C, 25 min). Legen Sie nach Desinfektion oder Sterilisation die Instrumente auf einem Betrieb Tuch. Positionieren Sie das Betrieb Tuch direkt neben dem kleinen Tier OP-Tisch.</li>
</ol>(2) Tiere, Anästhesie und Analgesie
<ol><li>Wählen Sie die Belastung, Alter und Geschlecht der Mäuse nach der Studie-Frage, die angesprochen wird. Hinweis: Für diese Studie wurden 12 bis 14 Wochen alten männliche CD-1 Mäusen verwendet. Das entsprechende Körpergewicht die intramedulläre Schraube zu verwenden ist zwischen 25-35 g.</li>
	<li>Die Mäuse mit einer intraperitonealen Injektion von 15 mg/kg Xylazin und 75 mg/kg Ketamin zu betäuben. Bestätigen Sie die Anesthetization von Zehe Prise. Wenden Sie Auge Schmiermittel zum Schutz der Tiere Augen vor dem Austrocknen während der Narkose. Platzieren Sie nach Induktion der Anästhesie den Mauszeiger unter einem Heizkörper Wärme um die Körpertemperatur konstant zu halten. Während des Verfahrens wurden Tiere mit wiederholten Zehe Prise Sicherstellung eine geeignete Ebene der Narkose überwacht.</li>
	<li>Beantragen Sie Tramadol-Hydrochlorid in das Trinkwasser (1,0 mg/mL) Analgesie ab 1 Tag vor der Operation bis zum 3. Tag nach der Operation. Hinweis: Analgesie und Infektion Prävention sollte in Absprache mit den jeweiligen Richtlinien des Landes und der Institution wo sind die Experimente durchgeführt werden.</li>
</ol>(3) chirurgischen Eingriff und intramedulläre Schraube Implantation
<ol><li>Rasieren Sie vor der Operation das gesamte rechts Hinterbein und wenden Sie eine Enthaarungscreme an. Entfernen Sie nach 5 min die Creme und reinigen Sie das Bein mit Wasser zu. Wenden Sie dann eine Desinfektionslösung mit 96 % igem Alkohol. Betadine oder Chlorhexidin kann der Alkohol vollständig Asepsis sicherzustellen hinzugefügt werden.</li>
	<li>Platzieren Sie unter aseptischen Bedingungen den Mauszeiger in die Rückenlage auf dem kleinen Tier OP-Tisch. Beugen Sie das rechte Knie an einem anterioren Zugang zu den Kondylen des Knies zu ermöglichen. Führen Sie einen 5 mm mediale Parapatellar Schnitt am rechten Knie mit dem Skalpell-Messer.</li>
	<li>Das Patella Band vorsichtig mit dem Skalpell-Messer und den Tupfer zu mobilisieren. Dann, Verschieben der Kniescheibe seitlich mit den feinen Pinzette interkondylären Kerbe des Oberschenkelknochens aussetzen.</li>
	<li>Öffnen Sie die interkondylären Kerbe genau in der Mitte des Femur zwischen beiden Kondylen. Achten Sie darauf, nicht 1,0 mm in der Tiefe für die Bohrung.<ol>
<li>Start manuelle Bohren mit einer langsamen Geschwindigkeit und einem 45° Offset ventral, der Femur-Achse mit dem 0,5 mm Zentrierung Bohrer und Handbohrer (Abbildung 1 und D, Abbildung 2). Während des Bohrens kontinuierlich sinken Sie den Winkel 0° Offset (parallel mit der Knochen-Achse des Femur). Bei eine Tiefe von 1,0 mm erreichen Bohren zu stoppen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Nach dem Öffnen des Knochens an der interkondylären Kerbe, setzen Sie die 27 G Nadel in den intramedullären Hohlraum über die ganze Länge des Oberschenkelknochens. Ries die intramedulläre Hohlraum des Oberschenkelknochens manuell durch Drehbewegungen der 27 G Nadel. Schieben Sie die Nadel nach vorne um zu die Kortikalis auf den Trochanter Major proximal zu perforieren.</li>
	<li>Entfernen Sie die 27 G Nadel und wenden Sie den Führungsdraht durch den distalen Teil des Oberschenkelknochens.<ol>
<li>Machen Sie einen Hautschnitt mit einem Skalpellklinge (Größe 15) proximal über den Führungsdraht und schieben Sie den Führungsdraht nach vorne, bis beide Enden des Führungsdrahtes außerhalb sind. Achten Sie darauf, den Führungsdraht in Position zu halten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Erstellen einer definierten geschlossene Fraktur mit der Guillotine.<ol>
<li>Platzieren Sie den Mauszeiger in Seitenlage mit dem rechten Bein unter die Guillotine. Stellen Sie sicher, dass die Diaphysen Teil des Oberschenkelknochens in der Mitte der Guillotine platziert wird.</li>
		<li>Ziehen Sie das Gewicht (200 g) aus den definierten Abstand von 25,5 cm.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Die Konfiguration der Fraktur und Fraktur Position sowie die Position des Führungsdrahtes (Abbildung 3) mit dem Röntgengerät zu kontrollieren (siehe Tabelle der Materialien).</li>
	<li>Schließen Sie die intramedulläre Schraube mit der Nase am distalen Ende um 0,2 mm Führungsdraht und stecken Sie ihn in das Femur unter ständigem Druck und Drehung im Uhrzeigersinn.<ol>
<li>Scher der Antriebswelle wenn genügend Drehmoment erreicht wird.</li>
		<li>Entfernen Sie den Führungsdraht proximal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Positionieren Sie die Patella und befestigen Sie Patellasehne zu den Muskeln mit einer einzigen Naht mit einem 5: 0 Synthetik, Monofile, nonabsorbable Polypropylen Naht. Verwenden Sie einzelne Fäden aus dem selben Material und Größe, um die Wunde zu schließen. Die Reduzierung der Fragmente und der Schneckenposition radiologisch mit dem Röntgengerät zu kontrollieren (siehe Tabelle der Materialien).</li>
	<li>Halten Sie die Tiere unter der Hitze-Heizkörper, bis sie aus der Narkose zu erholen. Nicht unbeaufsichtigt lassen die Tiere bis sie ausreichend aufwachte haben um ventrale liegen zu erhalten. Die Tiere in einzelne Käfige in der Tierstation zurück. Nicht zurück die Tiere an die Gesellschaft anderer Tiere während der ersten 24 h, auch wenn sie aus der Narkose vollständig erholt haben.</li>
	<li>Verfolgen Sie die Tiere sorgfältig jeden Tag. Postoperative Analgesie mit Tramadol-Hydrochlorid in das Trinkwasser mit einer Dosierung von 1,0 mg/mL in den ersten drei Tagen zu erhalten. Weiter Analgesie, wenn am 4. Tag nach der Operation, die Tiere immer noch Schmerzen, Beweis durch Vokalisierung, Unruhe, mangelnde Mobilität, scheitern zu pflegen, abnorme Körperhaltung und Mangel an normale Zinsen in einer Umgebung. Analgesie zu kündigen, wenn die Tiere sind schmerzfrei.</li>
	<li>Am Ende des Experiments einschläfern des Tieres durch eine Überdosierung von Barbituraten.</li>
</ol>

<ol><li>Jacenko, O., Olsen, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+mouse+models+in+studies+of+skeletal+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22J+Rheumatol+Suppl%22%5BJournal%5D)">Transgenic mouse models in studies of skeletal disorders.</a> J Rheumatol Suppl. 43, 39-41 (1995).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+bone+healing+models%3A+standards%2C+tips%2C+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li>
<li>Bonnarens, F., Einhorn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+a+standard+closed+fracture+in+laboratory+animal+bone%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone.</a> J Orthop Res. 2 (1), 97-101 (1984).</li>
<li>Holstein, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+stable+closed+femoral+fracture+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Development of a stable closed femoral fracture model in mice.</a> J Surg Res. 153 (1), 71-75 (2009).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+analysis+of+rotational+stiffness+of+different+osteosynthesis+techniques+in+mouse+femur+fracture%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Ex vivo analysis of rotational stiffness of different osteosynthesis techniques in mouse femur fracture.</a> J Orthop Res. 27 (9), 1152-1156 (2009).</li>
<li>Claes, L., Augat, P., Suger, G., Wilke, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+size+and+stability+of+the+osteotomy+gap+on+the+success+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Influence of size and stability of the osteotomy gap on the success of fracture healing.</a> J Orthop Res. 15 (4), 577-584 (1997).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+healing+process+in+non-stabilized+and+stabilized+femur+fractures+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Orthop+Trauma+Surg%22%5BJournal%5D)">Characterization of the healing process in non-stabilized and stabilized femur fractures in mice.</a> Arch Orthop Trauma Surg. 136 (2), 203-211 (2016).</li>
<li>Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+intramembranous+ossification+during+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">A model for intramembranous ossification during fracture healing.</a> J Orthop Res. 20 (5), 1091-1098 (2002).</li>
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<li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+technique+for+internal+fixation+of+femoral+fractures+in+mice%3A+impact+of+stability+on+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">A new technique for internal fixation of femoral fractures in mice: impact of stability on fracture healing.</a> J Biomech. 41 (8), 1689-1696 (2008).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+internal+locking+plate+to+study+intramembranous+bone+healing+in+a+mouse+femur+fracture+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model.</a> J Orthop Res. 28 (3), 397-402 (2010).</li>
<li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+LockingMouseNail-a+new+implant+for+standardized+stable+osteosynthesis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">The LockingMouseNail-a new implant for standardized stable osteosynthesis in mice.</a> J Surg Res. 169 (2), 220-226 (2011).</li>
<li>Histing, T., Klein, M., Stieger, A., Stenger, D., Steck, R., Matthys, R., Holstein, J. H., Garcia, P., Pohlemann, T., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+to+analyze+metaphyseal+bone+healing+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">A new model to analyze metaphyseal bone healing in mice.</a> J Surg Res. 178 (2), 715-721 (2012).</li>
<li>Histing, T., Menger, M. D., Pohlemann, T., Matthys, R., Fritz, T., Garcia, P., Klein, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Intramedullary+Locking+Nail+for+Standardized+Fixation+of+Femur+Osteotomies+to+Analyze+Normal+and+Defective+Bone+Healing+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice.</a> J Vis Exp. (117), (2016).</li>
<li>Hiltunen, A., Vuorio, E., Aro, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+standardized+experimental+fracture+in+the+mouse+tibia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">A standardized experimental fracture in the mouse tibia.</a> J Orthop Res. 11 (2), 305-312 (1993).</li>
<li>Manigrasso, M. B., O'Connor, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+closed+femur+fracture+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Trauma%22%5BJournal%5D)">Characterization of a closed femur fracture model in mice.</a> J Orthop Trauma. 18 (10), 687-695 (2004).</li>
<li>Holstein, J. H., Menger, M. D., Culemann, U., Meier, C., Pohlemann, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+locking+femur+nail+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Development of a locking femur nail for mice.</a> J Biomech. 40 (1), 215-219 (2007).</li>
<li>Claes, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+factors+on+the+fracture+healing+process%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Orthop+Relat+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical factors on the fracture healing process.</a> Clin Orthop Relat Res. 355 Suppl, S132-S147 (1998).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessenkonflikte.

Wichtige Schritte des chirurgischen Eingriffs, den richtige Einstiegspunkt für die Implantation der Schraube in der Mitte des Femur Kondylen an der interkondylären Kerbe sowie die optimale Ausrichtung der Nadel parallel zur Achse für das Reiben von Knochen zu finden sind die intramedulläre Hohlraum. Um eine falsche Eingabe-Position zu vermeiden, sollte der Chirurg die Kerbe vorbereiten, bis eine optimale Sicht erreicht ist. Um die Orientierung beim reiben zu kontrollieren, sollte das Femur der Mäuse mit den Fingern in ei...

Knochen Heilung Studien an Mäusen sind in der großen Nachfrage wegen ein breites Spektrum von Antikörpern und gentechnisch veränderte Tiere. Diese Tatsachen lassen um die molekularen Mechanismen der Knochenheilung1zu studieren. In den letzten Jahren entwickelt verschiedene Knochenheilung Modelle für Mäuse wurden2. Diese Modelle können in offene Modelle, in die Knochen osteotomized ist mit einem offenen seitlichen chirurgischen Ansatz und geschlossene Modelle, in denen der Knochen gebrochen ist, basierend auf dem Bruch-Modell von Bonnares und Einhorn3eingeführt unterteilt werden. Mit diesem Verfahren eine standardisierte Quere Fraktur kann durch ein 3-Punkt-Biegung-Gerät erzeugt werden und intramedulläre Implantate eingesetzt werden, durch einen kleinen medialen Parapatellar Schnitt in einer minimal-invasiven Technik einen großen weichen Gewebetrauma zu vermeiden.
Die intramedulläre Schraube kann für geschlossene Fraktur Stabilisierung bei Mäusen angewendet werden. Die Schnecke bietet Rotations- und axiale Stabilität. Dies wird durch die Kompression der Fraktur durch einen proximalen Thread und eine distale Kopf4erreicht. Weitere Vorteile der Schraube sind der einfache Operationstechnik, niedrige Grad der Invasivität, die niedrige Implantat-Gewicht und vor allem eine höhere Stabilität, die Bereitstellung von standardisierten und kontrollierter biomechanischer Bedingungen im Vergleich zu anderen intramedulläre 5-Implantate. In der Tat in den meisten geschlossenen Fraktur-Modellen, die Fragmente sind nur durch einfache Pins, die einen völligen Mangel an Rotations- und axiale Stabilität und ein hohes Risiko für Pin zugeordnet ist stabilisiert und auch Fraktur Dislokation. Dies kann deutlich den Heilungsprozess beeinflussen die verzögerte Heilung oder Pseudarthrose Bildung führen können.
Es ist bekannt, dass die Stabilität der Frakturfixation einen enormen Einfluss auf die heilenden Prozess6,7 hat. Eine hohe starre Fixierung führen intramembranous Heilung, während eine weniger starre Fixierung, die Micromovements in den Frakturspalt ermöglichen kann, im Endochondral Heilung ergeben. Stabilisierung der Fraktur mit der intramedullären Schraube zeigt überwiegend eine Endochondral Heilung mit einer großen Menge von Kallus Gewebe, besonders nach 2 Wochen der Frakturheilung. Die Möglichkeit, eine große Menge von Kallus Gewebe zu ernten ermöglicht die Analyse von mehreren Parametern durch verschiedene Techniken.
Hier berichten wir über die Gestaltung und Anwendung der intramedullären Schraube bei Mäusen, sowie auf ihre vor- und Nachteile in experimentellen Studien über normale Endochondral Knochenheilung.

<table><tbody><tr><td>Mausschraube</td><td>RISystem AG</td><td>221.100</td><td></td></tr><tr><td>Führungsdraht</td><td>RISystem AG</td><td>521.100</td><td></td></tr><tr><td>Zentrierbohrer</td><td>RISystem AG</td><td>590.205</td><td></td></tr><tr><td>Handbohrmaschine</td><td>RISystem AG</td><td>390.130</td><td></td></tr><tr><td>Wattestäbchen (150 mm, kleiner Kopf)</td><td>Fink Walter GmbH</td><td>8822428</td><td></td></tr><tr><td>Naht (5-0 Prolene)</td><td>Ethicon</td><td>8614H</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>Braun Aesculap AG & CoKG</td><td>BD520R</td><td></td></tr><tr><td>Schere</td><td>Braun Aesculap AG & CoKG</td><td>BC100R</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>Braun Aesculap AG & CoKG</td><td>BM024R</td><td></td></tr><tr><td>27 G Nadel</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>9186182</td><td></td></tr><tr><td>Skalpellklinge Gr. 15</td><td>Braun Aesculap AG & CoKG</td><td>16600525</td><td></td></tr><tr><td>Heizkörper</td><td>Sanitas</td><td>605.25</td><td></td></tr><tr><td>Enthaarungscreme</td><td>Asid bonz GmbH</td><td>NDXZ10</td><td></td></tr><tr><td>Augengleitmittel</td><td>Bayer Vital GmbH</td><td>2182442</td><td></td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>Bayer Vital GmbH</td><td>1320422</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Serumwerke Bernburg</td><td>7005294</td><td></td></tr><tr><td>Tramadol</td><td>Gr& uuml; nenthal GmbH</td><td>2256241</td><td></td></tr><tr><td>Desinfektionslösung (SoftaseptN)</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>8505018</td><td></td></tr><tr><td>CD-1 Mäuse</td><td>Charles River</td><td>22</td><td></td></tr><tr><td>Röntgengerät</td><td>Faxitron MX-20, Faxitron Röntgen Corporation</td><td>2321A0988</td><td></td></tr><tr><td>Frakturgerät klein</td><td>RISystem AG</td><td>891,100</td><td></td></tr></tbody></table>

eine minimal-invasive modell endochondral frakturheilung bei mäusen unter standardisierten bedingungen biomechanische analyse

A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

Heilende Knochenmodelle sind notwendig, um die komplexen Mechanismen der Frakturheilung zur Verbesserung der klinischen Frakturbehandlung analysieren. Während des letzten Jahrzehnts wurde ein vermehrter Einsatz von Mausmodellen in der orthopädischen Forschung festgestellt, wahrscheinlich weil Maus-Modelle eine große Anzahl von genetisch veränderten Stämmen und spezielle Antikörper für die Analyse der molekularen Mechanismen der Frakturheilung bieten. Um die biomechanischen Bedingungen zu steuern, sind gut charakterisierten Osteosynthese-Techniken obligatorisch, auch bei Mäusen. Hier berichten wir über die Gestaltung und Nutzung von einem geschlossenen Knochenheilung Modell Femur-Frakturen bei Mäusen zu stabilisieren. Die intramedulläre Schraube, medizinischem Edelstahl bietet durch Bruch Kompression eine axiale und rotatorische Stabilität im Vergleich zu der am meisten verwendete einfache intramedulläre Pins, die einen völligen Mangel an axial- und Rotations-Stabilität zeigen. Die Stabilität erreicht, indem die intramedulläre Schraube ermöglicht die Analyse der Endochondral Heilung. Eine große Menge von Kallus Gewebe, erhielt nach der Stabilisierung mit der Schraube, bietet ideale Bedingungen zum Gewebe für biochemische und molekulare Analysen zu ernten. Ein weiterer Vorteil der Verwendung der Schraube ist die Tatsache, dass die Schraube in das Femur mit einer minimal-invasiven Technik eingefügt werden kann, ohne Schäden an den Weichteilen. Zusammenfassend ist die Schraube ein einzigartiges Implantat, die ideal einsetzbar in geschlossenen Frakturheilung Modelle bieten standardisierte biomechanische Bedingungen.

Die Betriebszeit von Hautschnitt Verschluss aufgezogen war 20 min. Die Operation kann ohne ein Stereo-Mikroskop durchgeführt werden. Postoperativ wurden die Tiere täglich überwacht. Postoperative Analgesie wurde nach 2 Tagen abgebrochen, da keines der Tiere Beweis der Schmerz nach dieser Zeit zeigte. Die Tiere zeigten auch normale Belastung innerhalb von 2 Tagen nach der Operation. Wundinfektionen wurden nicht während des gesamten Beobachtungszeitraums beobachtet.
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Dieses Protokoll beschreibt eine minimal-invasive Osteosynthese-Technik mit einem intramedullären Schraube für standardisierte Stabilisierung des Femur-Frakturen, die zum Analysieren der Endochondral Knochenheilung bei Mäusen.

Eine Minimal-Invasive Modell Endochondral Frakturheilung bei Mäusen unter standardisierten Bedingungen biomechanische Analyse

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an ...

Das übergeordnete Ziel dieser Operationstechnik ist es, standardisierte Bedingungen für die Analyse der Frakturheilung bei Mäusen zu schaffen. Diese Methode kann dazu beitragen, zentrale Fragen der Frakturheilungsforschung zu beantworten, wie z.B. die Rolle verschiedener Wachstumsfaktoren bei den Mechanismen der Knochenreparatur. Der Hauptvorteil dieses Verfahrens besteht darin, dass es in einer minimal-invasiven Technik eingesetzt werden kann und standardisierte biomechanische Bedingungen für die Untersuchung der endochondralen Frakturheilung bei Mäusen bietet.Im Folgenden wird Philipp, ein Student, den chirurgischen Ablauf demonstrieren. Stellen Sie zunächst sicher, dass alle erforderlichen sterilen chirurgischen Instrumente und Materialien auf einem Operationstuch direkt neben dem Operationstisch für Kleintiere positioniert werden. Für diese Studie wurden 12 bis 14 Wochen alte männliche CD-1-Mäuse verwendet.Nach Einleitung der Anästhesie mit einer zugelassenen Methode bestätigen Sie die Anästhesie durch das Fehlen einer Reaktion auf ein Zehenklemmen. Tragen Sie Augenschmiermittel auf, um die Augen während der Narkose vor dem Austrocknen zu schützen, und legen Sie die anästhesierte Maus unter einen Wärmestrahler, um die Körpertemperatur konstant zu halten. Vor der Operation das gesamte rechte Hinterbein rasieren und eine Enthaarungscreme auftragen.Entfernen Sie nach fünf Minuten die Creme und reinigen Sie das Bein mit Wasser. Tragen Sie dann eine Desinfektionslösung mit 96%igem Alkohol auf. Legen Sie die Maus in Rückenlage auf den Kleintier-OP-Tisch.Beugen Sie unter aseptischen Bedingungen das rechte Knie, um einen vorderen Zugang zu den Kondylen des Knies zu ermöglichen. Verwenden Sie eine Skalpellklinge, um einen fünf Millimeter langen medialen parapatellaren Schnitt am rechten Knie durchzuführen. Mobilisieren Sie das Patellaband vorsichtig mit der Skalpellklinge und dem Tupfer.Verschieben Sie dann mit einer feinen Pinzette die Patella seitlich, um die interkondyläre Kerbe des Oberschenkelknochens freizulegen. Öffnen Sie die Interkondylkerbe genau in der Mitte des Femurs zwischen den beiden Kondylen. Verwenden Sie eine Handbohrmaschine mit einem 0,5-Millimeter-Zentrierbohrer und beginnen Sie mit langsamer Geschwindigkeit und einem 45-Grad-Versatz nach vorne zur Oberschenkelachse.Verringern Sie während des Bohrens den Winkel kontinuierlich auf null Grad Versatz, bis er parallel zur Knochenachse des Oberschenkelknochens ist. Stoppen Sie das Bohren, wenn eine Tiefe von einem Millimeter erreicht ist. Führen Sie eine 27-Gauge-Nadel über die gesamte Länge des Femurs in die Markhöhle ein und reiben Sie die Markhöhle des Femurs manuell mit einer Drehbewegung auf.Schieben Sie dann die Nadel nach vorne, um den kortikalen Knochen am Trochanter major proximal zu perforieren. Entfernen Sie die 27-Gauge-Nadel und führen Sie den Führungsdraht durch den distalen Teil des Femurs an. Verwenden Sie dann eine Skalpellklinge der Größe 15, um einen Hautschnitt proximal über dem Führungsdraht zu machen.Halten Sie den Führungsdraht an Ort und Stelle, während Sie ihn nach vorne schieben, bis beide Enden des Führungsdrahts außen sind. Um eine definierte geschlossene Fraktur mit der Guillotine zu erzeugen, platzieren Sie die Maus in einer seitlichen Position mit dem rechten Bein unter der Guillotine. Achten Sie darauf, dass der diaphysäre Teil des Oberschenkelknochens in der Mitte der Guillotine platziert wird.Lassen Sie das 200-Gramm-Gewicht aus der definierten Entfernung von 7,6 Zentimetern fallen. Verwenden Sie das Röntgengerät, um die Bruchkonfiguration und -position sowie die Position des Führungsdrahtes zu kontrollieren. Verwenden Sie die Nase am distalen Ende der Markschraube, um sie mit dem 0,2 Millimeter Führungsdraht zu verbinden.Führen Sie es unter kontinuierlichem Druck und im Uhrzeigersinn in den Oberschenkelknochen ein. Bei Erreichen des ausreichenden Drehmoments die Gelenkwelle abscheren und dann den Führungsdraht proximal entfernen. Positionieren Sie die Patella neu und befestigen Sie die Patellasehne mit einer einzigen Naht mit einem 5-0 synthetischen Monofilament aus nicht resorbierbarem Polypropylen an den Muskeln.Verwenden Sie einzelne Nähte aus dem gleichen Material und der gleichen Größe, um die Wunde zu verschließen. Mit dem Röntgengerät können Sie die Reposition der Fragmente und die Schraubenposition radiologisch kontrollieren. Bewahren Sie das postoperative Tier unter dem Wärmestrahler auf, bis es sich von der Narkose erholt hat.Beobachten Sie die Maus, bis sie wieder genügend Bewusstsein erlangt hat, um die Bauchlage aufrecht zu erhalten. Bringen Sie alle postoperativen Tiere in Einzelkäfige in der Tiereinrichtung zurück. Überwachen Sie die Tiere jeden Tag sorgfältig und führen Sie in den ersten drei Tagen nach der Operation eine postoperative Analgesie mit zugelassenen Methoden durch.Radiologische Analysen zeigten nach zwei Wochen eine deutliche Bildung von Kallusgewebe, das die Frakturlücke überbrückt. Nach fünf Wochen war die Fraktur verheilt und der periostale Kallus fast vollständig neu modelliert. Histologische Analysen des Kallus und der Frakturzone nach zwei Wochen zeigten eine typische Verteilung der endochondralen Heilung mit Partikelgewebe, das während des chondrogenen Prozesses gebildet wurde, und gewebtem Knochen.Nach fünf Wochen verschwand das Knorpelgewebe und der gewebte Knochen wurde in den Lamellenknochen umgewandelt, um die normalen anatomischen und tragenden Eigenschaften des Knochens wiederherzustellen. Biomechanische Analysen nach zwei Wochen zeigten eine Biegesteifigkeit von 37% im Vergleich zum kontralateralen unfrakturierten Knochen. Nach fünf Wochen betrug die Biegesteifigkeit fast 100%, was auf eine vollständige Heilung hindeutet.Einmal gemeistert, kann diese Technik in 20 Minuten durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie diese Technik als standardisiertes Modell für die Frakturheilungsforschung verwenden können.

a-minimally-invasive-model-to-analyze-endochondral-fracture-healing

Research

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Tiermodelle werden häufig verwendet, um schwere Knochenschäden in der biomedizinischen Forschung nachzuahmen. Aufgrund ihrer geringen Größe übersteigt die Etablierung stabilisierter Knochenläsionen bei Mäusen die Möglichkeiten der meisten Forschungsgruppen. Darin beschreiben wir eine einfache Methode zur Feststellung und Analyse experimenteller Femurdefekte bei Mäusen.

Eine einfache Kritische große Femoral Defect Modell an der Maus

Obwohl Mausmodelle unschätzbare Werkzeuge für die Knochengewebezüchtung sind, sind Modelle von Defekten langer Knochen spärlich. Dies erforderte die Entwicklung des vorliegenden Protokolls, das eine Verriegelungsplatte mit vier Schrauben und einer speziellen Vorrichtung verwendet, um einen reproduzierbaren, femoralen Defekt kritischer Größe mit geringer Morbidität durchzuführen und zu stabilisieren.

Einrichtung eines segmentalen Femoral Critical-size Defektmodell in Mäusen durch Plattenosteosynthese Stabilisierte

Dieses Protokoll beschreibt eine Osteosynthesetechnik, die einen intramedullären Verriegelungsnagel zur standardisierten Fixierung von Femurosteotomien verwendet, die zur Analyse der normalen und defekten Knochenheilung bei Mäusen verwendet werden kann.

Eine intramedulläre Verriegelungsnagel für Standardisierte Fixierung von Femur Osteotomien zur Analyse von normalen und Defekte Knochenheilung bei Mäusen

Die Auswertung der Gewebeentwicklung in Fraktur Kallus während Endochondral Knochenheilung ist wichtig, den Heilungsprozess überwachen. Wir berichten hier, die Verwendung von einer Magnetresonanztomographie (MRT)-kompatibel Fixateur externe für die Maus Femur erlauben MRI scans während Knochenregeneration bei Mäusen.

In Vivo Bewertung der Fraktur Kallus Entwicklung während der Knochenheilung bei Mäusen mit einem MRI-kompatiblen Osteosynthese Gerät für Maus Femur

Dieses Protokoll beschreibt ein Maus-Modell der orthopädischen Chirurgie, die verwendet wurde, um die Mechanismen der postoperativen Neuroinflammation und Verhaltensänderungen und in Kombination mit Parabiosis, Geweberegeneration während des Alterns zu studieren studieren.

Ein Maus-Modell der orthopädischen Chirurgie, Postoperative kognitive Dysfunktion und Geweberegeneration zu studieren

Das murine geschlossenen femoralen Fraktur-Modell ist eine leistungsfähige Plattform, Frakturheilung zu studieren und neue therapeutische Strategien zur Knochenregeneration zu beschleunigen. Das Ziel dieses chirurgischen Protokolls soll einseitige geschlossenen femorale Frakturen bei Mäusen mit einem intramedullären Stahl-Stab Femur zu stabilisieren.

Die Generation der geschlossenen femoralen Frakturen bei Mäusen: ein Modell zur Knochenheilung

Wir präsentieren Ihnen eine Methode zur Bestimmung der räumlichen Ausdehnung der Zelle Verletzung/Tod auf die Gelenkfläche des intakten murinen Gelenke nach Anwendung der kontrollierten mechanischen Belastungen oder Auswirkungen. Diese Methode kann verwendet werden, um zu untersuchen, wie Arthrose, genetische Faktoren und/oder verschiedenen laden-Therapien die Verwundbarkeit der in Situ Chondrozyten auswirken.

Echtzeit-Visualisierung und Analyse der Knorpelzelltransplantation Verletzungen aufgrund der mechanischen Belastung in völlig intakt murinen Knorpel Explantaten

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode, um Frakturen an erwachsenen Mäusen durchzuführen und den Heilungsprozess zu überwachen.

Querbruch des Mausfemurs mit stabilisierendem Stift

Dieses Protokoll beschreibt ein chirurgisches Verfahren zur Etablierung einer diaphysären Fraktur im Oberschenkelknochen von Mäusen, die mit einem Markdraht stabilisiert wird, für Frakturheilungsuntersuchungen.

Etablierung eines diaphysären Femurfrakturmodells bei Mäusen

Dieses Protokoll stellt eine umfassende und effiziente Methode zur Analyse der Unterkieferknochenreparatur dar. Wir beschreiben eine reproduzierbare Technik für die nicht-stabilisierte Unterkieferfraktur im Mausmodell, die es ermöglicht, den Prozess der endochondralen Knochenreparatur mit minimaler Gewebeschädigung und Knochenverlust zu analysieren.

Weniger invasive Technik für nicht-stabilisierte Unterkieferfraktur in Mausmodellen

Das murine Knochenmarkverletzungsmodell ist ein nützliches Werkzeug zur Untersuchung der postnatalen Osteogenese durch intramembranöse Ossifikation. Dieses vereinfachte chirurgische Protokoll beschreibt das Verfahren der Knochenmarkablation zur nachgelagerten Beurteilung der Knochenneubildung und der zellulären Reaktionen nach einer Verletzung.

Verbesserte Methodik zur Untersuchung der postnatalen Osteogenese durch intramembranöse Ossifikation in einem murinen Knochenmarkverletzungsmodell

Lernen Sie eine minimal-invasive Osteosynthesetechnik zur standardisierten Stabilisierung von Femurfrakturen bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Analyse der endochondralen Knochenheilung unter kontrollierten biomechanischen Bedingungen.

Eine Minimal-Invasive Modell Endochondral Frakturheilung bei Mäusen unter standardisierten Bedingungen biomechanische Analyse

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