Name: Stereotaktischen Chirurgie für Genmanipulation in Striatale Zellen des Neugeborenen Mäusegehirnen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-10T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 44 s
Description: Lernen Sie stereotaktische Chirurgie zur genetischen Manipulation in Striatum-Neuronen neugeborener Mäuse mit einem selbstgebauten Gerät. Diese Methode ermöglicht präzise Mikroinjektionen für Studien zur postnatalen Hirnentwicklung.

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Diese Arbeit wurde unterstützt durch das Ministerium für Wissenschaft und Technologie gewährt MOST104-2311-B-010-010-MY3, MOST106-2321-B-010-012, den National Health Research Institutes gewähren NMRI-EX106-10429NI und die vorgestellten Bereiche Research Center Program Stipendium Das Bildungsministerium durch Brain Research Center, National Yang-Ming University in Taiwan, und MOST106-2811-B-010-031 (S.-Y.C), MOST105-2811-B-010-036 und MOST106-2811-B-010-030 (H.-Y.K) Postdoctoral Fellowship-Stipendien.

Die tierischen Protokolle, die hier beschrieben wurden von Animal Care und Nutzung Ausschüsse der National Yang-Ming University genehmigt.
1. Vorbereitung des Inhabers für die Neugeborenen Welpen in der stereotaktischen Vorrichtung
<ol><li>Der Kopf Fach zu machen: Schneiden Sie unten eine 1,5 mL Zentrifugenröhrchen (15 mm lang) in die Form, die den Kopf des Neugeborenen Welpen passt durch Entfernen von 1/5 der Wand des Rohres.</li>
	<li>Nehmen Sie eine Pipette Tip Box mit der richtigen Größe, die mit dem Sockel des stereotaktischen Apparats passt, und entfernen Sie die obere Abdeckung. Befestigen Sie das Kopf Tablett in Schritt 1.1 und eine Gewebe Einbetten von Kassette auf der Basis des Tipp-Tablett mit heiß-schmelzen Kleber vorbereitet. Die Höhe der Gewebe einbetten Kassette beträgt 7 mm, die verwendet wird, um Hals und Körper der Welpe in der Kopf-feste Position zu unterstützen.</li>
	<li>Legen Sie das ganze Setup in einem standard stereotaktischen Apparat.</li>
</ol>2. Vorbereitung von Injektionsnadeln Edelstahl 30G
<ol><li>Pre-clean 30 G Spritze Nadeln durch Einweichen in Chloroform für 3 Tage.</li>
	<li>Verwenden Sie Zange vorsichtig und langsam die Nadel Herausziehen aus Polypropylen Drehkreuz in einer chemischen Kapuze.</li>
	<li>Waschen Sie die Nadeln mit absoluten Ethanol für 20 min, gefolgt von 70 % Ethanol Spülungen für 3 × 10 min auf einen Shaker bei 50 Umdrehungen pro Minute. Lassen Sie die Nadeln Luft trocknen, und speichern Sie die gereinigten Nadeln in einer sauberen Box bei Raumtemperatur (RT) bis zur Verwendung.</li>
</ol>3. bereiten Sie einen Adapter für die Mikroinjektion Schläuche
<ol><li>Verbinden Sie Mikroliter Spritze mit einer 30G Injektionsnadel mit einer PE10 Polyethylenschlauch (PE10 Rohr). Bereiten Sie einen PE20 Polyethylen Schläuche (PE20 Röhre) Adapter zur Überbrückung der Injektionsnadel und Mikroliter-Spritze. Die Verwendung des Adapters ist notwendig, da der Durchmesser der PE10 Rohr viel kleiner als die Nadel der Spritze 26 G Mikroliter ist.</li>
	<li>Bereiten Sie den Schlauch für die Mikroliter-Spritze: die vorgereinigten 30 G Injektionsnadel mit 5 cm PE20 Röhre zu verbinden, und die Kreuzung mit Sekundenkleber versiegeln. Dieser Schlauch-Adapter ist wiederverwendbar. Hinweis: Wenn die Nadel der Spritze Mikroinjektion 30 G, die Vorbereitung (Schritt 3.1) und Nutzung (Schritt 3.3) dieser Adapter ist nicht erforderlich.</li>
	<li>Verbinden Sie den Schlauch-Adapter (vorbereitet in Schritt 3.1) mit einer Spritze Mikroliter (10 µL).</li>
	<li>Schließen Sie ein Ende der PE10 Rohr (nicht länger als 60 cm) auf die 30G Nadel PE20 Schlauch Adapter. Montieren Sie einen neuen 30G Injektionsnadel auf das andere Ende des Schlauches PE10.</li>
</ol>4. Laden Sie die Mikroinjektion Tube mit autoklaviert destilliertes Wasser, Farbstoff und Viren
<ol><li>Entfernen Sie den Kolben der Spritze Mikroliter. Verwenden Sie eine 25G Spritze laden die Mikroliter-Spritze und seine angeschlossenen PE-Rohr mit autoklaviert destilliertes Wasser, Luft aus dem Schlauch entfernen.</li>
	<li>Legen Sie den Kolben zurück zu den Mikroliter-Spritze, und drücken Sie den Kolben bis 2 µL destilliertes Wasser bleibt im Fass. Lassen Sie sich nicht das Volumen des destillierten Wassers werden niedriger als 2 µL.</li>
	<li>Montieren Sie sorgfältig die Mikroliter-Spritze auf der Mikro-Rate Spritze Strömungspumpe.</li>
	<li>Kleine Mengen von 0,1 % schnell grüne Farbstoff (in 0,9 % Kochsalzlösung vorbereitet und mit 0,22 µm Filter gefiltert) und die Virus-Flüssigkeiten zu einem Stück Parafilm Pipette.</li>
	<li>Ziehen Sie eine kleine Menge an Luft, eine Luftblase an der Kreuzung zwischen 30 G Injektionsnadel und PE10 Schlauch gefolgt von 0,7 µL des gefilterten schnell grün in das Rohr laden testen Sie die Strömung von Flüssigkeiten in der Mikroinjektion Schlauch sichtbar zu machen.</li>
	<li>Ziehen Sie eine weitere kleine Menge Luft, eine zweite Luftblase gefolgt von Virus-Flüssigkeiten in der Mikroinjektion Schlauch laden zu machen.</li>
	<li>Befestigen Sie und sichern Sie die 30G Mikroinjektion Nadel am Arm des stereotaktischen Apparats.</li>
</ol>(5) Anästhesie des Neugeborenen Mäusen durch Unterkühlung
<ol><li>Legen Sie der Welpe in einer Latex-Handschuh-Hülle und Tauchen Sie es in crushed-Ice bis zum Hals für 5 min.</li>
	<li>Kneifen Sie die Pup Füße mit einer Pinzette, um sicherzustellen, dass keine Rücknahme Antwort seiner Füße.</li>
	<li>Der Welpe mit Latex-Handschuh Ärmel im Kopf Tray legen Sie und einige zerstoßenem Eis um der Latex Hülle, um es für die Hypothermie Anästhesie kalt zu halten.</li>
	<li>Tragen Sie Tierarzt Salbe auf Pup es Augen, Trockenheit während der Narkose möglichst zu verhindern.</li>
</ol>6. die Mikroinjektion
<ol><li>Bereiten Sie sterile Chirurgie durch Abwischen der stereotaktischen Instruments gründlich mit 70 % Ethanol. Das chirurgische Instrument durch Eintauchen in 70 % igem Ethanol zu sterilisieren.</li>
	<li>Schrubben Sie das Pup Kopf mit 70 % Ethanol. Suchen Sie die Wahrzeichen Lambda auf dem Schädel und markieren Sie der Lambda-Ausdruck mit einem Filzstift. Ziel ist die Spitze der Nadel an der Lambda-Ausdruck, und der anterior-posterioren (AP) und Medial-laterale (ML) Koordinaten als NULL festgelegt.</li>
	<li>Bewegen Sie die Injektion-Arm an den Zielstandort nach X und Y-Koordinaten der Ziel-Site. Für das Striatum postnatale Tag (P) 2 Jungtiere, die Koordinaten sind: AP, +2,4 mm anterior des Lambda-Ausdrucks; ML, 1,0 mm seitlich von der Mittellinie; dorsal-Ventral (DV), −1.7 mm aus dem Schädel. Markieren Sie die Position der schnell grünen Farbstoff in PE10 Rohr mit einem Stift.</li>
	<li>Bringen Sie die 30G Spritze langsam durchdringen die Haut und Schädel, und heben Sie dann die Spitze der Nadel bis zum Anschlag an der Oberfläche des Schädels. Die DV-Koordinate als NULL festgelegt.</li>
	<li>Bringe die 30G Spritze langsam bis sie die DV-Koordinate der Ziel-Site erreicht. Warten Sie 1 Minute um das Parenchym wieder seine normale Form zu ermöglichen. Führen Sie die Mikroinjektion Programm (100 nL/min).</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass die Marke schnell grün färben geht in das PE-Rohr um sicherzustellen, dass die Virus Flüssigkeit ins Gehirn injiziert wird.</li>
	<li>1 min nach der Beendigung der Mikroinjektion warten, und langsam und schrittweise heben Sie dann die Nadel bis zu 1/2 Höhe von DV Tiefe innerhalb von 30 s. Nach 30 s, ziehen Sie die Nadel langsam aus der Welpe Kopf.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 6.2 bis 6.7 bis die Mikroinjektionen aller gezielte Seiten abgeschlossen sind.</li>
</ol>7. postoperative Erholung des Welpen
<ol><li>Der Welpe für 20 min in einem Inkubator 33 ° C erwärmen. Überprüfen Sie die Erholung des Welpen von Hypothermie Anästhesie alle 5 min, bis der Welpe ausreichend Bewusstsein zur Aufrechterhaltung der sternalen liegen wiedererlangt hat.</li>
	<li>Der Welpe zurück bis zum Staudamm zurück, nachdem der Welpe ist vollständig erholt.</li>
</ol>

<ol><li>Athos, J., Storm, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+precision+stereotaxic+surgery+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">High precision stereotaxic surgery in mice.</a> Current Protocols in Neuroscience. , Suppl ement 14. Appendix 4, Wiley Online Library A.4A.1-A.4A.9 (2001).</li>
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<li>Gerfen, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neostriatal+mosaic%3A+multiple+levels+of+compartmental+organization+in+the+basal+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The neostriatal mosaic: multiple levels of compartmental organization in the basal ganglia.</a> Annu. Rev. Neurosci. 15, 285-320 (1992).</li>
<li>Karra, D., Dahm, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transfection+techniques+for+neuronal+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Transfection techniques for neuronal cells.</a> J. Neurosci. 30 (18), 6171-6177 (2010).</li>
<li>Cheetham, C. E., Grier, B. D., Belluscio, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bulk+regional+viral+injection+in+neonatal+mice+enables+structural+and+functional+interrogation+of+defined+neuronal+populations+throughout+targeted+brain+areas%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Neural+Circuit%22%5BJournal%5D)">Bulk regional viral injection in neonatal mice enables structural and functional interrogation of defined neuronal populations throughout targeted brain areas.</a> Front. Neural Circuit. 9, 72(2015).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

In der vorliegenden Studie zeigen wir Ihnen eine einfache und zuverlässige stereotaktischen Methode zum Einspritzen von AAV Viren in das Striatum von Neugeborenen mäusegehirnen. Wir mikroinjiziert AAV-eGFP-Cre Viren in das Striatum Ai14 Reporter Mäuse bei P2 und dann analysiert die Reporter-gen-Expression bei P14. Wir fanden, dass AAV GFP-positiven Zellen in das Striatum auf Rostrocaudal Ebenen ausgestrahlt. Darüber hinaus Co ausgedrückt fast alle GFP-positiven Zellen TdTomato-Reporter-gen in Striatale Zellen, was auf ei...

Moderne Studien der Struktur und Funktion des Gehirns erfordern in der Regel genetische Manipulation bestimmter Gene in neuronalen Zellen. Um die Funktionen der verschiedenen Gene, Transgene Mäuse tragen mutierten Allele, einschließlich Sonde wurden routinemäßig Knockout und Knock-in Allele generiert. Stereotaktischen Gehirnchirurgie für Erwachsene Nager ist eine Standardmethode zu liefern lokal Medikamente, Viren, Tracer und andere Reagenzien auf bestimmte Regionen von Nagetier Gehirne1,2. Anwendung der stereotaktischen Gehirnchirurgie mit transgenen Mäusen erlaubt, die Genfunktion und neuronale Aktivität in bestimmten neuronalen Populationen des Mäusegehirns genetisch zu manipulieren. Die Zelle typspezifische Manipulation bietet einen leistungsfähigen Ansatz um neuronale Funktionen in komplexen neuronalen Schaltkreise des Gehirns3,4,5zu entschlüsseln.
Neurale Entwicklung des Nervensystems beginnt am frühen embryonalen Stadien und Entwicklungsprozesse weiter nach der Geburt bis zur juvenile Periode. Postnatale Reifung des Nervensystems beinhaltet die genaue synaptische Verdrahtung der neuronalen Schaltkreise, die für physiologische und kognitive Funktionen des Gehirns6erforderlich ist. Daher studieren Entwicklungsstörungen Ereignisse, die in Neugeborenen Zeitfenstern auftreten ist wichtig nicht nur für normale neurale Entwicklung zu verstehen, aber es kann auch Einblicke in die Pathogenese von Entwicklungsstörungen und neuropsychiatrische Störungen7 ,8. Obwohl die Methoden der stereotaktischen Gehirnchirurgie für Erwachsene Nager verfügbar2,9, sind einige Protokolle im Internet für stereotaktischen Gehirnoperation bei Neugeborenen Mäusen10,11. Stereotaktischen Mikroinjektionen von Reagenzien in die Gehirne von Neugeborenen Maus Welpen sind in der Tat schwierig, denn den Kopf des Neugeborenen Welpen zu empfindlich, um in den standard stereotaktischen Apparat fixiert werden. Dennoch ist die Anwendung der stereotaktischen Gehirnchirurgie mit transgenen Mäusen für Neugeborene Mäuse12machbar. Hier beschreiben wir eine einfache Methode mit einem hausgemachten Setup stereotaktischen Gehirnchirurgie in Neugeborenen Maus Welpen durchführen. Wir zeigen, dass diese Technik ermöglicht eine bedingt Floxed Gene microinjecting DNA AAV exprimierenden Cre-Rekombinase in das Striatum von Reporter-gen-Mäusen und bedingt Floxed Transgene Mäuse zu löschen. Dieses Verfahren gilt auch für Reagenzien in der neonatalen Striatum von Wildtyp Mäusen zu liefern.

<table><tbody><tr><td>30G PrecisionGlide Nadel</td><td>Becton Dickinson</td><td>REF 305106</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>JT Baker</td><td>9180-03</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton MICROLITER</td><td>Spritze Hamilton&nbsp;</td><td>80300</td><td>30G Nadel fit für PE10 Schlauch; 26G Nadel benötigt einen PE20 Adapter</td></tr><tr><td>Polyethylenschlauch PE20</td><td>Becton Dickinson</td><td>427406</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylenschlauch PE10</td><td>Becton Dickinson</td><td>427401</td><td></td></tr><tr><td>Mikro Durchfluss Spritze Pumpe</td><td>Länger Präzisionspumpe Co.</td><td>TJ-2A (Controller) und L0107-2A (Antriebseinheit)</td><td></td></tr><tr><td>25G Spritze</td><td>Becton Dickinson</td><td>REF 302105</td><td></td></tr><tr><td>Schnell grün</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F-7252</td><td>0,1%</td></tr><tr><td>Stereotaktische Standardinstrumente</td><td>RWD Life Science</td><td>68037</td><td>Ohne Verwendung 68030 Adapter für Maus/Neugeborenen-Ratte</td></tr><tr><td>Anti-FOXP2-Antikörper</td><td>Abcam</td><td>ab16046</td><td>Kaninchen polyklonal auf FOXP2, 1:4.000</td></tr><tr><td>Anti-RFP-Antikörper</td><td>Abcam</td><td>ab65856</td><td>Maus monoklonal zu RFP, 1:1.000</td></tr><tr><td>BX63 Mikroskop</td><td>Olympus</td><td>BX63</td><td></td></tr><tr><td>LSM 880 konfokales Mikroskop</td><td>Zeiss</td><td>LSM 880</td><td></td></tr><tr><td>Ziege Anti-Kaninchen konjugiert Alexa fluor594</td><td>Jackson lmmunoReserch Laboratories Inc.</td><td>111-585-003</td><td></td></tr><tr><td>AAV9.hSynapsin.HI.eGFP-Cre.WPRE.SV40</td><td>Penn Vector Core</td><td>AV-9-PV1848</td><td>Los # CS0987, 5.506x1013 (GC/ml)</td></tr><tr><td>AAV9.Hühner-Aktin-eGFP</td><td>AAV-Kern, Institut für Biomedizinische Wissenschaften, Academia Sinica, Taiwan</td><td>N/A</td><td>1x1014 (GC/ml)</td></tr><tr><td>B6. Cg-GT(ROSA)26Sortm14(CAG-tdTomate)Hze/J</td><td>Das Jackson Labtorary&nbsp;</td><td>007914</td><td>Ai14</td></tr><tr><td>B6(Cg)-Foxp2tm1.1Sfis/CfreJ</td><td>Das Jackson-Labor&nbsp;</td><td>026259</td><td>Foxp2fl/fl</td></tr><tr><td>Dulbecco" s phosphatgepufferte Kochsalzlösung</td><td>Corning&nbsp; cellgro</td><td>21-030-CVR</td><td></td></tr></tbody></table>

stereotaktischen chirurgie für genmanipulation in striatale zellen des neugeborenen mäusegehirnen

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Viele Gene werden im embryonalen Gehirn exprimiert, und einige von ihnen werden kontinuierlich in das Gehirn nach der Geburt ausgedrückt. Für solche anhaltend exprimierten Gene können sie Funktion, um den Entwicklungsprozess und/oder physiologische Funktion im neonatalen Gehirn regulieren. Um neurobiologische Funktionen bestimmter Gene im Gehirn zu untersuchen, ist es unerlässlich, Gene im Gehirn zu inaktivieren. Hier beschreiben wir eine einfache stereotaktischen Methode um gen-Expression im Striatum von transgenen Mäusen bei Neugeborenen Zeitfenster zu inaktivieren. AAV-eGFP-Cre Viren wurden in das Striatum Ai14 Reporter-gen Mäuse an postnatalen Tag (P) 2 von stereotaktischen Gehirnchirurgie mikroinjiziert. Die TdTomato-Reporter-gen-Expression wurde im P14 Striatum, was darauf hindeutet, dass eine erfolgreiche Cre-LoxP vermittelte DNA Rekombination in AAV ausgestrahlt Striatale Zellen erkannt. Wir weiter validiert diese Technik durch microinjecting Viren AAV-eGFP-Cre in P2Foxp2fl/fl -Mäuse. Doppelte Kennzeichnung der GFP und Foxp2 zeigte, dass die GFP-positiven Zellen Foxp2-Immunoreactivity in P9 Striatum, was den Verlust des Foxp2-Proteins in AAV-eGFP-Cre ausgestrahlt Striatale Zellen fehlte. Zusammengenommen zeigen diese Ergebnisse eine wirksame genetische Löschung durch stereotaxically mikroinjiziert AAV-eGFP-Cre-Viren in bestimmten neuronalen Populationen im neonatalen Gehirn von transgenen Mäusen Floxed. Abschließend bietet unsere stereotaktischen Technik eine einfache Plattform für Genmanipulation in Neugeborenen mäusegehirnen. Die Technik kann nicht nur Gene in bestimmten Regionen des neonatalen Gehirn Löschen verwendet werden, aber es kann auch verwendet werden, um pharmakologische Medikamente, neuronaler Tracer, gentechnisch veränderten optogenetik und Chemogenetics Proteine, neuronaler Aktivität Indikatoren zu injizieren und anderen Reagenzien in das Striatum von Neugeborenen mäusegehirnen.

Für den ersten Satz des Experiments mikroinjiziert wir 200 nL AAV9.hSynapsin.HI.eGFP-Cre.WPRE.SV40 Viren (AAV-eGFP-Cre, 1/10-Verdünnung in Dulbeccos Phosphat gepufferte Kochsalzlösung), die die DNA der Cre-Rekombinase Ausdrücken mit GFP in P2 Striatum von Ai14 Mäusen verschmolzen. Die Ai14 Mäuse express TdTomato-Reporter-gen bei Cre-vermittelten Löschung LoxP flankiert (Floxed) STOP-Kassette (Abbildung 2F). Die Köpfe wurden auf P14 für Immunostaining GFP und ...

Wir beschreiben ein Protokoll der stereotaktischen Operation mit einer hausgemachten Kopf fixiert Vorrichtung zur microinjecting Reagenzien in das Striatum von Neugeborenen mäusegehirnen. Diese Technik ermöglicht Genmanipulation in neuronalen Zellen bestimmter Regionen des Neugeborenen mäusegehirnen.

Stereotaktischen Chirurgie für Genmanipulation in Striatale Zellen des Neugeborenen Mäusegehirnen

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen in der genetischen und neurologischen Entwicklung zu beantworten, z. B. während der postnatalen Entwicklung. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass es sich um eine einfache Technik mit einem selbstgebauten Gerät handelt. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist von entscheidender Bedeutung, da gezielte Injektionen in das Gehirn volle Aufmerksamkeit für Details erfordern.Machen Sie zunächst einen Halter, um Neugeborene in einem stereotaktischen Gerät zu verwenden. Stellen Sie zuerst die Kopfablage her. Schneiden Sie etwa 1/5 des Bodens eines 1,5-Milliliter-Zentrifugenröhrchens ab, um eine Öffnung für den Kopf eines Neugeborenen zu schaffen.Wählen Sie als Nächstes eine leere Pipettenspitzenbox aus, die auf den Sockel des stereotaktischen Geräts passt. Befestigen Sie dann die Kopfablage mit Heißkleber am Boden der Spitzenbox. Kleben Sie als Nächstes eine Kassette zum Einbetten von Gewebe auf die Box, wo sie den Oberkörper des Welpen stützen kann, während sein Kopf fixiert ist.Bereiten Sie nun 30 Gauge Edelstahlnadeln für die Injektion vor. Reinigen Sie sie zunächst, indem Sie sie drei Tage lang in einem Glasfläschchen in Chloroform einweichen. Entfernen Sie drei Tage später vorsichtig die Nadeln und waschen Sie sie 20 Minuten lang mit absolutem Ethanol und mit 50 U/min Rührwerk.Waschen Sie sie dann dreimal 10 Minuten pro Waschgang in 70%igem Ethanol, ebenfalls unter Rühren. Lassen Sie die Nadeln nach dem Waschen an der Luft trocknen und bewahren Sie sie bis zum Gebrauch in einer sauberen Box bei Raumtemperatur auf. Verwenden Sie für die Mikroinjektionsbaugruppe ein fünf Zentimeter langes Segment aus PE20-Polyethylenschlauch, um den PE10-Schlauch mit einer 26-Gauge-10-Mikroliter-Spritze zu überbrücken.Sichern Sie die Verbindung mit Cyanacrylat. Montieren Sie als Nächstes die neue 30-Gauge-Injektionsnadel am anderen Ende des PE10-Rohrs. Laden Sie nun die 10-Mikroliter-Mikroinjektionsspritze.Entfernen Sie den Kolben und verwenden Sie eine weitere 25-Gauge-Spritze, um die Baugruppe mit autoklaviertem destilliertem Wasser zu beladen und Luft aus dem Schlauch zu entfernen. Setzen Sie dann den Kolben wieder in die Mikroliterspritze ein und drücken Sie den Kolben, bis nur noch zwei Mikroliter destilliertes Wasser im Zylinder verbleiben und nicht weniger. Montieren Sie anschließend die Mikroliterspritze vorsichtig auf die Microflow-Spritzenpumpe.Pipettieren Sie dann kleine Mengen des gefilterten 0,1%Fast Green Farbstoffs in den experimentellen Virusflüssigkeiten auf ein Stück Parafilm. Saugen Sie nun eine kleine Menge Luft in die Spritze ein, bis eine Luftblase zwischen der Injektionsnadel und dem Schlauch sichtbar ist. Laden Sie dann 0,7 Mikroliter gefilterte Fast Green-Lösung, um den Flüssigkeitsfluss in den Mikroinjektionsschlauch zu testen.Wenn die Strömung gut ist, saugen Sie ein weiteres kleines Luftvolumen an, um eine zweite Luftblase zu erzeugen, und laden Sie anschließend die Injektionslösung in den Mikroinjektionsschlauch. Befestigen und befestigen Sie die Mikroinjektionsnadel an der stereotaktischen Vorrichtung und fahren Sie mit der Mikroinjektion der neugeborenen Mäuse fort. Wischen Sie zur Vorbereitung der Operation das stereotaktische Instrument gründlich mit 70 % Ethanol ab und sterilisieren Sie die chirurgischen Instrumente mit 70 % Ethanol.Betäuben Sie dann ein Neugeborenes durch Unterkühlung. Legen Sie den Welpen in einen Latexhandschuh und tauchen Sie ihn fünf Minuten lang bis zum Hals in zerstoßenes Eis. Kneifen Sie dann die Füße des Welpen mit einer Pinzette, um sicherzustellen, dass kein Pedalreflex auftritt.Positionieren Sie als Nächstes den Welpen mit dem Handschuh in der Kopfschale und geben Sie etwas zerstoßenes Eis um die Latexhülle, um die Unterkühlungsanästhesie aufrechtzuerhalten. Schrubben Sie dann den Kopf des Welpen mit 70%igem Ethanol und lokalisieren Sie den Lambda-Orientierungspunkt. Markieren Sie es mit einem Marker.Richten Sie dann die Nadelspitze auf das Lambda und setzen Sie die anterior/posterioren und medialen/lateralen Koordinaten auf Null. Ziehen Sie dann mit einem Gehirnatlas den Injektionsarm an die Zielstelle. Zum Beispiel beträgt das Striatum von P2-Welpen 2,4 Millimeter vor dem Lambda, 1,0 Millimeter zu beiden Seiten der Mittellinie und 1,7 Millimeter ventral.Markieren Sie anschließend mit einem Stift die Position des Fast Green Farbstoffs auf der PE10-Tube. Beginnen Sie dann, die Nadel langsam durch die Haut und den Schädel zu dringen, bis die Nadelspitze die Oberfläche des Schädels berührt. Legen Sie die dorsale/ventrale Koordinate auf Null fest.Senken Sie dann die Nadel langsam auf die Zielstelle ab. Warten Sie eine Minute, damit das Parenchym wieder in seine normale Form zurückkehrt. Führen Sie dann das Mikroinjektionsprogramm mit 100 Nanolitern pro Minute durch.Beobachten Sie während der Injektion, wie sich der Fast Green Farbstoff in den PE-Schlauch bewegt. Es ist wichtig, die Nadel langsam durch die Haut und den Schädel zu dringen, bis die Nadelspitze die Oberfläche des Schädels berührt. Während der Injektion ist unbedingt zu beobachten, wie sich der Fast Green Farbstoff in den PE-Schlauch bewegt.Warten Sie nach Beendigung der Injektion eine Minute und bringen Sie die Nadel dann langsam auf 1/2 der eingedrungenen DV-Tiefe nach oben. Warten Sie dann weitere 30 Sekunden, bevor Sie mit dem langsamen Zurückziehen der Nadel aus dem Kopf des Welpen fortfahren. Nach Abschluss der Injektion ist es wichtig, eine Minute zu warten, bevor die Nadel langsam auf 1/2 der eingedrungenen DV-Tiefe angehoben wird.Warten Sie dann weitere 30 Sekunden, bevor Sie die Nadel langsam aus dem Kopf des Welpen ziehen. Nachdem alle Zielstellen injiziert wurden, wärmen Sie den Welpen 20 Minuten lang in einem 33 Grad Celsius heißen Inkubator auf. Kontrollieren Sie den Welpen alle fünf Minuten, bis er wieder sternal liegt.Dann bringen Sie das Jungtier zu seinem Muttertier zurück. 200 Nanoliter Virus, die Cre-DNA-Rekombinase exprimieren, die mit GFP fusioniert ist, wurden in das P2-Striatum von Ai14-Mäusen injiziert. Diese Mäuse exprimierten das tdTomato-Reportergen nach Cre-vermittelter Deletion einer loxP-flankierten Stoppkassette.Die Gehirne wurden an P14 für die Immunfärbung von GFP und tdTomato entnommen. Viele AAV-transduzierte GFP-positive Zellen waren im gesamten Striatum vorhanden, was auf eine ausgedehnte Infektion der striatalen Zellen mit AAV-EGFP-Cre-Viren hinweist. Eine ähnlich umfangreiche Expression von tdTomato wurde auch im Striatum gefunden.Bei der mikroskopischen Untersuchung bei hoher Vergrößerung wurde eindeutig festgestellt, dass alle GFP-positiven striatalen Zellen das tdTomato-Reportergen mitexprimieren. Darüber hinaus wurden tdTomato-Signale in vermutlich Axonendigungen im Globus pallidus, in der Substantia nigra pars reticulata, den Zielregionen der striatonigralen und striatopallidalen Projektionsneuronen, nachgewiesen. Zusammengenommen deuten diese Ergebnisse auf eine erfolgreiche Cre loxP-vermittelte DNA-Rekombination hin, die durch die AAV-vermittelte Expression der Cre-Aktivität in neonatalen striatalen Neuronen induziert wurde.Sobald diese Technik gemeistert ist, kann sie in 30 Minuten für eine bilaterale striatale Injektion durchgeführt werden, wenn sie richtig durchgeführt wird. Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, ist es wichtig, sich daran zu erinnern, dass es sich um eine heikle Gehirnoperation für Neugeborene handelt, die Geduld und Sorgfalt erfordert. Von diesem Verfahren aus können weitere Methoden wie Optogenetik und Chemogenetik durchgeführt werden, um die Reifung während der postnatalen Entwicklung zu analysieren.

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Transplantation von humanen Interneuronen-Vorläuferzellen in den Hippocampus des Maus-Welpen

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