Name: Implantation von Electrospun Vascular Grafts mit optimierter Struktur in einem Rattenmodell (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Erfahren Sie die Implantation von elektrogesponnenen Gefäßtransplantaten mit optimierter Struktur in einem Rattenmodell. Diese Methode ermöglicht die Evaluation der Langzeitperformance und Gewebeintegration.

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Diese Arbeit wurde von NSFC Projekte (81522023, 81530059, 91639113, 81772000, 81371699 und 81401534) finanziell unterstützt.

Die Verwendung von Versuchstieren wurde genehmigt durch das Tier Experimente ethischen Ausschuss der Nankai-Universität und durchgeführt in Übereinstimmung mit der Anleitung zur Pflege und Verwendung von Labortieren.
(1) die Herstellung von Electrospun PCL Grafts
Hinweis: Hier wurde eine Elektrospinnen-Technik eingesetzt, um vaskuläre Transplantate zu fabrizieren.
<ol><li>PCL-Lösungen von 25 Gew.-% bis 10 Gew.-%, durch Auflösen von PCL in einer Mischung aus Methanol und Chloroform, bzw. vorbereiten (1:5-Volumen-Verhältnis), bei Raumtemperatur (RT) für 12 h.</li>
	<li>Laden Sie die PCL-Lösung in ein 10 mL Glasspritze.</li>
	<li>Legen Sie die Spritze mit einer 21-G-Nadel.</li>
	<li>Die Sammlung Instrument den Edelstahl-Dorn (2 mm Durchmesser, 25 cm Länge) auflegen.</li>
	<li>Für dickere Fasern Transplantate zu verwenden, die PCL-Lösung von 25 Gew.-%, Arbeitsabstand von 17 cm von der Spitze der Nadel an Sammler, Durchfluss von 8 mL/h, und Spannung von 11 kV als die Elektrospinnen Parameter. Für dünnere Faser Transplantate, verwenden die PCL-Lösung von 10 Gew.-%, Arbeitsabstand von 20 cm von der Nadelspitze an Sammler, einer Durchflussmenge von 2 mL/h, und Spannung von 18 kV als die Elektrospinnen Parameter.</li>
	<li>Sicherstellen Sie, dass die gewonnenen Grafts im Vakuum über Nacht, das restliche Lösungsmittel entfernen platziert sind. Alle Instrumente vor dem Eingriff zu sterilisieren und aseptischen Technik im gesamten pflegen.</li>
	<li>Desinfizieren Sie vor der Implantation die Transplantate durch Eintauchen in 10 mL von 75 % Ethanol für 30 min und sie dann über Nacht mit UV-Licht aussetzen.</li>
	<li>Faser und Pore größenmessungen: Berechnung der durchschnittlichen Faserdurchmesser mit ImageJ-Software basierend auf Rasterelektronenmikroskopie (SEM) Bilder scannen.</li>
	<li>Mechanische Prüfung von Gerüsten:<ol>
<li>Geschnitten Sie die röhrenförmigen Gerüste in Abschnitte 3 mm in der Länge mit einer Rasierklinge. Messen Sie die Stärke von Gerüsten mit einem Mikrometer.</li>
		<li>Legen Sie die röhrenförmigen Gerüste auf einem Zugversuch Rechner mit einer Tragfähigkeit von 100 N.</li>
		<li>Klemmen Sie die Gerüste mit einer 1 mm zwischen Klemme Distanz und ziehen längs mit einer Rate von 10 mm/min bis zum Bruch. Messen Sie die Zugfestigkeit und Bruchdehnung ultimative. Berechnen des Elastizitätsmoduls aus der ersten linearen Region (bis zu 5 % Dehnung) der Spannungs-Dehnungs-Kurve.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(2) Bauchaorta Implantation Rattenmodell
Hinweis: Alle Materialien und Instrumente in der Chirurgie sind steril. Während der Operation stellen Sie sicher, dass der Betreiber trägt eine Gaze Maske und sterile Handschuhe um Infektionen zu vermeiden. Stellen Sie sicher, dass die Raumtemperatur bei 27-30 ° C, die tierischen Körper Temperatur gehalten wird. Richtlinien Sie lokale IACUC zur Analgesie.
<ol><li>Verwenden Sie männliche Sprague-Dawley Ratten mit einem Gewicht von 240-270 g als Empfänger der Gefäßprothese. Stellen Sie sicher, dass die Ratte 24 h vor der Operation gefastet hat. Die fastenden Ratten für 24 h soll leer der Kot im Darm-Trakt ausreichend, damit der Bediener Horizont erweitern.</li>
	<li>Die Ratte in den Nacken fassen und halten Sie ihren Kopf nach unten, Springe Nadel in die Bauchhöhle des Unterleibs. Induzieren Sie die Ratte für die Anästhesie mit Chloral Hydrate (330 mg/kg) durch eine intraperitoneale Injektion.</li>
	<li>Bestätigen Sie angemessene Anesthetization, indem sichergestellt wird, dass die Ratte Muskeln und stetige Atmung entspannt hat. Legen Sie die Ratte unter dem Operationsmikroskop in Rückenlage.</li>
	<li>Gelten Sie Vaseline Augenheilkunde Tierarzt Salbe auf die Augen, Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Antikoagulation (100 UI/kg) Rute Vene Injektion vor der Operation mit heparinisierten physiologischer Kochsalzlösung (50 UI/mL) verwalten.</li>
	<li>Das Fell in der vorderen Bauchwand mit einer Rasierklinge rasieren Sie ab, und reinigen Sie die Haut mit Jod-Lösung und medizinischem Alkohollösung.</li>
	<li>Führen Sie einen Mittellinie Laparotomie Schnitt mit chirurgische Scheren und sorgen dafür, dass der Schnitt ca. 4-5 cm lang ist und dann setzen die Bauchhöhle.</li>
	<li>Einfahren Sie und wickeln Sie den Darm mit Gaze bevorzugt mit Salzlösung befeuchtet.</li>
	<li>Die Bauchaorta sorgfältig zu sezieren.</li>
	<li>Identifizieren Sie und verbinden Sie alle kleine Äste mit 9-0 Monofilament Nylon Nähte.</li>
	<li>Klemmen Sie den isolierten Abschnitt (bis zu 1 cm Länge) der Aorta mit zwei vaskulären Schellen. Die Aorta kann eingespannten für 20-30 Minuten bleiben.</li>
	<li>Transekt bauchschlagader zwischen zwei Klemmen mit Mikro-Schere, um die Anastomosen Websites zu erstellen.</li>
	<li>Spülen Sie die beiden Enden der Aorta mit heparinisierten Kochsalzlösung (50 UI/mL) um das restliche Blut zu entfernen.</li>
	<li>Die Adventitia mit Mikro-Schere abziehen.</li>
	<li>Anastomosieren Sie das Transplantat mit 2 mm Innendurchmesser und 1 cm in der Länge, die Ratte bauchschlagader mit einem 8er-Naht-Muster mit 9-0 Monofilament Nylon Nähte.</li>
	<li>Zuerst konstruieren Sie vier Anastomosen entsprechend der Reihenfolge der 9, 3, 12 und 06:00-Positionen an der proximalen Seite zu, dann anastomosieren Sie die Schnittkanten in 4 Maschen zwischen zwei Nähte. Nach Beendigung der proximalen Naht, Naht der distalen Seite nach der gleichen Methode. Hinweis: Jeder Stich ist erforderlich, um sicherzustellen, dass die systemeigene Seite leicht in das Transplantat eingebettet ist.</li>
	<li>Die distalen Klammer um das Blut zu fließen in das Transplantat zu ermöglichen, dann entfernen Sie die proximale Klemme.</li>
	<li>Drücken Sie die Fadenenden zu stoppen die Blutung ein steriler Wattebausch oder einem kleinen Gaze Schwamm. Drücken Sie für ca. 3 min bis Blutstillung.</li>
	<li>Den Darm in die Bauchhöhle zurück.</li>
	<li>Spülen Sie die Bauchhöhle mit warmer physiologischer Kochsalzlösung mit Gentamicin (320 U/mL).</li>
	<li>Die Bauchdecke mit einer 3: 0-Nylon-Naht in der Muskeln und Haut Schicht bzw. vernähen.</li>
	<li>Die Ratte in einem sauberen und trockenen Käfig legen Sie und ein Heizkissen unter den Käfig zu tierischen Körpertemperatur aufrechtzuerhalten; dann warten Sie, bis die Ratte aus der Narkose zu erholen. Kümmern Sie sich um das Tier, bis es ausreichend Bewusstsein zur Aufrechterhaltung der sternalen liegen wiedererlangt hat.</li>
	<li>Nachdem er das Bewusstsein wiedererlangt, setzen Sie die Ratte in einem einzigen Käfig mit Futter und Wasser. Gelten Sie Jod auf die Wunde zur Vorbeugung von Infektionen nach der Operation. Die Ratte, die Gesellschaft anderer Tiere zurück, bis es vollständig erholt hat.</li>
	<li>Ratten nach institutionellen Richtlinien zu vorgegebenen Zeitpunkten einschläfern.</li>
</ol>

<ol><li>Coombs, K. E., Leonard, A. T., Rush, M. N., Santistevan, D. A., Hedberg-Dirk, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolated+effect+of+material+stiffness+on+valvular+interstitial+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">Isolated effect of material stiffness on valvular interstitial cell differentiation.</a> J Biomed Mater Res A. 105 (1), 51-61 (2017).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sandwich+tubular+scaffold+derived+from+chitosan+for+blood+vessel+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">A sandwich tubular scaffold derived from chitosan for blood vessel tissue engineering.</a> J Biomed Mater Res A. 77 (2), 277-284 (2006).</li>
<li>Thottappillil, N., Nair, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scaffolds+in+vascular+regeneration%3A+current+status%5BTitle%5D)+AND+%22Vasc+Health+Risk+Manag%22%5BJournal%5D)">Scaffolds in vascular regeneration: current status.</a> Vasc Health Risk Manag. 11, 79-91 (2015).</li>
<li>Pektok, E., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19029464">Degradation and healing characteristics of small-diameter poly (e-caprolactone) vascular grafts in the rat systemic arterial circulation.</a> Circulation. 118 (24), 2563-2570 (2008).</li>
<li>Innocente, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paclitaxel-eluting+biodegradable+synthetic+vascular+prostheses%3A+a+step+towards+reduction+of+neointima+formation%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Paclitaxel-eluting biodegradable synthetic vascular prostheses: a step towards reduction of neointima formation?</a> Circulation. 120 (11 Suppl), S37-S45 (2009).</li>
<li>de Valence, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advantages+of+bilayered+vascular+grafts+for+surgical+applicability+and+tissue+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">Advantages of bilayered vascular grafts for surgical applicability and tissue regeneration.</a> Acta Biomater. 8 (11), 3914-3920 (2012).</li>
<li>Assmann, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acceleration+of+autologous+in+vivo+recellularization+of+decellularized+aortic+conduits+by+fibronectin+surface+coating%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Acceleration of autologous in vivo recellularization of decellularized aortic conduits by fibronectin surface coating.</a> Biomaterials. 34 (25), 6015-6026 (2013).</li>
<li>Hasan, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrospun+scaffolds+for+tissue+engineering+of+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">Electrospun scaffolds for tissue engineering of vascular grafts.</a> Acta Biomater. 10 (1), 11-25 (2014).</li>
<li>Baker, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+potential+to+improve+cell+infiltration+in+composite+fiber-aligned+electrospun+scaffolds+by+the+selective+removal+of+sacrificial+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The potential to improve cell infiltration in composite fiber-aligned electrospun scaffolds by the selective removal of sacrificial fibers.</a> Biomaterials. 29 (15), 2348-2358 (2008).</li>
<li>Wang, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+of+macropores+in+electrospun+silk+fibroin+scaffolds+using+sacrificial+PEO-microparticles+to+enhance+cellular+infiltration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Materials+Research+Part+A%22%5BJournal%5D)">Creation of macropores in electrospun silk fibroin scaffolds using sacrificial PEO-microparticles to enhance cellular infiltration.</a> Journal of Biomedical Materials Research Part A. 101 (12), 3474-3481 (2013).</li>
<li>Lee, B. L. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femtosecond+laser+ablation+enhances+cell+infiltration+into+three-dimensional+electrospun+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Femtosecond laser ablation enhances cell infiltration into three-dimensional electrospun scaffolds.</a> Acta Biomaterialia. 8 (7), 2648-2658 (2012).</li>
<li>Rnjak-Kovacina, J., Weiss, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increasing+the+pore+size+of+electrospun+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Increasing the pore size of electrospun scaffolds.</a> Tissue Eng Part B Rev. 17 (5), 365-372 (2011).</li>
<li>Zhong, S., Zhang, Y., Lim, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+large+pores+in+electrospun+nanofibrous+scaffolds+for+cellular+infiltration%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Fabrication of large pores in electrospun nanofibrous scaffolds for cellular infiltration: a review.</a> Tissue Eng Part B Rev. 18 (2), 77-87 (2012).</li>
<li>Pham, Q. P., Sharma, U., Mikos, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrospun+poly%28epsilon-caprolactone%29+microfiber+and+multilayer+nanofiber%2Fmicrofiber+scaffolds%3A+characterization+of+scaffolds+and+measurement+of+cellular+infiltration%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Electrospun poly(epsilon-caprolactone) microfiber and multilayer nanofiber/microfiber scaffolds: characterization of scaffolds and measurement of cellular infiltration.</a> Biomacromolecules. 7 (10), 2796-2805 (2006).</li>
<li>Rnjak-Kovacina, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tailoring+the+porosity+and+pore+size+of+electrospun+synthetic+human+elastin+scaffolds+for+dermal+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Tailoring the porosity and pore size of electrospun synthetic human elastin scaffolds for dermal tissue engineering.</a> Biomaterials. 32 (28), 6729-6736 (2011).</li>
<li>Wang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+thick+fibers+and+large+pores+of+electrospun+poly%28epsilon-caprolactone%29+vascular+grafts+on+macrophage+polarization+and+arterial+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The effect of thick fibers and large pores of electrospun poly(epsilon-caprolactone) vascular grafts on macrophage polarization and arterial regeneration.</a> Biomaterials. 35 (22), 5700-5710 (2014).</li>
<li>Hutcheson, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genesis+and+growth+of+extracellular-vesicle-derived+microcalcification+in+atherosclerotic+plaques%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Mater%22%5BJournal%5D)">Genesis and growth of extracellular-vesicle-derived microcalcification in atherosclerotic plaques.</a> Nat Mater. 15 (3), 335-343 (2016).</li>
<li>Tara, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Well-organized+neointima+of+large-pore+poly%28L-lactic+acid%29+vascular+graft+coated+with+poly%28L-lactic-co-epsilon-caprolactone%29+prevents+calcific+deposition+compared+to+small-pore+electrospun+poly%28L-lactic+acid%29+graft+in+a+mouse+aortic+implantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">Well-organized neointima of large-pore poly(L-lactic acid) vascular graft coated with poly(L-lactic-co-epsilon-caprolactone) prevents calcific deposition compared to small-pore electrospun poly(L-lactic acid) graft in a mouse aortic implantation model.</a> Atherosclerosis. 237 (2), 684-691 (2014).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine finanziellen widerstreitenden Interessen.

Zelle Infiltration ist entscheidend für die Erneuerung und Umbau der Gefäßprothese in Vivo16. Begrenzte Zelle eindringen bezieht sich oft auf die relativ kleinen Poren des Transplantats, die die Migration von Zellen in der Transplantat Wand behindern. Um dieses Problem zu beheben, entwickelten wir eine modifizierte Methode um Electrospun PCL vascular Grafts mit großen Porenstruktur vorzubereiten. Im einzelnen stiegen die Porengröße mit der Zunahme der Dicke Faser, die leicht von den Verar...

Vaskuläre Transplantate aus synthetischen Polymeren hergestellt werden allgemein in Klinik für die Therapie von Herz-Kreislauf-Erkrankungen (CVDs) eingesetzt. Leider, bei kleinem Durchmesser vascular Grafts (D < 6 mm) gibt es keine erfolgreiche Produkte aufgrund der niedrigen Durchgängigkeit, ausgelöst durch reduzierte Blut Strömungsgeschwindigkeit, führt oft zu Thrombose und der Intima-Hyperplasie Komplikationen-1.
Gewebe-Engineering bietet eine alternative Strategie zur langfristigen Durchgängigkeit und Homöostase basierend auf einem Gerüst-geführte vaskuläre Regeneration und Wiederaufbau zu realisieren. Im Detail, die Gefäßprothese als dreidimensionale Vorlage könnte bieten mechanische Unterstützung und strukturelle Führung während der Regeneration der Aderhaut und Einfluss zelluläre Funktionen, einschließlich der Zelladhäsion, Migration, Verbreitung, und Sekretion der extrazellulären Matrix2. Bisher wurden verschiedene synthetische Polymere für Anwendungen in der Aderhaut Technik bewertet. Unter dieser Polymere ist poly(ε-caprolactone) (PCL) Aufgrund guter Handy-Kompatibilität und langsamer Abbau von mehreren Monaten bis hin zu zwei Jahren3intensiv untersucht worden. In einer Ratte Aorta Modell4,5,6, PCL vaskulären Transplantate durch Elektrospinnen verarbeitet ausgestellt hervorragende strukturelle Integrität und Durchgängigkeit, sowie möglichst kontinuierlich erhöhten ZELLINVASION und Neovaskularisation in der Transplantat Wand für bis zu 6 Monaten. Jedoch unerwünschte Gewebe Umbau, einschließlich Regression von Zellen und Kapillaren und Verkalkung, auch beobachtet an längeren Zeitpunkten bis zu 18 Monaten.
Cellularization von der Gefäßprothese ist ein Schlüsselfaktor Bestimmung der Geweberegeneration und7umformt. Elektrospinnen, wurde als eine vielseitige Technik allgemein für die Zubereitung von vaskulären Grafts mit Nano-faserige Struktur8eingesetzt. Leider führt die relativ kleine Porenstruktur oft zu unzureichend Zelle eindringen in die Electrospun Gefäßprothese, die die nachfolgenden Geweberegeneration begrenzt. Um dieses Problem zu beheben, haben verschiedene Techniken versucht, Erhöhung der Porengröße und insgesamt Porosität, einschließlich das Salz/Polymer Auslaugung9,10, Änderung der Kollektor Apparat, Nachbehandlung durch Laserstrahlung11 , etc.. In der Tat ist die Struktur der Electrospun Transplantate (einschließlich Faserdurchmesser, Porengröße und Porosität) in engem Zusammenhang mit der Verarbeitung Bedingungen12,13. Während Elektrospinnen kann der Faserdurchmesser leicht durch Veränderung der Parameter, wie die Konzentration der Polymerlösung, Durchfluss, Spannung, usw.gesteuert werden. 14 , 15, und daher haben die Porengröße und Porosität entsprechend erhöht worden.
Wir berichteten vor kurzem eine modifizierte PCL Electrospun Transplantat mit makroporösen Struktur (Fasern mit Durchmesser von 5 bis 7 µm und Poren von 30-40 µm). In Vivo Implantation durch den Ersatz der bauchschlagader Ratte zeigten hohe Rate der Durchgängigkeit, sowie gute Endothelialization und glatten Muskulatur Regeneration bei 3 Monate nach der Operation16. Noch wichtiger ist, konnte keine negativen Gewebe Umbau einschließlich Verkalkung und Zelle Regression auch nach einem Jahr der Implantation beobachtet werden.

<table><tbody><tr><td>Poly(&epsilon;-caprolacton) (PCL)-Pellets (Mn=80.000)</td><td>Sigma</td><td>704067</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Tianjin Chemical Reagenz Company</td><td>1060</td><td></td></tr><tr><td>Alkohol</td><td>Tianjin Chemical Reagenz Company</td><td>1083</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Tianjin Chemical Reagenz Company</td><td>A1007</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Tianjin Fengchuan Unternehmen</td><td>2296</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Alfa Aesar</td><td>A16046</td><td></td></tr><tr><td>Sprague Dawley Ratten</td><td>Labortierzentrum der Akademie für Militärmedizinische Wissenschaften</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Normale Kochsalzlösung</td><td>Hebei Tiancheng Pharmaunternehmen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chloralhydrat</td><td>Tianjin Ruijinte Chemieunternehmen</td><td>2223</td><td></td></tr><tr><td>Heparin-Natrium-Injektion</td><td>Tianjin Biochem Pharmaunternehmen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gentamycin Sulfate Injection</td><td>Jiangsu Lianshui Pharmaunternehmen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maus Anti-& Alpha;-SMA Primärantikörper</td><td>Abcam</td><td>ab7817</td><td></td></tr><tr><td>Maus Anti-Glatt MYH Primärantikörper</td><td>Abcam</td><td>ab683</td><td></td></tr><tr><td>Kaninchen Polyklonaler Anti-Ratten-Elastin-Antikörper</td><td>Abcam</td><td>ab23748</td><td></td></tr><tr><td>Kaninchen Anti-von Willebrand Faktor primärer Antikörper</td><td>Abcam</td><td>ab6994</td><td></td></tr><tr><td>Ziege Anti-Maus IgG (Alexa Fluor 488)</td><td>Invitrogen</td><td>ab150117</td><td></td></tr><tr><td>Ziege Anti-Kaninchen IgG (Alexa Fluor 488)</td><td>Invitrogen</td><td>ab150077</td><td></td></tr><tr><td>5% normales Ziegenserum</td><td>Zhongshan Golden Bridge</td><td>ZLI9022</td><td></td></tr><tr><td>Hämatoxylin und Eosin (H& E)</td><td>Beijing leagene biotech</td><td>DH0006</td><td></td></tr><tr><td>Masson's trichrome</td><td>Beijing leagene</td><td>biotech DC0032</td><td></td></tr><tr><td>Verhoeff-van Gieson (VVG)</td><td>Beijing leagene biotech</td><td>DC0059</td><td></td></tr><tr><td>Von Kossa</td><td>Beijing leagene biotech</td><td>DS0003</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Nahtnadeln mit Faden, 3-0 Seide</td><td>Shanghai Jinhuan medical supplies company</td><td>G3002b</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Nahtnadeln mit Faden, 9-0 Seide</td><td>Shanghai Jinhuan Medical Supplies Company</td><td>H901</td><td></td></tr></tbody></table>

implantation von electrospun vascular grafts mit optimierter struktur in einem rattenmodell

Implantation of Electrospun Vascular Grafts with Optimized Structure in a Rat Model

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um makroporöse PCL Gefäßprothese zu fabrizieren und beschreiben eine Auswertung Protokoll mithilfe von einem Rattenmodell der bauchschlagader Ersatz. Die Electrospun vascular Grafts besitzen oft relativ kleine Poren, die Zelle eindringen in die Transplantate zu begrenzen und behindert die Regeneration und Remodellierung der Neo-Arterien. In dieser Studie wurden PCL vascular Grafts mit dickeren Fasern (5 – 6 µm) und größere Poren (~ 30 µm) mit einer modifizierten Verarbeitungstechnik hergestellt. Das Langzeitverhalten des Transplantats wurde durch die Implantation in einem Rattenmodell Bauchaorta bewertet. Ultraschall-Analyse zeigte, dass die Transplantate patent ohne Aneurysma oder Stenose auch nach 12 Monaten der Implantation auftreten blieb. Makroporösen Struktur verbessert die Zelle Einwachsen und so gefördert Gewebe regeneriert nach 3 Monaten. Noch wichtiger ist, gab es keine Anzeichen von nachteiligen Umbau, z. B. Verkalkungen innerhalb der Transplantat Wand nach 12 Monaten. Electrospun PCL vascular Grafts mit modifizierten makroporösen Verarbeitung halten Sie daher, mögliche eine Arterie Ersatz für langfristige Implantation.

Die PCL-Transplantate wurden auf 3 Monate und 12 Monate postoperativ explantiert und analysiert durch histologische Standardtechniken für Hämatoxylin und Eosin (H &amp; E), Masson trichrome, Verhoeff-van Gieson (VVG), Von Kossa und Immunfluoreszenz-Färbung für α-SMA, MYH, vWF und Elastin. Die histologische Bilder wurden mit einem aufrechten Mikroskop und die Immunfluoreszenz-Bilder wurden mit einem Fluoreszenzpräparate Mikroskop.
<p class="jove_content" fo:keep-together.within-page="1...

Hier präsentieren wir Ihnen eine geänderte Elektrospinnen Methode PCL vascular Grafts mit dicken Fasern und große Poren zu fabrizieren, und beschreiben ein Protokoll, um die in Vivo -Leistung in einem Rattenmodell der bauchschlagader Ersatz zu bewerten.

Implantation von Electrospun Vascular Grafts mit optimierter Struktur in einem Rattenmodell

Here, we present a protocol to fabricate macroporous PCL vascular graft and describe an evaluation protocol by using a rat model of abdominal aorta ...

Das übergeordnete Ziel dieses chirurgischen Eingriffs ist es, ein elektrogesponnenes Gefäßtransplantat in eine Bauchschlagader der Ratte zu transplantieren und die langfristige Leistung des Transplantats zu bewerten. Diese Methode wurde von Professor Deling Kong und anderen Kollegen in unserer Gruppe etabliert und kann dazu beitragen, Schlüsselfragen bei der Untersuchung von elektrogesponnenen Gefäßtransplantaten zu beantworten, wie z. B. den Einfluss der Struktur und der Oberflächeneigenschaften des Transplantats auf die Gefäßregeneration. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie eine gute Wiederholbarkeit und eine hohe Überlebensrate der Tiere aufweist.Außerdem ist das Tiermodell einfach und kostengünstig zu handhaben. Diese Arbeit wird von unserem Kollegen, Dr. Wang, durchgeführt. Bereiten Sie zunächst die Polymerlösung vor, indem Sie Polycaprolacton in einer 1- bis 5-Mischung aus Methanol und Chloroform auflösen und 12 Stunden lang bei Raumtemperatur rühren.Laden Sie die Polymerlösung in eine 10-Milliliter-Glasspritze und rüsten Sie sie mit einer stumpfen 21-Gauge-Nadel aus. Setzen Sie dann einen Edelstahldorn auf das Sammelinstrument und stellen Sie sicher, dass

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Hier beschreiben wir eine herzchirurgische Verfahren gezüchteten Gewebe in der atrioventrikulären (AV)-Nut eines Erwachsenen Lewis Ratte Implantat.

Die Implantation von Engineered Tissue in der Ratte Herz

Nach unserer Kenntnis der zellulären und molekularen neotissue Bildung zu verbessern, wurde ein Maus-Modell der TEVG vor kurzem entwickelt. Die Transplantate wurden als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Dieses Modell erzielt ähnliche Ergebnisse wie in unserer klinischen Untersuchung erreicht wird, sondern über einen weit verkürzt Zeitverlauf.

Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

Ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für die inter-Positions Platzierung von Tissue Engineered Vessels (TEVs) in die Halsschlagader eines Schafes mit End-to-End-Anastomose und digitale Echtzeit-Beurteilung in vivo bis Tieropfer.

Operationstechnik zur Implantation von Tissue Engineered Gefäßprothesen und Folge<em&gt; In-vivo-</em&gt; Überwachung

Hier zur Gewebezüchtung Gefäßimplantate, die zum Pfropfen in Mäusen durch Impfen Doppel partiell pluripotenten Stammzellen funktional erzeugen präsentieren wir ein Protokoll (PiPSC) - abgeleiteten glatten Muskelzellen und PiPSC - abgeleitete Endothelzellen auf einer dezellularisierten Gefäßgerüst Bioreaktor.

Generierung und Pfropfen von Tissue Engineering Gefäße in einem Maus-Modell

Tiermodelle sind wichtige Werkzeuge für die Bewertung von Tissue-Engineering-Transplantaten. In diesem Artikel wird das Protokoll für die Herstellung eines elektrogesponnenen, biologisch abbaubaren Polymertransplantats für die Verwendung im Tissue Engineering des vorderen Kreuzbandes sowie ein chirurgisches Protokoll für die Implantation in ein Rattenmodell vorgestellt.

Athymischen Rattenmodell für die Bewertung von Engineered vorderen Kreuzbandes Grafts

Wir beschreiben ein mikrochirurgisches Ansatz zur Erzeugung eines arteriovenösen (AV) loop als Modell Vaskularisierung in vivo in einem isolierten und gut charakterisierten Umgebung zur Analyse. Dieses Modell ist nicht nur nützlich für die Untersuchung der Angiogenese, ist aber auch für den Maschinenbau axial vaskularisiert und transplantierbaren Geweben optimal geeignet.

Die arteriovenöse (AV) Loop in einem Kleintiermodell zur Untersuchung Angiogenesis und Vaskularisierte Tissue Engineering

Dieses Video zeigt ein Modell zur Untersuchung der Entwicklung von myointimaler Hyperplasie nach venösen Interpositionsoperationen bei Ratten.

Vein Interposition Modell: ein geeignetes Modell zur Untersuchung Bypass Graft Durchgängigkeit

Die Ösophagusrekonstruktion ist ein anspruchsvolles Verfahren, und die Entwicklung einer gewebekonstruierten Speiseröhre, die die Regeneration von Speiseröhrenschleimhaut und Muskel ermöglicht und die als künstliches Transplantat implantiert werden kann, ist notwendig. Hier stellen wir unser Protokoll zur Erzeugung einer künstlichen Speiseröhre vor, einschließlich Gerüstherstellung, Bioreaktoranbau und verschiedenen chirurgischen Techniken.

Tissue-Engineered Graft for Circumferential Esophageal Reconstruction in Rats

In dieser Arbeit wird ein Tiermodell der endothelial-mesenchymalen Transitions-induzierten Fibrose vorgestellt, wie sie bei angeborenen Herzfehlern wie der kritischen Aortenstenose oder dem hypoplastischen Linksherzsyndrom auftritt, das eine detaillierte histologische Gewebebewertung, die Identifizierung regulatorischer Signalwege und die Erprobung von Behandlungsoptionen ermöglicht.

Ein neonatales heterotopes Rattenherztransplantationsmodell zur Untersuchung des Übergangs von Endothel zu Mesenchym

In dieser Arbeit wird ein Protokoll für die Implantation eines Tissue-Engineering-Gefäßtransplantats in die Halsschlagader der Maus mit Hilfe der Manschettentechnik vorgestellt, das ein geeignetes Tiermodell für die Untersuchung von Regenerationsmechanismen des Gefäßgewebes bietet.

Implantation eines Tissue-Engineering-Gefäßtransplantats in die Halsschlagader der Maus mittels Manschettentechnik

In dieser Studie wird ein Schweinemodell zur Bewertung von Transplantaten mit kleinem Durchmesser in Oberschenkelarterien vorgestellt. Das Modell ahmt die Gefäßdynamik des Menschen nach und bewertet umfassend die Durchgängigkeit von Transplantaten, die Hämodynamik und den Gefäßumbau. Es bietet eine wertvolle Plattform, um Gefäßtransplantate zu testen und mit Doppler-Ultraschall und Angiographie zu überwachen.

Implantation eines femoralen Gefäßtransplantats in einem Schweinemodell zur Prüfung von Gefäßtransplantaten mit kleinem Durchmesser

Erfahren Sie die Implantation von elektrogesponnenen Gefäßtransplantaten mit optimierter Struktur in einem Rattenmodell. Diese Methode ermöglicht die Evaluation der Langzeitperformance und Gewebeintegration.

Implantation von Electrospun Vascular Grafts mit optimierter Struktur in einem Rattenmodell

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