Name: Die perinatale erstickt Lamm-Modell: Ein Modell für die Neugeborenen-Reanimation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-15T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Lernen Sie die invasive Instrumentierung von fetalen Lämmern zur präzisen Messung physiologischer Veränderungen während des Übergangs zur neonatalen Zirkulation. Dieses Modell ermöglicht wichtige Erkenntnisse für die Neugeborenenreanimation und die Behandlung von Geburtsasphyxie.

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Alle Protokolle wurden von den institutionellen Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) von der State University of New York Buffalo genehmigt. Eine Darstellung der Methodik mit invasiven und nicht-invasives monitoring ist in Abbildung 1dargestellt.
(1) Tiere
<ol><li>Einsatz Zeit datiert, q-Fieber seronegative, Schwangere Mutterschafe (gemischt-Rasse, Suffolk Dorset Katahdin Rasse) mit fetalen Lämmer 127-143 Tagen Schwangerschaft. Hinweis: Schafe Begriff Schwangerschaftswoche beträgt 145 Tage und 127 Schwangerschaft Lämmer Verhalten sich wie extreme Frühgeburten.</li>
</ol>2. präoperative Vorbereitung
<ol><li>Zurückhalten Sie, Essen von der Ewe 12 h vor der Operation.</li>
	<li>Beruhigen die Ewe mit intravenöse (IV) Diazepam (0,25 bis 1,5 mg/kg) und Ketamin (4 mg/kg).</li>
	<li>Führen Sie die Ewe in seitlichen liegen auf einem Aufzug Wagen.</li>
	<li>Verschieben Sie die Ewe, dorsal liegen auf eine V-Top-OP-Tisch.</li>
</ol>3. Anästhesie
Hinweis: Vor der Kaiserschnitt ist die Ewe mit Diazepam und Ketamin sediert und intubiert gefolgt von kontinuierlichen Einatmen von Isofluran (1 – 4 %). Angemessenheit der Anästhesie wird durch Auswertung der Muskel Ton und Auge Reflexe sowie die kontinuierliche Überwachung der Blut-Sauerstoff-Niveau mit einem Pulsoximeter und die Herzfrequenz überwacht. Während der Instrumentation Lämmer werden unter dem Einfluss der mütterlichen Anästhesie und erhalten Lokalanästhetikum auf Seiten der Instrumentierung.
<ol><li>
Intubation der Ewe mit einer 10,0 mm gefesselt endotracheal Schlauch (ETT). Vorher der ETT durch die Vocal Schnüre 1 – 2 cm über der Manschette. Pumpen Sie die Manschette ETT und binden Sie den ETT um die Schaf Kiefer um es im Ort zu sichern.
	<ol>
<li>Wenn die palpebrale Antwort nicht vorhanden ist, passen Sie die Isofluran (2 – 3 % ist in der Regel ausreichend).</li>
		<li>Bieten Sie künstliche Atemzüge durch konventionelle Beatmung (CMV), mit einem Bruchteil der inspiriert Sauerstoff (FIO2) von 0,21. Legen Sie den Ventilator auf bieten tidalvolumina von 10 – 15 mL/kg.</li>
		<li>Überwachen Sie die Oxyhemoglobin Sättigung kontinuierlich durch ein Pulsoximeter auf die Schaf Zunge gelegt.</li>
		<li>Messen Sie die Ende-Gezeiten Kohlendioxid (Ftmv2) mit einem Capnograph.</li>
		<li>Passen Sie die FIO2 und CMV zu Oxyhemoglobin Sättigung zwischen 90-97 % und ausgeatmete CO2 zwischen 35-45 mm Hg, bzw. pflegen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Sichern Sie die Schaf Glieder zu den OP-Tisch mit chirurgischen Verzurren.
	<ol>
<li>Passen Sie den OP-Tisch um umzukehren Trendelenburg-Position, um den Fötus zu entlasten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Legen Sie eine orogastraler Rohr zu dekomprimieren und gastrischen Inhalt entleeren.</li>
	<li>Ergänzen IV Flüssigkeit (normale Kochsalzlösung oder gesäugt Ringers Lösung) auf 10 mL/kg/h.</li>
	<li>Legen Sie eine rektale Temperatursonde um kontinuierliche Kerntemperatur zu erhalten.</li>
</ol>(4) Chirurgie
Hinweis: Den Kaiserschnitt und fetalen Verfahren akute Operationen gelten als in denen die Tiere eingeschläfert werden, durch die Gabe von Natrium Pentobarbital 100 mg/kg IV. Mutterschafe werden eingeschläfert, nach der Lieferung der Lämmer und die Lämmer werden nach Abschluss der Experimente eingeschläfert. Sterbehilfe wird durch Asystolie bestätigt. Eine sekundäre Methode der bilateralen Thorakotomie oder Entbluten wird auch eingesetzt. In diesem Fall ist die aseptische Technik nicht während der Operation praktiziert. Mitarbeiter müssen noch während Tierkontakt schützende Kleidung zu tragen.
<ol><li>Rasieren Sie die Wolle aus dem ventralen Bauch.</li>
	<li>
Verwenden der Cautery zu einem 15 – 18 cm Bauchschnitt oberflächlich über die Linea Alba, die Faszie verfügbar zu machen.
	<ol>
<li>Erstellen Sie eine kleine Öffnung in die Bauchhöhle mit einem stumpfen Spitzen Gefäßklemme Druck.</li>
		<li>Pflegen Sie diese Öffnung während der Bauchwand eine stumpfe Spitzen Schere schieben.</li>
		<li>Verwenden Sie die Schere um den Einschnitt der Linea abzuschließen Alba.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Suchen Sie und exteriorize der fetalen Kopf innerhalb der Gebärmutter aus dem Bauch.
	<ol>
<li>Halten Sie die fetale Kopf mit einer Hand und verwenden Sie die Cautery, um einen 10 cm Schnitt durch die Gebärmutterwand (über das Lamm Stirn) zu machen. Sicherstellen Sie, dass um Keimblätter zu vermeiden.</li>
		<li>Verwenden Sie Babcock Zange, um die Schichten der Gebärmutter und der Plazenta an vier gegenüberliegenden Ecken zusammen Klemmen.</li>
		<li>Setzen Sie das Lamm Kopf durch die Gebärmutter und außerhalb der Ewe Bauch.</li>
		<li>Verlassen der Babcock fasszange Verlegung außerhalb der Bauch während der fetalen Chirurgie.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. fetale Airway
<ol><li>
Intubation teilweise ausgesetzten fetalen Lamm mit einem 3,5-4,5 mm gefesselt ETT. Vorab die ETT durch die Stimmbänder 1 cm über der Manschette.
	<ol>
<li>Pumpen Sie die Manschette und sichern Sie den ETT eine Nabelschnur Band um das Rohr und dann um den Kopf binden.</li>
		<li>Flüssigkeiten Sie überschüssige fetalen Lunge in den ETT passiv abtropfen lassen, indem Sie den Kopf zur Seite kippen. Dies simuliert Egress der Lunge Flüssigkeit während der wehen.</li>
		<li>Verdecken Sie den ETT um Gasaustausch während keuchend in den asphyktisch Zeitraum zu verhindern.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(6) Hals Schiff Instrumentierung
<ol><li>
Die Wolle zu rasieren und 1 – 2 mL subkutan Bupivacain Hydrochlorid (0,25 %) an allen Standorten der Inzision zu infiltrieren.
	<ol>
<li>Machen zwei Hautschnitte von 3 cm auf jeder Seite des Halses (ca. 6 cm distal zum Kopf) neben der Luftröhre. Die Inzisionen sollten quer am Hals.</li>
		<li>Führen Sie den Schnitt mit der Cautery beim Zelten der Haut, um zu vermeiden, zerfleischte die Tiefenmassage.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Die Faszie mit gebogenen Kelly oder Moskito Pinzette zu trennen.</li>
	<li>
Isolieren Sie den richtigen internen Halsschlagader und rechts gemeinsame Halsschlagader.
	<ol>
<li>Platz zwei 20 cm, 0 seidenen Fäden unter beide Schiffe.</li>
		<li>Lassen Sie 1 cm zwischen den seidenen Fäden (proximal nach distal) Platz.</li>
		<li>Heben Sie vorsichtig jede Naht, rund um das Schiff, oberflächlich, die Durchblutung zu beschränken und machen einen 1 – 2 mm quer Schnitt in das Gefäß mit Iris Chirurgische Schere.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Legen Sie für die Halsschlagader ein vorab gespült Katheter (15-17 G) in der rechten Halsschlagader kaudal in Richtung der Aortenbogen zur Blutdruckmessung und Blutabnahme.
	<ol>
<li>Verwenden Sie die proximale Krawatte, um die Arterie vollständig zu verbinden.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 6.3.2 - 6.3.3.</li>
		<li>Legen Sie die vorab gespülten Karotis arteriellen Katheter und verwenden Sie den distalen Seiden Faden, um die Arterie und die Katheter mit 3 Knoten zu binden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Einsatz einer ähnlichen Technik, ein vorab gespült Katheter (14 – 16 G) in die Halsschlagader, wiederholen Sie die Schritte 6.3.2–6.3.3 einfügen zu fördern 7 – 10 cm kaudal ruhelagerung innerhalb der thorakalen Einlass (in Richtung der rechten Vorhof). Dies dient zur Verwaltung Flüssigkeit und Medikamente sowie venösen Druckmessungen.<ol>
<li>Überprüfen Sie den Katheter für Durchgängigkeit mit heparinisierten Kochsalzlösung und schließen Sie die Naht-Krawatte mit Hilfe rund um das Schiff und Katheter (mit den proximalen Naht nur) 2 – 3 Knoten.</li>
		<li>Legen Sie den zweiten Katheter (14 – 16 G) ca. 5 cm Rostral, Blut von der zerebralen Durchblutung zu sammeln. Verwenden Sie den gleichen Schnitt für die Platzierung der beiden Kathetern.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 6.5.1 betrifft die distalen Naht und Katheter und dann binden Sie die seidenen Fäden rund um die gegnerischen Linien der Katheter zu verhindern verdrehen sichern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Erweitern Sie den zuvor erstellten Schnitt in T-Form (1 – 2 cm) auf der linken Seite.
	<ol>
<li>Die linke Halsschlagader mit geöffneten gebogene futterzange zu erheben.</li>
		<li>Legen Sie eine 2 mm perivaskuläre Durchfluss-Sonde um das Schiff um den Blutfluss zu messen.</li>
		<li>Decken Sie die Durchfluss-Sonde mit einer 1 cm flexible Polymer-Hülse, die Sonde in die Lage zu stabilisieren.</li>
		<li>Legen Sie die Durchfluss-Sonde kabellinie in der t-förmigen Schnitt, so dass das Kabel mit dem Schiff parallel laufen.</li>
		<li>Schließen Sie den Hautschnitt. Binden Sie, um das Kabel, und um eine Schleife des Kabels, um zu vermeiden, den Fluss zu beschränken, wenn gezogen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(7) große Schiff Instrumentierung
<ol><li>Extrahieren der fetalen Lamm um die Brust freizulegen, und bedecken die exponierte Haut mit Polyethylen Wrap um Wärmeverluste zu vermeiden.</li>
	<li>Geben Sie das Lammfleisch in rechts seitlich liegen.</li>
	<li>Positionieren Sie den linken Vorderbein um den Hals an der Operationsstelle aussetzen.</li>
	<li>
Infiltrieren Sie 3 mL Bupivacain Hydrochlorid (0,25 %) entlang der 4th intercostalneuralgie Raum zu und machen Sie einen 6 cm Hautschnitt über der Cautery.
	<ol>
<li>Vorsichtig durchbohren des intercostalneuralgie Muskels mit stumpfen gebogenen Pinzette, Kreis unter der Rippe 3rd und zwischen dem nächsten intercostalneuralgie Raum herauskommen. Achten Sie darauf, nicht die Lunge oder das Herz zu verletzen.</li>
		<li>Öffnen Sie die Halterung für eine vorgeschnittenen Stück 0 Seide und bringt es durch die Rippe einzukreisen.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 7.4.1–7.4.2 um die Naht unter der 4th Rippe zu sichern.</li>
		<li>Klemmen Sie die Bande um jede Rippe. Behutsam hochziehen und einen Baumwoll-gespitzten Applikator in der Brust unter den 4th intercostalneuralgie Raum einfügen.</li>
		<li>Verwenden Sie den Applikator-Stick, um die Brust Inhalt zu schützen, während der Cautery intercostalneuralgie Raum in 1 cm für eine endgültige Öffnung von 6-8 cm. Achten Sie darauf, öffnen die Lunge nicht mit in die Rippe Bande gefangen.</li>
		<li>Setzen Sie eine Rippe Streuer in die Brust-Öffnung. Die Truhe öffnet, wird die linken oberen Lappen der Lunge, die wichtigsten Pulmonalarterie (PA) und der Ductus Arteriosus offenbaren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Verwenden Sie 2 x 2 Zoll Gazen umhüllen die Lunge und schieben Sie alle exponierten Gewebe Weg von der OP-Bereich.
	<ol>
<li>Verwenden Sie eine kleine manuelle Aufrollvorrichtung, um das Sichtfeld (falls erforderlich) zu verbessern.</li>
		<li>Ort eine Nabelschnur Klebeband (1/4 Zoll Breite, 6 Zoll Länge) eingeweicht in Amnion rund um die großen Gefäße. Einweichen der Nabelschnur Bandes verringert Reibung (und Verletzungen) auf die Gefäßwände.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mit Pinzette, heben Sie das Perikard und entlang der wichtigsten Lungenarterie, kümmert sich nicht um den Vagusnerv Schneiden Schneiden. Verwenden Sie einen Applikator-Stick weiterhin den rechten Vorhof, von störenden mit einem seitlichen Schnitt das Perikard entlang der Vagusnerv.</li>
	<li>
Mit Gemini Pinzette, bewegen Sie sich die Zange langsam von duktalen/PA Kerbe um und hinter der linken PA "einzukreisen" und entstehen auf der anderen Seite der linken PA. Viele empfindliche Gewebe laufen unter diesem Bereich und gehen Sie nur, wenn es keinen Widerstand.
	<ol>
<li>Wenn die Spitze der Zange beobachtet wird, öffnen Sie nur weit genug zu einem Ende des vorbefeuchteten Nabelschnur Bandes greifen. Klemmen Sie mit nur 1 Position im Ort angeklickt zu haben. Es ist möglich, dass umliegendes Gewebe in der Zange auch erwischt werden könnte und wenn fest eingespannt, dass Gewebe mit der Nabelschnur Band Schiff Verletzungen gefangen werden könnten.</li>
		<li>Vorsichtig wieder heraus die Zange, das Band in Position zu ziehen. Dies dient dazu, einen Raum für die Durchfluss-Sonde öffnen und hilft, um die Einfügung der Fluss Sonden (Abbildung 2) zu lenken. Maßnahmen zum Schutz Ihrer Kerbe Teil des Schiffes ist zwingend erforderlich, da dies den empfindlichsten Teil des Gewebes.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Legen Sie 4 – 6 mm perivaskuläre Durchfluss-Sonde durch sanft heben die Nabelschnur Band und Führung des (L-Halterung) Metall Teils der Sonde um das Schiff entlang der etablierten Öffnung.
	<ol>
<li>Richten Sie das Band im hinteren Bereich der Sonde zu helfen, setzen Sie das Schiff an Ort und am Ende der L-Halterung ermöglicht die gleitende Schließung zu sichernden zu visualisieren.</li>
		<li>Stellen Sie sicher, dass das Schiff > 75 % der Sonde Größe eine enge Passform und genaue Messungen gewährleisten.</li>
		<li>Schneiden Sie vorsichtig die Nabelschnur Bandende in der Nähe der Sonde und ziehen Sie das andere Ende um das Band aus dem Behälter zu entfernen. Das Band wird mit Messungen stören, wenn Sie nicht entfernt werden.</li>
		<li>Tragen Sie Ultraschallgel auf und passen Sie die Position der Sonde und Kabel Signalstärke und Qualität zu verbessern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 7,6 – 7.7.4, wie es um die Platzierung einer 6-8 mm perivaskuläre Durchfluss-Sonde um den Ductus Arteriosus betrifft.</li>
	<li>Schützende 2 x 2-Gaze aus der Brust und der Lungenkrebs neu positionieren.</li>
	<li>Legen Sie eine neue 2 x 2 Gaze um jede Metallbügel der Durchfluss-Sonde die Lunge schützen.</li>
	<li>Schließen Sie die Brust in Schichten mit einer konischen Nadel und 2.0 synthetische Monofile Faden. Sichern Sie die Kabel der Flow-Sonden der Außenhaut mit einer Schleife mit einer Nadel schneiden und 2.0 Seide Naht.</li>
</ol>8. nicht-invasive Messung
<ol><li>Befestigen Sie EKG führt am rechten Achselhöhle, linke Achselhöhle und rechts inguinalen Bereich (drei-Kanal-EKG). Pre- und Post-duktale arteriellen Oxyhemoglobin Sättigung (SpO2) wird mit einem Pulsoximeter bzw. auf dem rechten Vorderbein und entweder Megalosauridae gestellt überwacht. Einen Nah-Infrarot-Spektroskop (NIRS) Monitor über die Stirn mit Fäden und eine undurchsichtige Dressing zu sichern.</li>
</ol>9. die Datenerhebung
<ol><li>Sammeln und Aufzeichnen von Daten mithilfe einer Datenerfassungs-Software. Abbildung 1 illustriert invasiven und nichtinvasiven Parameter einschließlich: arterielle und zentralen venösen Blutdruck, linke gemeinsame Halsschlagader, linke Lungen- und duktale arterielle Blutfluss, EKG, SpO2, NIRS, FTMV2. Hinweis: Die Software und Ausrüstung Set-up für die Datensammlung kann variieren und sprengt den Rahmen dieses Artikels.</li>
</ol>10. experimentelles Protokoll
<ol><li>Verdecken schneiden Sie die Nabelschnur und verschieben Sie das Lamm aus dem mütterlichen Bauch in einem Wärmestrahler.</li>
	<li>Zur Zeit der asphyktisch einfügen eine Nabelschnur Venenkatheter für Adrenalin-Verwaltung (0,01 – 0,03 mg/kg IV / NFP Empfehlungen).</li>
	<li>Legen Sie einen Nabelschnur arteriellen Katheter um Post-duktale arteriellen Blutgase zu sammeln.</li>
	<li>Überwachen Sie das Lamm für bevorstehende Asystolie, definiert als die Abwesenheit von erkannten Karotis Durchfluss und Druck.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass ausreichend Personal zur Verfügung und jede Person, die folgenden Aufgaben widmen: (1) verwalten Lüftungs- und der Atemwege, (2) Herzdruckmassage durchführen, (3) verabreichen Medikamente, (4) zeichnen Sie Blutproben, (5) führen Sie den Code.</li>
	<li>Beginnen Sie Reanimation durch die Bereitstellung von Überdruckbeatmung (PPV) mit einem T-Stück-Beatmungsbeutel bei Drücken von 35/5 cm H2O. Einleitung der 20 min-Timer für experimentelle Reanimation Protokoll.</li>
	<li>
Nach 30 s der Lüftung, beginnen Herzdruckmassage indem man den Daumen und Fingern einer Hand auf gegenüberliegenden Seiten der Brust.
	<ol>
<li>Bieten Sie Herzdruckmassage durch Quetschen der Finger und des Daumens zusammen bis zu einer Tiefe von ca. 1/3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verwalten Sie Adrenalin in 3-Minuten-Intervallen.</li>
	<li>Reanimation Bemühungen fortsetzen, bis die Rückkehr der spontanen Zirkulation oder bis zu 20 Minuten.</li>
	<li>Bei Rückkehr der spontanen Zirkulation, kontinuierliche Infusionen (5 cc/kg/h) und Fentanyl (0,5-2,0 Mcg/kg/h; betitelten Wirkung), werden durch den vorher festgelegten Vena venösen Katheter gegeben. Nach 20 min Reanimation Periode ist das Tier eingeschläfert. Wenn Lämmer nicht ROSC von 20 min erreichen, fahren Sie mit Euthanasie.</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären

Das Lamm-Modell ist vergleichbar mit menschlichen Neugeborenen und ermöglicht einfache Instrumentierung, invasivere hämodynamische Variablen zu messen. Die fetalen/Neugeborenes Lamm-Modell wurde eine unschätzbare Recherche-Tool, das Reich zum Verständnis der Übergang Zirkulation sowie das Neugeborene Lungen- und Herz-Kreislauf-Physiologie beigetragen hat. Verschiedene experimentelle Lamm-Modelle wurden im Laufe der Jahre zu studieren eingerichtet optimale Beatmungsstrategien in Frühgeborenen Lämmer13</s...

Perinatale Asphyxie tritt in ungefähr 4 pro 1.000 Geburten der Begriff in den Vereinigten Staaten und ist verantwortlich für etwa 25 % der 4 Millionen neonatalen Todesfälle weltweit1,2. Während der natürlichen Entwicklung des Fötus erfolgen mehrere Anpassungen während der wehen und bei der Geburt für einen nahtlosen Übergang von der Intra - an die extrauterine Umgebung zu ermöglichen, wenn die Rolle der Plazenta als Organ des Gasaustausches der Lunge übernehmen. Nichterfüllung des Neugeborenen, ausreichend Übergang bei der Geburt weitere Kompromisse wiederbelebende Anstrengungen. Fälle, in denen fetalen Lunge Clearance ist unvollständig oder verzögert3,4und Umstände, die zu einem anhaltend hohen pulmonalen Gefäßwiderstand (PVR)5 Auswirkungen führen die Wirksamkeit der Belüftung, die am meisten bleibt wichtige Maßnahme in der Reanimation des Neugeborenen deuten6. Darüber hinaus führt unmittelbaren Spannen der Nabelschnur und Entfernung der Plazenta niederohmige abrupte Änderungen in der Herzleistung zu, die myokardiale Dysfunktion7,8verursachen können.
Aufgrund der selten erforderlichen aggressiven Reanimation (Herzdruckmassage und/oder Adrenalin Verwaltung notwendig)1,9gibt es keine starken Beweise von großen randomisierten klinischen Studien zur Unterstützung des Aktuelles Wiederbelebung von Neugeborenen (NFP) Programmrichtlinien. Viele translationale Forschung in der Wiederbelebung von Neugeborenen sind Studien mit postnatale Tiermodellen (besonders Ferkel), die nicht adäquat abbilden der Umstellung fetalen Kreislauf und flüssigkeitsgefüllte Lunge des Neugeborenen innewohnt, die Lieferung Zimmer. Angesichts der einzigartigen Herausforderungen im Zusammenhang mit Übergang von fetalen Kreislauf neonatale Zirkulation, eignet sich die perinatale deuten Herzstillstand fetalen Lamm Modell Neugeborenen wiederbelebende Physiologie zu studieren.
Die Studien von Joseph Barcroft auf fetale Lämmer bereits in den 1930er Jahren den Grundstein für fetale und neonatale Physiologie10. In der zweiten Hälfte des20. Jahrhunderts Geoffrey Dawes innovative und sorgfältige Experimente an fetalen Lamm-Modelle, und später die von Abraham Rudolph enorm zur Erkenntnis der Lungen- und Herz-Kreislauf-Physiologie in den Fötus beigetragen haben 11 , 12. in den letzten Jahren haben Studien über fetale/neonatale Lamm Modelle bereitgestellt, ein besseres Verständnis der Auswirkungen der Lüftung am Hämodynamik13,14, die Auswirkungen der Sauerstoffversorgung am PVR15,16, Neben den Kreislauf während Schnur spannen7,17auftretende Änderungen. Zu guter Letzt hat im vergangenen Jahr das Neugeborene Lamm als neuartige Modell zur Untersuchung der hämodynamischen Auswirkungen während der Reanimation18,19,20serviert. Eine detaillierte Erzählung von dem, was engagiert sich bei der Durchführung von einem Lamm-Experiment, sowie eine detaillierte Beschreibung der chirurgischen Besetzungen und die experimentelle Methodik vorgestellt werden.

<table><tbody><tr><td>Babcock-Zange</td><td>Miltex</td><td>16-44</td><td></td></tr><tr><td>Blutdruckwandler</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Wird mit Kochsalzlösung gefüllt Zwerchfellkuppeln</td></tr> verwendet <tr><td>Miltex</td><td>98SCS50-56</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kapnograph</td><td>Philips</td><td>7900</td><td>Verwendet mit Neugeborenen-Durchflusssensoren</td></tr><tr><td>Kauterstift</td><td>Valley Lab 287879</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kautereinheit</td><td>Valley Lab</td><td>SSE2K</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Pinzette</td><td>Everost</td><td>711714</td><td></td></tr><tr><td>Datenerfassungssoftware</td><td>Biopac Systems Inc.</td><td></td><td></td>ACK100W</tr><tr><td>EKG</td><td>Biopac Systems Inc.</td><td></td><td></td>ECG100C</tr><tr><td>Endotrachealtubus mit Manschette</td><td>Rusch</td><td>111780035 Flow-Modulator</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Transonic Systems Inc.&nbsp;</td><td>T403</td><td></td></tr><tr><td>Durchflusssonde</td><td>Transonic Systems Inc.&nbsp;</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td></td></tr><tr><td>Magensonde</td><td>Jorgensen Labs Inc.</td><td>J0106LE</td><td>Zur Dekompression und Entwässerung des Mutterschafmagens</td></tr><tr><td>Haarschneider</td><td>Andis Company</td><td>65340</td><td>&nbsp;# 40 Clipper Blade</td></tr><tr><td>Strahlungswärmer für Säuglinge</td><td>GE healthcare</td><td>7810</td><td></td></tr><tr><td>Intravenöse Katheter</td><td>Becton Dickinson</td><td>381234</td><td></td></tr><tr><td>Iris chirurgische Schere</td><td>Patterson</td><td>510585</td><td></td></tr><tr><td>Kelly Foreceps</td><td>Patterson</td><td></td><td></td>510535</tr><tr><td>Mückenzange</td><td>RICA Surgical Products INC</td><td>1-74</td><td></td></tr><tr><td>Nahinfrarotspektroskopie</td><td>Nonin Medical Inc.&nbsp;</td><td>X-100M</td><td>Sensmart Equanox & PureSAT</td></tr><tr><td>RSO2 Sensor</td><td>Nonin Medical Inc.&nbsp;</td><td>8004CB-NA</td><td>Neugeborene</td></tr><tr><td>Skalpellgriff und Klinge</td><td>Everost</td><td>707203</td><td></td></tr><tr><td>Nähte -Seide 2-0</td><td>Covidien</td><td>SS-695</td><td>Zum Binden von Kathetern an Gefäße</td></tr><tr><td>Nähte -vicryl&nbsp; 2-0</td><td>Ethicon</td><td>J269H</td><td>Wird zum Verschließen der Thorakotomie verwendet&nbsp;</td></tr><tr><td>T-Stück Beatmungsbeutel</td><td>Neo-Tee</td><td>MCM1050812</td><td></td></tr><tr><td>Nabelschnur</td><td>Jorgensen Labs Inc.</td><td></td><td></td>J0025UA</tr><tr><td>Weitlander Retraktor</td><td>Miltex</td><td>11-625</td><td></td></tr></tbody></table>

die perinatale erstickt lamm-modell: ein modell für die neugeborenen-reanimation

The Perinatal Asphyxiated Lamb Model: A Model for Newborn Resuscitation

Geburt Asphyxie entfallen fast 1 Million Todesfälle weltweit pro Jahr und ist eine der Hauptursachen der frühen neonatale Morbidität und Mortalität. Viele Aspekte der aktuellen Leitlinien Wiederbelebung von Neugeborenen bleiben umstritten angesichts der Schwierigkeiten bei der Durchführung von randomisierten klinischen Studien aufgrund der seltenen und oft unvorhersehbare müssen für die umfangreiche Reanimation. Die meisten Studien zur Wiederbelebung von Neugeborenen ergeben sich aus der Prüfpuppe Modelle, die nicht wirklich physiologische Änderungen oder Ferkel, die ihre Lunge Flüssigkeit gelöscht haben und, dass den Übergang von fetalen neonatale Kreislauf abgeschlossen haben. Dieses Protokoll enthält eine ausführliche Schritt für Schritt Beschreibung zum Erstellen eines perinatalen deuten fetalen Lamm-Modells. Das vorgeschlagene Modell verfügt über einen Übergang Zirkulation und flüssigkeitsgefüllte Lunge, die imitiert menschliche Neugeborene nach der Lieferung, und ist daher ein ausgezeichnetes Tiermodell Neugeborenen Physiologie zu studieren. Eine wichtige Einschränkung zu Lamm Experimenten ist höhere Kosten.

Nach Besetzung der fetalen Lämmer hämodynamische Variablen können aufgezeichnete (Abbildung 3 und Abbildung 4), dann analysiert und interpretiert werden (Abbildung 5). Häufige Blutproben gesammelt werden können, und Abbildung 6 zeigt den pH-Wert und PaCO2 Daten aus einem der Experimente. Gelegentlich, Katheter oder Sonden Strömung können zu Fehlfunktionen oder...

Invasive Instrumentierung des fetalen Lamms bietet genaue physiologische Messungen der Übergang Zirkulation in einem Modell, das genau das neugeborene Kind imitiert.

Die perinatale erstickt Lamm-Modell: Ein Modell für die Neugeborenen-Reanimation

Birth asphyxia accounts for nearly one million deaths worldwide each year, and is one of the primary causes of early neonatal morbidity and mortality. ...

Dieses Modell kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der Wiederbelebung von Neugeborenen und der Geburtsasphyxie zu beantworten. Der Hauptvorteil dieses Modells besteht darin, dass wir die physiologischen Veränderungen während des Übergangs vom Fötus zum Neugeborenen mit unseren bekannten Instrumenten genau untersuchen können. Die Auswirkungen dieser Technik erstrecken sich sowohl auf die Therapie der Geburtsasphyxie als auch auf die hypoxische ischämische Enzephalopathie.Forscher, die neu in dieser Methode sind, könnten Schwierigkeiten haben, da es viele Schritte gibt, die speziell für diese Spezies und unser beabsichtigtes instrumentelles Ziel entwickelt wurden. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist von entscheidender Bedeutung, da bei der Platzierung der pulmonalen und duktalen Flusssonden während des Eingriffs mit offenem Brustkorb besondere Sorgfalt geboten ist. Um den Kaiserschnitt durchzuführen, verwenden Sie einen Kauterisationskauter, um einen 15 bis 18 Zentimeter großen Bauchhautschnitt über der Linea alba eines anästhesierten schwangeren Mutterschafs zu machen, um die Faszie freizulegen, und verwenden Sie eine stumpfe Schere, um den Schnitt zu erstellen und zu verlängern.Nachdem Sie den Kopf des Fötus lokalisiert und nach außen gebracht haben, halten Sie den Kopf mit einer Hand fest und verwenden Sie den Kauter, um einen 10 Zentimeter langen Schnitt durch die Gebärmutterwand über der Stirn des Tieres zu machen. Verwenden Sie einen 3 1/2 bis 4 1/2 Millimeter langen Endotrachealtubus mit Manschette, um das teilweise exponierte Tier zu intubieren und die Manschette aufzublasen, neigen Sie dann den Kopf zur Seite, damit die überschüssige fetale Lungenflüssigkeit passiv abfließen kann, und verschließen Sie den Endotrachealtubus, um die spontane Atmung einzuschränken. Für die Instrumentierung der Halsgefäße ist die Haut zu zelten und eine subkutane Analgesie auf jeder Seite des Halses des fötalen Tieres etwa sechs Zentimeter entfernt vom Kopf neben der Luftröhre zu verabreichen und einen einzelnen, drei Zentimeter langen Hautschnitt auf jeder Seite des Halses durch Kauter vorzunehmen.Isolieren Sie die rechte Vena jugularis externa und die rechte Arteria carotis communis durch stumpfe Dissektion der Faszie und legen Sie zwei 20 Zentimeter lange Seidennähte mit einem Abstand von einem Zentimeter unter beide Gefäße. Heben Sie jede Naht vorsichtig an, um den Blutfluss einzuschränken, und verwenden Sie eine chirurgische Irisschere, um einen teilweisen ein bis zwei Millimeter breiten Querschnitt in das Gefäß zwischen den Nähten zu machen. Führen Sie einen 15- oder 17-Gauge-Katheter zur Blutdrucküberwachung und Blutentnahme in die rechte Halsschlagader kaudal in Richtung des Aortenbogens ein.Führen Sie einen 14- oder 16-Gauge-Katheter mit vorgespültem Katheter sieben bis 10 Zentimeter kaudal in die Halsvene in Richtung des rechten Vorhofs ein, um Flüssigkeit und Medikamente zu verabreichen. Führen Sie dann einen zweiten Katheter etwa fünf Zentimeter rostral ein, um Blut aus dem Hirnkreislauf zu sammeln. Verlängern Sie als Nächstes den linken Schnitt um ein bis zwei Zentimeter in eine T-Form.Isolieren Sie die Halsschlagader und platzieren Sie eine zwei Millimeter große perivaskuläre Flusssonde um das Gefäß, um den Blutfluss zu messen. Stabilisieren Sie die Sonde mit einer flexiblen, ein Zentimeter großen Polymerhülse und platzieren Sie die Kabelleitung der Durchflusssonde so in den T-förmigen Schnitt, dass das Kabel parallel zum Gefäß verläuft. Schließen Sie dann den Hautschnitt und binden Sie das Kabel mit einer Schlaufe zusammen, um eine korrekte Position und ein minimales Risiko einer Verschiebung zu gewährleisten.Für eine gute Gefäßinstrumentierung verlängern Sie die linke Vordergliedmaße hinter dem Hals, um das fötale Lamm herauszuziehen, wobei die linke Seite der Brust vollständig freigelegt wird, und decken Sie das Tier mit einer Polyethylenfolie ab, um Wärmeverlust zu vermeiden. Infiltrieren Sie subkutan drei Milliliter Analgesie entlang des vierten Interkostalraums und verwenden Sie einen Kauter, um einen sechs Zentimeter langen Hautschnitt in dieselbe Region zu setzen. Verwenden Sie eine stumpfe, gebogene Pinzette, um den Interkostalmuskel vorsichtig zu durchstechen, indem Sie die Spitzen unter der dritten Rippe kreisen und zwischen dem nächsten Interkostalraum herauskommen.Öffnen Sie die Pinzette, um ein Stück Zero-Seide zu greifen, und ziehen Sie die Naht durch den Schnitt zurück, um die Rippe zu umschließen, und klemmen Sie dann die Bänder um die Rippe. Ziehen Sie dann vorsichtig beide Seidenkrawatten hoch und führen Sie einen Applikator mit Baumwollspitze in die Brust unter dem vierten Interkostalraum ein, um den Brustinhalt zu schützen, während Sie den Interkostalraum mit Kauter und stumpfer Dissektion auf sechs bis acht Zentimeter erweitern. Legen Sie einen Rippenspreizer in die Brustöffnung, um die linken oberen Lungenlappen und des Herzens freizulegen, die vom Perikard bedeckt sind.Umhüllen Sie die Lunge mit einer zwei mal zwei Zoll großen Gaze und schieben Sie freiliegendes Gewebe vorsichtig aus dem Operationsbereich weg. Heben Sie mit einer Pinzette das Perikard an und schneiden Sie entlang der Lungenhauptarterie, wobei Sie darauf achten, den Vagusnerv nicht zu durchtrennen. Verwenden Sie einen Applikatorstab, um zu verhindern, dass der rechte Vorhof den seitlichen Schnitt des Perikards entlang des Vagusnervs beeinträchtigt.Jetzt, da das Perikard offen ist, kommt die Lungenhauptarterie zum Vorschein, die sich in den Ductus arteriosus und den linken und rechten Ast der Lungenarterie aufteilt. Ein effektiver Übergang bei der Geburt wird durch die Untersuchung der Flussänderung bewertet, wenn das Blut in die Lunge gelangt, anstatt die fetale Zirkulation durch den Ductus fortzusetzen. Lokalisieren Sie die Kerbe der duktalen Lungenarterie und bewegen Sie die Gemini-Pinzette vorsichtig um und hinter die linke Lungenarterie, um die Arterie vorsichtig zu umschließen, wobei Sie die Kerbe der rechten Lungenarterie vermeiden und die Pinzette nur dann vorschieben, wenn kein Widerstand vorhanden ist.Wenn die Spitze der Pinzette auf der anderen Seite des Gefäßes zu sehen ist, öffne die Spitzen gerade weit genug, um ein Ende eines vorangefeuchteten Stücks Nabelband zu greifen, und ziehe die Pinzette vorsichtig zurück, um das Band in Position zu bringen. Kabelbinder werden um die Gefäße gelegt, um das Einsetzen einer Durchflusssonde vorzubereiten. Heben Sie das Nabelband vorsichtig an, damit die L-Halterung einer vier bis acht Millimeter großen perivaskulären Durchflusssonde entlang der durch das Band geschaffenen Öffnung um jedes Gefäß geführt werden kann, und lenken Sie das Band zur Rückseite der Sonde, um die Durchflusssonde an ihren Platz zu bringen.Wenn das Ende der L-Halterung sichtbar ist, sichern Sie den Schiebeverschluss und schneiden Sie vorsichtig ein Ende des Nabelbandes in der Nähe der Sonde ab, indem Sie das andere Ende des Bandes vorsichtig ziehen, um es aus dem Gefäß zu entfernen. Die Instrumentierung ist abgeschlossen, die Messung dieser Flüsse nach der Geburt gibt Aufschluss über die Lungenfunktion und den effektiven Übergang zur Luftatmung. Verwenden Sie eine konische Nadel und eine 2-0 synthetische Monofilnaht, um die Brust in Schichten zu schließen, und eine Schneidenadel und eine 2-0 Seidennaht, um die Kabel der Strömungssonden mit einer Schlaufe an der Außenhaut zu befestigen.Um das Versuchsprotokoll zu starten, überprüfen Sie, ob der Endotrachealtubus verschlossen ist, und binden und durchtrennen Sie die Nabelschnur. Bringen Sie das Lamm in einen Strahlungswärmer und legen Sie Nabel-, Venen- und Arterienkatheter an. Nach dem Erstickungsstillstand beginnen Sie mit den Richtlinien für das Wiederbelebungsprogramm für Neugeborene mit 30 Sekunden Beatmung, gefolgt von einer Drei-zu-Eins-Thoraxkompression und der Verabreichung von Adrenalin alle drei Minuten.Nach der Instrumentierung können hämodynamische Variablen aufgezeichnet, analysiert und interpretiert werden. Häufige Blutproben können entnommen werden, um z. B. den pH-Wert und den Sauerstoffpartialdruck der Proben zu verschiedenen Zeitpunkten während des Wiederbelebungsverfahrens beurteilen zu können. Gelegentlich kann es vorkommen, dass die Katheter oder Durchflusssonden nicht richtig funktionieren oder sich lösen, was die Datenerfassung und -analyse verhindert.Einmal gemeistert, kann die Instrumentierung in zwei Stunden abgeschlossen werden. Es ist auch wichtig, mit einem geschulten Team mit zugewiesenen Rollen zusammenzuarbeiten, um sicherzustellen, dass alle Aufgaben konsistent erledigt werden. Das Tier in diesem Modell hat einen Übergangskreislauf und eine flüssigkeitsgefüllte Lunge, die menschliche Neugeborene nach der Entbindung simuliert, und ist daher ein hervorragendes Modell für die Untersuchung der Physiologie von Neugeborenen.Dieses perinatale Lammmodell ähnelt einem depressiven Neugeborenen im Kreißsaal. Studien zu diesem Modell werden die Wiederbelebung von erstickten Neugeborenen weltweit optimieren.

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Die postnatale Rattenmodell für hypoxisch-ischämischen Hirn-Trauma ist ein gut etabliertes Modell der menschlichen Neugeborenen hypoxisch ischämischen Enzephalopathie (HIE). In diesem Artikel beschreiben wir das Modell der HIE in postnatalen Rattenjungen.

Die hypoxische ischämischen Enzephalopathie Model of Perinatal Ischämie

Großtiermodelle haben gute translationale Werte in der Untersuchung der Physiologie und Pharmakologie von neonataler Asphyxie. Mit neugeborenen Ferkeln, entwickeln wir ein experimentelles Protokoll neonatale Asphyxie die Vorteile eines Studiums der systemischen und regionalen Hämodynamik, Sauerstoff-Transport mit biochemischen und pathologischen Wege und Zusammenhänge hat zu simulieren.

A Swine Modell von neonataler Asphyxie

Hypoxisch-ischämische Enzephalopathie nach perinataler Asphyxie kann mit Tiermodellen untersucht werden. Wir demonstrieren die Verfahren, die zur Etablierung eines Ferkelmodells der neonatalen hypoxisch-ischämischen Enzephalopathie erforderlich sind.

Ein Ferkel Modell Neonatal hypoxischischämischer Enzephalopathie

Die Frühgeborenen-Enzephalopathie umfasst die Anomalien des Zentralnervensystems, die mit Verletzungen durch Frühgeburten verbunden sind. Dieser Bericht beschreibt ein klinisch relevantes Rattenmodell der in utero transienten systemischen Hypoxie-Ischämie und der intraamniotischen Lipopolysaccharid-Verabreichung (LPS), das die Chorioamnionitis nachahmt, und den damit verbundenen Einfluss von infektiösen Reizen und Plazenta-Unterperfusion auf die ZNS-Entwicklung.

Modellierung Enzephalopathie praematurorum Mit Prenatal Hypoxie-Ischämie mit Intra-Frucht Lipopolysaccharide bei Ratten

Dieses Protokoll wurde entwickelt, um eine Methode zur Platzierung und Einrichtung eines supraglottischen (alternativen) Atemwegs während der Wiederbelebung von Neugeborenen zu beschreiben. Es kann in Situationen eingesetzt werden, in denen Ersthelfer Neugeborene, die eine Wiederbelebung benötigen, nicht beatmen oder endotracheal intubieren können.

Platzierung der Larynxmaske in einem neonatalen Patientensimulator unter Verwendung eines nicht aufblasbaren supraglottischen Atemwegs (SGA)

Dieses Ferkelmodell umfasst chirurgische Instrumente, Erstickung bis zum Herzstillstand, Wiederbelebung und Beobachtung nach der Reanimation. Das Modell ermöglicht eine mehrfache Probenahme pro Tier und bietet durch die kontinuierliche invasive Überwachung des arteriellen Blutdrucks, des EKGs und des nicht-invasiven Herzzeitvolumens Kenntnisse über die Hämodynamik und die Pathophysiologie des Herzens bei perinataler Asphyxie und Herz-Lungen-Wiederbelebung bei Neugeborenen.

Ein perinatales Asphyxie-Modell für Ferkel zur Untersuchung von Herzverletzungen und Hämodynamik nach Herzstillstand, Wiederbelebung und der Rückkehr der Spontanzirkulation

Dieses Protokoll beschreibt die Entwicklung eines neonatalen Ferkelmodells für akute Lungenverletzungen, das frühe pathogene Ereignisse in der Frühgeborenenlunge modelliert, einschließlich einer unzureichenden Tensidmenge, Hyperoxie, Hochdruckbeatmung und Entzündung, um das Verständnis der molekularen Auslöser der bronchopulmonalen Dysplasie zu erleichtern und die therapeutische Translation zu verbessern.

Entwicklung eines Modells für akute Lungenverletzungen bei Neonatalen Ferkeln, das die frühe Umgebung der Lunge von Frühgeborenen nachbildet

Ein leistungsfähiges Modell für perioperative und Intensivmedizin akute Nierenversagen wird vorgestellt. Mit ganzen Körper Hypoperfusion durch Herzstillstand ist es möglich, fast replizieren die histologische und funktionelle Veränderungen der klinischen AKI induziert.

Normothermen Herzstillstand und Herz-Lungen: Ein Maus-Modell der Ischämie-Reperfusionsschaden

Dieser Artikel beschreibt ein Rattenmodell von elektrisch induziertem Kammerflimmern und Wiederbelebung durch Thoraxkompression, Beatmung und Abgabe von Elektroschocks, das eine Episode eines plötzlichen Herzstillstands und einer konventionellen Herz-Lungen-Wiederbelebung simuliert. Das Modell ermöglicht es, Erkenntnisse über die Pathophysiologie des Herzstillstands zu gewinnen und neue Wiederbelebungsstrategien zu erforschen.

Ein Rattenmodell von Kammerflimmern und Reanimation durch konventionelle Closed-Brust-Technik

Dieses Protokoll beschreibt, wie eine Enteroid-Kultur-System von Neugeborenen Maus oder vorzeitige menschlichen Darm sowie eine effiziente Methode um Milch von Mäusen zu sammeln.

Muttermilch fördert Wachstum der Enteroids: ein Ex-Vivo -Modell der Zellproliferation

Lernen Sie die invasive Instrumentierung von fetalen Lämmern zur präzisen Messung physiologischer Veränderungen während des Übergangs zur neonatalen Zirkulation. Dieses Modell ermöglicht wichtige Erkenntnisse für die Neugeborenenreanimation und die Behandlung von Geburtsasphyxie.

Die perinatale erstickt Lamm-Modell: Ein Modell für die Neugeborenen-Reanimation

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