Name: Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-01T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 10 s
Description: Lernen Sie die Aufzeichnung lokaler Feldpotenziale im Hippocampus von Mäusen mit Mehrfach-Silikonsonden und Stromquellendichteanalyse. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung räumlich eingeschränkter Hirnoszillationen bei frei beweglichen Tieren.

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Wir sind dankbar, Karin Winterhalter und Kerstin Semmler für technische Hilfe. Diese Arbeit wurde durch des Exzellenzclusters BrainLinks - BrainTools (EXC 1086) von der Deutschen Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Alle Methoden, bei denen lebende Tiere sind durch das Regierungspräsidium Freiburg im Einklang mit dem deutschen Tierschutzgesetz genehmigt worden.
1. Vorbereitungen
<ol><li>Entwerfen Sie und erstellen Sie eine entsprechende einsatzwerkzeug vorübergehend tragen die Silizium-Sonde und der Elektrode Stecker während des Prozesses der Implantation. Siehe Abbildung 1 für ein Beispiel benutzerdefinierte gebaute einsatzwerkzeug.</li>
	<li>Lösen Sie vorsichtig die Silizium Sonde und Elektrode Connector aus der Verpackung mit Keramik Spitzen Pinzette.</li>
	<li>Heben Sie die Anschlussplatine und sicher befestigen Sie es mit einem Krokodil-Klemme an einem Ständer befestigt.</li>
	<li>Verwenden ein Stereoskop, richten Sie die Sonde mit dem Einsetzwerkzeug mit Keramik-bestückte Zangen. ~ 2 mm Auftragen von Paraffinwachs geschmolzen mit einer linken, die Sonde auf das einsatzwerkzeug zu kleben. Achten Sie darauf, nicht um die Sonde Shanks während dieses Vorgangs zu berühren.</li>
	<li>Fixieren Sie die Elektrode-Connector an der Welle das einsatzwerkzeug mit standard Klebeband. Beachten Sie, dass je nach Hersteller, Massekabel müssen die Anschlussplatine Elektrode vor der Implantation verlötet werden könnte. Entfernen Sie die Isolierung von zwei kurze Stücke von Lack-isolierten Kupferdraht mit Lötzinn mit einem Lötkolben (400 ° C) angewendet. Löten Sie das Massekabel an die entsprechenden Schlitze in der Elektrode Anschlussplatine.</li>
	<li>Entfernen Sie die Isolierung von zwei zusätzliche Stücke des kupfernen Drahtes. Wickeln Sie jeden blanken Kupferdraht dreimal um eine Edelstahlschraube (1 mm Durchmesser, 2 mm Länge). Gelten Sie Flussmittel zum Löten von Stahl geeignet und Löten Sie den Kupferdraht an der Unterseite des Schraubverschlusses. Stellen Sie sicher, dass die untere Hälfte des Schraubengewindes bleibt von Zinn frei.</li>
	<li>Verwenden Sie ein standard-Multimeter für elektrische Kontaktierung zwischen Draht und Schrauben zu überprüfen.</li>
	<li>Desinfizieren Sie die Schäfte der Silizium-Sonde und den Boden Schrauben durch Eintauchen in 70 % igem Ethanol (10 s).</li>
	<li>Bereiten Sie eine Schutzhülle für das Implantat Sonde durch den Kopf eines Kunststoffs Pasteurpipette in zwei Hälften schneiden.</li>
</ol>2. Implantation Operation
<ol><li>Sterilisieren Sie chirurgische Instrumente (Schere, feine Spitze Pinzetten, chirurgische Klemmen) mit einem heißen Perle Sterilisator. Wischen Sie alle Oberflächen mit 70 % Ethanol.</li>
	<li>Anästhesie mit Isofluran 3 % Sauerstoff geliefert bei ~ 1 L/min zu induzieren.<ol>
<li>Verwenden Sie für die Wartung 1-1,5 % Isofluran. Beachten Sie, dass die Isofluran-Konzentration erforderlich, um chirurgische Toleranz zu erreichen von Tier zu Tier unterschiedlich sein kann.</li>
		<li>Stabile chirurgische Toleranz wird erreicht, wenn das Tier reagiert nicht auf Zeh kneifen. Die Atemfrequenz der Maus zu überwachen und ggf. die Konzentration von Isofluran.</li>
		<li>Wenden Sie Salbe auf das Tier Augen Austrocknen zu verhindern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Montieren Sie die Maus in einem stereotaktischen Rahmen durch sanft Ohr Bars in den Gehörgang einführen. Sobald der Kopf der Maus durch die Ohr-Balken stabilisiert wird, platzieren Sie ein Mundstück über die Schnauze für kontinuierliche Isofluran Lieferung. Platzieren Sie den Mauszeiger über ein Heizkissen auf Handtuch oder Pad und Buprenorphin subkutan zu injizieren (0,05 - 0,1 mg/kg Körpergewicht) um postoperative Analgesie zu gewährleisten.</li>
	<li>Rasieren Sie den Kopf mit einem standard Rasierer zu und Desinfizieren Sie die Haut mit 70 % Ethanol. Chirurgische Scheren, einen Einschnitt in die Haut entlang der Mittellinie des Schädels und die Haut mit chirurgischen Klammern öffnen.</li>
	<li>Richten Sie den Kopf des Tieres mit Hilfe von einer stereotaktischen Alignment-Tool zur Ebene Bregma und Lambda. Es sollte weniger als 50 µm Höhenversatz zwischen Bregma und Lambda. Darüber hinaus definiert Ebene, die den Kopf entlang der Mediolateral Achse durch Messung der Tiefe von Bregma am Schädel an der Oberfläche Abstände Links und rechts (z. B. 1 mm Links und rechts der Bregma). Stellen Sie die Neigung des Kopfes, bei Bedarf.</li>
	<li>Reinigen Sie den Kopf mit 3 % Wasserstoffperoxid und mit sterilen Baumwolle Tücher wischen Sie trocken.</li>
	<li>Bestimmen Sie den Speicherort der die Kraniotomie relativ Bregma mit einer entsprechenden stereotaktischen Atlas12.</li>
	<li>Bohren Sie mit einem 0,9 mm Bohrkopf, zwei Schraubenlöcher in den Knochen über das Kleinhirn, Boden und Referenz Schrauben zu platzieren. Darüber hinaus sind 1-3 Löcher für Verankerung Schrauben wünschenswert, das Implantat zu stabilisieren. Die Lage des Ankerschrauben richtet sich nach den Speicherort der die Kraniotomie. Platzieren Sie für die Implantation in Hippocampus Ankerschrauben über kontralateralen parietalen und ipsilateral frontalen Kortex. Stecken Sie die Schrauben in den Knochen mit einem geeigneten Schraubendreher. Achten Sie darauf, nicht in das Gehirn eindringen.</li>
	<li>Durchführen Sie die Kraniotomie durch langsam Ausdünnung des Schädels mit dem Bohrer in einem rechteckigen Bereich um die Implantation Seite. Befeuchten Sie häufig die Knochen mit steriler Phosphatpuffer (PB). Die verbleibenden ausgedünnte Schädel kann sanft durchbohrt und mit Hilfe einer feinen (27G) Injektionsnadel und Pinzette entfernt.</li>
	<li>Die Dura Mater sorgfältig mit einer dünnen Injektionsnadel (27G) durchstoßen. Bilden Sie einen kleinen Haken durch die Spitze der Nadel mit einer Pinzette biegen und ziehen Sie die Dura für die Entfernung. Gelten Sie PB um die Gehirn-Oberfläche Austrocknen verhindert wird.</li>
	<li>Das einsatzwerkzeug Elektrode auf einem stereotaktischen Halter montieren, NULL die Sonde am Bregma, und bewegen Sie die Sonde in der stereotaktischen Koordinaten über die Kraniotomie. Dringen Sie langsam in die Oberfläche des Gehirns. Stellen Sie sicher, dass die Sonde Wellen nicht biegen. Implantation durch Blutgefäße zu vermeiden.</li>
	<li>Senken Sie langsam die Sonde bis ~ 200 µm über die gewünschte Tiefe. Decken Sie die Kraniotomie und Ableger der Silizium-Sonde mit sterilisierter Vaseline für Schutz. Wenden Sie dental Zement um die Basis der Sonde auf die Verankerung Schraube in den Schädel zu beheben.</li>
	<li>Gerade nach dem Zement auftragen, langsam bewegen der Sonde auf die Solltiefe. Voran die letzten ~ 200 µm nach Anwendung des Zements seitliche Bewegung der Sonde reduziert und sorgt für minimalen Gewebeschädigung im Zielgebiet. Beachten Sie, dass die Aushärtezeit des Zements verwendet diesen Schritt des Protokolls auswirken kann. Überspringen Sie mit schnell heilen Zement diesen Schritt und Implantat direkt die Sonde die Zieltiefe zur Vermeidung von Schäden an der Silizium-Sonde.</li>
	<li>Nachdem der Zement ausgehärtet ist, lassen Sie die Sonde aus dem Einsetzwerkzeug durch Schmelzen des Wachses mit einem linken.</li>
	<li>Lassen Sie die Anschlussplatine vom Gerät einfügen und positionieren Sie es an einem geeigneten Ort auf den Schädel mit einem Krokodil Klemme an der Einfügemarke Griff befestigt. Im Falle einer Sonde Implantation in den Hippocampus setzen Sie die Connector-Platine am kontralateralen Parietal Knochen. Befestigen Sie die Anschlussplatine an den Schädel mit dental Zement.</li>
	<li>Löten Sie Boden und Referenz Drähten Connector Board an den Seilen über das Kleinhirn, die zwei Schrauben befestigt.</li>
	<li>Schneiden Sie die Schutzabdeckung auf die richtige Höhe und legen Sie es über die Silizium-Sonde. Befestigen Sie die Abdeckung auf der Anschlussplatine und Schädel mit dental Zement, die Haut um den exponierten Schädel zu vermeiden. Nähen die Haut um den Implantationsort ist in der Regel nicht erforderlich.</li>
</ol>3. Erholung nach der Operation
<ol><li>Wenden Sie geeignete schmerzstillende Behandlung für mindestens 2 Tage (z. B. subkutane Injektionen von Buprenorphin alle 6 h tagsüber und im Trinkwasser über Nacht mit Carprofen (4-5 mg/kg Körpergewicht) subkutan alle 24 h kombiniert). Single-Gehäuse wird empfohlen, um Schäden an das Implantat.</li>
	<li>Mindestens eine Woche für die Wiederherstellung zu ermöglichen. Wenden Sie sich an lokalen Tierschutzrichtlinien.</li>
</ol>4. Datenerfassung
<ol><li>Rekord drängendere von frei beweglichen Mäuse verwenden ein passende Datenerfassungssystem, verbunden durch einen Kommutator. Drängendere erwerben, verwenden Sie eine Abtastfrequenz von 1 bis 5 kHz. Höhere Abtastraten (20-30 kHz) sind erforderlich, wenn Monoblock-Entladungen sind zusammen mit der LFP aufgezeichnet werden.</li>
	<li>Speichern Sie raw-Aufnahme-Dateien der einzelnen Kanäle für offline-Analyse.</li>
</ol>5. Histologie
<ol><li>Nach Abschluss der Aufnahme tief betäuben des Tieres (z.B. 2 g/kg Körper Gewicht Urethan injiziert intraperitoneal). Bestätigen Sie die Narkose Zustand durch mangelnde Reaktion bis zu den Zehen kneifen.</li>
	<li>Durchspülen Sie die Maus-Transcardially mit eiskalten Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (~ 1 min) gefolgt von 4 % Paraformaldehyd (~ 10 min) mit standard Intracardial Perfusion Methoden13. Vor Perfusion, elektrolytische schädigendes der Aufnahme Websites möglicherweise durch durchgeführt (z. B. durch die Anwendung von 10-20 V der Konstante Spannung für bis zu 1 s). Alternativ Fluoreszenzfarbstoffen auf den Schaft Tipps angewendet, bevor Implantation verwendet werden kann, um Identifikation zu verfolgen. Testen die verschiedenen Methoden zur Identifizierung von Elektrodenpositionen, optimale Ergebnisse mit verschiedenen Arten von Silizium-Sonden zu erzielen wird empfohlen.</li>
	<li>Schneiden Sie Gehirn-Abschnitte (~ 100 µm) und Färben Sie die Scheiben mit 4'-6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI, 1 µg/mL) gefolgt von drei Waschschritten in PB (jede 10 min bei Raumtemperatur).</li>
	<li>Die Abschnitte auf einen Objektträger zu platzieren, geben Sie einen Tropfen der Einbettung von Medium und Abdeckprofil mit einem Deckglas. Lassen Sie die einbettende mittlere über Nacht trocknen bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Mit einem Epifluoreszenz oder konfokale Laserscanning-Mikroskop, den Standort der Aufnahme Websites identifizieren.</li>
	<li>Zur Wiederherstellung der Silizium-Sonde für die weitere Verwendung zu versuchen, halten Sie die Sonde mit einem Krokodil-Klemme und lassen Sie die Sonde aus dem Schädel durch sorgfältig Schmelzen des dental Zements mit einem Lötkolben (400 ° C). Achten Sie darauf, nicht um die Sonde Shanks während dieses Vorgangs zu berühren!</li>
	<li>Waschen Sie die Sonde in heißes destilliertes Wasser (~ 80 ° C, 15 min), gefolgt von enzymatischen Lösung (1 % Tergazyme in destilliertem Wasser, 30 min bei Raumtemperatur) und ein weiteres waschen Schritt in destilliertem Wasser (15 min). Beachten Sie, dass die Erfolgsquote bei der Sonde Wiederherstellung niedrig ist.</li>
</ol>6. CSD-Analyse
<ol><li>Mit Hilfe einer geeigneten Analyseumgebung (z.B. Python), konvertieren LFP Daten von einer einzelnen Schaft zum CSD durch Annäherung an die zweite räumliche Ableitung entlang des Schafts als <img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57714/57714eq1.jpg"> wo LFPn, t ist die LFP-Signal auf die n-th -Elektrode zum Zeitpunkt t und ΔZ ist der Abstand zwischen Elektrode. Beachten Sie, dass aufgrund der n-1 und n+ 1-Operationen, der CSD der ersten und letzten Elektroden des Schaftes abgeschätzt werden kann, die unter Berücksichtigung während der Platzierung der Sonde werden muss. Implementieren der Näherungsformel mit ein kurzes Segment des Codes, die das CSD-Signal für jede Elektrode während der Iteration über Zeit (siehe ergänzende Codedatei) berechnet.</li>
	<li>Verwenden Sie die erhaltenen CSD-Signal für weitere Analysen (z. B. Studium bestimmte Frequenzbänder des Gehirns Schwingungen durch Anwendung der Bandpass-Filter).</li>
</ol>

<ol><li>Buzsáki, G., Draguhn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+oscillations+in+cortical+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neuronal oscillations in cortical networks.</a> Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).</li>
<li>Keefe, J., Recce, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phase+relationship+between+hippocampal+place+units+and+the+EEG+theta+rhythm%5BTitle%5D)+AND+%22Hippocampus%22%5BJournal%5D)">Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm.</a> Hippocampus. 3 (3), 317-330 (1993).</li>
<li>Benchenane, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coherent+theta+oscillations+and+reorganization+of+spike+timing+in+the+hippocampal-prefrontal+network+upon+learning%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Coherent theta oscillations and reorganization of spike timing in the hippocampal-prefrontal network upon learning.</a> Neuron. 66 (6), 921-936 (2010).</li>
<li>Jadhav, S. P., Kemere, C., German, P. W., Frank, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+hippocampal+sharp-wave+ripples+support+spatial+memory%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Awake hippocampal sharp-wave ripples support spatial memory.</a> Science. 336 (6087), 1454-1458 (2012).</li>
<li>Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+execution+of+working+memory+linked+to+synchronized+high-frequency+gamma+oscillations%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations.</a> Cell. 157 (4), 845-857 (2014).</li>
<li>Karalis, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((4-Hz+oscillations+synchronize+prefrontal-amygdala+circuits+during+fear+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">4-Hz oscillations synchronize prefrontal-amygdala circuits during fear behavior.</a> Nature Neuroscience. 19 (4), 605-612 (2016).</li>
<li>Khodagholy, D., Gelinas, J. N., Buzsáki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Learning-enhanced+coupling+between+ripple+oscillations+in+association+cortices+and+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Learning-enhanced coupling between ripple oscillations in association cortices and hippocampus.</a> Science. 358 (6361), 369-372 (2017).</li>
<li>Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG%2C+ECoG%2C+LFP+and+spikes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).</li>
<li>Mitzdorf, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+source-density+method+and+application+in+cat+cerebral+cortex%3A+investigation+of+evoked+potentials+and+EEG+phenomena%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena.</a> Physiological Reviews. 65 (1), 37-100 (1985).</li>
<li>Lasztóczi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Layer-specific+GABAergic+control+of+distinct+gamma+oscillations+in+the+CA1+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Layer-specific GABAergic control of distinct gamma oscillations in the CA1 hippocampus.</a> Neuron. 81 (5), 1126-1139 (2014).</li>
<li>Strüber, M., Sauer, J. -F., Jonas, P., Bartos, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distance-dependent+inhibition+facilitates+focality+of+gamma+oscillations+in+the+dentate+gyrus%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Distance-dependent inhibition facilitates focality of gamma oscillations in the dentate gyrus.</a> Nature Communications. 8 (1), 758(2017).</li>
<li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFranklin%2C+KBJ+%22The+mouse+brain+in+stereotaxic+coordinates%22">The mouse brain in stereotaxic coordinates</a>. , Academic Press, Elsevier. (2007).</li>
<li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564(2012).</li>
<li>Kajikawa, Y., Schroeder, C. E. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22153379">How local is the local field potential?</a> Neuron. 72 (5), 847-858 (2011).</li>
<li>Berens, P., Keliris, G. A., Ecker, A. S., Logothetis, N. K., Tolias, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feature+selectivity+of+the+gamma-band+of+the+local+field+potential+in+primate+primary+visual+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Feature selectivity of the gamma-band of the local field potential in primate primary visual cortex.</a> Frontiers in Neuroscience. 2 (2), 199-207 (2008).</li>
<li>Lastóczi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/28391402">Distinct gamma oscillations in the distal dendritic field of the dentate gyrus and the CA1 area of mouse hippocampus.</a> Brain Structure and Function. 222 (7), 3355-3365 (2017).</li>
<li>Nguyen Chi, V., Müller, C., Wolfenstetter, T., Yanovsky, Y., Draguhn, A., Tort, A. B. L., Brankačk, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippocampal+respiration-driven+rhythm+distinct+from+theta+oscillations+in+awake+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Hippocampal respiration-driven rhythm distinct from theta oscillations in awake mice.</a> Journal of Neuroscience. 36 (1), 162-177 (2016).</li>
<li>Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+and+headgear+for+chronic+implant+and+recovery+of+optoelectronic+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes.</a> Scientific Reports. 7 (1), 2773(2017).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Zunehmende Beweise zeigen, dass Gehirn Schwingungen in hippocampal neuronalen Schaltkreisen in diskreten räumlichen Bereichen10,11,16auftreten. CSD-Analyse reduziert drastisch den Einfluss der Lautstärke Wärmeleitung, eine entscheidende Voraussetzung für das Studium der lokalen Schwingung Veranstaltungen. Mit diesem Video stellen wir eine Anleitung zur Maus Hippocampus für die Analyse von CSD Daten Silizium Sonden implantiert. R...

Schwingungen in die LFP engagieren sich kritisch in Informationsverarbeitung durch neuronale Schaltkreise. Sie decken ein breites Spektrum an Frequenzen, von langsamen Wellen (~ 1 Hz) bis hin zu schnellen Wellen Schwingungen (~ 200 Hz)1. Unterschiedliche Frequenzbänder sind verbunden mit kognitiven Funktionen, einschließlich Gedächtnis, emotionale Verarbeitung und Navigation2,3,4,5,6,7. Stromfluss über neuronalen Membranen bildet den größten Teil des LFP Signal8. Kationen in der Zelle (z.B. durch Aktivierung der erregenden glutamatergen Synapsen) stellen eine aktive Stromsenke (da kostenlos das extrazelluläre Medium verlässt). Im Gegensatz dazu zeigt net Fluss der positiven Ladung auf das extrazelluläre Medium, z. B. durch Aktivierung des Gabaergen hemmenden Synapsen, eine aktive Stromquelle an dieser Stelle. In neuronalen Dipole sind Stromsenken mit passiven Quellen gepaart, aufgrund der Strömungen beeinflussen Membran kostenlos an entfernten Standorten zu kompensieren.
Das elektrische Feld durch neuronale Remoteprozessen produziert auch beträchtliche Spannung Durchbiegungen auf einer Aufnahme Elektrode führen kann und somit fälschlicherweise als ein lokales Ereignis angesehen werden könnte. Dieses Volumen-Leitung stellt eine ernste Herausforderung für die Interpretation der LFP-Signale. CSD-Analyse gibt Auskunft über lokale Stromsenken und Quellen zugrunde liegenden LFP signalisiert und umfasst daher ein Mittel zur Verringerung der Auswirkungen der Band Leitung8. In laminierte Strukturen wie der Hippocampus erhalten Sie durch die zweite räumliche Ableitung von der LFP, aufgenommen von Äquidistanten Elektroden angeordnet senkrecht bis laminar Flugzeuge9eindimensionale CSD-Signale. Das Aufkommen von im Handel erhältlichen linearen Silizium Sonden ermöglichte Forscher, die CSD-Methode für das Studium der lokalen Schwingung Aktivität im Hippocampus zu nutzen. Beispielsweise wurde nachgewiesen, dass unterschiedliche Gamma Schwingungen in eine Schicht-spezifisch in die CA1 Bereich10entstehen. Darüber hinaus hat CSD Analyse unabhängige Hot Spots der Gamma-Aktivität in den wichtigsten Zellschicht der dentate Gyrus11identifiziert. Wichtig ist, waren diese Ergebnisse nur in lokalen CSD aber nicht im LFP-Signale erkennbar. CSD-Analyse liefert somit ein mächtiges Werkzeug um Einblick in die batteriegestützte Operationen des Hippocampus.
In diesem Protokoll bieten wir einen umfassenden Leitfaden um eindimensionale CSD-Signale mit Silizium-Sonden zu erhalten. Diese Methoden ermöglichen Benutzern, lokalisierte Oszillation Ereignisse im Hippocampus von Mäusen, Verhalten zu untersuchen.

<table><tbody><tr><td>Krokodilklemme mit Stativ</td><td>Reichelt Elektronik</td><td>HALTER ZD-10D</td><td></td></tr><tr><td>Silikonsonde</td><td>Cambridge Neurotech</td><td>P-Serie 32</td><td></td></tr><tr><td>Stereoskop</td><td>Olympus</td><td>SZ51</td><td></td></tr><tr><td>Lackisolierter Kupferdraht</td><td>B&uuml; rklin Elektronik</td><td>89 F 232</td><td></td></tr><tr><td>Schraubfundamente</td><td>Schrauben & Schrauben More GmbH (screwsandmore.de)</td><td>DIN 84 A2 M1x2</td><td></td></tr><tr><td>Flussmittel</td><td>Stannol</td><td>114018</td><td></td></tr><tr><td>Keramikpinzetten</td><td>Fine Science Tools</td><td>11210-60</td><td></td></tr><tr><td>Paraffine Wax</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>327204</td><td></td></tr><tr><td>Cauterizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Lötkolben</td><td>Kurtz</td><td>Ersa OIC1300</td><td></td></tr><tr><td>Multimeter</td><td>Uni-T</td><td>UT61C</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Carl Roth</td><td>9065.1</td><td></td></tr><tr><td>Pasteurpipetten</td><td>Carl Roth</td><td>EA65.1</td><td></td></tr><tr><td>Hitzesterilisator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktischer Rahmen</td><td>David Kopf</td><td>Modell 1900</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktischer Elektrodenhalter</td><td>David Kopf</td><td>Modell 1900</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Abbvie</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Sauerstoffkonzentrator</td><td>Respironix</td><td>1020007</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>Indivior UK Limited</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Elektrorasierer</td><td>Tondeo</td><td>Eco-XS Heizkissen</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Thermolux</td><td>463265/-67</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Klemmen</td><td>Fine Science Tools</td><td>18050-28</td><td></td></tr><tr><td>Wasserstoffperoxid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1009</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Baumwolltücher</td><td>Carl Roth</td><td>EH12.1</td><td></td></tr><tr><td>Bohrer</td><td>Proxxon</td><td>Micromot 230/E</td><td></td></tr><tr><td>21G Injektionsnadel</td><td>B. Braun</td><td>4657527</td><td></td></tr><tr><td>Phosphatpuffer/phosphatgepufferte Kochsalzlösung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktischer Atlas</td><td>Elsevier</td><td>9.78012E+12</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Zange</td><td>Fine Science Tools</td><td>11272-40</td><td></td></tr><tr><td>27G Injektionsnadeln</td><td>B. Braun</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zahnzement</td><td>Sun Medical</td><td>SuperBond T& M</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Aufnahmeverstärker</td><td>Intan Technologies</td><td>C3323</td><td></td></tr><tr><td>USB-Erfassungskarte</td><td>Intan Technologies</td><td>C3004</td><td></td></tr><tr><td>Aufnahmekabel</td><td>Intan Technologies</td><td>C3216</td><td></td></tr><tr><td>Elektrischer Kommutator</td><td>Dorische Objektive</td><td>HRJ-OE_FC_12_HARW</td><td></td></tr><tr><td>Erfassungssoftware</td><td>OpenEphys (www.open-ephys.org)</td><td>GUI</td><td>ermöglicht plattformunabhängige Datenerfassung</td></tr><tr><td>Computer für die Datenerfassung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analyseumgebung</td><td>Python (www.python.org)</td><td></td><td>ermöglicht plattformunabhängige Datenanalyse</td></tr><tr><td>Urethan</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica</td><td>VT1000</td><td></td></tr><tr><td>Objektträger</td><td>Carl Roth</td><td>H868.1</td><td></td></tr><tr><td>Deckgläser</td><td>Carl Roth</td><td>H878.2</td><td></td></tr><tr><td>Einbettmedium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>81381-50G</td><td></td></tr><tr><td>Destilliertes Wasser</td><td>Millipore</td><td>Milli Q</td><td>Tischmaschine zur Herstellung von destilliertem Wasser</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox</td><td>Tergazyme</td><td></td></tr></tbody></table>

aufzeichnung von räumlich eingeschränkt schwingungen im hippocampus verhalten der mäuse

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Das lokale Feld-Potenzial (LFP) ergibt sich aus Ionen-Bewegungen über neuronalen Membranen. Da die Spannung von LFP-Elektroden erfasst das summierte elektrische Feld eine große Menge von Hirngewebe widerspiegelt, ist die Gewinnung von Informationen über lokale Aktivitäten eine Herausforderung. Studium der neuronale Mikroschaltungen, erfordert jedoch eine sichere Unterscheidung zwischen wirklich lokale Veranstaltungen und Volumen durchgeführt Signale mit Ursprung in fernen Hirnregionen. Aktuelle Quelle Dichte (CSD) Analyse bietet eine Lösung für dieses Problem durch die Bereitstellung von Informationen über aktuelle Senke und Quelle in der Nähe der Elektroden. In Hirnarealen mit laminarer Cytoarchitecture wie Hippocampus erhalten Sie eindimensionale CSD durch Schätzung der zweiten räumliche Ableitung von der LFP. Hier beschreiben wir eine Methode zur Aufzeichnung Multilaminar drängendere mit linearen Silizium-Sonden in den dorsalen Hippocampus implantiert. CSD-Spuren werden auf einzelne Ableger der Sonde berechnet. Dieses Protokoll beschreibt somit ein Verfahren um räumlich begrenzten neuronalen Netzes Schwingungen im Hippocampus von frei beweglichen Mäuse zu beheben.

Abbildung 1 zeigt das einsatzwerkzeug für die Implantation von Silizium-Sonden verwendet. Aufnahmen von chronisch implantierten Silizium-Sonden Ausrichtung der CA1-Region und das Granulat Zellschicht von dentate Gyrus sind in Abbildung 2dargestellt. Während der freien Bewegung in der Homecage verzeichneten wir drängendere aus der Sonde-Ableger. Um die Wirkung der Lautstärke Wärmeleitung zu minimieren, wurden die erhaltenen Signal...

Dieses Protokoll beschreibt die Aufzeichnung des lokalen Feldes Potentiale mit Multi-Schaft, die lineare Silicon-Sonden. Umwandlung der Signale mit Hilfe der aktuellen Quelle dichteanalyse ermöglicht die Rekonstruktion der lokalen elektrischen Aktivität im Hippocampus Maus. Mit dieser Technik können räumlich begrenzten Gehirn Schwingungen frei beweglichen Mäusen untersucht werden.

Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der Neurowissenschaften zu beantworten, z. B. wie neuronale Netzwerkaktivitäten auf feinen zeitlichen und räumlichen Skalen organisiert sind. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass die Stromdatenanalyse mit linearen Siliziumsonden die Rekonstruktion lokaler Schwingungen ermöglicht, die in herkömmlichen Feldpotentialaufzeichnungen nicht ohne weiteres detektiert werden können. Um diesen Vorgang zu beginnen, sterilisieren Sie die chirurgischen Instrumente mit einem Heißperlensterilisator und wischen Sie dann alle Arbeitsflächen mit 70 % Ethanol ab.Montieren Sie anschließend das anästhesierte Tier in einen stereotaktischen Rahmen, indem Sie Ohrstangen vorsichtig in den Gehörgang einführen. Sobald der Kopf der Maus durch die Ohrstangen stabilisiert ist, legen Sie ein Mundstück über die Schnauze, um eine kontinuierliche Isofluranabgabe zu gewährleisten, und tragen Sie dann Salbe auf die Augen auf, um ein Austrocknen zu verhindern. Legen Sie anschließend ein Heizkissen unter die Maus und injizieren Sie Buprenorphin subkutan, um eine postoperative Analgesie zu gewährleisten.Rasieren Sie anschließend den Kopf und desinfizier

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Dieses Video beschreibt ein Protokoll für die Implantation einer linearen Siliziumsonde mit mehreren Schäften in das Gehirn von Mäusen, um lokale Feldpotentiale zu messen. Das Verfahren besteht darin, die Sonde an einer stereotaktischen Einheit zu befestigen, sie genau über der Zielregion des Gehirns zu positionieren, sie in das Gehirn einzuführen und mit Zahnzement zu sichern. Nach der Implantation wird die Baugruppe mit einem Gehäuse geschützt. Nach der Wiederherstellung ermöglicht der Aufbau...

Aufzeichnung der elektrischen Aktivität des Gehirns bei sich verhaltenden Mäusen mit linearen Siliziumsonden mit mehreren Schäften

Das Video zeigt ein Verfahren zur Aufzeichnung des lokalen Feldpotentials (LFP) in hippocampus-entorhinalen Kortexschnitten der Maus. Die elektrische Stimulation erfolgt am CA3 stratum radiatum des Hippocampus, was zu Veränderungen des postsynaptischen Potentials am CA1 stratum pyramidale führt. Aufgezeichnet wird die kombinierte Änderung des Membranpotentials von CA1-Neuronen, die als lokales Feldpotential bezeichnet wird.

Aufzeichnung des lokalen Feldpotentials in hippocampus-entorhinalen Kortexschnitten der Maus

Dieses Video demonstriert ein Protokoll zur Modulation von Theta-Oszillationen in einem gentechnisch veränderten Mausmodell mit lichtempfindlichen Ionenkanälen in seinen GABAergen medialen Septumneuronen. Durch die Abgabe von Lichtimpulsen an den Hippocampus zielt das Protokoll darauf ab, die neuronale Aktivität zu synchronisieren und Theta-Oszillationen zu erzeugen, die als lokale Feldpotentiale aufgezeichnet werden.

Selektive Manipulation von Theta-Oszillationen in einem Mausmodell

Dieses Video zeigt die stereotaktische Implantation eines Drahtelektrodenarrays und einer optischen Faser in den Hippocampus eines Mausmodells.

Implantation eines Elektrodenarrays und einer optischen Faser in den Hippocampus der Maus

Dieses Video zeigt die Aufzeichnung von rhythmischen neuronalen Netzwerkaktivitäten, auch bekannt als Theta-Oszillationen, in einem isolierten Hippocampus. Elektroden werden in verschiedene Schichten und räumliche Positionen eingeführt, um Theta-Oszillationen zu erkennen und zu analysieren. Dies zeigt die einzigartige neuronale Zusammensetzung und die Konnektivität des neuronalen Netzwerks über verschiedene Schichten des Hippocampus hinweg.

In vitro Aufzeichnung von Theta-Oszillationen im Hippocampus der Maus

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Aufzeichnung von rhythmischen neuronalen Netzwerk-Theta und Gamma-Oszillationen aus einer isolierten ganzen Hippocampus-Präparation. Wir beschreiben die experimentellen Schritte von der Extraktion des Hippocampus bis hin zu Details der Feld-, Einheits- und Ganzzell-Patch-Clamp-Aufnahmen sowie der optogenetischen Stimulation des Theta-Rhythmus.

Tuning in der Hippocampal Theta Band<em&gt; In vitro</em&gt;: Methoden für die Aufnahme aus dem isolierten Nagetier Septohippocampal Circuit

Wir beschreiben die Verwendung der optogenetik und elektrophysiologische Aufnahmen für gezielte Manipulationen der hippocampal Theta Schwingungen (5 bis 10 Hz) im Verhalten Mäuse. Die Wirksamkeit von Rhythmus mitreißen wird mit lokalen Feldes Potenzial überwacht. Eine Kombination von Opto und pharmakogenetischen Hemmung befasst sich mit das ableitenden Auslesen der hippocampalen Synchronisation.

Optogenetische Mitnahme von Hippocampal Theta Schwingungen im Verhalten der Mäuse

Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung von horizontalen Hippocampus-entorhinalen Kortex-Scheiben (HEC) von Mäusen, die eine spontane scharfe Wellenwelligkeit saufen. Slices werden in einer vereinfachten Grenzraum-Haltekammer inkubiert und Aufnahmen werden unter getauchten Bedingungen mit schnell fließender künstlicher Zerebrospinalflüssigkeit durchgeführt, um die Sauerstoffversorgung des Gewebes und die spontane Entstehung von Netzwerkaktivität zu fördern.

Akute Maus Gehirn Schneiden, um spontane Hippocampal-Netzwerk-Aktivität zu untersuchen

Dieser Artikel zeigt die Vorbereitung eines maßgeschneiderten Bildgebungsfensters, ergänzt mit Infusionskanüle und deren Implantation in die CA1-Region des Hippocampus bei Mäusen.

Kraniotomie-Verfahren zur Visualisierung neuronaler Aktivitäten im Hippocampus von sich benehmenden Mäusen

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung eines speziell entwickelten Aufzeichnungsgeräts und von Elektroden zur Aufzeichnung lokaler Feldpotentiale und zur Untersuchung des Informationsflusses im Hippocampus der Maus und im präfrontalen Kortex.

Duale extrazelluläre Aufzeichnungen im Hippocampus der Maus und im präfrontalen Kortex

Dieses Protokoll untersucht die Beziehung zwischen Gehirn und Verhalten in hippokampalem CA1 bei Mäusen, die durch eine Geruchsfahne navigieren. Wir bieten ein Schritt-für-Schritt-Protokoll, einschließlich einer Operation für den Zugang zur Bildgebung des Hippocampus, Verhaltenstraining, der Aufzeichnung und Verarbeitung des Gehirns durch das Miniskop GCaMP6f und Verhaltensdaten zur Entschlüsselung der Mausposition aus der neuronalen ROI-Aktivität.

Miniskop zur Aufzeichnung von Kalziumsignalen am Hippocampus von Mäusen, die durch eine Geruchsfahne navigieren

Lernen Sie die Aufzeichnung lokaler Feldpotenziale im Hippocampus von Mäusen mit Mehrfach-Silikonsonden und Stromquellendichteanalyse. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung räumlich eingeschränkter Hirnoszillationen bei frei beweglichen Tieren.

Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse

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