Name: Häufige Schwanzspitze Blutabnahme bei Mäusen zur Beurteilung der pulsierender Luteinisierendes Hormon-Sekretion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 58 s
Description: Lernen Sie eine Schwanzspitzen-Blutabnahmemethode zur Messung pulsatiler LH-Sekretion bei nicht fixierten Mäusen. Dieses Protokoll minimiert Stress und ermöglicht zuverlässige neuroendokrinologische Forschung.

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Die Autoren danken Dr. Jennifer Yang und Alexander (Sasha) Kauffman technische Unterstützung für diese Technik sowie zahlreiche hilfreiche und kritische Diskussionen. Serum-Hormon-Assays wurden von Yang Et Al., 2017 an die University of Virginia Center for Research in Reproduktion Liganden Assay und Analyse-Kern, unterstützt von Eunice Kennedy Shriver NICHD/NIH (NCTRI) Grant P50-HD28934 durchgeführt.
Quellen der Forschungsförderung: R01 NICHD 86100 (KMB), RBM von T32 NICHD 007203 unterstützt wurde.

Die hier beschriebene Methode ist in Übereinstimmung mit den nationalen Instituten der Gesundheit Animal Care und Nutzung Richtlinien und sind durch die institutionelle Animal Care und Use Committee an der University of California, San Diego autorisiert worden.
1. Gewöhnung an Handling
<ol><li>Verfahren<ol>
<li>Legen Sie Maus Käfige in der Biosicherheit Kabinett. Entfernen Sie die erste Maus aus dem Käfig und auf einer geeigneten Fläche (z. B. einen sauberen Käfig Deckel) innerhalb der Biosicherheit Kabinett.</li>
		<li>Sanft Zurückhalten der Maus auf die zu bearbeitende Fläche durch die Schwanzwurzel mit Zeigefinger und Daumen einer Hand halten. Dann, fest die ventrale Oberfläche der Rute, von der Basis bis zur Spitze der Rute, mit Zeigefinger und Daumen der anderen Hand zu streicheln. Wiederholen Sie dies 6 Mal streicheln (d. h. 1 Satz) und die Maus wieder in seinen Käfig.</li>
		<li>Warten Sie 6 min und wiederholen Sie Schritt 1.1.2. Hinweis: Insgesamt werden Schritt 1.1.2 4 mal per Mausklick (d.h. 4 Sets mit 6 Schläge), wiederholt werden, dass jede Maus insgesamt 24 Schweif Striche an jedem Tag der Behandlung erhalten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Die Häufigkeit der täglichen Umgang<ol>
<li>Von fünf bis zwei Wochen vor dem geplanten Blut Sammlung behandeln Sie Mäuse wie unter Schritt 1.1, fünf Tage pro Woche (Mäuse sind nicht am Samstag oder Sonntag bis zu den letzten beiden Wochen Eingewöhnungszeit behandelt).</li>
		<li>Wenn experimenteller Behandlung während der Probenahme-Zeit keine weitere Behandlung (z.B. scruffen oder intraperitoneale Injektion) enthalten soll, akklimatisieren Sie die Mäuse mit dieser Handhabung Aktivität während jeder Behandlung Sitzung. Hinweis: Zum akklimatisieren, Injektionsverfahren, mithilfe einer stumpfen Nadel eine Scheininjektion ausführen.</li>
		<li>Während der zwei Wochen vor dem geplanten Blut Sammlung behandeln Sie Mäuse wie unter 1.1, sieben Tage die Woche.</li>
		<li>Mindestens zwei Wochen vor dem geplanten Blut Sammlung, Haus Mäuse paarweise Störungen für die Mäuse bei der Probenahme zu minimieren.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Vorbereitung des Blutentnahmeröhrchen
<ol><li>Gromer LH testpuffer in einer Glasflasche vorbereiten: 0,2 % Rinderserumalbumin und 0,05 % Tween 20 in PBS [0,2 g KCl, 8 g NaCl, 1,44 g Na2HPO4 (wasserfrei), 0,24 g KH2PO4, Reinstwasser, 1 L, pH 7,4, Filter und Autoklaven] , bei 4° c Lagern 1 Hinweis: Volumen des empfindsamen LH testpuffer vorbereitet werden kann basierend auf der Anzahl der Proben und das Volumen pro Probe wie unten (2.2 & Diskussion) angegeben berechnet werden</li>
	<li>Blutentnahmeröhrchen (0,6 mL Mikrozentrifugenröhrchen) vorzubereiten. Beschriften Sie Rohre und aliquoten testpuffer (57 µL Puffer pro Röhre; beachten Sie, dass dieses Volumen variieren je nach Blutvolumen gesammelt oder das Verhältnis des Blutes in den Puffer gewünscht). Rohre können bereit Tage vor der Probenahme, Lagerung bei 4 ° C.</li>
</ol>3. Blutentnahme
<ol><li>Vorbereitung der Blut Sammlung Materialien.<ol>
<li>Biosafety-Kabinett für den Einsatz vorzubereiten, und ordnen Sie die folgenden Materialien in der Haube oder auf einem Wagen in der Nähe: 10 µL pipette (Set 3 µL oder gewünschte Blutvolumen Sammlung), Pipettenspitzen, Abfallbehälter für gebrauchte Pipettenspitzen, Timer, Ausdruck mit Tierzahlen und Probe-Nummern ( für Hinweise zur Probenahme oder tierischen Fragen) Eis-Eimer mit Blutentnahmeröhrchen, Schere und kleine Gaze (2 "x 2"). Hinweis: Die "hochzählen" Funktion auf einem Labor-Timer ist nützlich, weil sie nicht über ein akustisches Signal, das die Mäuse stören könnten</li>
		<li>Verwenden Sie eine dauerhafte Markierung zum Ende jeder Maus (in der Nähe der Basis) zu markieren, um schnelle Identifizierung der richtigen Maus während der Probenahme zu unterstützen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Zuschneiden der Schweif und Pre-Blut Sammlung Zubereitung.<ol>
<li>45 min vor dem Start der Blutentnahme entfernen Sie die erste Maus aus seinem Käfig und legen Sie auf einer geeigneten Oberfläche (ein sauberen Käfig Deckel eignet sich gut) innerhalb der Biosicherheit Kabinett.</li>
		<li>Scharfe, sterile Schere verwenden, um 1-2 mm von der Maus Schwanzspitze, nach aseptische Präparation zu entfernen (z.B. mit Alkohol und Betadine scrub). Hinweis: Dies kann die wach Tiere mit sanften Zurückhaltung oder Isoflurane Narkose erfolgen.  Darüber hinaus kann Analgesie erfolgen, entsprechend der Empfehlung des lokalen IACUC.</li>
		<li>Ende der Maus vorsichtig zu streicheln, wie oben beschrieben (1.1.2; 1-2 Striche sind in der Regel ausreichend) bis das Tröpfchen Blut Formen an der Schwanzspitze.</li>
		<li>Verwenden Sie eine Pipette mit einer sauberen Spitze, 3 µL Blut aus der Schwanzspitze zu sammeln und entsorgen Sie die PIPETTENSPITZE mit Blut.</li>
		<li>Sicherzustellen Sie vor der Rückkehr der Maus in seinem Käfig, dass die Durchblutung gestoppt hat. Falls erforderlich, üben Sie sanften Druck mit steriler Gaze.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 3.2.1 - 3.2.5 für alle Mäuse. Fest der Maus Rute streicheln, bis ein Tropfen Blut Formen an der Spitze der Rute können nachfolgende Blutproben gesammelt werden. Hinweis: Wenn ein Tröpfchen Blut nicht nach festen Schlägen gehört, kann die Rute mit einem Tupfer getränkt in Kochsalzlösung abgetupft werden. Klumpen sind wahrscheinlicher zu bilden, während der weniger häufigen Probenahme (d. h. > 15 Minuten-Intervallen). Sobald das Gerinnsel aus der Vene deaktiviert ist, kann die Probenahme fortfahren.</li>
		<li>Weiterhin 3 µL Blut aus jedem Mausklick wie beschrieben alle 6 min für ca. 45 min in dieser Vorbereitungsphase vor Blutentnahme zu sammeln. Entsorgen Sie den Blut und Pipette Tipp.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Die Blutabnahme<ol>
<li>Sammeln Sie 3 µL Blut aus der Schwanzspitze wie oben beschrieben. Vorsicht um sicherzustellen, dass die gesamte 3 µL Probe die PIPETTENSPITZE (ohne Bläschen oder Bettwäsche Kontamination) berücksichtigt wird. Werfen Sie die Blutprobe in der Assay-Puffer in einem beschrifteten Röhrchen. Durch Umkehrung mischen und das Rohr zu Eis zurück.</li>
		<li>Sicherzustellen Sie vor der Rückkehr der Maus in seinem Käfig, dass der Blutfluss gestoppt hat. Falls erforderlich, üben Sie sanften Druck mit steriler Gaze.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 3.3.1 - 3.3.2 für jede Maus, alle 6 min. für die Dauer der vorgegebenen Probenahme. Überwachen Sie jedes Tier für Zeichen der Bedrängnisses (z. B. teilweise geschlossenen Augenlider, Buckliger Position [nicht verursacht durch eine andere Behandlung] oder mangelnde Reaktion auf Umgang) zu und kündigen Sie Probenahme, zu, falls erforderlich. Hinweis: Behavioral Ängste oder andere Komplikationen, die Beendigung der Probenahme verlangen auftreten extrem selten in unserem Labor.</li>
		<li>Wenn Tiere nicht nach Blutentnahme eingeschläfert werden, sicherzustellen Sie, dass der Blutfluss aus der Schwanzspitze zum Stillstand gekommen ist. Wischen Sie Verschüttetes Blut aus dem Inneren des Tieres Käfig (oder Änderung Käfige) und die Tierkäfige ins Rack Gehäuse.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Probieren Sie Verarbeitung und Analyse
<ol><li>Speichern Sie Blutproben bei-20 ° C bis zur Analyse. Hinweis: LH ist in Vollblut-Proben in testpuffer verdünnt untersucht; keine Trennung von Sera oder Plasma ist vor der Lagerung oder Analyse erforderlich.</li>
	<li>Assay Blutproben von empfindsamen ELISA als zuvor beschriebenen Werte1 und Bericht in ng/mL Vollblut nach Korrektur für die Verdünnung von Probenvolumen im Assay-Puffer.</li>
	<li>LH-Pulse im DataSet zu identifizieren. Berechnen Sie und vergleichen Sie, mittlere Puls Amplitude und Pulsfrequenz (oder Inter Impulsabstand) je nach Bedarf für den Datensatz. Hinweis: Veröffentlichten Kriterien13,14 , Programme,15,16 zur Erkennung von LH Hülsenfrüchte sind verfügbar.</li>
</ol>

<ol><li>Steyn, F. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+methodology+for+and+assessment+of+pulsatile+luteinizing+hormone+secretion+in+juvenile+and+adult+male+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Development of a methodology for and assessment of pulsatile luteinizing hormone secretion in juvenile and adult male mice.</a> Endocrinology. 154 (12), 4939-4945 (2013).</li>
<li>McArdle, C. A., Roberson, M. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcArdle%2C+CA+%22Knobil+and+Neill%27s+Physiology+of+Reproduction%22">Knobil and Neill's Physiology of Reproduction</a>. Plant, T. M., Zeleznik, A. J. , (2015).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+and+Pharmacotherapy%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology and Pharmacotherapy. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Steiner, R. A., Bremner, W. J., Clifton, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+luteinizing+hormone+pulse+frequency+and+amplitude+by+testosterone+in+the+adult+male+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Regulation of luteinizing hormone pulse frequency and amplitude by testosterone in the adult male rat.</a> Endocrinology. 111 (6), 2055-2061 (1982).</li>
<li>Moore, A. M., Prescott, M., Marshall, C. J., Yip, S. H., Campbell, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancement+of+a+robust+arcuate+GABAergic+input+to+gonadotropin-releasing+hormone+neurons+in+a+model+of+polycystic+ovarian+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+National+Academy+of+Science+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Enhancement of a robust arcuate GABAergic input to gonadotropin-releasing hormone neurons in a model of polycystic ovarian syndrome.</a> Proceedings of National Academy of Science U S A. 112 (2), 596-601 (2015).</li>
<li>Czieselsky, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulse+and+Surge+Profiles+of+Luteinizing+Hormone+Secretion+in+the+Mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Pulse and Surge Profiles of Luteinizing Hormone Secretion in the Mouse.</a> Endocrinology. 157 (12), 4794-4802 (2016).</li>
<li>Campos, P., Herbison, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optogenetic+activation+of+GnRH+neurons+reveals+minimal+requirements+for+pulsatile+luteinizing+hormone+secretion%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+National+Academy+of+Science+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Optogenetic activation of GnRH neurons reveals minimal requirements for pulsatile luteinizing hormone secretion.</a> Proceedings of National Academy of Science U S A. 111 (51), 18387-18392 (2014).</li>
<li>Yang, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+Psychosocial+Stress+Inhibits+LH+Pulsatility+and+Kiss1+Neuronal+Activation+in+Female+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Acute Psychosocial Stress Inhibits LH Pulsatility and Kiss1 Neuronal Activation in Female Mice.</a> Endocrinology. 158 (11), 3716-3723 (2017).</li>
<li>Clarkson, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Definition+of+the+hypothalamic+GnRH+pulse+generator+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+National+Academy+of+Science+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Definition of the hypothalamic GnRH pulse generator in mice.</a> Proceedings of National Academy of Science U S A. 114 (47), E10216-E10223 (2017).</li>
<li>Lewis, V. J., Thacker, W. L., Mitchell, S. H., Baer, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+technic+for+obtaining+blood+from+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A new technic for obtaining blood from mice.</a> Laboratory Animal Science. 26 (2 Pt 1), 211-213 (1976).</li>
<li>Abatan, O. I., Welch, K. B., Nemzek, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+saphenous+venipuncture+and+modified+tail-clip+blood+collection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+of+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Evaluation of saphenous venipuncture and modified tail-clip blood collection in mice.</a> Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 47 (3), 8-15 (2008).</li>
<li>Durschlag, M., Wurbel, H., Stauffacher, M., Von Holst, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+blood+collection+in+the+laboratory+mouse+by+tail+incision--modification+of+an+old+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Repeated blood collection in the laboratory mouse by tail incision--modification of an old technique.</a> Physiology and Behavior. 60 (6), 1565-1568 (1996).</li>
<li>Goodman, R. L., Karsch, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulsatile+secretion+of+luteinizing+hormone%3A+differential+suppression+by+ovarian+steroids%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Pulsatile secretion of luteinizing hormone: differential suppression by ovarian steroids.</a> Endocrinology. 107 (5), 1286-1290 (1980).</li>
<li>Clarke, I. J., Cummins, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+gonadotropin-releasing+hormone+pulse+frequency+associated+with+estrogen-induced+luteinizing+hormone+surges+in+ovariectomized+ewes%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Increased gonadotropin-releasing hormone pulse frequency associated with estrogen-induced luteinizing hormone surges in ovariectomized ewes.</a> Endocrinology. 116 (6), 2376-2383 (1985).</li>
<li>Vidal, A., Zhang, Q., Medigue, C., Fabre, S., Clement, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DynPeak%3A+an+algorithm+for+pulse+detection+and+frequency+analysis+in+hormonal+time+series%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">DynPeak: an algorithm for pulse detection and frequency analysis in hormonal time series.</a> PLoS One. 7 (7), e39001(2012).</li>
<li>Merriam, G. R., Wachter, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Algorithms+for+the+study+of+episodic+hormone+secretion%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Algorithms for the study of episodic hormone secretion.</a> American Journal of Physiology. 243 (4), E310-E318 (1982).</li>
<li>Xie, T. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+Deletion+of+Ghrelin-O-Acyltransferase+on+the+Pulsatile+Release+of+Growth+Hormone+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroendocrinology%22%5BJournal%5D)">Effect of Deletion of Ghrelin-O-Acyltransferase on the Pulsatile Release of Growth Hormone in Mice.</a> Journal of Neuroendocrinology. 27 (12), 872-886 (2015).</li>
<li>Koch, C. E., Leinweber, B., Drengberg, B. C., Blaum, C., Oster, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+between+circadian+rhythms+and+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiology+of+Stress%22%5BJournal%5D)">Interaction between circadian rhythms and stress.</a> Neurobiology of Stress. 6, 57-67 (2017).</li>
<li>Tuli, J. S., Smith, J. A., Morton, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corticosterone%2C+adrenal+and+spleen+weight+in+mice+after+tail+bleeding%2C+and+its+effect+on+nearby+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal%22%5BJournal%5D)">Corticosterone, adrenal and spleen weight in mice after tail bleeding, and its effect on nearby animals.</a> Laboratory Animal. 29 (1), 90-95 (1995).</li>
<li>United States Department of Agriculture. Animal Welfare Inspection Guide. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.aphis.usda.gov/animal_welfare/downloads/Animal-Care-Inspection-Guide.pdf">https://www.aphis.usda.gov/animal_welfare/downloads/Animal-Care-Inspection-Guide.pdf</a> (2017).</li>
<li>Steyn, F. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+method+for+the+determination+of+pulsatile+growth+hormone+secretion+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Development of a method for the determination of pulsatile growth hormone secretion in mice.</a> Endocrinology. 152 (8), 3165-3171 (2011).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Hier beschreiben wir ein Protokoll für die häufige Blutentnahme Vollblut Schwanzspitze Proben für die Bewertung der pulsatile LH-Sekretion in den Mäusen. Dieses Protokoll ermöglicht die Entnahme von Proben für die Erkennung von akuten Veränderungen in pulsatile LH-Sekretion nach Exposition gegenüber psychosozialer Stress und eignet sich gut zur Beurteilung der LH Impulse unter anderen akuten oder chronischen Manipulationen.
Ein wesentlicher Bestandteil dieses Protokolls für zuverlässige und ro...

Gonade Funktion bei Säugetieren ist abhängig von Gonadotropin-Sekretion, Luteinisierendes Hormon (LH) und Follikel-stimulierendes Hormon aus der Hypophyse. Die Gonadotropine werden in entweder ein pulsierender oder Welle Muster als Reaktion auf hypothalamische Sekretion von Gonadotropin – Releasing Hormon (GnRH) abgesondert. Die Synthese und Sekretion von LH und FSH sind durch endokrine, Parakrine und Autokrine handeln aus einer Vielzahl von Molekülen einschließlich Hypothalamus GnRH, Gonaden Steroidhormone und Activin Inhibin Follistatin-System sowie eine Vielzahl von geregelt. physiologischen Bedingungen einschließlich Stress und Energiebilanz. 2
Das pulsierende Muster von LH im Blut entspringt eher plötzliche Entlastung von LH in peripherem Blut, gefolgt von ungefähr exponentiellen Beseitigung. Wichtige Merkmale des Musters die Frequenz jeder LH-Entleerung und die Amplitude der LH Antwort sind, sind beide, teilweise durch die Freisetzung von GnRH gebührend zu Schwierigkeiten bei der Hypothalamus-Hypophysen Portal Blutentnahme zur Messung von diktiert pulsatile GnRH, Probenahme und Messung von LH dient als Proxy für GnRH Verordnung der Hypothalamus-Hypophysen-Gonaden-Achse. Daher wird kritische Information kodiert in Frequenz und Amplitude der LH Impulse, die aus einer einzigen Probe nicht ermittelt werden kann.
Analyse der pulsatile LH-Sekretion seit jeher auf große Säugetiere (Schafe, Menschen und Primaten) aufgrund ihrer großen Blutvolumen und Toleranz für die häufige Blutentnahme Probe beschränkt. Bei Nagetieren häufige Blutentnahme beschränkte sich auf die Ratte und erreicht über Innewohnung Vorhofflimmern Katheter. 3 , 4 die relativ niedrigen Kosten und Verfügbarkeit von genetischen (z. B. Cre-Lox, CRISPR) und komplexen neuronalen Schaltung (z.B. optogenetik, Chemogenetics) Manipulationen machen Mäuse ein attraktives Modellorganismus; jedoch erreichen von häufigen Blutproben und anschließende Analyse der LH-Konzentrationen bis vor kurzem schwer fassbaren bewährt. Diese gewaltige Aufgabe wurde erstmals von Steyn und Mitarbeitern. 1 , da dann mehrere Labore haben damit begonnen, häufige Blutentnahme und ultra-sensitive LH-Assays einzuschätzen pulsatile LH-Sekretion in einer Vielzahl von experimentellen Paradigmen zu nutzen. 5 , 6 , 7 , 8 , 9 es sei darauf hingewiesen, dass das Streben nach einer praktischen Methode des Sammelns mehrere Blutproben von Mäusen für mindestens 40 Jahre10 mit mehreren Verbesserungen auf den Weg machte ausgeführt wurde. 11 , 12
Bewertung des LH Pulsmuster (d. h. Frequenz und Amplitude) stellt eine wichtige Verfeinerung bei der Überwachung der basalen Gonadotropin-Sekretion in dieser genetisch gefügig Tiermodell. Traditionell wurden die LH-Konzentrationen in den Mäusen in einer einzigen Blutprobe bestimmt. Eine Schwäche des Einpunkt-Proben ist ein sehr variabel Datensatz weil LH-Konzentrationen sind natürlich bei jedem Impuls schwankt. Eine weitere Schwäche ist, dass isolierte Messungen von Natur aus wichtige Informationen vermittelt durch die Muster des LH-Puls-Sekretion verpassen. So eine Methode zum Sammeln von häufigen Blutproben in frei verhält, hemmungslose Mäuse (außer schonender Umgang während der Probenahme) Erweiterte Informationen und für viele Labors untersucht pulsatile Hormon Verordnung als nützlich erweisen.
Wir beschreiben hier, ein Protokoll für die Sammlung von häufigen (alle 6 min) Blutproben von wach, hemmungslose Mäuse. Wichtig ist, sind wir ein Handling Akklimatisation Protokoll, das ermöglicht eine stabile und kontinuierliche Erkennung der pulsatile LH-Sekretion in Vollblut-Proben eine Länge der Zeit, in der Pre- und Post-Beurteilung auf eine akute Herausforderung bestimmt werden kann gesammelt, wie die Antwort auf die psychosozialen Belastung der Immobilisierung und Zurückhaltung. Ein effektive Assay für die LH-Konzentrationen von Vollblut-Proben wurde zuvor beschrieben; 1 dieses Protokoll auf eine Methode zur Erfassung der Blutproben für LH Pulsmessung ausgerichtet ist.

<table><tbody><tr><td>Biosicherheitsschrank</td><td>Lab Products Inc</td><td>L/F-B</td><td></td></tr><tr><td>Rinderserumalbumin</td><td>Sigma</td><td>A5403</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Sigma</td><td>P2287</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>Na2HPO4 (wasserfrei)</td><td>Sigma</td><td>S7907</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma</td><td>P5655</td><td></td></tr><tr><td>Reinstwasser</td><td>Millipore</td><td></td><td>Gereinigtes und gefiltertes Wasser</td></tr><tr><td>Broome Nagetier-Rückhaltevorrichtung</td><td>Harvard-Gerät</td><td>52-0460</td><td>Für die Blutentnahme nicht erforderlich, wurden aber bei der Erhebung repräsentativer Daten verwendet.</td></tr><tr><td>DynPeak</td><td>n/a</td><td>n/a</td><td>http://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0039001</td></tr></tbody></table>

häufige schwanzspitze blutabnahme bei mäusen zur beurteilung der pulsierender luteinisierendes hormon-sekretion

Frequent Tail-tip Blood Sampling in Mice for the Assessment of Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion

In vielen Hormonsystem zirkulierende Faktoren oder Hormone werden nicht kontinuierlich freigesetzt, aber als diskrete Impuls als Reaktion auf ein Releasing-Faktor sezerniert werden. Einpunkt-Probenahme Maßnahmen ausreichen, um die biologische Bedeutung der sekretorischen Muster von pulsierender Hormonen unter normalen physiologischen Bedingungen oder bei Dysregulation verstehen. Luteinisierendes Hormon (LH) ist durch den vorderen Hypophyse Gonadotrope Zellen synthetisiert und abgesondert in eine pulsierende Muster, die häufige Sammlung von Blutproben für Puls Beurteilung erfordert. Dies ist nicht möglich bei Mäusen bis vor kurzem durch die Entwicklung eines hochempfindliche LH Assays gewesen und Fortschritt in der Technik für die häufigen leise Musterkollektion, zunächst von Steyn und Kollegen beschrieben. 1 hier beschreiben wir ein Protokoll für die Probeentnahme häufige peripherem Blut von Mäusen mit ausreichend Umgang mit Akklimatisation pulsatile Sekretion von LH zu erkennen. Das aktuelle Protokoll beschreibt eine erweiterte Eingewöhnungszeit, die Beurteilung der robusten und kontinuierliche Impulse von LH über mehrere Stunden ermöglicht. In diesem Protokoll die Schwanzspitze wird abgeschnitten und Blut wird aus der Rute mit einer handgeführten Pipette gesammelt. Für die Beurteilung der pulsatile LH bei Gonadectomized Mäusen, serielle Proben sind gesammelt alle 5-6 Minuten für 90-180 min. wichtiger ist, die Ansammlung von Blut und Messung der robuste Impulse von LH in wach, frei Verhalten Mäusen gegeben angemessenen Umgang mit erreicht werden können Akklimatisierung und um Umweltstressfaktoren zu minimieren. Ausreichende Akklimatisierung kann innerhalb von 4 bis 5 Wochen vor der Blutentnahme erreicht werden. Dieses Protokoll zeigt Fortschritte in der Methodik zu Vollblut Probenahmen zur Beurteilung der pulsatile LH-Sekretion Muster über mehrere Stunden in der Maus, eine mächtige Tiermodell für neuroendokrine Forschung zu gewährleisten.

Repräsentative LH Pulsmuster aus 4 Mäuse sind in Abbildung 1 (Daten nachgedruckt von Yang Et Al., 2017) dargestellt. LH war in häufige Blutproben, die Reaktion auf eine akute psychosoziale Belastung Herausforderung bestimmen gemessen. Erwachsene weibliche C57/Bl6 Mäuse wurden ovariectomized und behandelt wie in diesem Protokoll für häufige Blutentnahme. Blutproben wurden für die ersten 90 min. bei allen Tieren herstellen eine Vorbehandlung Baseline d...

Hier präsentieren wir ein Schwanzspitze Blut-Probenahme-Protokoll für häufige Musterkollektion in hemmungslose Mäuse. Diese Methode ist nützlich für die Beurteilung der Muster der pulsierender Luteinisierendes Hormon-Sekretion und könnte für die Analyse von anderen zirkulierenden Faktoren angepasst werden.

Häufige Schwanzspitze Blutabnahme bei Mäusen zur Beurteilung der pulsierender Luteinisierendes Hormon-Sekretion

In many endocrine systems, circulating factors or hormones are not released continuously, but are secreted as a discrete pulse in response to a releasing ...

Das übergeordnete Ziel der häufigen Blutentnahme an der Schwanzspitze besteht darin, Vollblutproben für die Messung der pulsierenden luteinisierenden Hormonsekretion, die als LH bezeichnet wird, bei wachen, nicht anästhesierten und sich normal verhaltenden Mäusen zu erhalten. Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsselfragen auf dem Gebiet der reproduktiven Neuroendochrinologie zu beantworten, indem sie ein zuverlässiges Protokoll zur Beurteilung der pulsierenden Sekretion des luteinisierenden Hormons bei Mäusen liefert. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass häufige Handhabung und Gewöhnung eine robuste und zuverlässige Pulsmessung des luteinisierenden Hormons nach akuten oder chronischen experimentellen Behandlungen gewährleisten.Behandeln Sie die Mäuse fünf Wochen lang täglich von Montag bis Freitag. In den letzten zwei Wochen fassen Sie die Mäuse auch am Samstag und Sonntag an. Führen Sie die Handhabung der Maus in einer Biosicherheitswerkbank durch.Nehmen Sie die erste Maus aus dem Käfig und platzieren Sie sie auf einer geeigneten Unterlage im Schrank. Halten Sie die Maus vorsichtig auf dieser Oberfläche fest, indem Sie die Basis ihres Schwanzes festhalten. Strei

frequent-tail-tip-blood-sampling-mice-for-assessment-pulsatile

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Dieses Video zeigt, wie autoimmune Hypophysitis in SJL Mäusen und wie sie ihre Strenge durch Histopathologie beurteilen zu induzieren.

Induktion der experimentellen autoimmunen Hypophysitis in SJL Mäuse

In diesem Video demonstrieren wir ein Verfahren zum Schwanzschneiden in einem Mausmodell, um peripheres Blut zu sammeln. Das gesammelte Blut wird anschließend einer Zentrifugation unterzogen, um Plasma zu trennen, das für weitere Experimente verwendet werden kann.

Ein Mausschwanz-Snip-Verfahren zur peripheren Blutentnahme und Plasmaisolierung

Blutproben sind nützlich, um Biomarker für physiologische Zustände oder Krankheiten in vivo zu beurteilen. Hier beschreiben wir die Methode zur Entnahme von Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei der Ratte. Diese Methode liefert schnelle Proben mit minimalen Schmerzen und Invasivität.

Blutprobenentnahme aus der laterale Schwanzvene der Ratte

Diese Studie berichtet Blutentnahme aus Rute Vene bei Mäusen mit einer Absauganlage Rohr mit Brillen Lupe. Unsere Methode ist einfach und für wiederholte Blutentnahme bei Mäusen genutzt werden.

Modifizierte Blutentnahme aus Tail Venen nicht narkotisierten Mäuse mit einem Vakuum Blut Sammelsystem und Brillen Lupe

Dieses Papier bietet drei einfache und zugängliche Assays zur Beurteilung des Fettstoffwechsels bei Mäusen.

Beurteilung der Ganzkörper-Lipid-Handling-Kapazität bei Mäusen

Dieser Artikel beschreibt eine Handhabungstechnik bei Mäusen, die 3D-Handhabungstechnik, die die routinemäßige Handhabung erleichtert, indem sie angstähnliche Verhaltensweisen reduziert, und präsentiert Details zu zwei bestehenden verwandten Techniken (Tunnel- und Schwanzhandhabung).

Handhabungstechniken zur Stressreduzierung bei Mäusen

Diese Studie beschreibt die direkte Messung der hepatischen Glukoseproduktion in einem Mausmodell mit polyzystischem Ovarialsyndrom unter Verwendung eines stabilen Isotopenglukose-Tracers über die Schwanzvene sowohl im nüchternen als auch im glukosereichen Zustand im Tandem.

Evaluierung der hepatischen Glukoseproduktion in einem Mausmodell mit polyzystischem Ovarialsyndrom

Die Pulsatilität des luteinisierenden Hormons (LH) ist ein Kennzeichen der Fortpflanzungsfunktion. Wir beschreiben ein Protokoll zur Fernaktivierung spezifischer neuronaler Populationen, das mit der seriellen automatisierten Blutentnahme verbunden ist. Diese Technik ermöglicht eine zeitgesteuerte hormonelle Modulation, Multiplexing und die Minimierung von Manipulationseffekten auf den LH-Spiegel bei bewussten, sich frei bewegenden und ungestörten Tieren.

Neuronale Fernaktivierung in Verbindung mit automatisierter Blutentnahme zur Induktion und Messung des zirkulierenden luteinisierenden Hormons bei Mäusen

Das Protokoll zielt darauf ab, ein Mausmodell zur Erzeugung von Schüben akuter lymphatischer Leukämie zu beschreiben, basierend auf der Dynamik des Ansprechens auf eine Induktionschemotherapie.

Mausmodell des Leukämie-Rezidivs zur Induktionschemotherapie bei akuter lymphatischer Leukämie

Defizite in der Feinmotorik können mit dem Schwebebalken Test festgestellt werden. Leistung auf dem Balken wird durch die Geschwindigkeit, mit der der Strahl durchquert und die Anzahl, wie oft die Maus gleitet auf dem Balken quantifiziert.

Beurteilung der Motor Balance und Koordination in Mäuse mit dem Schwebebalken

Lernen Sie eine Schwanzspitzen-Blutabnahmemethode zur Messung pulsatiler LH-Sekretion bei nicht fixierten Mäusen. Dieses Protokoll minimiert Stress und ermöglicht zuverlässige neuroendokrinologische Forschung.

Häufige Schwanzspitze Blutabnahme bei Mäusen zur Beurteilung der pulsierender Luteinisierendes Hormon-Sekretion

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