Name: Charakterisierung der menschliche Monocyte Teilmengen von Vollblut Flow Cytometry Analysis (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-17T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 12 s
Description: Lernen Sie die Charakterisierung humaner Monozyten-Subpopulationen aus Vollblut mittels Durchflusszytometrie. Diese standardisierte Gating-Methode ermöglicht die zuverlässige Analyse von Oberflächenmarkern für immunologische Studien.

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Durchflusszytometrie erklang in den Flow Cytometry Core Facility, die vom Westmead Institute for Medical Research, Westmead Research Hub, Cancer Institute New-South.Wales und National Health and Medical Research Council unterstützt wird. Diese Studie wurde unterstützt durch klinische Chemie Forschung und Bildungsfonds.

Diese Studie wurde von der WSLHD menschlichen Forschung Ethikkommission (HREC) (Genehmigung AU rot HREC/15/WMEAD/289) genehmigt.
(1) Probenvorbereitung für Vollblut-Durchflusszytometrie
Hinweis: Als menschliches Blut infektiös ist, sollte die Probe-Set-up in ein Biohazard-Haube durchgeführt werden.
<ol><li>Sammeln Sie die Blutproben von den Teilnehmern in 3 mL Ethylen Diamin Tetra Acetic Acid (EDTA) Röhren.</li>
	<li>Bestimmen Sie die Anzahl der weißen Blutkörperchen (WBC) mit einem Hämatologie-Analysegerät oder Hemocytometer.</li>
	<li>Verdünnen mit Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) (pH ~ 7.4), die Konzentration auf ~ 5 x 10 einzustellen6 WBC/mL.</li>
	<li>Bereiten Sie genügenden master-Mix für die Anzahl der Rohre (z. B. für 14 Röhren, bereiten 16 x master-Mix) durch die Kombination von 16 x Volumen von 50 µL Blut, 0,75 µL anti-CD14-V450, 0,5 µL anti-CD16-APC und 0,625 µL anti-HLA-DR-PerCP. Wirbel und Pipette 51.9 µL Mischung in jedem Röhrchen (Tabelle 1). Hinweis: Antikörper sollten titriert werden, um festzustellen, optimale Färbung Konzentrationen für die fluoreszierende Antikörper verwendet.</li>
	<li>Surface Marker (M1 und M2 oder Isotype Control, Phycoerythrin (PE) gekennzeichnet) hinzufügen Antikörper (Beispiel siehe Tabelle 2) und PE gekennzeichnet Marker für T-Zellen (CD3), B-Zellen (CD19), neutrophile (CD66b) und natürlichen Killer (NK) Zellen (CD56) (Tabelle 3). Wirbel und inkubieren Sie für 30 min, 4 ° C im Dunkeln. Hinweis: Marker für Lymphozyten, Neutrophilen Granulozyten und NK-Zellen sind nur für die Validierung der gating-Methode enthalten.</li>
	<li>250 µL des kombinierten Erythrozyten Lyse/WBC festlegunglösung, Wirbel sanft sofort hinzufügen und 10 Minuten im Dunkeln bei 4 ° c inkubieren</li>
	<li>Fügen Sie 250 µL PBS und Spin Zellen nach unten, bei 260 X g für 10 min bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Entfernen Sie überstand, auszusetzen Sie Zellen in 300 µL 1 % Formaldehyd wieder. Hinweis: Formaldehyd ist giftig. Nitril-Handschuhe verwenden und verwenden in Abzug.</li>
	<li>Lagerung bei 4 ° C, vor Licht geschützt, bis die Analyse durchgeführt wird. Hinweis: Flow-Analyse wird empfohlen, innerhalb von 48 h der Probenvorbereitung durchgeführt werden.</li>
</ol>2. die Durchflusszytometrie
<ol><li>Überprüfen Sie Flow Cytometer Log um Mitarbeiter der Einrichtung zu gewährleisten haben durchgeführt Qualitätskontrollen. Hinweis: Zur Gewährleistung der Konsistenz zwischen Analysen, Instrument der Qualitätskontrolle und der Aufrechterhaltung konsistent sind Ziel-Fluoreszenz-Intensitäten mit Perlen Kontrolle empfohlen.</li>
	<li>Um das Flow Cytometry Experiment einzurichten, klicken Sie auf "neues Experiment dann"neue Probe"und"neue Röhre"Rohre hinzufügen. Wählen Sie bivariate Grundstücke durch Klicken auf das Symbol aus und verwenden Sie die Dropdown-Menüs die Achse Parameter auswählen. Aufnahme von einem CD16/CD14 Grundstück und ein Grundstück einen Detektor neben Zeit anzeigen zu überwachen, die Übernahme zu gewährleisten.</li>
	<li>Rohr und klicken Sie auf "Importieren". Überprüfen Sie die Geräteeinstellungen Spannung um sicherzustellen, dass die detektorsignale nicht von Waage sind.</li>
	<li>Zellen in der Monocyte-Tor der CD14/CD16 Handlung fallen zu beobachten. Aufnahme-Schwelle auf 5.000 Veranstaltungen für das klassische Monocyte Tor festgelegt und klicken Sie auf "Record".</li>
	<li>Daten für die restlichen Rohre weiter. Nachdem Daten für alle Rohre aufgenommen wurde, exportieren Sie Bewegungsdaten als .fcs Dateien zur Analyse. Hinweis: Um Genauigkeit zu gewährleisten, sollten einzelne Farbsteuerungen Entschädigung erfasst werden. Eine Entschädigung-Matrix kann berechnet und auf die Daten vor der Analyse für spektrale Spill über15,16Konto angewendet werden.</li>
</ol>3. Monocyte Anspritzung
<ol><li>Öffnen Sie Dateien in der Analysesoftware. Klicken Sie doppelt Rohr Namen und wählen Sie Parameter aus den Dropdown-Menüs zu visualisieren die Zellen auf einem forward Scatter FSC (A) / Höhe FSC(H) Streudiagramm zu übermitteln. Erstellen Sie ein Wams-Ausschluss-Gate durch einen Klick auf das Werkzeugsymbol Polygon Tor und umschließt die Zellen wie in (Bild 1A).</li>
	<li>Wählen Sie die geschlossenen Zellen (durch einen Doppelklick auf die gated Region) und in das neue Display anpassen Feld Dropdown-Menüparameter die Zellen auf einem FSC (A) Anzeige / Side Scatter SSC(A) plot. Klicken Sie auf die rechteckige Tor-Symbol und wählen Sie großzügig die Monocyte Bevölkerung basierend auf den vorderen und seitlichen Scatter-Eigenschaften, die Mehrheit der Lymphozyten, NK-Zellen und Granulozyten (Abbildung 1 b) auszuschließen.</li>
	<li>Wählen Sie die geschlossenen Zellen und auf einem Grundstück von CD14/CD16, Auswahl der Parameter mithilfe der Drop-Down-Menüs anzuzeigen. Klicken Sie auf das Polygon Tor Monozyten anhand ihrer charakteristischen "┐" Form (Abbildung 1) wählen.</li>
	<li>Wählen Sie die geschlossenen Zellen und zeigen Sie die Monozyten auf einem Grundstück von CD16/HLA-DR mithilfe der Drop-Down-Menüs Parameter auswählen. Klicken Sie auf das Polygon-Tor der HLA-DR-positiven Zellen auswählen und schließen alle übrigen NK Zellen und Neutrophilen17 (Abbildung 1).</li>
	<li>Wählen Sie die geschlossenen Zellen und zeigen Sie die HLA-DR-positiven Zellen auf einem CD14/HLA-DR-Grundstück mit Dropdown-Menüs Parameter auswählen. Klicken Sie auf das Polygon-Tor und ein Tor um die HLA-DR High/CD14 niedrigen Zellen auszuschließen (B-Zellen express hohe Konzentrationen von HLA-DR aber nicht CD14) zu zeichnen (Abbildung 1E). Hinweis: B-Zell-Kontamination auftreten und sollten daher untersucht werden. Wenn die nicht-klassischen Bevölkerung in Figur 1 nicht aus den Zellen auf der linken Seite unterscheidet, dürfte Kontamination. 3.5 Schritt kann übersprungen werden, wenn B-Zellen mit nichtklassischen Monozyten nicht überlappen.</li>
	<li>Wählen Sie die geschlossenen Zellen und verwenden Sie Dropdown-Menüs, um sie auf einem Grundstück von CD16/CD14 anzuzeigen. Wählen Sie aus Plotoptionen "Zebra-Plot" Monocyte Teilmenge Tore gezogen werden, um festzustellen, Teilmenge Proportionen (Abb. 1F) ermöglichen. Hinweis: wenn Zebra Handlung auf die Analyse-Software, Pseudo-Farbe (glatt) nicht verfügbar ist oder konturdiagramm geeignet.</li>
	<li>Klicken Sie auf die rechteckige Tor-Symbol und wählen Sie die klassische Monozyten durch zeichnen ein annähernd rechteckigen Tor um die CD14 hoch/CD16 niedrig, klassische Monocyte Bevölkerung. Unter "Anzeigen" wählen Sie "Show mediane" der Median Fluoreszenzintensität für klassische Monozyten angezeigt. Stellen Sie die Luftklappe ein, so dass die Bevölkerung eine gleichmäßige Verteilung von der Median auf der linken und rechten umfasst alle Zellen auf der linken Seite.</li>
	<li>Wählen Sie die mittlere Bevölkerung durch das Zeichnen einer rechteckigen Tor, das die Zellen rechts neben dem klassischen Tor umfasst. Passen Sie die Unterseite des Tores, die nichtklassischen Zellen ausschließen, indem Sie das Tor mit der Unterseite der konzentrischen Kreise, die vollständig innerhalb der klassischen Monocyte-Tor, das sicherstellt, dass der mittlere Teil einen CD14 Ausdruck vergleichbar hat Ausrichten der Einklang mit der aktuellen Nomenklatur klassischer Bevölkerung Haupt.</li>
	<li>Tor der nichtklassischen Teilmenge indem man einen rechteckigen Kasten nach unten von der unteren Kante der Mittelstufe Teilmenge, die Zellen an der Unterseite der Bevölkerung (Abb. 1F) auswählen.</li>
	<li>Unter "Anzeigen" wählen Sie "Show Tor Frequenzen" den Anteil der einzelnen Monocyte-Untergruppen bestimmen.</li>
</ol>4. Überprüfung der Gating-Methode
<ol><li>Um festzustellen, ob potenziell kontaminierende Zelltypen effektiv gated-Out sind, zuerst identifizieren unterschiedliche Zellpopulationen mit Antikörpern gegen T-Zellen (CD3), B-Zellen (CD19), neutrophile (CD66b) und NK-Zellen (CD56) (Abbildung 2). Hinweis: Hier T Zellen und Neutrophilen sitzen nicht in der Nähe der "┐" Form von Monozyten und werden in Abbildung 1aus angespritzt.</li>
	<li>Bestätigen Sie, dass NK-Zellen, in Schritt 3.4 (Abbildung 1 entfernt werden) und B-Zellen im Schritt 3.5 (Abbildung 1E) entfernt sind, wie in Abbildung 3dargestellt. Wenn NK-Zellen oder B-Zellen nicht eingezäunt-Out sind, stellen Sie die Tore.</li>
</ol>(5) phänotypische Monocyte Marker Ausdruck
<ol><li>Jede Teilmenge Monocyte Zellen auswählen. Ändern Sie Drop-Down-Parameter, um ein Histogramm für jeden Monocyte Teilmenge (Abb. 1F) anzeigen von einzelnen Marker und seine passende Isotype (Abbildung 4) zu erstellen.</li>
	<li>Berechnen Sie den Grad des Ausdrucks der einzelnen Marker (Median oder geometrisches Mittel) im Vergleich zu den jeweiligen Isotype-Kontrolle.</li>
</ol>

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<li>Thomas, G. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+Blood+Monocyte+Subsets%3A+A+New+Gating+Strategy+Defined+Using+Cell+Surface+Markers+Identified+by+Mass+Cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">Human Blood Monocyte Subsets: A New Gating Strategy Defined Using Cell Surface Markers Identified by Mass Cytometry.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (8), 1548-1558 (2017).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Vollblut-Durchflusszytometrie ist ein idealer Ansatz, Monozyten zu studieren, wie die Zellen unter Bedingungen in der Nähe ihrer physiologischen Mikroumgebung bietet einen Einblick in ihre Rollen Infektionen und entzündlichen Erkrankungen untersucht werden. Darüber hinaus die Verwendung von frischen (d. h. unbearbeitet) Blutproben minimiert die Änderungen oder die Zelle Transformationen, die durch Lagerung oder Handhabung18,19, wie die bekanntermaßen auftreten, mit Einfrieren aufgetaut Monozyten entstehen können 20. schnelle Probenvorbereitung wird empfohlen, da einige Marker hochreguliert sind, wenn die Proben bei Raumtemperatur vor der Verarbeitung19gehalten werden. Die optimalen Konzentrationen von M1 und M2 Markierungen wurden durch Titration bestimmt, und dies sollte für jede neue Antikörper, unspezifischen Bindung zu begrenzen, gleichzeitig sicherstellen, dass der Grad der Verschiebung durch Antigen-Ausdruck wird und durch Mangel an Antikörpern nicht eingeschränkt. Die Entfernung der roten Blutkörperchen und Fixierung der weißen Blutkörperchen mit Lyse-Lösung ist ein wichtiger Schritt in diesem Protokoll als Flow Cytometry21,22das Vorhandensein von roten Blutkörperchen stören kann. Beachten Sie, dass zwar einige Lyse-Lösungen kompatibel mit Nein-Wash beflecken, klarer Populationen sind deutlich in unseren Händen, wenn ein Waschschritt verwendet wird.
Richtige Setup das Durchflusszytometer ist auch wichtig, beim Ausdruck der Monocyte Marker zu vergleichen. Wir empfehlen, dass Forscher konsistent Ziel Fluoreszenz-Intensität von Kontrolle Perlen und Qualitätskontrollen auf dem Instrument führen verwendet werden, führen Sie konsistente Ergebnisse über verschiedene Proben an verschiedenen Tagen zu liefern. Darüber hinaus sind Isotype Steuerelemente zur Unterstützung bei der Interpretation der unspezifischen Hintergrundsignal generiert durch unspezifische Antikörperbindung verwendet. Monozyten haben ein hohes Maß von Fc-Rezeptoren11 und sind daher anfällig für unspezifische Bindung. Der Hinweis das Niveau der unspezifischen Bindung unterscheidet sich für die verschiedenen Untergruppen, und somit die Verwendung eines Isotype-Steuerelements wird wichtig, wenn den Grad der Marker Ausdruck zwischen Teilmengen zu vergleichen.
Ein weiteres wichtiges Kriterium zu berücksichtigen ist die gating Schritte eingesetzt. Einige Studien deuten darauf hin, dass es entscheidend zeichne eine enge Tor um die Monocyte Bevölkerung in FSC(A)/SSC(A) Plotten get rid of die meisten der nicht-monozytären CD16 positive Zellen23,24,25, aber dies kann zum Verlust von einigen Monozyten als nicht-Monocyte Zellen mit Monozyten auf FSC/SSC überschneiden können Grundstücke26. Um andere Blutzellen auszuschließen, die die Monozyten verunreinigen können, ist die Aufnahme einer dritten Monocyte Markierung neben CD14 und CD16, vielmehr wesentlich26,27. Aus diesem Grund HLA-DR wird häufig verwendet, und ist ideal, da es nicht durch NK Zellen oder Neutrophilen17,28zum Ausdruck kommt. Obwohl Lymphozyten (B-Zellen und T-Zellen) HLA-DR Ausdrücken können, unterscheiden sie sich von Monozyten in Bezug auf CD14 Ausdruck. HLA-DR ist eine ideale dritte Markierung, CD86 empfahl auch5,27,29 , aber nicht hier verwendet wurde ist auch ein M1-Marker und somit der Grad des Ausdrucks für Monocyte Teilmengen bewertet wurde.
Validierung der gating-Strategie verwendet ist von entscheidender Bedeutung. Obwohl NK-Zellen mit nicht-Dichtertreffen überlappen, wenn sie nicht28 eingezäunt sindbekannt sind, merken wir, dass B-Zellen auch überschneiden können, mit der nicht-Klassik (Abbildung 2 b); ob dies der Fall in anderen Studien ist möglicherweise abhängig von Fluorochrom Wahl, Gerätekonfiguration, Detektorempfindlichkeit oder sogar den Krankheitszustand geprüft wird. Hier die überlappenden B Zellen zeigten hohe Expression von HLA-DR und wurden nicht durch Auswahl der HLA-DR-positiven Zellen in Abbildung 1, gated. Vielmehr, um B-Zellen zu entfernen verwendet wir ein zusätzliches Grundstück von CD14 / HLA-DR, wo die B-Zellen trennen sich von nicht-Dichtertreffen aufgrund ihrer höheren HLA-DR und niedrige CD14 Ausdruck.
Es gibt auch viele verschiedene Möglichkeiten, in denen die Tore für die Monozyten selbst in der Literatur gezogen wurden; Dazu gehören Quadranten (die Teilmengen werden durch Quadrant Marker getrennt) und rechteckigen oder trapezförmigen Boxen13 (mit Einzelboxen für jede Teilmenge gezogen), die darüber hinaus unterscheiden sich in ihrer Platzierung abgrenzen, wo eine Teilmenge endet und eine andere beginnt. Wahrscheinlich diese Unterschiede reflektieren die Tatsache, dass Monozyten als ein Kontinuum von Zellen, Differenzierung von Klassik zu nichtklassischen, nicht als klar getrennte Populationen existieren. Jedoch da Variationen in Techniken zur Identifizierung von Teilmengen sich auf Unterschiede in den berechneten Monocyte Teilmenge Proportionen führen können, ist es wichtig, dass die gating Methode einigermaßen Objektiv, sondern als subjektiv, weil dadurch machen Sie die Methode, robuster und reproduzierbar. Einige Studien verwenden ein Isotype-Steuerelement für CD16 um die Grenze zwischen der klassischen und Zwischenprodukte Teilmengen30zu bestimmen. Auf der anderen Seite wurde um die Trennung von Zwischenprodukten und nicht Dichtertreffen definieren, vorgeschlagen, dass der Hell-Dunkelgrenze kann vertikal oder schräg, mit der Wahl bis zu den Ermittlern, der Maßgabe, dass es reproduzierbar sein sollte, aber ein rechteckiges Tor wurde empfohlen, um Vergleiche zwischen den Studien13,30,31zu erleichtern. Hier wurde erhöhte Objektivität durch zeichnen die Daten auf einem Grundstück von Zebra und Anwendung objektiver visual Rules gewonnen, weil Zebra Grundstücke eine zusätzliche Visualisierung Cue bieten durch Mischen Farbverlauf in jeweils gleicher Wahrscheinlichkeit bin über eine traditionelle konturdiagramm. Der Rechte Rand der klassischen Teilmenge wurde gezogen, so dass die Bevölkerung gleichmäßig um den Median der Bevölkerung verteilt wurde. Die Trennung zwischen dem Vermittler und nicht Dichtertreffen wurden auch dadurch, dass die Basis der Zwischenprodukte an der Unterseite der konzentrischen Kreise innerhalb der klassischen Bevölkerung ausgerichtet standardisiert (d. h. die mittlere Bevölkerung deutlich hohes Maß an CD14, wie pro die einheitliche Nomenklatur1drückt).
Während einige Studien vorgeschlagen haben die Verwendung von zusätzlichen Markierungen, wie C-C Chemokin-Rezeptor Typ 2 (CCR2) oder 6-Sulfo-LacNAc (SLAN) für den Erhalt der erfolgreiche Enumeration von Monozyten und offenbaren ihre klinische Bedeutung32,33 , in unseren Händen die Ebene des Ausdrucks von vielen Monocyte funktionellen Markern variiert stark zwischen den einzelnen14. Diese Variation kann die Nützlichkeit dieser Marker Teilmengen basierend auf ihren Ausdruck definieren beschränken. Automatisierte rechnergestützte Ansätze wurden auch verwendet, um zu visualisieren und cluster-Monocyte Teilmengen einschließlich visuelle interaktive stochastische Nachbar einbetten (ViSNE), t-verteilten stochastische Nachbar einbetten (tSNE) oder Spanning-Tree-Progression Analyse der Dichte normalisiert Ereignisse (Pik)34,35, die visuelle Darstellung der Zellen basierend auf dem Satz der verwendeten mehrere Marker zur Verfügung stellen können. Während dies zur Erhöhung der Genauigkeit der gating-Strategie in Monocyte Teilmenge Klassifizierung gezeigt wurde, ist es anerkannt, dass ein Nachteil die Anzahl der Antikörper (und entsprechenden Fluorophor Kanäle ist) erforderlich. Seine Nützlichkeit richtet sich nach den Fragen; die zusätzliche Komplexität kann nicht garantiert werden, z. B. in Aufzählung Studien.
Monozyten gated mit unserer Technik zeigen Proportionen im Einklang mit der Literatur und der Ausdruck der oberflächenmarker von drei Teilmengen leicht ermittelt werden. Insgesamt bietet die Technik und Methodik hier erklärt eine standardisierte und unkomplizierte Methode der Monocyte Teilmenge Proportionen auflisten und Bewertung von Surface Marker Ausdruck, die verlängert werden kann, sollen andere Marker sowie, damit Validieren ihre funktionalen Rollen in verschiedenen anderen Bedingungen.

Monozyten sind eine Art von weißen Blutkörperchen, die eine wichtige Rolle bei der Förderung und Entzündung zu lösen. Es gibt drei wichtigsten Teilmengen von Monozyten anerkannte, klassische (~ 85 %), Fortgeschrittene (~ 5 %) und nichtklassischen (~ 10 %) Monozyten, die sich durch ihr Niveau der Cluster der Differenzierung (CD) 14 und CD16 Ausdruck1auszeichnen. Die Proportionen der Monocyte Teilmengen können abweichen, mit dem Vorhandensein von Krankheiten, wie z. B. ein erhöhter Anteil von Zwischenprodukten in verschiedene entzündliche Staaten2,3 einschließlich Herz-und Kreislauferkrankungen, wo das Niveau der Zwischenprodukte ist im Zusammenhang mit klinischen Ereignisse4,5. Darüber hinaus können Erkrankungen, Monozyten auch funktionelle Veränderungen, mit vielen Veränderungen nachweisbar durch einen Unterschied in der Oberfläche Marker Ausdruck6,7unterziehen. Ein solches Beispiel ist Monocyte M1-neigen, eine Zunahme der Marker, die mit M1 Makrophagen, die bei Herz-Kreislauf-Krankheiten, Diabetes, Adipositas und metabolisches Syndrom7,8,9 beobachtet wurde , 10.
Trotz der Popularität der Durchflusszytometrie Monocyte Teilmenge Proportion und Funktion zu beurteilen gibt es eine beträchtliche Variabilität in der Probenvorbereitung und Teilmenge gating zwischen Studien, die es schwierig macht, die Ergebnisse zwischen solchen Studien vergleichen. Wichtig ist, gibt es keinen Konsens in der Abgrenzung der Monocyte Teilmengen, doch ein standardisiertes Vorgehen unbedingt die klinische Bedeutung der Änderungen in Teilmenge Proportionen in verschiedene Krankheiten gegeben. Teil der Schwierigkeit in Anspritzung ergibt sich daraus, die Monozyten zu unterscheiden von der Klassik über die Mittelstufe der nichtklassischen Teilmenge11 und als solches Monozyten existieren unterschiedliche Populationen12, eher als ein kontinuierliches Spektrum . Interessanterweise zeigte Zawada Et Al. , dass verwenden entweder einen rechteckigen oder trapezförmigen Anspritzung der Mittelstufe Teilmenge, sowohl eine höhere mittlere Teilmenge geführt, die ein Herz-Kreislauf-Endpunkt13vorhergesagt. Dies macht deutlich, dass, zumindest für die Berechnung der Proportionen, die zentrale Frage eine konsequente gating Strategie zwischen verschiedenen Proben (Studien), anwendet anstatt zu versuchen, die endgültig zwischen Untergruppen unterscheiden. Während definitive Anspritzung wichtiger sein kann bei der Beurteilung der Funktion, die Veränderung der Marker Ausdruck zwischen Teilmengen ist inkrementelle12,14, und somit wieder, Konsistenz der gating ist vielleicht wichtiger. Als solche ist ein Ziel gating-Methode, die die Monocyte Teilmengen zwischen verschiedenen Proben reproduzierbar Verteilungen erforderlich. Die hier vorgestellte Methode soll Tor Monocyte Teilmengen mit einer klaren Erklärung und Rechtfertigung für die gating-Technik beschäftigt und bewerten die Teilmengen für Surface Marker Ausdruck, wodurch es eine Methode, die Forscher haben erlaubt Vertrauen in die Nutzung dieser Technik bei verschiedene Proben der Beurteilung.

<table><tbody><tr><td>BD Vacutainer-Blutentnahmeset</td><td>Becton Dickinson</td><td>367286</td><td></td></tr><tr><td>BD Vacuinitainer K2E 5,5 mg plus Blutentnahmeröhrchen -3,0 mL</td><td>Becton Dickinson</td><td>7128959</td><td></td></tr><tr><td>Phospahat gepufferte Kochsalzlösung (PBS)</td><td>Lonza</td><td>17-516F</td><td></td></tr><tr><td>5 ml Polystyrol-FACS-Röhrchen mit rundem Boden (12 mm x 75 mm)</td><td>Invitro-Technologien</td><td>352054</td><td></td></tr><tr><td>V450 Maus Anti-Human-CD14 Antikörper [M&phi; P9]</td><td>BD Biosciences</td><td>560349</td><td></td></tr><tr><td>APC Maus monoklonaler Anti-CD16 Antikörper [3G8]</td><td>Abcam Australien</td><td>ab140477</td><td></td></tr><tr><td>per CP Anti-Human HLA-DR Antikörper [L243]</td><td>BioLegend</td><td>307628</td><td></td></tr><tr><td>PE Maus IgG1 & Kappa; Isotypkontrolle [MOPC-21]</td><td>BD Biosciences</td><td>555749</td><td>Los # 4283901</td></tr><tr><td>PE Maus Anti-Human-CD163 Antikörper [GHI/61]</td><td>BD Biosciences</td><td>556018</td><td>Los # 2335626</td></tr><tr><td>PE Maus Anti-Human-CD64 Antikörper [10.1]</td><td>BD Biosciences</td><td>558592</td><td>Los # 36768</td></tr><tr><td>PE Maus Anti-Human-CD86 Antikörper [2331 (FUN-1)]BD</td> <td>Biosciences</td><td>555658</td><td>Los # 3109766</td></tr><tr><td>PE Maus Anti-Human CD11b/Mac-1 Antikörper [ ICRF44]</td><td>BD Biosciences</td><td>561001</td><td>Los # 3228959</td></tr><tr><td>PE Maus IgG2A Isotypkontrolle [20102]</td><td>R& D Systems</td><td>IC003P</td><td>Los # 1212031</td></tr><tr><td>PE Humaner TNF RII/TNFRSF1B Antikörper [22235]</td><td>R& D Systems</td><td>FAB226P</td><td>Los # 612051</td></tr><tr><td>PE Maus IgG1, &kappa; Isotypkontrolle [MOPC-21]</td><td>BioLegend</td><td>400112</td><td>Lot # B220359</td></tr><tr><td>PE Anti-humaner CD93-Antikörper [VIMD2]</td><td>BioLegend</td><td>336107</td><td>Lot # B143544</td></tr><tr><td>PE Mouse Anti-Human CD3 Antikörper [SK7]</td><td>BD Biosciences</td><td>347347</td><td>Lot # 3010929</td></tr><tr><td>PE Mouse Anti-Human CD19 Antikörper [HIB19]</td><td>BD Biosciences</td><td>561741</td><td>Lot # 2307721</td></tr><tr><td>PE Mouse Anti-Human CD56 Antikörper [B159]</td><td>BD Biosciences</td><td>561903</td><td>Los # 3011796</td></tr><tr><td>PE Anti-humaner CD66b-Antikörper [G10F5]</td><td>BioLegend</td><td>305105</td><td>Los # B154037</td></tr><tr><td>OptiLyse C</td><td>Beckman Coulter</td><td>A11895</td><td></td></tr><tr><td>Formaldehydlösung 37%</td><td>Sigma</td><td>F1635</td><td></td></tr><tr><td>BD FACSCanto II Durchflusszytometer</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Automatischer Hämatologie-Analysator, XT-1800i</td><td>Sysmex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zentrifuge GS-6R</td><td>Beckman</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flowjo Software v10.0.7</td><td>Tree Star Inc</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

charakterisierung der menschliche monocyte teilmengen von vollblut flow cytometry analysis

Characterization of Human Monocyte Subsets by Whole Blood Flow Cytometry Analysis

Monozyten sind wichtige Mitwirkende in verschiedenen entzündlichen Erkrankungen und Veränderungen an diesen Zellen, einschließlich ihrer Teilmenge Proportionen und Funktionen, können pathologische Bedeutung haben. Eine ideale Methode für die Prüfung von Änderungen an Monozyten ist Vollblut-Durchflusszytometrie, da die minimale Handhabung von Proben von dieser Methode Serums Zellaktivierung beschränkt. Jedoch sind viele verschiedene Ansätze unternommen, um die Monocyte Teilmengen führt zum inkonsistenten Identifikation der Teilmengen zwischen Studien Tor. Hier zeigen wir eine Methode mit Vollblut Durchflusszytometrie zu identifizieren und zu charakterisieren, menschliche Monocyte Teilmengen (klassische, zwischen- und nicht-klassischen). Wir skizzieren zur Vorbereitung der Blutproben für Durchflusszytometrie, Tor der Teilmengen (stellen Sie sicher, kontaminierende Zellen entfernt wurden) und Monocyte Teilmenge Ausdruck der oberflächenmarker zu bestimmen – in diesem Beispiel M1 und M2-Marker. Dieses Protokoll ist erweiterbar auf andere Studien, die eine Standardmethode gating erfordern für die Beurteilung der Monocyte Teilmenge Proportionen und Monocyte Teilmenge Ausdruck von anderen funktionellen Markern.

Die Monocyte gating Strategie und Flow-zytometrie Analyse hier verwendet (Abbildung 1) erfolgreich gated Monocyte Teilmengen und offenbart ihre relativen Proportionen. Die Proportionen (für dieses Beispiel) wurden als 88,1 % Dichtertreffen, 4,33 % Zwischenprodukte und 7,49 % nicht-Dichtertreffen berechnet. Diese Teilmenge Tore waren nicht kontaminiert mit B-Zellen, T-Zellen, neutrophile oder NK-Zellen, die mit Marker CD19, CD3-CD56 und CD66b, bzw. bestätigt wurde. Durch die Beurteilung der relativen Position von anderen Populationen, ist es klar, dass die T-Zellen und Neutrophilen auch außerhalb der Monocyte "┐" Form auf einem Grundstück von CD16/CD14 (Abbildung 2A und 2D) fallen. Jedoch überlappt die NK-Zellen und B-Zell-Populationen mit der nicht-klassischen Monocyte Bevölkerung (Abb. 2 b und 2 C). Die Schritte der gating-Strategie (Abbildung 1 und 1E) bestätigten die NK-Zellen (Abbildung 3A) und B-Zellen (Abb. 3 b) ausschließen. Obwohl die B-Zell-Population einen kleinen Teil der nicht-klassischen Monozyten einschloss, war die Menge vernachlässigbar.
Dass die Teilmengen, die Grad, sie verschiedene oberflächenmarker, M1 drückten, gated (CD64, CD86 und CD120b) und M2 (CD163, CD11b und CD93) bewertet wurde. Die Marker zeigte positiven Ausdruck im Vergleich zu ihren entsprechenden Isotype-Kontrollen, wie durch die Verschiebung der Histogramme (Abbildung 4) zu sehen. Der Median der Marker war größer als die der Isotype Steuerelemente.
Anwendung dieser gating Strategie auf eine Blutprobe, die Aufteilung in vier Röhren, gebeizt und separat, bringt vergleichbare Ergebnisse zwischen Rohren (Tabelle 4) analysiert.
<img alt="Streudiagramme der Durchflusszytometrie; Klassifizierung von Immunzellen; Diagramm; CD-Marker; Analyse der Teilpopulation." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57941/57941fig1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Abbildung 1: Repräsentative Monocyte Anspritzung Strategie im menschlichen Blut. (A) FSC(A) vs. FSC(H) Plot: Gating die Zellen, die eine gleiche Fläche und Höhe haben, so entfernen Klumpen (höhere FSC(A) im Vergleich zu FSC(H)) und Schutt (sehr niedrige FSC) K = 1000. (B) FSC(A) vs. SSC(A) Plot: Breite Auswahl an Monozyten anhand ihrer SSC/FSC-Eigenschaften. (C) CD16 vs. CD14 Plot: Gating um Monozyten Wählen basierend auf ihren charakteristischen "┐" Form. (D) CD16 vs. HLA-DR Plot: Gating auswählen HLA-DR-positiven Zellen und NK-Zellen zu entfernen. (E) CD14 vs. HLA-DR: Gating, B-Zellen (HLA-DR CD14-hoch/niedrig) von den Monozyten auszuschließen. (F) Monozyten verwürfelt auf CD16 vs. CD14 Grundstück an der Monocyte Teilmengen Tor ausgewählt. Bei A-F entspricht Zelldichte mit blau und grün anzeigt, geringe Dichte, rot und Orange zeigt hohen Dichte und Orange Mittelklasse Dichte anzeigt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57941/57941fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Durchflusszytometrische Diagramme der Immunzelldifferenzierung: T-, B-, NK-Zellen, Neutrophile; CD-Markierungen." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57941/57941fig2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> Abbildung 2: Überprüfung der Strategie durch Identifizierung von potenziell kontaminierende Zellen gating. Potenziell kontaminierende Zellen sind durch Markierungen gekennzeichnet (A) T-Zellen (CD3), (B) B-Zellen (CD19), (C) NK-Zellen (CD56) und (D) Neutrophilen (CD66b). Die linken Seitenteile zeigen Identifizierung jeder Bevölkerung nach Anspritzung gemäß Abbildung 1A und 1 b, mit hoher Zelldichte aus Farbe (rot) zu niedrig (blau). Der rechten Seite Tafeln zeigen jede Zellpopulation (blau) überlagert auf dem endgültigen Monocyte CD16/CD14 Grundstück, Nähe dieser Populationen, Monozyten (rot) zu offenbaren. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57941/57941fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Durchflusszytometrische Analyse; Streudiagramme von Monozyten, NK- und B-Zellen nach CD-Markern, Datenverteilung." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57941/57941fig3.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> Abbildung 3: Bestätigung, dass gating Schritte kontaminierende Zellen entfernen. Hitze Karten, auf denen des Grades des Ausdrucks von hoch (rot) zu niedrig (blau) von CD56 (A) und (B) CD19. Gating Schritte erfolgreich Zellen mit hohen CD56 auszuschließen (NK-Zellen) und hohe CD19 (B-Zellen). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57941/57941fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Durchflusszytometrie-Diagramme; M1, M2 Markierungen; Makrophagen-Phänotypen: klassisch, intermediär, nicht-klassisch." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57941/57941fig4.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 4"> Abbildung 4: Monocyte Ausdruck der M1 (CD120b) und M2 (CD93) Markierungen. Die Histogramme der Monocyte M1 und M2 Marker Ausdruck (blau) zeigt deutliche Verschiebung von der Isotype (rot) für (A) Dichtertreffen, Zwischenprodukte (B) und (C) nicht-Dichtertreffen geglättet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57941/57941fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Antikörper</td>
			<td>Volumen (50 µL Blut)</td>
			<td>Volumen (16 X) 800 µL Blut</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD14 - V450</td>
			<td>0,75 ΜL</td>
			<td>12 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD16 - APC</td>
			<td>0,5 ΜL</td>
			<td>8 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>HLA-DR-PerCP</td>
			<td>0,625 ΜL</td>
			<td>10 ΜL</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Antikörper für die gesamte Durchblutung und master-Mix.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Rohr</td>
			<td>PE-Antikörper</td>
			<td>Code</td>
			<td>Isotype Match</td>
			<td>Lager Konzentration</td>
			<td>Arbeiten Volumen</td>
		</tr>
<tr>
<td>1</td>
			<td>IgG1</td>
			<td>BD (555749)</td>
			<td>NA</td>
			<td>1,0 µg/20 µL</td>
			<td>0,625 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>2</td>
			<td>CD163</td>
			<td>BD (556018)</td>
			<td>BD IgG1</td>
			<td>0,125 µg/20 µL</td>
			<td>5 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>3</td>
			<td>CD64</td>
			<td>BD (558592)</td>
			<td>BD IgG1</td>
			<td>0,06 µg/20µL</td>
			<td>10 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>4</td>
			<td>IgG1</td>
			<td>BD (555749)</td>
			<td>NA</td>
			<td>1,0 µg/20 µL</td>
			<td>1,25 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>5</td>
			<td>CD86</td>
			<td>BD (555658)</td>
			<td>BD IgG1</td>
			<td>1,0 µg/20 µL</td>
			<td>1,25 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>6</td>
			<td>CD11b</td>
			<td>BD (561001)</td>
			<td>BD IgG1</td>
			<td>1,0 µg/20 µL</td>
			<td>1,25 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>7</td>
			<td>IgG2a</td>
			<td>F &amp; E (IC003P)</td>
			<td>NA</td>
			<td>25 µg/mL</td>
			<td>5 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>8</td>
			<td>CD120b (TNFRII)</td>
			<td>F &amp; E (FAB226P)</td>
			<td>R &amp; D IgG2a</td>
			<td>25 µg/mL</td>
			<td>5 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>9</td>
			<td>IgG1</td>
			<td>BL (400112)</td>
			<td>NA</td>
			<td>0,2 mg/mL</td>
			<td>2.5 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>10</td>
			<td>CD93</td>
			<td>BL (336108)</td>
			<td>BL IgG1</td>
			<td>50 µg/mL</td>
			<td>1,25 ΜL</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 2: M1/M2-PE Fluorochrom beschriftet monoklonale Antikörper für die gesamte Durchblutung.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Rohr</td>
			<td>Antikörper</td>
			<td>Arbeiten Volumen</td>
		</tr>
<tr>
<td>11</td>
			<td>CD3</td>
			<td>5 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>12</td>
			<td>CD19</td>
			<td>5 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>13</td>
			<td>CD66b</td>
			<td>1,25 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>14</td>
			<td>CD56</td>
			<td>5 ΜL</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 3: PE Fluorochrom beschriftet monoklonale Antikörper für Lymphozyten (T-Zellen, B-Zellen), Neutrophilen Granulozyten und NK-Zellen.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Rohr</td>
			<td>% Klassik</td>
			<td>% Intermediate</td>
			<td>% Non-classical</td>
		</tr>
<tr>
<td>1</td>
			<td>84,3</td>
			<td>5.11</td>
			<td>10.1</td>
		</tr>
<tr>
<td>2</td>
			<td>84,2</td>
			<td>5.05</td>
			<td>10.5</td>
		</tr>
<tr>
<td>3</td>
			<td>84,3</td>
			<td>5.03</td>
			<td>10.7</td>
		</tr>
<tr>
<td>4</td>
			<td>81,6</td>
			<td>5.03</td>
			<td>12.1</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 4: Monocyte Teilmenge Proportionen aus einer Blutprobe gebeizt und separat analysiert.

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Charakterisierung von Monocyte Teilmengen von Vollblut Durchflusszytometrie. Dazu gehören wie Tor die Teilmengen und bewerten ihren Ausdruck der oberflächenmarker skizziert und geben ein Beispiel für die Beurteilung des Ausdrucks (entzündlich) M1 und M2-Marker (entzündungshemmend).

Charakterisierung der menschliche Monocyte Teilmengen von Vollblut Flow Cytometry Analysis

Monocytes are key contributors in various inflammatory disorders and alterations to these cells, including their subset proportions and functions, can ...

Diese Technik kann helfen, wichtige Fragen im Bereich der Immunologie zu beantworten. Beispielsweise bestimmen, wie Monozyten-Teilmengenanteile oder Die Expression verschiedener Marker in Krankheitszuständen verändert werden. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sich die Zellen in der Nähe ihres ursprünglichen Zustands befinden und dass klare Anweisungen und Begründungen verwendet werden, um eine standardisierte Gating-Methode bereitzustellen.Im Allgemeinen können Personen, die neu bei dieser Methode sind, Schwierigkeiten haben, da viele Papiere keine klaren Anweisungen dazu geben, wie das Gating der Zellen durchgeführt wurde. Beginnen Sie dieses Protokoll mit der Entnahme von Blutproben und der Bestimmung der Anzahl der weißen Blutkörperchen, wie im Textprotokoll beschrieben. Verdünnen Sie das Blut mit phosphatgepufferter Saline, um die Konzentration auf etwa 5 Millionen weiße Blutkörperchen pro Milliliter anzupassen.Bereiten Sie einen ausreichenden Master-Mix für die Anzahl der Tuben vor, indem Sie Blut, Anti-CD14-V450, Anti-CD16-APC und Anti-HLA-DR-PerCP kombinieren. Vortex und Pipette 51,9 Mikroliter in jedes Rohr mischen. Fügen Sie PE-markierte M1- und M2-Marker-Antikörper sowie Marker für T-Zellen, B-Zellen, Neutrophile und natürliche Killerzellen zu ihren entsprechenden Röhren hinzu.Wirbel und inkubieren für 30 Minuten bei vier Grad Celsius im Dunkeln. Nun fügen Sie 250 Mikroliter kombinierte rote Blutkörperchen Lyse und weiße Blutkörperchen Fixierlösung, und sofort wirbeln die Mischung, sanft. Die Wirbelmischung 10 Minuten im Dunkeln bei vier Grad Celsius inkubieren.Nach 10 Minuten 250 Mikroliter PBS hinzufügen und die Zellen bei 260g für 10 Minuten bei Raumtemperatur drehen. Entfernen Sie den Überstand, und setzen Sie die Zellen in 300 Mikroliter 1%Formaldehyd wieder aus. Bewahren Sie die Zellen bei vier Grad Celsius auf, geschützt vor Licht, bis eine Analyse durchgeführt wird.Die Durchflusszytometrie sollte innerhalb von 48 Stunden nach probenvorbereitung erfolgen. Überprüfen Sie zunächst das Durchfluss-Zytometer-Protokoll, um sicherzustellen, dass das Personal der Einrichtung Qualitätskontrollen durchgeführt hat. Um das Flow-Zytometrie-Experiment einzurichten, klicken Sie auf ein neues Experiment, gefolgt von neuen Proben und neuen Rohren, um Röhren hinzuzufügen.Wählen Sie bivariate Plots aus, indem Sie auf das Symbol klicken, und verwenden Sie die Dropdown-Menüs, um die Zugriffsparameter auszuwählen. Stellen Sie sicher, dass ein CD16/CD14-Plot und ein Diagramm, das einen Detektor neben der Zeit anzeigt, enthalten sind, um die Erfassung zu überwachen. Legen Sie das Rohr ein und klicken Sie, erwerben Sie.Überprüfen Sie die Gerätespannungseinstellungen, um sicherzustellen, dass detektorsignale nicht aus der Skala sind. Beobachten Sie Zellen, die in das Monozytentor des CD14/CD16-Plots fallen. Legen Sie den Aufnahmeschwellenwert auf 5.000 Ereignisse für das klassische Monozytentor fest, und klicken Sie auf Aufzeichnung.Fahren Sie mit der Aufzeichnung der Daten für die verbleibenden Rohre fort. Nachdem Daten für alle Rohre aufgezeichnet wurden, exportieren Sie die Flussdaten zur Analyse als fcs-Dateien. Um Monozyten-Gating durchzuführen, öffnen Sie Dateien in der Analysesoftware, doppelklicken Sie auf den Rohrnamen, und wählen Sie Parameter aus den Dropdownmenüs aus, um die Zellen in einem Vorwärtsstreubereich im Vergleich zum Vorwärtsstreuhöhendiagramm zu visualisieren.Erstellen Sie ein Doublet-Ausschlusstor, indem Sie auf das Polygon-Gate-Symbol klicken und die Zellen einschließen. Wählen Sie die gated Cells aus, indem Sie auf den gated Bereich doppelklicken. Passen Sie im neuen Anzeigefeld dropdown-Menüparameter an, um die Zellen auf einem vorwärts gerichteten Streubereich im Vergleich zum Seitenstreubereichsdiagramm anzuzeigen.Klicken Sie auf das rechteckige Torsymbol, und wählen Sie großzügig die Monozytenpopulation aus, basierend auf vorwärts- und seitlichen Streueigenschaften, um die Mehrheit der Lymphozyten, natürlichen Killerzellen und Granulozyten auszuschließen. Wählen Sie die abgegrenzten Zellen aus und zeigen Sie sie auf einem CD14/CD16-Plot erneut an, indem Sie die Parameter mithilfe der Dropdown-Menüs auswählen. Klicken Sie auf das Polygon-Tor, um Monozyten basierend auf ihrer charakteristischen, invertierten l-Form auszuwählen.Wenn sich die nicht-klassische Population nicht von den Zellen links unterscheidet, ist eine Kontamination wahrscheinlich und sollte untersucht werden. Wählen Sie die gated cells aus, und zeigen Sie die Monozyten auf einem CD/16 HLA-DR-Plot an, indem Sie die Dropdown-Menüs verwenden, um Parameter auszuwählen. Klicken Sie auf das Polygontor, um die HLA-DR-positiven Zellen auszuwählen und alle verbleibenden natürlichen Killerzellen und Neutrophilen auszuschließen.Wählen Sie die gated cells aus, und zeigen Sie die HLA-DR-positiven Zellen in einem CD14/HLA-DR-Diagramm mithilfe von Dropdown-Menüs an, um Parameter auszuwählen. Klicken Sie auf das Polygon-Gate, und zeichnen Sie ein Tor, um die HLA-DR-Hoch-/CD14-Low-B-Zellen auszuschließen. Wählen Sie die gated cells aus, und verwenden Sie die Dropdown-Menüs, um sie auf einem CD16/CD14-Plot anzuzeigen.Wählen Sie aus Plotoptionen Zebradiagramm aus, mit dem Monozyten-Teilmengentore gezeichnet werden können, um Teilmengenanteile zu bestimmen. Klicken Sie nun auf das rechteckige Torsymbol, und wählen Sie die klassischen Monozyten aus, indem Sie ein ungefähres rechteckiges Tor um die CD14 high/CD16 low classic monocyte population zeichnen. Wählen Sie unter Anzeige die Mediane aus, um die mittlere Fluoreszenzintensität für klassische Monozyten anzuzeigen.Passen Sie das Tor so an, dass die Grundgesamtheit eine gleichmäßige Verteilung vom Median auf der linken und rechten Seite hat und alle Zellen links umfasst. Wählen Sie die Zwischenpopulation aus, indem Sie ein rechteckiges Tor zeichnen, das die Zellen rechts vom klassischen Tor umfasst. Passen Sie den Boden des Tores an, um die nicht-klassischen Zellen auszuschließen, indem Sie das Tor mit der Unterseite der konzentrischen Kreise ausrichten, die sich vollständig innerhalb des klassischen Monozytentors befinden.Gate die nicht-klassische Teilmenge, indem Sie ein rechteckiges Feld vom unteren Rand der Zwischenteilmenge nach unten ziehen und alle Zellen zum unteren Rand der Grundgesamtheit auswählen. Wählen Sie unter Anzeige die Option Gate-Frequenzen anzeigen aus, um den Prozentsatz jeder Monozyten-Teilmenge zu bestimmen. Wählen Sie schließlich Zellen aus jeder Monozyten-Teilmenge aus.Ändern Sie die Dropdown-Parameter, um ein Histogramm für jede Monozyten-Teilmenge zu erstellen, wobei jede Markierung angezeigt wird. Berechnen Sie dann den Ausdrucksgrad unter Verwendung des medianen oder geometrischen Mittelwerts, wie im Textprotokoll beschrieben. Erfolgreich abgegrenzte Monozytenpopulationen werden hier gezeigt.Und die Proportionen entsprechen denen in der Literatur. Die Anteile für diese Stichprobe wurden berechnet als 88,1% klassisch, 4,33% Zwischenprodukte und 7,49% nicht-klassisch. Durch die Beurteilung der relativen Position anderer Populationen wird deutlich, dass die hier in Blau dargestellten T-Zellen und Neutrophilen weit außerhalb der monozyten, invertierten l-Form auf einem CD16/CD14-Diagramm folgen.Sowohl die natürlichen Killerzellen als auch die B-Zellpopulationen, die hier in Blau dargestellt werden, überschnitten sich jedoch mit der nicht-klassischen Monozytenpopulation. Hier werden Wärmekarten gezeigt, die bestätigen, dass kontaminierende Zelltypen entfernt wurden. Die natürlichen Killerzellen wurden durch den HLA-DR CD16-Schritt ausgeforstet, während die B-Zellen durch den HLA-DR CD/14-Schritt ausgeforstet wurden.Die Expression von M1- und M2-Markern in Blau, relativ zu ihren Isotyp-Steuerelementen in Rot, wird hier angezeigt. CD120b ein M1-Marker, zeigt eine klare Verschiebung über seine Isotype-Steuerung, für alle Monozyten-Teilmengen. Dies gilt auch für CD93 ein M2-Marker, wobei der Ausdruck in der klassischen, moderaten zwischenden und niedrig auf nicht-klassischen.Beim Versuch dieses Verfahrens ist es wichtig, sich daran zu erinnern, dass kontaminierende Zellen abgegrenzt werden, da sie andernfalls zur quantifizierten Expression beitragen können. Nach diesem Verfahren können andere Marker untersucht werden. Um zusätzliche Fragen zu beantworten, wie z. B. wie sich der Monozytenmarker-Ausdruck bei Krankheiten verändert.Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit menschlichem Blut und Formaldehyd gefährlich sein kann, und daher sollten Vorsichtsmaßnahmen wie persönliche Schutzausrüstung und die Verwendung einer Biohazard-Haube immer bei der Durchführung dieses Verfahrens getroffen werden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

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