Name: Einfache chirurgische Induktion von leitfähigem Hörverlust mit Verifikation mit Tooskop-Visualisierung und Verhaltens-Clap-Start-Antwort bei Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-10-26T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 s
Description: Erfahren Sie eine chirurgische Methode zur Induktion von leitfähigem Hörverlust bei Ratten mit Otoskop-Verifikation und Verhaltens-Clap-Start-Antwort. Dieses standardisierte Protokoll ermöglicht zuverlässige Forschung zu menschlichen Hörstörungen.

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Diese Arbeit wurde teilweise vom Hong Kong Research Grants Council, Early Career Scheme, Project #21201217 to C. L., für das Projekt Brain mapping guided electrophysiology mit Anwendungen in der Hör- und Lärmbelästigungsforschungunterstützt. Wir danken dem Posgrado en Ciencias Biomédicas, dem Instituto de Neurobiologa der Universidad Nacional Auténoma de México (UNAM), dem Consejo Nacional de Ciencia y Tecnologa (CONACyT) México für das Graduate Fellowship 578458 an FAM Manno.

Die vorliegende Studie und die Verfahren wurden von den Ethikkommissionen der Stadtuniversität Hongkong, der Universität Hongkong und des Gesundheitsministeriums der Sonderverwaltungsregion Hongkong genehmigt.
1. Tiere
<ol><li>Verwenden Sie Sprague-Dawley (SD) Ratten von zwei Monaten (N = 90, 200-250 g). HINWEIS: Nagetiere wurden von der akkreditierten Labortiereinheit der Universität Hongkong zur Verfügung gestellt.</li>
	<li>Halten Sie die Ratten in der Labortierforschungseinheit unter einer konstanten Temperatur von 25 °C und einer Luftfeuchtigkeit von 60-70 % auf.</li>
	<li>Haus Nagetiere in 12/12-h Licht/Dunkel-Zyklen mit Zugang zu Nahrung und Trinkwasser, ad libitum.</li>
	<li>Akklimatisieren Sie Nagetiere mindestens einen Tag vor der CHL-Operation an die Wohnumgebung.</li>
	<li>Das Nagetier an der Scruff abholen und das Nagetier mit einem Cocktail aus Ketamin und Xylazin (80-100 mg/kg: 5-10 mg/kg) mittels intraperitonealer Injektion anbemaßen (1,0 ml Ketamin als Endkonzentration mit 0,5 ml Xylazin kombinieren). HINWEIS: Verwenden Sie eine Spritze mit einer 23-25G-Nadel von 1 ml. Injizieren Sie ca. 0,2 ml pro 100 g Körpergewicht der Ratte für 30 min Anästhesie.</li>
	<li>Führen Sie die Zehenprise aus, um das Schmerzempfinden zu überprüfen und die richtige Anästhesie zu bestätigen. Eine Reaktion auf tiefe Zehenkneifung (durch Entzug der Hinterbeine) deutet auf eine unzureichende Anästhesie hin.</li>
</ol>2. Chirurgische Einrichtung
<ol><li>Sterilisieren Sie alle Geräte in einem Autoklaven oder heißglasperlensterilisierer vor Beginn der Operation. Reinigen Sie den Operationsbereich mit 70% Ethanol.</li>
	<li>Verwenden Sie Latexhandschuhe und Labormantel, bevor Sie mit dem Eingriff beginnen.</li>
	<li>Legen Sie einen sterilen chirurgischen Vorhang auf die saubere Bank (Abbildung 1A).</li>
	<li>Sterilisieren Sie Mikroscheren und ein Tooskop vor der Operation, um Ohrinfektionen zu minimieren (Abbildung 1B).</li>
	<li>Die Mikroschere und das Otoscope in den sterilen Bereich legen.</li>
	<li>Platzieren Sie das Nagetier im chirurgischen Bereich und in Ausrichtung mit dem Chirurgen.</li>
	<li>Fahren Sie mit der chirurgischen Induktion von CHL fort.</li>
</ol>3. Chirurgische Induktion von leitfähigem Hörverlust
<ol><li>Legen Sie den Schwanz und den Kopf des Nagers in einer anfälligen Position ausgerichtet, Kopf am nächsten an den Chirurgen.</li>
	<li>Visualisieren Sie das linke und rechte Ohr des Nagetiers unter dem Tooskop, um eine gesunde tympanische Membran zu gewährleisten (Abbildung 2a). Bewerten Sie sowohl das rechte als auch das linke Ohr jedes Nagetiers, um den gesunden Zustand vor der CHL-Induktion zu überprüfen.</li>
	<li>Schnappen Sie sich die Ohrhelix und verlängern Sie den äußeren Gehörgang (d.h. Gehörgang, externer Auditfleisch, hierin auditiver Kanal), um das Innere durch Tiefe verdunkelt und geschwärzt zu machen. Hier wird der Gehörgang senkrecht zur Oberfläche des TM hergestellt. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Gehörwinkel jetzt direkt parallel ist und das TM einen rechten Winkel mit der Einschubachse der Mikroschere bildet. Es wird als schwarze Röhre ohne Licht visualisiert werden. Manchmal muss der Gehörgang in einem leichten Winkel, etwa 15° zur planaren Oberfläche des Schädels geneigt werden. Dadurch wird sichergestellt, dass die Hand des Chirurgen senkrecht zur Oberfläche des TM ist.</li>
	<li>Führen Sie die Mikroschere in der Mitte des Gehörgangs ein, wobei Sie darauf achten, das Gewebe des Gehörgangs nicht zu überspringen oder zu nicken, und leicht vorgehen, etwa 5 mm vom Zentrum der Dunkelheit entfernt, wobei sie sanft durch die Mitte des TM nach vorne geschoben wird. HINWEIS: Die TM-Punktion kann durch einen Pop-Sound bestätigt werden, wenn die Mikroscherenspitzen das TM punktieren. Der Knaller ton ist im Video bei ca. 2 min 52 s zu hören. Dies ist kein Scherenklang; dies ist ein TM Punktionssound. Wie nach der Analyse gemessen, ist der "Pop" etwa 20 dB SPL größer als Hintergrundton, wie von einem Hochfrequenzmikrofon aufgezeichnet. Es besteht keine Notwendigkeit, den "Pop"-Sound in diesem Ausmaß zu überprüfen, die Otoscope-Visualisierung ist ausreichend. Der Prüfer muss möglicherweise üben, dass bei jedem CHL-Verfahren ein "Pop" gehört wird.</li>
	<li>Öffnen Sie sofort die federbelastete Mikroschere und drehen Sie dreimal nach dem Punktieren des TM, um eine Verschiebung des Kopfes des Malleus weg vom TM zu gewährleisten (nur wenn eine Malleusverschiebung gewünscht ist).</li>
	<li>Entfernen Sie die Mikroschere und legen Sie das Nagetier zur Visualisierung unter das Otoscope. HINWEIS: Es ist wichtig zu beachten, dass nach dem chirurgischen Eingriff keine signifikanten Blutungen auftreten sollten. Euthanisieren Sie das Nagetier und gehen Sie nicht zur Verhaltensbeurteilung, wenn Blutungen auftreten.</li>
	<li>Induzieren Bilateral CHL durch verfahren wie oben in das gegenüberliegende Ohr.</li>
</ol>4. Tooskop-Visualisierung
<ol><li>Bestätigen Sie eine erfolgreiche CHL-Operation mit einem Otoscope mit einem kleinen Durchmesser Spekulum, um das Nagetier-Mittelohr zu visualisieren.</li>
	<li>Bewerten Sie jedes Nagetier vor und nach dem CHL-Opastungsverfahren unter dem Otoscope. Sicherstellen der Bestätigung des normalen TM (Abbildung 2a) und beschädigten TM nach CHL-Induktion (Abbildung 2b).</li>
	<li>
Postoperative Pflege des Nagers
	<ol>
<li>Legen Sie das Nagetier in den heimischen Käfig unter eine warme Lampe.</li>
		<li>Beobachten Sie die Nagetier-Induktion nach der CHL, bis das Nagetier selbst rechte.</li>
		<li>Injizieren Sie das Nagetier mit Glucose (Dextrose/Saline) Serum, um das Bewusstsein wiederzuerlangen und das Nagetier zur Genesung in den Hauskäfig zu legen. HINWEIS: Verwenden Sie eine 23G-Nadel mit einer 10 ml Spritze, um 5 ml Kochchen nach einer CHL-Operation zu injizieren.</li>
		<li>Injizieren Sie das Nagetier über intramuskuläre mit antibakteriellem Enrofloxacin 0,05 mg/kg zweimal während der 24 h Erholungsphase.</li>
		<li>Beobachten Sie das Nagetier regelmäßig auf Schmerzverhalten oder Symptome nach der Operation.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Verhaltensbeurteilung (Validierung der CHL-Induktion) - Klatsch-Erlaufreaktion
<ol><li>Corroborate CHL (nach Otoscope-Bestätigung) 24 h nach der Operation mit der Verhaltensbeurteilung bestehend aus dem Klatsch-Start-Test.</li>
	<li>Legen Sie die CHL-induzierte Ratte neben eine normale Ratte in zwei separate angrenzende Käfige.</li>
	<li>Legen Sie die Nagetiere in einen stillen Raum.</li>
	<li>Stehen Sie ca. 0,5 m von den Nagetieren entfernt und klatschen Sie mehrmals in gleichmäßigen Abstandsdauern (5 Klatschen wurden ausgewählt und über 1 Sekunde verteilt). ANMERKUNG: Die Klatsch-Erprob, die durch das Handklatschen erzeugt wird, gemessen bei 40 dB SPL größer als Hintergrundton, wie von einem Hochfrequenzmikrofon aufgezeichnet.</li>
</ol>

<ol><li>Shargorodsky, J., Curhan, S. G., Curhan, G. C., Eavey, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Change+in+prevalence+of+hearing+loss+in+US+adolescents%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+the+American+Medical+Association%22%5BJournal%5D)">Change in prevalence of hearing loss in US adolescents.</a> The Journal of the American Medical Association. 304 (7), 772-778 (2010).</li>
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<li>Gaffney, M., Green, D. R., Gaffney, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Newborn+hearing+screening+and+follow-up%3A+Aare+children+receiving+recommended+services%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Health+Reports%22%5BJournal%5D)">Newborn hearing screening and follow-up: Aare children receiving recommended services?</a> Public Health Reports. 125 (2), 199-207 (2010).</li>
<li>Xu, H., Kotak, V. C., Sanes, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conductive+hearing+loss+disrupts+synaptic+and+spike+adaptation+in+developing+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Conductive hearing loss disrupts synaptic and spike adaptation in developing auditory cortex.</a> The Journal of Neuroscience. 27 (35), 9417-9426 (2007).</li>
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<li>Finck, A., Sofouglu, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Auditory+sensitivity+of+the+Mongolian+gerbil%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Auditory+Research%22%5BJournal%5D)">Auditory sensitivity of the Mongolian gerbil.</a> The Journal of Auditory Research. 6, 313-319 (1966).</li>
<li>Finck, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Auditory+sensitivity+of+the+Mongolian+Gerbil+%28Merionesunguiculatus%29%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+the+Acoustical+Society+of+America%22%5BJournal%5D)">Auditory sensitivity of the Mongolian Gerbil (Merionesunguiculatus).</a> The Journal of the Acoustical Society of America. 41 (60), 1579(1967).</li>
<li>Finck, A., Schneck, C. D., Hartman, A. F. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+auditory+function+in+the+Mongolian+gerbil%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+the+Acoustical+Society+of+America%22%5BJournal%5D)">Development of auditory function in the Mongolian gerbil.</a> The Journal of the Acoustical Society of America. 46 (1A), 107(1969).</li>
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<li>Kelly, J. B., Potash, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Directional+responses+to+sounds+in+young+gerbils+%28Meriones+unguiculatus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Psychology%22%5BJournal%5D)">Directional responses to sounds in young gerbils (Meriones unguiculatus.</a> Journal of Comparative Psychology. 100 (1), 37-45 (1986).</li>
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<li>Heffner, R. S., Koay, G., Heffner, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Audiograms+of+five+species+of+rodents%3A+implications+for+the+evolution+of+hearing+and+the+perception+of+pitch%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Audiograms of five species of rodents: implications for the evolution of hearing and the perception of pitch.</a> Hearing Research. 157 (1-2), 138-152 (2001).</li>
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<li>Tucci, D. L., Cant, N. B., Durham, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conductive+hearing+loss+results+in+a+decrease+in+central+auditory+system+activity+in+the+young+gerbil%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Conductive hearing loss results in a decrease in central auditory system activity in the young gerbil.</a> Laryngoscope. 109, 1359-1371 (1999).</li>
<li>Tucci, D. L., Cant, N. B., Durham, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+conductive+hearing+loss+on+gerbil+central+auditory+system+activity+in+silence%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Effects of conductive hearing loss on gerbil central auditory system activity in silence.</a> Hearing Research. 155, 124-132 (2001).</li>
<li>Cook, R. D., Hung, T. Y., Miller, R. L., Smith, D. W., Tucci, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+conductive+hearing+loss+on+auditory+nerve+activity+in+gerbil%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Effects of conductive hearing loss on auditory nerve activity in gerbil.</a> Hearing Research. 164, 127-137 (2002).</li>
<li>Albuquerque, A. A., Rossato, M., Oliveira, J. A., Hyppolito, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+the+anatomy+of+ears+from+guinea+pigs+and+rats+and+its+use+in+basic+otologic+research%5BTitle%5D)+AND+%22Brazilian+Journal+of+Otorhinolaryngology%22%5BJournal%5D)">Understanding the anatomy of ears from guinea pigs and rats and its use in basic otologic research.</a> Brazilian Journal of Otorhinolaryngology. 75, 43-49 (2009).</li>
<li>Li, P., Gao, K., Ding, D., Salvi, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristic+anatomical+structures+of+rat+temporal+bone%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Otology%22%5BJournal%5D)">Characteristic anatomical structures of rat temporal bone.</a> Journal of Otology. 10, 118-124 (2015).</li>
<li>Judkins, R. F., Li, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+anatomy+of+the+rat+middle+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngology-Head+and+Neck+Surgery%22%5BJournal%5D)">Surgical anatomy of the rat middle ear.</a> Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 117, 438-447 (1997).</li>
<li>Hellström, S., Salén, B., Stenfors, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy+of+the+rat+middle+ear.+A+study+under+the+dissection+microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Anatomica+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">Anatomy of the rat middle ear. A study under the dissection microscope.</a> Acta Anatomica (Basel). 112, 346-352 (1982).</li>
<li>Albiin, N., Hellström, S., Salén, B., Stenfors, L. E., Wirell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+vascular+supply+of+the+rat+tympanic+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22The+Anatomical+Record%22%5BJournal%5D)">The vascular supply of the rat tympanic membrane.</a> The Anatomical Record. 212, 17-22 (1985).</li>
<li>Li, P., Ding, D., Gao, K., Salvi, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+surgical+approaches+to+ear+surgery+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Otology%22%5BJournal%5D)">Standardized surgical approaches to ear surgery in rats.</a> Journal of Otology. 10, 72-77 (2015).</li>
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<li>Zhao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporary+conductive+hearing+loss+in+early+life+impairs+spatial+memory+of+rats+in+adulthood%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Temporary conductive hearing loss in early life impairs spatial memory of rats in adulthood.</a> Brain and Behavior. 8, e01004(2018).</li>
</ol>

Die Autoren erklären keine finanziellen oder nichtfinanziellen Interessenkonflikte.

Wir beschreiben eine einfache chirurgische Induktion von CHL mit Verifikation mit Tooskop-Visualisierung und Verhaltens-Klatsch-Erlauf-Reaktion bei Ratten. Hier zeigen wir die Methode auf Ratte und zuvor wurde diese Methode auf Gerbils und Mäuse angewendet. Die Methode kann leicht auf andere Nagetiere übernommen werden. Die Induktion von CHL ermöglicht die Untersuchung einer subtilen Form von Hörverlust, die sich in auditiven kortikalen Veränderungen und psychophysischen Verhaltensbefunden manifestiert4...

Die Prävalenz des Hörverlusts bei Kindern und Erwachsenen beträgt etwa 19,5%1 bzw. 15,2%2. Allerdings erhalten etwa 39,3 % aller Neugeborenen mit einem abnormalen Hörscreening keine Abhilfe, wie von den Centers for Disease Control3gemeldet. Hörverlust ist ein weithin untersuchter Zustand, und das Nagetier ist ein robustes Modell, um normale Hör- und Hörstörungen zu studieren4,5,6,7,8,9 ,10,11,12,13,14,15. Hörstörungen wie leitfähiger Hörverlust (CHL) führen zu einer Zunahme der kurzfristigen synaptischen Depression im auditiven Kortex4, was zu flacheren psychometrischen Hängen führt, die mit Frequenzmodulationserkennungsschwellen verbunden sind. 5. Leitfähige Hörverlustmodelle durch chirurgische Entfernung/Verschiebung der Malleus-, Tympanopinmembranpunktion (TM) oder Ohrstöpsel sind einfach zu verwenden und ermöglichen eine schnelle Induktion des Hörverlustmodells5,14 ,15,16,17,18. Ziel des vorliegenden Protokolls und verfahrens ist es, ein einfaches und reproduzierbares CHL-Modell bei Nagetieren zu demonstrieren.
Das vorliegende Protokoll ist kostengünstig (mit allen Werkzeugen 300 USD) und leicht für verschiedene Forschungszwecke darsen. Die Ratte hatte detaillierte Bewertungen der Mittelohranatomie19,20,21,22,23, chirurgische Ansätze24, Modelle in Otitis media25, 26,27 und TM Punktionsregeneration16,17,18,28,29,30, so dass es ein ideales Modell zum Studieren Hörverlust. Hier wird ein einfaches CHL-Induktionsverfahren mit Überprüfung durch Otoscope und Verhaltensbeurteilung mit Klatsch-Erlaufreaktion bei Ratten beschrieben, die dann verwendet werden können, um zusätzliche Folgevon Hörverlust zu untersuchen. Das CHL-Verfahren wird durch chirurgische Punktion des TM induziert. Die Überprüfung des CHL-Verfahrens erfolgt durch Totoskopvisualisierung, um das Fehlen des TM zu bestimmen. Die Verhaltensbeurteilung erfolgt durch einen hohen Dezibel (dB) Schalldruckpegel (SPL) Handklatschen. Diese Methode wurde bereits bei einer Vielzahl von Nagetieren angewendet. Es ist einfach zu replizieren, produziert robuste psychometrische Unterschiede und Veränderungen in neuronalen physiologischen Reaktionen4,5,16,17,18.

<table><tbody><tr><td>Latex-, Polyvinyl- oder Nitrilhandschuhe</td><td>AMMEX</td><td></td><td>Verwenden Sie ungepuderte Handschuhe 8-mil</td></tr><tr><td>Mikro-Federschere (siehe Abb. 1b)</td><td>RWD Life Science</td><td>S11035-08</td><td>8,0 cm Gesamtlänge, mit 3,5 mm Schneide, oder ähnliche Mikrozange. Standard-Pinzette mit Federwirkung reicht</td></tr> aus <tr><td>Otoskop mini 3000</td><td>HEINE&nbsp;</td><td>D-008.70.120M</td><td>Standard-LED-Otoskop reicht für</td></tr><tr><td>Ratte oder Maus</td><td>JAX Labs</td><td></td><td>Jedes kleine Nagetier&nbsp;</td></tr><tr><td>Kleiner Nagetierkäfig</td><td>Tecniplast</td><td>1284L</td><td>Benötigen Sie zwei Käfige, um CHL-Nagetiere von hörenden Nagetieren zu trennen. Wenn Nagetiere in direktem Kontakt miteinander stehen, erschrecken sie sich gegenseitig. Käfigabmessungen 365 x 207 x 140 mm, Grundfläche: 530 cm2/82,15 in2</td></tr></tbody></table>

einfache chirurgische induktion von leitfähigem hörverlust mit verifikation mit tooskop-visualisierung und verhaltens-clap-start-antwort bei ratten

Simple Surgical Induction of Conductive Hearing Loss with Verification Using Otoscope Visualization and Behavioral Clap Startle Response in Rat

Leitfähiger Hörverlust (CHL) ist eine vorherrschende Hörbehinderung beim Menschen. Das Ziel des Protokolls ist es, ein einfaches chirurgisches Verfahren zur Induktion von CHL bei Nagetieren zu beschreiben. Das Protokoll demonstriert CHL durch tympanische Membranpunktion. Die Überprüfung der CHL-Chirurgie erfolgte durch Otoscope-Untersuchung und Verhaltensbeurteilung durch Klatsch-Erlaufreaktion, sowohl reproduzierbar als auch zuverlässig, und es sind einfache Methoden zum Nachweis von Hörverlust aufgetreten. Das einfache CHL-Verfahren ist aufgrund seiner Reproduzierbarkeit und Flexibilität gegenüber unterschiedlichen Tätigkeiten in der Hörverlustforschung von Vorteil. Die Grenzen der Induktion von CHL durch einen chirurgischen Ansatz sind mit der Lernkurve verbunden, um den chirurgischen Eingriff durchzuführen und das Vertrauen in die audiologische Untersuchung. Die Induzieren einer Hörbehinderung durch CHL ermöglicht es, die neuronalen Manifestationen und Verhaltensergebnisse von Hörverlust leicht zu studieren.

Das einfache CHL-Verfahren wurde an 90 Ratten durchgeführt und aus dieser Gruppe 2 hatte signifikante Blutungen und 2 hatten keinen Hörverlust am nächsten Tag, wie durch Verhaltensklatsch-Erlauf beurteilt. Diese vier Ratten wurden verworfen. Ratten sollten aufgrund von Komplikationen verworfen werden, wie es in den Gründen in der Diskussion beschrieben wird. Die Induzieren von TM Punktion und/oder Malleusverschiebung/-entfernung (Abbildung 2B) löst CHL aus, w...

Hier stellen wir ein Protokoll zur Etablierung einer reproduzierbaren leitfähigen Hörverlustinduktion mittels chirurgischer tympanischer Membranpunktion und Verifikation durch Tooskopvisualisierung und Verhaltensbeurteilung durch Klatscher-Erde vor.

Einfache chirurgische Induktion von leitfähigem Hörverlust mit Verifikation mit Tooskop-Visualisierung und Verhaltens-Clap-Start-Antwort bei Ratten

Conductive hearing loss (CHL) is a prevalent hearing impairment in humans. The goal of the protocol is to describe a simple surgical procedure for ...

Das übergeordnete Ziel dieser Studie ist es, eine zuverlässige Hörverlustinduktion durch chirurgische tympanische Membranpunktion und Verifikation durch Tooskopvisualisierung und Verhaltensbeurteilung durch Klatscher-Erde zu etablieren. Der Zweck unserer Praxis ist es, ein Modell für menschennahe leitfähige Störungen zu entwickeln. Wir zeigen in der praktischen, die leitfähige Hörverlust chirurgischen Eingriff, das ist eine Vereinfachung in der Malleus Entfernung, die Methode, um leitfähigen Hörverlust durch Totoskop Visualisierung zu überprüfen, und eine einfache Verhaltensklatsche, die bestätigen, dass leitfähige Hörverlust aufgetreten ist.Der Hauptvorteil des beschriebenen Verfahrens sind nicht-invasive Verfahren, die Überprüfung von leitfähigem Hörverlust durch Otoscope und die Validierung durch Klatscher. Die vorliegende Studie und die Verfahren wurden von der Ethikkommission für Tierforschung und der City University of Hong Kong, der University of Hong Kong und dem Department of Health der Sonderverwaltungsregion Hongkong genehmigt. Für das vorliegende Protokoll wählen wir Ratten, aber Sie können jedes Nagetier wählen.Wiegen Sie Tiere, um eine ordnungsgemäße Anästhesie für IP

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Die Anwendung einer klassischen Konditionierung Angst Verhaltensstörungen Paradigma für die auditive prothetischen Forschungen an Ratten beschrieben. Dieses Paradigma stellt einen Mechanismus zur Identifizierung sowohl Erkennung und Unterscheidung zwischen, deutliche akustische und elektrische Reize mittels Herzfrequenz als Zielparameter.

Behavioral Bestimmung des Stimulus-Pair-Diskriminierung von Auditory Akustische und elektrische Reize mit einem klassischen Konditionierung und Herzfrequenz-Ansatz

Eine schnelle und kostengünstige Methode zur Verhaltens Bestimmung hören Parameter wie Hörschwellen, Hörschäden oder Phantom Wahrnehmungen (subjektiven Tinnitus) beschrieben. Es verwendet Präpulsinhibierung des akustischen Schreckreaktion und kann leicht in einem Personal Computer unter Verwendung eines programmierbaren AD / DA-Wandler und einen Piezo-Sensor implementiert werden.

Ein Low-Cost-Setup für Verhaltensaudiometrie in Nagetiere

Dieses Video zeigt eine Methode zur Aufzeichnung von auditiven Hirnstammreaktionen (ABRs) von Rattenwelpen. Es beschreibt die Schritte für die Elektrodenplatzierung, die Anwendung von Schallreizen und die Signalverarbeitungsanalyse im Hirnstamm, um neuronale Reaktionen zu bewerten.

Aufzeichnung auditiver Hirnstammreaktionen bei einem Rattenwelpen

Dieses Video zeigt das Verfahren zur Implantation eines Cochlea-Geräts in eine taube Maus und zum Anwenden elektrischer Stimuli zur Aufzeichnung der auditorischen Hirnstammreaktionen. Dieses Verfahren ermöglicht es, die grundlegenden Mechanismen des elektrischen Hörens zu verstehen und kann zu Fortschritten in der Cochlea-Implantat-Technologie und den auditorischen Neurowissenschaften beitragen.

Aufzeichnung elektrisch evozierter auditiver Hirnstammreaktionen bei einer tauben Maus

Verschiedene Elektrodenbeschichtungen beeinflussen neuronale Aufnahmeleistung durch Änderungen an elektrochemischen, chemischen und mechanischen Eigenschaften. Vergleich der in vitro-Elektroden ist relativ einfach, jedoch Vergleich der in vivo-Reaktion wird typischerweise durch Variationen Elektrode / Neuron Abstand zwischen Tieren und kompliziert. Dieser Artikel bietet eine robuste Methode, um neuronale Aufzeichnungselektroden vergleichen.

Eine Methode zur systematischen Elektrochemische und elektrophysiologische Bewertung der Neural Aufzeichnungselektroden

Cochlea-Implantate (CI) ermöglichen durch direkte elektrische Stimulation des Hörnervs zu hören. , Schlechte Frequenz und Intensität Auflösung begrenzt jedoch die Qualität der mit CIs zu hören. Hier beschreiben wir optogenetische Stimulation des Hörnervs bei Mäusen als alternative Strategie für auditive Forschung und Entwicklung künftiger CIs.

Optogenetische Stimulation des Hörnervs

Wir präsentieren Ihnen eine Technik für lokalisierte Verabreichung von Medikamenten durch die Trans-Trommelfells Route in die Cochlea. Drug-Delivery über diesen Weg würden die Anti-Krebs-Wirksamkeit von Chemotherapeutika wie Cisplatin nicht beeinträchtigen.

Trans-Trommelfells Drug-Delivery für die Behandlung von Ototoxizität

Dieses Protokoll beschreibt Methoden, um die auditory Brainstem Antwort vom postnatalen Ratte Welpen aufnehmen. Um die funktionelle Entwicklung des äußeren Haarzellen zu untersuchen, ist das experimentelle Verfahren der gesamten Zelle Patch Clamp Aufnahme in isolierten äußeren Haarzellen Schritt für Schritt beschrieben.

Auditory Brainstem Response und äußeren Haarzellen Whole-Cell Patch Clamp Aufnahme bei postnatalen Ratten

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgische Labyrinthectomy einer Ratte, die eine nützliche Methode für das Studium des vestibulären Systems ist.

Chirurgische Labyrinthectomy der Ratte das vestibuläre System untersuchen

Tiermodelle der Cochlea-Implantate können Kenntnisse über die technologischen Grundlagen für die Behandlung von permanenten Schallempfindungs-Schwerhörigkeit mit elektrischer Stimulation voraus. Diese Studie bietet eine chirurgische Protokoll für akute ohrenbetäubend und Cochlea-Implantation von Elektroden-Array in Mäusen als auch die funktionale Bewertung mit auditory Brainstem Response.

Cochlea-Implantat-Chirurgie und elektrisch evozierten Auditory Brainstem Response Aufnahmen bei C57BL/6 Mäusen

In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll für ein Mausmodell des lärminduzierten Hörverlusts (NIHL) vor. Um NIHL zu induzieren, haben wir ein neues und einfaches Gerät aus gewelltem Kunststoff, einem Rattenfallenkäfig und einem Lautsprecher entwickelt. Die auditorische Hirnstammantwort und die Immunfluoreszenzbildgebung wurden eingesetzt, um die Hörfunktion bzw. die Schädigung der äußeren Haarzellen zu beurteilen.

Modifizierte Versuchsbedingungen für lärminduzierten Hörverlust bei Mäusen und Beurteilung der Hörfunktion und der Schädigung der äußeren Haarzellen

Erfahren Sie eine chirurgische Methode zur Induktion von leitfähigem Hörverlust bei Ratten mit Otoskop-Verifikation und Verhaltens-Clap-Start-Antwort. Dieses standardisierte Protokoll ermöglicht zuverlässige Forschung zu menschlichen Hörstörungen.

Einfache chirurgische Induktion von leitfähigem Hörverlust mit Verifikation mit Tooskop-Visualisierung und Verhaltens-Clap-Start-Antwort bei Ratten (Video) | JoVE Journal

Einfache chirurgische Induktion von leitfähigem Hörverlust mit Verifikation mit Tooskop-Visualisierung und Verhaltens-Clap-Start-Antwort bei Ratten

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