Name: Ethanol-induzierte zervikalen sympathischen Ganglion Block-Anwendungen für die Förderung der Eckzahn minderwertig alveoläre Nervenregeneration mit einer künstlichen Nerv (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 48 s
Description: Erfahren Sie die Nervenregeneration durch zervikalen sympathischen Ganglion-Block mit Ethanol bei Beagle-Hunden. Diese Methode fördert die Regeneration des unteren Alveolarnervs mit künstlichen Nervenleitungen durch verbesserte Durchblutung.

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Diese Arbeit wurde unterstützt durch die Abteilung bioartifizielle Organe in Kyoto University Institute for Frontier Medical Science. Wir möchten das tierärztliche Personal des Instituts für Frontier Medical Science danken.

Diese Studie wurde im Einklang mit den Leitlinien für die Pflege und Nutzung von Tieren und den vom Ausschuss angenommenen für Animal Research der Universität Kyōto (Kyoto, Japan, Zulassungsnummer: R-16-16). Alle Anstrengungen wurden unternommen, um die Leiden der Tiere zu minimieren, und alle Abschnitte dieses Berichts befolgen die Ankunft (Animal Research: Meldung von in Vivo Experimente) Richtlinien.
1. Herstellung von der PGA-C-Schlauch
<ol><li>Um die künstlichen Nerv Leitung mittels eines resorbierbaren Polyglycolic Acid (PGA) Rohres zu fabrizieren, verwenden Sie eine röhrenförmige Flechtmaschine ausgestattet mit 48 Spindeln und fünf PGA-Fasern, bestehend aus Bündeln von 26 Filamente (Abbildung 1)18.</li>
	<li>Um die PGA Rohroberfläche hydrophilen rendern, setzen Sie Plasmaentladung aus.</li>
	<li>Verwenden Sie 1 % V/w Atelokollagen in Hydrochlorid-Lösung7. Hinweis: Atelokollagen ist aus Schweinehaut über Enzymbehandlung extrahiert und einer Virenprüfung unterzogen. Hauptsächlich besteht aus Typ I (70 – 80 %) und Typ III Kollagen, das Verhältnis von denen an anderer Stelle ausführlich beschrieben ist7. Bereiten Sie die Kollagen-Lösung durch Auflösen von Kollagen 1 g in 100 mL-Hydrochlorid-Lösung (pH = 3,0). Da die Dichte des Hydrochlorid-Lösung ca. 1,0 beträgt, ist die w/w Kollagen Konzentration fast 1 %.</li>
	<li>Beschichten Sie das Rohr mit den Kollagen-Schichten durch immer wieder eintauchen in die 1 % Kollagen-Hydrochlorid-Lösung für 5 s jedes Mal.<ol>
<li>Nach dem Eintauchen, trocknen Sie das Rohr auf einer sauberen Werkbank bei Raumtemperatur. Führen Sie nächsten eintauchen nachdem Sie sichergestellt haben, dass das Rohr (ca. 6 h für Lufttrocknung) komplett trocken ist.</li>
		<li>Wiederholen Sie der Beschichtungsprozess 10 Mal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Vorbehaltlich den PGA-C-Schlauch 140 ° C für 24 h unter Vakuum (Dehydrothermalvernetzung Behandlung), um Bio-Absorption und Vernetzung der Kollagenmoleküle zu kontrollieren. Durchzuführen Sie den gesamten Prozess unter aseptischen Bedingungen. Hinweis: Dieses Verfahren erzeugt eine Tube endgültige Länge 14 mm, 3 mm Innendurchmesser und 50 μm Dicke.</li>
</ol>2. chirurgische Verfahren einrichten
<ol><li>Verwenden Sie Erwachsene männliche Beagles von 9,0 bis 13,0 kg.<ol>
<li>Haustiere in getrennten Käfigen unter kontrollierten Zwinger Bedingungen (12-h-hell-dunkel-Zyklus).</li>
		<li>Geben Sie festen Nahrung und Wasser Ad Libitum.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wiegen Sie die Beagles.</li>
	<li>Autoklav alle chirurgischen Instrumente.</li>
	<li>Sterilisierte Handschuhe schlüpfen und alle Oberflächen der operativen Einstellung mit einer 80 % igem Ethanol-Lösung zu desinfizieren. Entsorgen Sie die verwendeten Handschuhe.</li>
	<li>Führen Sie chirurgische Händewaschen.</li>
	<li>Setzen Sie auf eine frische Maske, Kleid und sterile Handschuhe.</li>
</ol>3. Anästhesie und Vorbereitung der Haut
<ol><li>Den Hund mit einer Mischung von 5 mg/kg Ketamin Hydrochlorid und 1 mg/kg Xylazin durch eine intramuskuläre Injektion zu betäuben.</li>
	<li>Intubation mit einer Trachealkanüle Röhre von 7,5 mm Durchmesser und 25 cm Länge.</li>
	<li>Legen Sie den Hund auf der rechten Seitenlage. Vollnarkose mit 3,2 % Sevofluran mit Sauerstoff (1,0 L/min) zu erhalten.</li>
	<li>Verwenden Sie ein Heizkissen auf Körpertemperatur bei 37 ° C.</li>
	<li>Wenden Sie eine ophthalmologische Gel über die Vorderfläche der Augen Hornhaut Abrieb zu vermeiden.</li>
	<li>Rasieren Sie sorgfältig das OP-Feld (linken Brustbereich) mit chirurgischen Clippers. Die Operationsstelle besprühen Sie eine erhebliche Menge an alkoholischen Lösung. Warten Sie mindestens 15 Sek. die Anwendung 3 Mal wiederholen.</li>
	<li>Notieren Sie die Herzfrequenz und die Sauerstoffsättigung während der Operation.</li>
</ol>4. minderwertige alveoläre Nerv Rekonstruktion mittels PGA-C Rohr: Entwicklung der Wiederaufbau nur Modell
<ol><li>3 mL von 1 % Lidocain mit einer 27 G Nadel auf der linken Unterkiefer Gingiva als örtlicher Betäubung und Schmerzmittel zu injizieren.</li>
	<li>Führen Sie einen 5 cm queren Schnitt mit einer Skalpellklinge Nr. 15 in der linken Unterkiefer Gingiva zu die Mandibeln des Tieres zu entlarven.</li>
	<li>Verwenden Sie Piezo-Ultraschall-Schwingungen den proximalen Aspekt des Unterkiefers zu einem 3 cm × 8 mm Rechteck durch Foramen posterior geistige Schleifen. Hinweis: Die Vibrationsfrequenz war 28 \u2012 32 kHz.</li>
	<li>Entfernen Sie den vorderen Teil des Unterkiefers Knochenplatte (Abmessungen, 3 cm × 8 mm), die linke IAN (Abbildung 2A)18verfügbar zu machen. Hinweis: Die Wiederaufbau Website entspricht der Wurzelspitze der ersten Molaren</li>
	<li>Transekt IAN mit einem Skalpell um ein 10-mm-Segment zu entfernen.</li>
	<li>Die proximalen und distalen Stümpfe des abgetrennten Nerven in den Nerv Rohr bis zu einer Tiefe von 2 mm einsetzen.</li>
	<li>Verwenden Sie 8-0 Nylon Nähte und ein Operationsmikroskop bei 8 X Vergrößerung, um das Rohr auf den proximalen und distalen Nerv Enden (Abb. 2 b)18Naht.</li>
	<li>Die Knochenplatte an seinem ursprünglichen Standort im Unterkiefer zurück.</li>
	<li>Schließen Sie die Wunde mit 4: 0-Nylon-Fäden.</li>
	<li>Bestätigen Sie einen Tag nach der Operation, dass der Unterkiefer Knochenplatte in seiner richtigen Position.<ol>
<li>4.10.1 führen Sie Computertomographie (CT) Bildgebung des Gesichts Knochens unter Narkose. CT-Parameter wie folgt eingestellt: 120 kVp, 200 mAs, 0,5 mm/s, 0,5 mm Schnittstärke.<ol>
<li>Verwalten Sie Anästhesie mit einer Mischung aus 5 mg/kg Ketamin Hydrochlorid und 1 mg/kg Xylazin (Abbildung 3).</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ampicillin (100 mg/Tag) als Antibiotikum und Paracetamol (100 mg/Tag) als Analgetikum für eine Woche nach der Operation zu verwalten.</li>
</ol>(5) Ethanol-induzierte CSGB: Entwicklung der Wiederaufbau + CSGB Modell
<ol><li>Durchführen Sie IAN Rekonstruktion, wie in Abschnitt 4 beschrieben und erlauben Sie eine Woche für die Wiederherstellung.</li>
	<li>Betäuben Sie das Tier mit 1,5 % Sevofluran in Sauerstoff (4 L/min) und Luft (6 L/min). Rasieren Sie und reinigen Sie die geplante OP-Feld zu, wie in Abschnitt 3 beschrieben.</li>
	<li>Markieren Sie die Schnittführung mit einer chirurgischen Haut Markierung durch Ziehen einer Linie auf der linken Seite Brustbereich (Abbildung 4, die Schnittführung ist 20 cm lang).</li>
	<li>5 mL von 1 % Lidocain mit einer 21 G Nadel auf der linken Seite Brustbereich als örtlicher Betäubung und Schmerzmittel zu injizieren.</li>
	<li>Einschneiden der linken Brusthaut mit einer Skalpellklinge Nr. 10.</li>
	<li>Einschneiden der Fettschicht mit einem elektrischen Skalpell um die Muskel-Faszie freizulegen.</li>
	<li>Aussetzen der Serratus Ventralis Muskel- und Scalenus Muskel.</li>
	<li>Erhöhen Sie die Serratus Ventralis Muskel und Scalenus Muskel von Ventral, dorsal, die zweiten und dritten Rippen (Abbildung 5) verfügbar zu machen.</li>
	<li>Führen Sie einen linken seitlichen Thorakotomie im zweiten und dritten Intercostalneuralgie Space, setzen Sie den linken zervikalen sympathischen Ganglion (Abbildung 6).</li>
	<li>Injizieren Sie 0,2 mL von 99,5 % Ethanol in der zervikalen sympathischen Ganglion mit einer 30 G-Nadel unter direkter Visualisierung (Abbildung 7).</li>
	<li>Schließen Sie die Intercostalneuralgie Raum mit resorbierbaren Nähten unterbrochen 1-0.</li>
	<li>Schließen Sie die Haut mit unterbrochenen 3-0-Nylon-Fäden.</li>
	<li>Ampicillin (100 mg/Tag) als Antibiotikum und Paracetamol (100 mg/Tag) als Analgetikum für eine Woche nach der Operation zu verwalten.</li>
	<li>1 Woche nach CSGB messen Sie Gesichtshaut mit Infrarot-Thermografie, die CSGB zu bestätigen.</li>
</ol>6. elektrophysiologische Aufnahmen
<ol><li>Um sensorische Nerven Aktionspotential (SNAP) und sensorischer Nervenleitgeschwindigkeit (SCV) von der IAN drei Monate nach der Rekonstruktion messen, betäuben Sie Tiere wie in Abschnitt 3 beschrieben. Hinweis: SNAP und SCV sollte beidseitig der experimentellen und normale Kontrolle für jeden Hund in beiden Behandlungsgruppen gemessen werden.</li>
	<li>Machen Sie einen Einschnitt in den linken Unterkiefer Zahnfleisch mit einem Skalpellklinge Nr. 10.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig den Unterkiefer Knochenplatte nicht physisch beschädigt regenerierte Nervus.</li>
	<li>Stimulieren Sie die IAN mit einem Paar von Nadelelektroden, SNAP und SCV aufzeichnen.<ol>
<li>Legen Sie die Elektroden proximal zu den Nerv-Conduit.</li>
		<li>Gelten Sie 10 kHz elektrische Reiz 20 Mal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Analysieren Sie die Ergebnisse.<ol>
<li>Bestimmen Sie SNAP durch die Berechnung der durchschnittliche Antwort Amplitude auf die elektrische Stimulation.</li>
		<li>Messen Sie die Peak-Latenz und Peak Amplitude von den Diagramm-Aufnahmen.</li>
		<li>Die Recovery-Index mit der folgenden Gleichung berechnen: Peak Amplitude der linken IAN der Wiederaufbau nur oder Wiederaufbau + CSGB Gruppe / Peak Amplitude der normalen Steuerung (mittlere Segment der richtige IAN in der Wiederaufbau nur Gruppe)19 ,20.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(7) histologische Analyse
<ol><li>
Abschnitt Vorbereitung
	<ol>
<li>Ernten Sie drei Monate nach der Rekonstruktion, die linken IAN, einschließlich 1 cm des Nervs auf beiden Seiten des Standortes rekonstruierten.</li>
		<li>Ernte der rechten IAN auf der Ebene entspricht der Ernte-Website auf der linken Seite.</li>
		<li>Das Präfix der geernteten Nerven durch Eintauchen in 2,5 % Glutaraldehyd in einer 0,1 M Cacodylate Pufferlösung (pH 7.4, 48 ° C, 24 h).</li>
		<li>Postfix mit 2 % Osmium ausgefällt Lösung (48 ° C, 4 h) und Kaliumferrocyanid in 0,1 M Phosphat-Pufferlösung (pH 7.4, 2 h).</li>
		<li>Die Nerven mit einer Reihe von abgestuften Ethanol Lösungen zu entwässern.</li>
		<li>Betten Sie in Epoxidharz (Paraffin ein).</li>
		<li>Abschnitt der Proben bei einer Dicke von 0,5 \u2012 1,0 μm.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Toluidin blauer Färbung und morphologische Analyse
	<ol>
<li>Führen Sie Abschnitte mit Toluidin blauer Lösung zu Flecken.</li>
		<li>Mikroskopie-Bilder mit dem Lichtmikroskop bei 400 X Vergrößerung in den folgenden Regionen entlang der Proben zu erhalten: verließ IAN, der Mitte des regenerierten Segments und 2 mm distal an den Stumpf; richtige IAN, der Mitte des Segments IAN entspricht der Ernte-Website auf der linken Seite.</li>
		<li>Wählen Sie Bilder aller Regionen mit regenerierten Nervenfasern.<ol>
<li>Nach dem Zufallsprinzip ausgewählte 8 \u2012 10 Bereiche von 100 μm × 100 μm mit regeneriert Nervenfasern.</li>
			<li>Morphologische Analyse mit Hilfe einer geeigneten Software folgende Parameter messen: Markhaltige Nervenfaser Durchmesser (μm) und Dichte (Anzahl/Fläche), Nerv Gewebe Prozentsatz und G-Wert (Markhaltige Axon Durchmesser/Markhaltige Nervenfaser Durchmesser ).</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Immunostaining
	<ol>
<li>Folgen Sie Standardprotokolle für Paraffin Abschnitt Färbung.</li>
		<li>Brüten Sie mit Primärantikörpern für 30 min bei 25 ° C.</li>
		<li>Waschen Sie mit Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung 3 Mal bei 25 ° C.</li>
		<li>Inkubieren Sie mit Sekundärantikörper beschriftet mit Meerrettich-Peroxidase für 30 min bei 25 ° C.</li>
		<li>Bilder mit einem Lichtmikroskop zu erhalten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Transmissions-Elektronenmikroskopie (TEM)
	<ol>
<li>Bereiten Sie Nerven, wie unter Punkt 7.1 beschrieben.</li>
		<li>Abschnitt Nerven bei einer Dicke von 70 \u2012 90 μm ein regungsloses verwenden.</li>
		<li>Führen Sie Abschnitte mit Blei Citrat und Uranyl Reynold es zu Flecken.</li>
		<li>Untersuchen und Bild von Transmissions-Elektronenmikroskopie.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Wir präsentieren eine effiziente Methode für IAN Regeneration mithilfe einer bioresorbierbare Nerv Röhre in Kombination mit Ethanol-induzierten CSGB. Für diese Studie verwendet wir Hunde, seit anderen Tiermodellen wie Mäuse, Ratten und Kaninchen, eine kurze Lebenserwartung und kleine Körpergröße haben, und daher können nicht verwendet werden, um die genaue chirurgische Eingriffe. Da die IAN gelegen innerhalb des Unterkiefers Kanals von Knochen umgeben ist, ist eine chirurgische Technik notwendig, Nerven und Blutgefäße be...

Traumatische Verletzungen des minderwertigen alveoläre Nervs (IAN) ist in vielen Fällen iatrogene, häufig verursacht durch die Extraktion der dritten Molaren oder die Platzierung von Zahnimplantaten1,2,3. Verletzungen der IAN kann führen zu Defiziten in der thermischen und berühren Empfindungen sowie Parästhesien, Dysästhesien, Hypoesthesia und Allodynie. Nervenverletzung ist nicht nur durch eine konservative Therapie, sondern auch durch andere Methoden, einschließlich Nähen und Autotransplantation Platzierung behandelt. Diese Methoden haben jedoch Nachteile, die häufig das Fehlen der Symptom-Verbesserung und neurologische Defekte an der Spender Seite4,5,6.
Die künstlichen Nerv-Polyglycolic Säure-Kollagen (PGA-C) Rohr wurde ursprünglich in Japan entwickelt. Es ist ein Bio-resorbierbaren Rohr mit seiner inneren Lumen, gefüllt mit einer spongiformen Kollagen7. Im Tierversuch dieses Rohr wurde zur Nervenregeneration bei Beagle-Hunden mit peroneus defekt zu verbessern, und wurde gezeigt, dass höhere Verwertung als autologe Nerv Transplantation8zu fördern. Die klinische Anwendung der PGA-C Röhre begann im Jahr 2002 bei Patienten mit peripheren Nervenverletzungen. Darüber hinaus wurden günstige klinische Ergebnisse bei der Behandlung von Trigeminus Neuropathie (IAN und lingual Nerv)9,10,11erreicht. Ein entscheidender Faktor für erfolgreiche Nervenregeneration mit PGA-C Röhren ist Blut-Versorgungsmaterial zu den umliegenden Gewebe8. Zervikalen sympathischen Ganglion Block (CSGB) schafft eine sympathische Blockade in der Kopf-Hals-Region und erhöht den Blutfluss zu den jeweiligen innervierten Bereich12; so hat es bei der Behandlung von komplexen regionalen Schmerzsyndrom und Herz-Kreislauf-Insuffizienz13,14,15eingesetzt. Allerdings gab es nur wenige experimentelle Untersuchungen über die Wirksamkeit der CSGB in immer mehr Blut fließen16,17. Um ausreichende CSGB Effizienz zu gewährleisten, muss die Blockade zusammen mit Lokalanästhetika ein-bis zweimal täglich für mehrere Wochen angewendet werden und stellen somit eine Herausforderung beim Generieren von Tiermodellen um diese Technik zu untersuchen. Bewältigung dieser Einschränkung in einer früheren Studie entwickelten wir ein eckzahn des langfristigen erhöht den Blutfluss in der orofazialen Region18. Das Modell wurde generiert durch die Durchführung einer CSGB durch die Injektion von 99,5 % Ethanol. Wir bewerten die oralen Mukosa Blutfluss und nasale Hauttemperatur durch Laser-Doppler-Flowmetry und Infrarot-Thermografie einmal pro Woche für 12 Wochen. Wir fanden, dass die Durchblutung der orofazialen Region für 7 – 10 Wochen in diesem Modell erhöht wurde.
In der vorliegenden Studie haben wir die Auswirkungen der Ethanol-induzierte CSGB auf Nervenregeneration ausgewertet. Das PGA-C-Rohr wurde über einen 10 mm Spalt in der linken IAN Beagle Hunde implantiert. Eine Woche später wurde CSGB durchgeführt, durch die Injektion von Ethanol. Drei Monate nach der Operation, führten wir eine Vielzahl von elektrophysiologischen, histologische und morphologische Studien zur Bewertung der Auswirkungen von CSGB auf Nervenregeneration. Wir bieten ein detailliertes Protokoll für IAN Rekonstruktion mit einem PGA-C Rohr und Ethanol-induzierten CSGB.

<table><tbody><tr><td>NMP Collagen PS</td><td>Nippon Meatpackers</td><td>301-84621</td><td>Atelokollagen, das durch Enzymbehandlung aus junger Schweinehaut gewonnen</td></tr><tr><td>wird Chirurgische Haarschneidemaschine</td><td>Roboz Surgical Instrument Company</td><td>RC-5903</td><td></td></tr><tr><td>Einweg-Skalpell (Nr.15)</td><td>Kai medical</td><td>219ABBZX00073000</td><td></td></tr><tr><td>VarioSurg3</td><td>Nakanishi</td><td>VS3-LED-HPSC, E1133</td><td>Piezoelektrische Chirurgie für Knochen Verarbeitung</td></tr><tr><td>von 4-0 Nylon-Nähten</td><td>Ethicon</td><td>8881H</td><td></td></tr><tr><td>8-0 Nylon-Nahtmaterial</td><td>Ethicon</td><td>2775G</td><td></td></tr><tr><td>Isepamicinsulfat</td><td>Nichi-Iko</td><td>620005641</td><td></td></tr><tr><td>Einweg-Skalpell (Nr.10)</td><td>Kai medical</td><td>219ABBZX00073000</td><td></td></tr><tr><td>30-Gauge-Nadel</td><td>Nipro</td><td>1134</td><td></td></tr><tr><td>1-0 resorbierbare Stiche</td><td>Ethicon</td><td>J347H</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Nylonstiche</td><td>Ethicon</td><td>8872H</td><td></td></tr><tr><td>Neo Thermo</td><td>NEC Avio</td><td>TVS-700</td><td>Infrarot-Thermografie&nbsp;</td></tr><tr><td>Neuropack & Sigma;</td><td>NIHON KOHDEN</td><td>MEB-5504</td><td>Orthodromischer Rekorder für elektrophysiologische Aufzeichnung</td></tr><tr><td>Toluidinblau</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T3260-5G</td><td></td></tr><tr><td>Lichtmikroskop</td><td>Keyence</td><td>BZ-9000</td><td></td></tr><tr><td>Maus Anti-Humanes Neurofilament Protein monoklonaler Antikörper</td><td>DAKO</td><td>N1591</td><td></td></tr><tr><td>Polyklonaler Kaninchen Anti-S100 Antikörper</td><td>DAKO</td><td>Z0311</td><td></td></tr><tr><td>Transmissionselektronenmikroskopie</td><td>Hitachi High Technologies</td><td>Hitachi H-7000</td><td></td></tr><tr><td>Dynamische Zellzählung</td><td>Keyence</td><td>BZ-H1C</td><td>Software zur morphologischen Auswertung</td></tr></tbody></table>

ethanol-induzierte zervikalen sympathischen ganglion block-anwendungen für die förderung der eckzahn minderwertig alveoläre nervenregeneration mit einer künstlichen nerv

Ethanol-Induced Cervical Sympathetic Ganglion Block Applications for Promoting Canine Inferior Alveolar Nerve Regeneration Using an Artificial Nerve

Polyglycolic Säure Kollagen (PGA-C) Rohre sind Bio-resorbierbaren Nerv Rohre gefüllt mit Kollagen Mehrkammer-Struktur, bestehen aus dünnen Kollagen Filme. Günstige klinische Ergebnisse erzielt werden, wenn diese Rohre für die Behandlung von Geschädigten schlechter als alveoläre Nerv (IAN) verwenden. Ein entscheidender Faktor für die erfolgreiche Nervenregeneration mit PGA-C Röhren ist Blut-Versorgungsmaterial des umgebenden Gewebes. Zervikalen sympathischen Ganglion Block (CSGB) erstellt eine sympathische Blockade in der Kopf-Hals Region damit Erhöhung des Blutflusses in der Gegend. Um eine ausreichende Wirkung zu gewährleisten, muss die Blockade mit Lokalanästhetika ein bis zwei Mal täglich für mehrere Wochen hintereinander verabreicht werden; eine Herausforderung bei der Erstellung Tiermodelle zur Erforschung dieser Technik. Um diese Einschränkung zu beheben, haben wir eine Ethanol-induzierten CSGB in einem Eckzahn Modell der langfristigen Steigerung des Blutflusses in der orofazialen Region entwickelt. Wir prüfen, ob IAN Regeneration über PGA-C Rohr Implantation durch dieses Modell verbessert werden kann. Vierzehn Beagles waren jeweils mit einem PGA-C-Rohr über einen 10 mm Spalt in der linken IAN implantiert. Die IAN befindet sich innerhalb des Unterkiefers Kanals von Knochen umgeben, deshalb wählten wir piezoelektrischen Chirurgie, bestehend aus Ultraschall-Wellen für die Verarbeitung von Knochen, um den Nerv und Gefäß Verletzungsrisiko zu minimieren. Mit diesem Ansatz wurde ein gutes OP Ergebnis erhalten. Eine Woche nach der Operation wurden sieben dieser Hunde linken CSGB durch Injektion von Ethanol unterzogen. Ethanol-induzierte CSGB führte zu verbesserte Nervenregeneration, was darauf hindeutet, dass die erhöhte Durchblutung effektiv Nervenregeneration IAN Mängel fördert. Diese Hunde-Modell kann zu weiterer Forschung über die langfristigen Auswirkungen der CSGB beitragen.

Wir beobachteten eine Zunahme der Gesichtshaut Temperatur der blockierten Seite 1 Woche nach der linken CSGB (Abbildung 8).
Auf 3 Monate nach dem Wiederaufbau der PGA-C-Rohr im Bereich Wiederaufbau wurde aufgenommen und Regeneration des Nervs minderwertig alveoläre verzeichneten die Wiederaufbau-only und Wiederaufbau + CSGB Gruppen (Abbildung 9A, B)<sup...

Wir bewerten die Wirkung der zervikalen sympathischen Ganglion Block auf Nerv Reparatur mit künstlichen Nerv Leitungen. Männliche Beagle Hunde wurden jeweils mit einer künstlichen Nerv über einen 10 mm Spalt im linken minderwertigen alveoläre Nerv implantiert; linken zervikalen sympathischen Ganglion wurde blockiert, durch die Injektion von 99,5 % Ethanol über laterale Thorakotomie.

Ethanol-induzierte zervikalen sympathischen Ganglion Block-Anwendungen für die Förderung der Eckzahn minderwertig alveoläre Nervenregeneration mit einer künstlichen Nerv

Polyglycolic acid collagen (PGA-C) tubes are bio-absorbable nerve tubes filled with collagen of multi-chamber structure, which consist of thin collagen ...

Diese Methode kann helfen, wichtige Fragen zur Nervenregeneration im künstlichen Organfeld mit einem künstlichen Nervenkanal zu beantworten. Der Hauptvorteil dieser Technik ist, dass die piezoelektrische Chirurgie für minderwertige Alveolar-Nervenrekonstruktion verwendet werden kann, um Nerven- und Blutgefäßschäden zu vermeiden. Die Implikationen dieser Technik erstrecken sich auf die Behandlung der orofazialen Neuropathie, da sie das Potenzial hat, die Nervenregeneration zu fördern.Nach der Bestätigung der Anästhesie durch mangelnde Reaktion auf Pedalreflex, gel über die vordere Oberfläche der Augen auftragen, um Hornhautabrieb zu vermeiden. Stellen Sie den Hund in die rechte Seitenlage. Verwenden Sie eine 27-Spur-Nadel, um drei Milliliter 1%Lidocain in die linke unterdubuläre Gingiva zu injizieren.Als nächstes verwenden Sie eine Nummer 15 Skalpellklinge, um einen fünf Zentimeter großen Querschnitt in der linken unterbaulichen Gingiva zu machen, um die Unterkiefer freizulegen. Verwenden Sie piezoelektrische Ultraschallschwingungen bei einer Frequenz von 28 bis 32 Kilohertz, um den proximalen Aspekt des Unterkiefers durch das hintere mentale Foramen in ein Rechteck von drei Zentimetern und acht Millimetern zu schleifen. Da sich der minderwertige Alveolarnerv innerhalb des Unterkieferkanals befindet und von Knochen umgeben ist, verwenden wir eine piezoelektrische Chirurgie, die aus Ultraschallwellen für die Knochenverarbeitung besteht, um das Risiko von Nerven- und Gefäßverletzungen zu minimieren.Entfernen Sie den vorderen Teil der Unterkieferknochenplatte, um den linken unteren Alveolarnerv freizulegen. Verwenden Sie ein Skalpell, um den unteren Alveolarnerv zu transsektieren, um die Entfernung eines 10-Millimeter-Segments zu ermöglichen. Setzen Sie die proximalen und distalen Stümpfe des abgetrennten Nervs in ein Nervenrohr bis zu einer Tiefe von zwei Millimetern ein.Verwenden Sie 8-0 Nylonnähte und ein chirurgisches Mikroskop bei einer 8-fachen Vergrößerung, um das Rohr an die proximalen und distalen Nervenenden zu nähen. Dann kehren Sie die Knochenplatte an ihre ursprüngliche Stelle im Unterkiefer zurück und schließen Sie die Wunde mit 4-0 Nylonnähten. Einen Tag nach der Operation, führen Sie Computertomographie des Gesichtsknochens unter Anästhesie, um zu bestätigen, dass die unterdubuläre Knochenplatte in seiner richtigen Position ist.Eine Woche nach dem Rekonstruktionsverfahren, rasieren Sie das Operationsfeld. Ziehen Sie dann eine Schnittlinie auf der linken Seite des Operationsbereichs und verwenden Sie eine 21-Spur-Nadel, um fünf Milliliter 1%Lidocain in die rasierte Brust als Lokalanästhetikum und Analgetikum zu injizieren. Mit einer Nummer 10 Skalpellklinge, machen einen Schnitt über die markierte Linie, und verwenden Sie ein elektrisches Skalpell, um die Fettschicht zu schneiden, um die Muskelfaszie zu belichten.Setzen Sie die serratus ventralis und scalenus Muskeln. Heben Sie die Muskeln von ventral zu dorsal, um die zweite und dritte Rippe zu belichten. Führen Sie eine linke seitliche Thorakotomie im zweiten und dritten interkostalen Raum durch, um das linke halsförmige sympathische Ganglien zu entlarven.Verwenden Sie eine 30-Spur-Nadel, um 2 Milliliter 99,5% Ethanol in das halsförmige sympathische Ganglien zu injizieren. Das zervikale sympathische Gangliwird wird durch Ethanol degenerativ verändert. Schließen Sie dann den interkostalen Raum mit unterbrochenen 1-0 resorbierbaren Stichen.Schließen Sie die Haut mit unterbrochenen 3-0 Nylonstichen, und messen Sie die Gesichtshauttemperatur mit Infrarot-Thermographie eine Woche nach dem zervikalen sympathischen Ganglienblock oder CSGB. Nach drei Monaten nach der Rekonstruktion wird das Polyglykololsäure-Kollagenrohr im Rekonstruktionsbereich absorbiert und die Regeneration des minderwertigen Alveolarnervs sowohl in den Rekonstruktions- als auch in der Rekonstruktion-plus-CSGB-Gruppe beobachtet. Das sensorische Nervenwirkungspotential ist auch bei beiden Rekonstruktionsseiten der Rekonstruktions-plus-CSGB- und Nervenrekonstruktionsgruppen messbar, mit einem deutlich höheren Rückgewinnungsindex und einer sensorischen Nervenleitgeschwindigkeit, die bei den Rekonstruktions-plus-CSGB-Tieren beobachtet wird als in der Resoum-plus-CSGB-Gruppe.Myelinierte Nervenfasern werden an den zentralen und distalen Segmenten des regenerierten unteren Alveolarnervs in den Resono- und Rekonstruktions-plus-CSGB-Gruppen beobachtet, obwohl beide Gruppen im Vergleich zur normalen Kontrollgruppe kleinere regenerierte myelinierte Nervendurchmesser zeigten. Das Vorhandensein von regenerierten Axonen und Schwann-Zellen wird in den zentralen und distalen Segmenten von Rekonstruktions-plus-CSGB-Gruppen durch Färbung mit Anti-Neurofilament bzw. Anti-S100-Antikörpern weiter bestätigt. Die morphologische Analyse zeigt eine signifikant höhere myelinierte Nervenfaserdichte und einen nervengerüsenen Gewebeanteil sowohl im mittleren als auch im distalen Segment des regenerierten linken alveolären Nerven in der CSGB-Gruppe im Vergleich zu den Rekonstruktions-allein Tieren, wobei ein deutlich geringeres G-Verhältnis mit dem CSGB-Verfahren beobachtet wurde.Cervical sympathisch Ganglienblock führt zu einer verbesserten Nervenregeneration, was darauf hindeutet, dass eine erhöhte Durchblutung effektiv die Nervenregeneration fördern. Diese Technik trägt zur Entwicklung der Forschung auf dem Gebiet der In-situ-Gewebetechnik zur Erforschung der chirurgischen Behandlung der orofazialen Neuropathie mit einem künstlichen Nerv bei.

ethanol-induced-cervical-sympathetic-ganglion-block-applications-for

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Quelle: Shionoya, Y., et al. Anwendungen für Ethanol-induzierte zervikale sympathische Ganglienblockaden zur Förderung der Regeneration des Nervus alveolaris inferior bei Hunden mit Hilfe eines künstlichen Nervs. J. Vis. Exp. (2018)Dieses Video zeigt ein Hundemodell für die Regeneration des Nervus alveolaris inferior (IAN) unter Verwendung eines biologisch abbaubaren Gerüsts und einer Ethanol-induzierten Sympathikusblockade. Das Verfahren umfasst den chirurgischen Zugang zum sympathischen...

Auswirkungen eines ethanolinduzierten sympathischen Ganglienblocks auf die Nervenregeneration im Hundemodell

Riech ensheathing Zellen (OECs) sind Neuralleistenzellen, die das Wachstum der primären Riechzellen zu ermöglichen. Diese spezielle Eigenschaft kann für die zelluläre Transplantation verwendet werden. Wir stellen hier ein Modell der zellulären Transplantation basierend auf der Verwendung von OECs in einer Kehlkopfnervenschädigung-Modell.

Transplantation von olfaktorischen Zellen ensheathing zu Funktionswiederherstellung nach peripheren Nervenschäden Bewerten

Die afferente vagale Signalgebung überträgt wichtige Informationen an das zentrale Nervensystem von Rezeptoren, die sich in den Organen des Abdomens und des Thorax befinden. Die Nodose-Ganglien des Vagusnervs enthalten viele Arten von Rezeptoren, die die vagale Aktivität modulieren. Dieses Protokoll beschreibt eine Methode der lokalen Injektion von Neurochemikalien in die Nodose-Ganglien.

Eine Methode der Ganglien nodosum Injection in Sprague-Dawley-Ratte

Dieses Protokoll stellt die Verwendung einer Injektion eines dorsalen Wurzelganglions (DRG) mit einem viralen Vektor und einer gleichzeitigen Verletzung des dorsalen Wurzelquetsches bei einer erwachsenen Ratte als Modell zur Untersuchung der sensorischen Axonregeneration dar. Dieses Modell eignet sich, um den Einsatz von Gentherapie zur Förderung der sensorischen Axonregeneration zu untersuchen.

Dorsalwurzelganglion Injection und dorsale Wurzel Quetschverletzungen als Modell für Sensory Axonregeneration

Dieses Werk stellt die Methodik der Anwendung hoher Intensität fokussierten Ultraschall um die Aktionspotentiale der diabetischen neuropathischen Nerven zu blockieren.

Ein Ultraschall Werkzeug für die Nervenleitung blockieren in diabetischen Ratten Modelle

Wir beschreiben eine Methode zur Laminotomie bei Schweinen, die Zugang zu LWS Dorsal Root Ganglien (DRG) für die intraganglionic Injektion. Intraoperativ und histologisch bestätigt bis zu 21 Tage nach der Operation Injektion Fortschritte überwacht. Dieses Protokoll kann für zukünftige präklinischen Studien mit DRG-Injektion verwendet werden.

Laminotomie LWS Dorsal Root Ganglion-Zugriff und Injektion bei Schweinen

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur autologen Muskel-Stammzellen in der Nähe zu den wiederkehrenden laryngeal Nerv mit Hilfe eines elektrischen Nervenstimulator zu injizieren. Diese neuartige Technik kann nützlich für die Behandlung von equine rezidivierende Kehlkopf Neuropathie werden.

Nerv Stimulator-gesteuerte Injektion von autologen Stammzellen in der Nähe der Pferde Links wiederkehrende Laryngeal Nerv

Dieses Protokoll beschreibt einen reproduzierbaren Ansatz zur Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell, einschließlich Beschreibungen verschiedener induzierbarer Verletzungsmuster.

Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell zur Untersuchung der axonalen Hemmung und Regeneration

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein Mausmodell der Ablation der adrenergen Innervation durch Identifizierung und Resektion des Ganglion cervicalis superior.

Operationstechnik für die überlegene zervikale Ganglionektomie im Mausmodell

Dieses Protokoll enthält eine Schritt-für-Schritt-Anleitung für die Entnahme des Lappens der oberflächlichen inferioren epigastrischen Arterie (SIEF) und das Wickeln um den rekonstruierten Peroneusnervendefekt bei Kaninchen. Diese chirurgische Ergänzung des Gewebebetts von Nerventransplantaten durch Vaskularisation wird verwendet, um die Regenerationsergebnisse zu verbessern.

Der Faszienlappen der oberflächlichen Arteria epigastrica inferior für die Nervenrekonstruktion bei Kaninchen

Wir stellen ein Protokoll für die direkte Injektion des Vagusnervs bei Ratten vor, das die direkte Verabreichung von Medikamenten in den Nerv ohne Komplikationen nach der Injektion ermöglicht. Diese Methode gilt für präklinische neurologische Studien, bei denen das autonome Nervensystem manipuliert wird. Es kann für die direkte Nerveninjektion für andere Nerven bei Ratten und anderen Spezies verwendet werden, mit den notwendigen Modifikationen.

Direktes Vagusnerv-Injektionsprotokoll für Ratten

Erfahren Sie die Nervenregeneration durch zervikalen sympathischen Ganglion-Block mit Ethanol bei Beagle-Hunden. Diese Methode fördert die Regeneration des unteren Alveolarnervs mit künstlichen Nervenleitungen durch verbesserte Durchblutung.

Ethanol-induzierte zervikalen sympathischen Ganglion Block-Anwendungen für die Förderung der Eckzahn minderwertig alveoläre Nervenregeneration mit einer künstlichen Nerv (Video) | JoVE Journal

Ethanol-induzierte zervikalen sympathischen Ganglion Block-Anwendungen für die Förderung der Eckzahn minderwertig alveoläre Nervenregeneration mit einer künstlichen Nerv

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