Name: Schweine als ein Trainingsmodul für Kopf und Nacken mikrovaskuläre Wiederaufbau (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: Lernen Sie mikrovaskuläre Rekonstruktion im Kopf-Hals-Bereich mit dem Schweine-Modell. Diese Methode ermöglicht Chirurgen im Training die Entwicklung essenzieller Fertigkeiten in kontrollierter Umgebung.

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Diese Arbeit wurde finanziert und unterstützt durch die grundlegende Wissenschaft Forschungsprogramm durch die National Research Foundation von Korea (NRF) gefördert durch das Ministerium für Wissenschaft, IKT und Zukunft planen (2015R1C1A1A01051907). Diese Arbeit wurde auch durch die grundlegende Wissenschaft Forschungsprogramm durch die National Research Foundation von Korea (NRF) finanziert durch das Ministerium für Wissenschaft, ICT & Zukunft planen (NRF-2016M3A9E9941746) unterstützt.

Diese Studie wurde geleitet und genehmigt von der Department of Laboratory Animal Ressourcen, Yonsei Biomedical Research Institute, Yonsei University College of Medicine, akkreditiert von der Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International. Diese Studie folgte die Leitlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren der Institute Laboratory Animal Resources Commission auf Life Sciences National Research Council. Alle Schweine waren für eine Woche vor der Operation gewöhnt.
1. Vorbereitung
<ol><li>Halten Sie die Schweine ohne Nahrung für mehr als 12 h vor der Vollnarkose mit freiem Zugang zu Wasser. Hinweis: Sechs weibliche Yorkshire-Schweine dienten von 25 – 30 kg.</li>
	<li>Verwenden Sie ein 16-Gauge-Nadel 1 cm Länge, um Alfaxan (1 mg/kg), Xylazin (2 mg/kg) und Azaperone (2 mg/kg) intramuskulär zu injizieren hinter und unterhalb des Ohres, Anästhesie zu initiieren.</li>
	<li>Der vorderen Mittellinie des Halses und der Bauchwand des Schweins mit einem chirurgischen Haar Entfernung Rasierer zu rasieren.</li>
	<li>Befestigen Sie eine intravenöse (IV) Route durch zentrale oder marginal Ohr Vene auf der hinteren Seite der Ohrmuschel mit einer 22-G-Nadel. Ketorolac (1 mg/kg) über eine IV-Leitung zu injizieren.</li>
	<li>Dann Spritzen Sie Atropin (0,04 mg/kg) intramuskulär wie unter 1.2 beschrieben. Cefazolin (30 mg/kg) intramuskulär wie unter 1.2 beschrieben zu injizieren.</li>
	<li>Setzen Sie das Schwein in Rückenlage über den OP-Tisch liegend.</li>
	<li>Ermöglichen das Schwein zu atmen 2 L Sauerstoff mit 5 % Isofluran durch Schweinegrippe Anästhesie Maske spontan.</li>
	<li>Setzen Sie die Stimmbänder durch den Mund mit einem Laryngoskop und sprühen sie mit zwei Züge von 2 % Lidocain topische Lösung Intubation-induzierte Stimmritzenkrampf zu verhindern.</li>
	<li>Intubation mit einem 6,5 mm Rohr, Rohr-Manschette mit 3-5 mL Luft mit einer Spritze ohne Nadel befestigt, um es aufzublasen. Hinweis: Führen Sie Capnometry, um sicherzustellen, dass die trachealen Röhre, die das Anästhesiegerät gehört, in der richtigen Position ist und es CO2 zurück in die Maschine als Indiz für korrekte Sauerstoffversorgung gibt.</li>
	<li>Pflegen Sie die Narkose nach der Intubation mit 2 % Isofluran.</li>
	<li>Verwenden Sie die Vet-Salbe auf Schweine Augen und schließen Sie es mit einer Augenklappe abdecken.</li>
</ol>2. Verfahren: Rezeption vor Ort
<ol><li>Desinfizieren Sie den Hals und die Bauchdecke mit Jod-basierte Peeling-Lösung 1 %.</li>
	<li>Starten Sie einen vertikalen Mittellinie Schnitt in den vorderen Hals mit Klinge Nr. 23 bis zum Brustbein.</li>
	<li>Sezieren Sie die Gurt-Muskeln und einfahren Sie seitlich mit Kelly Gewebe Schere und Lahey Retraktor.</li>
	<li>Aussetzen der Luftröhre aus dem ersten Ring mit dem Thorax Einlass.</li>
	<li>Dann setzen Sie die gemeinsame Halsschlagader und der inneren Halsschlagader für die Anastomose.</li>
	<li>Erstellen Sie ein Fenster, in der zweiten oder dritten trachealen Knorpel, ~ 1 cm in der Breite mit Klinge Nr. 11.</li>
	<li>Suchen Sie nach den Endotrachealtubus durch den trachealen defekt erstellt, und sicherstellen, dass die Belüftung durch die Röhre wird fortgesetzt mit dem Ventilator ohne ein Leck.</li>
</ol>3. Schritt: Klappe Website
Hinweis: Die überlegene epigastrischen Arterie Perforator (SEAP) Klappe Ernte kann, nach der Methode von Frederic Bodin7beschrieben durchgeführt werden.
<ol><li>Entwerfen Sie eine Klappe auf der oberen Abdomen durch eine chirurgische Filzstift (Abbildung 1A).</li>
	<li>Erstellen Sie eine elliptische Hautschnitt 4 x 3 cm mit einem Skalpell Nr. 23 an der vorderen Scheide der Bauchdecke auf der medialen Seite der gezeichneten Klappe (Abbildung 1 b).</li>
	<li>(Schale) die Klappe aus dem Rectus Abdominis Muskel Scheide auf der Suche nach den perforationsladungen gonna die Hautlappen halten die Faszie von den Allis zu erheben.</li>
	<li>Die intramuskuläre Dissektion führen und folgen der perforationsladungen zu den überlegenen epigastrischen Gefäßen (Abb. 1 b)</li>
	<li>Führen Sie nun die seitlichen Hautschnitt auf der gestalteten Klappe (Abbildung 1A) mit einem Skalpell Nr. 23 (Abbildung 1)</li>
	<li>Klemmen Sie die überlegene epigastrischen Gefäße und Gian Comitantes mit der Gefäßklemme souverän und mit einer Schere Kelly Gewebe unterhalb der Gefäßklemme schneiden und verbinden das Schiff über die Gefäßklemme durch 3-0 Naht. Dann nehmen Sie die Gefäßklemme.</li>
</ol>(4) Anastomose und Schließung
<ol><li>Setzen Sie auf eine chirurgische Lupe.</li>
	<li>Klemmen Sie die Carotis Arterie mit zwei arterienklemmen mit 1-2 cm Abstand zwischen ihnen.</li>
	<li>Verwendung Mikro-Schere zu schneiden zwischen der Arteria carotis und den obere Teil durch doppelte Naht binden versichern kein Nässen.</li>
	<li>Verwenden Sie die doppelte Klammer ohne Rahmen zwischen der Arteria carotis und Klappe Arterie.</li>
	<li>Starten Sie Anastomose mit 10: 0 Naht einfach voller Stärke interpretiert.</li>
	<li>Die ersten zwei Aufenthalt Nähte ca. 120 Grad voneinander entfernt auf dem Schiff Umfang dann zwischen Platz 2-3 Stiche.</li>
	<li>Lassen Sie die Klemme los. Wenn es nicht Blut, Nässen die ähnliche Naht am Nässen Standort.</li>
	<li>Suchen Sie nach den venösen Rückfluss von Gian Comitantes.</li>
	<li>Führen Sie Anastomose wie unter Punkt 4.1 bis 4.7 für die innere Halsschlagader und Gian Comitantes (Abbildung 1) beschrieben.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Spritze nadelgröße 18, Stechen Sie die Haut um die Klappe Lebensfähigkeit durch einen Blutstropfen zu sehen.</li>
	<li>Schließen Sie die trachealen Fenster und es mit der Muskel-Faszien von der SEAP Klappe mit 3: 0 Naht Naht.</li>
	<li>Exteriorize und Naht ein Haut-Paddel der SEAP Klappe zu der zervikalen Mittellinie Hautschnitt (Abbildung 2A).</li>
	<li>Schließen Sie die Bauchhaut Inzision (Abb. 2 b).</li>
</ol>5. postoperative Pflege
<ol><li>Kommen Sie das Schwein wieder in Bauchlage.</li>
	<li>Die Isofluran zu stoppen und das Schwein vom Beatmungsgerät zu entwöhnen.</li>
	<li>Lassen Sie das Schwein zu erholen Sie sich in den Tierkäfig und überwachen sie eng um seine glatte Wiederherstellung aus dem Verfahren zu gewährleisten.</li>
	<li>Suchen Sie die Klappe am Wiederaufbau Standort nach der Heilung (Abbildung 2).</li>
	<li>Schauen Sie an der Entnahmestelle in das Tier nach der Heilung (Bild 2D).</li>
	<li>Starten Sie Ringer Laktat in Höhe von 150 mL/h bis zur endgültigen Genesung zu und zu verwalten Sie 0,3 mg Buprenorphin für Analgesie.</li>
	<li>Beobachten Sie nach Extubation das Schwein genau bis es hat wieder zu ausreichend Bewusstsein um Position und Atmung beizubehalten und in der Lage zu trinken ist spontan.</li>
	<li>Keine operierten Tiere die postoperative Schweine in getrennten Ort abhalten.</li>
	<li>Intramuskuläre Amoxicillin-clavulanat (14 mg/kg) für 1 Woche zu starten.</li>
	<li>Intramuskuläre Meloxicam (0,2 mg/kg) für 1 Woche zu starten.</li>
</ol>6. Sterbehilfe
<ol><li>Narkose für das Schwein durch die Injektion von Propofol durch i.v. (5-10 mL) starten und mit Isofluran 5 % halten.</li>
	<li>Intubation das Schwein auf Schritt (1.1, 1.2, 1.6-1.10) beschrieben.</li>
	<li>Der Herzstillstand durch intravenöse Injektion von 40 Mmol KCl zu induzieren.</li>
</ol>

<ol><li>Chen, C. L., Zenga, J., Roland, L. T., Pipkorn, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+of+double+free+flap+and+free+flap+combined+with+locoregional+flap+in+head+and+neck+reconstruction%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Head+%26+Neck+journal+of+the+Science+and+Specialties+of+the+Head+and+Neck%22%5BJournal%5D)">Complications of double free flap and free flap combined with locoregional flap in head and neck reconstruction: A systematic review.</a> Head & Neck journal of the Science and Specialties of the Head and Neck. 40 (3), 632-646 (2018).</li>
<li>Smith, R. K., Wykes, J., Martin, D. T., Niles, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforator+variability+in+the+anterolateral+thigh+free+flap%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+and+Radiologic+Anatomy%22%5BJournal%5D)">Perforator variability in the anterolateral thigh free flap: a systematic review.</a> Surgical and Radiologic Anatomy. 39 (7), 779-789 (2017).</li>
<li>Bauer, F., Koerdt, S., Hölzle, F., Mitchell, D. A., Wolff, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eight+free+flaps+in+24+hours%3A+a+training+concept+for+postgraduate+teaching+of+how+to+raise+microvascular+free+flaps%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial%22%5BJournal%5D)">Eight free flaps in 24 hours: a training concept for postgraduate teaching of how to raise microvascular free flaps.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial. 54 (1), 35-39 (2016).</li>
<li>Schoeff, S., Hernandez, B., Robinson, D. J., Jameson, M. J., Shonka, D. C. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvascular+Anastomosis+Simulation+Using+a+Chicken+Thigh+Model%3A+Interval+Versus+Massed+Training%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Microvascular Anastomosis Simulation Using a Chicken Thigh Model: Interval Versus Massed Training.</a> The Laryngoscope. 127 (11), 2490-2494 (2017).</li>
<li>Bodin, F., Diana, M., Koutsomanis, A., Robert, E., Marescaux, J., Bruant-Rodier, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+model+for+free-flap+breast+reconstruction+training%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Porcine model for free-flap breast reconstruction training.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 68 (10), 1402-1409 (2015).</li>
<li>Rodriguez, J. R., Yañez, R., Cifuentes, I., Varas, J., Dagnino, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgery+Workout%3A+A+Novel+Simulation+Training+Curriculum+Based+on+Nonliving+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Microsurgery Workout: A Novel Simulation Training Curriculum Based on Nonliving Models.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 138 (4), 739e-747e (2016).</li>
<li>Carey, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simulation+of+plastic+surgery+and+microvascular+procedures+using+perfused+fresh+human+cadavers%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+journal%22%5BJournal%5D)">Simulation of plastic surgery and microvascular procedures using perfused fresh human cadavers.</a> Plastic and Reconstructive Surgery journal. 67 (2), e42-e48 (2014).</li>
<li>Chan, W., Niranjan, N., Ramakrishnan, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structured+assessment+of+microsurgery+skills+in+the+clinical+setting%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Structured assessment of microsurgery skills in the clinical setting.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 63 (8), 1329-1334 (2010).</li>
<li>Matsumura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+newly+designed+training+tool+for+microvascular+anastomosis+techniques%3A+Microvascular+Practice+Card%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Neurology+Journal%22%5BJournal%5D)">A newly designed training tool for microvascular anastomosis techniques: Microvascular Practice Card.</a> Surgical Neurology Journal. 71 (5), 616-620 (2010).</li>
<li>Kim, W. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheal+reconstruction+with+a+free+vascularized+myofascial+flap%3A+preclinical+investigation+in+a+porcine+model+to+human+clinical+application%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Tracheal reconstruction with a free vascularized myofascial flap: preclinical investigation in a porcine model to human clinical application.</a> Scientific Reports. 7 (1), 10022(2017).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Erheblicher Morbidität und Mängel können auftreten in Kopf und Nacken Malignität Patienten während der OP Management. Mikrovaskuläre freie Gewebe Transfer ist für den Wiederaufbau in den meisten Fällen unverzichtbar geworden. Die Lebensfähigkeit der Klappe ist ein kritisches Thema, Stetigkeit, präzises handling des pedikels, taktile Empfindung, zentralnervöse Fähigkeit und ausgezeichneten operativen Flow vom Chirurgen8erfordern. Um diese Fähigkeiten zu entwickeln, braucht man umfangreiche Praxis m...

Wiederaufbau nach der Operation für den Kopf und Hals bösartigen Tumorerkrankungen ist ein schwieriges Verfahren, die mit erheblicher Morbidität verbunden. Mikrovaskuläre freie Klappe Rekonstruktion hat als die Standardmethode zum Wiederaufbau für mehr als 20 Jahren1,2,3gut etabliert. Gratis-Klappe Transfer spielt eine bedeutende Rolle bei der Verbesserung der Kopf und Hals Management bei Krebspatienten und in Post-traumatische Verletzungen, die dabei die Grenzen der chirurgische Ausrottung der Krankheit über die bisherigen Techniken, was zu mehr Patienten Lebensqualität und längeres Überleben Preise1,2,3. Die verschiedenen Klappen für den Wiederaufbau gehören Rotations-, veredeln und kostenfreies Klappen.
Die Rolle der freien Klappen in den Kopf und Hals Wiederaufbau erweitert. Es ist die schwierigste Klappe zu arbeiten, erfordern qualifizierte und zarte Behandlung. Klappe Scheitern ist ein schwerwiegendes Ereignis, mit erheblicher Morbidität4,5. So ist erheblicher Einarbeitungszeit erforderlich, um die Präzision notwendig für die erfolgreiche chirurgische Ergebnisse3,4,5,6,7,8zu entwickeln, 9. Die steile Lernkurve verbunden mit einer solchen Operation können Einfluss auf den Ausgang für Patienten und Behandlung Management3,4,5,6,7beeinflussen, 8,9. Die Trainingszeit und Lernkurve für neue Chirurgen, ein Ausbildungsmodell ist notwendig, die imitiert menschliche Biologie und bietet ähnliche Operationsfeld Bedingungen8.
Das Ziel dieser Studie ist es, die Sichtbarkeit der Schweine als gutes Trainingsmodul für den Kopf und Hals mikrovaskuläre Wiederaufbau ähnelt des menschlichen Fall mit verbesserten Fähigkeiten auf aktive Weise zu zeigen.
Diese Studie untersuchte die Verwendung von porcinen Modell für Training neue Kolleginnen und Kollegen in den Kopf und Hals mikrovaskuläre Wiederaufbau für frei-Klappe Transfer ermöglichen eine kostengünstige und weniger stressig für den klinischen Bereich Ausbildung mit zuverlässig ergänzen ähnliche Funktionen für gratis-Klappe Verfahren. Schweine sind für viele Studien und als Lehrmittel Modelle für verschiedene chirurgische Rekonstruktionen, z.B. Brustrekonstruktion benutzt worden; 5 Schweine haben jedoch nie für Kopf und Hals Wiederaufbau außer in unserer Studie für den trachealen Wiederaufbau durch trachealen Stenosen10verwendet wurde.
Die Idee begann nach Frederic Bodin7, die das ähnliche Flap zur Brustrekonstruktion zu beschreiben. Der größte Vorteil für die Studie über das andere Modul mikrovaskuläre Ausbildung ist die aktive livening Modul mit einem echten unmittelbaren Ergebnis des Verfahrens.

<table><tbody><tr><td>Pigs XP Bio, Seoul, Südkorea</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chirurgischer Haarentfernungsrasierer</td><td>3M</td><td></td><td></td></tr><tr><td>22 Gauge Katheter</td><td>B.BRAUN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spritze mit Nadelstärke 18</td><td>Jung Rim Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Intramuskuläres Alfaxan</td><td>Careside</td><td></td><td>10ml/VAL</td></tr><tr><td>Intramuskulärxylazin</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Intramuskuläres Azaperon</td><td>Sigma-aldrich</td><td></td><td>34223</td></tr><tr><td>Intramuskuläres Atropin</td><td>Daewon</td><td></td><td>0,5 mg/A</td></tr><tr><td>Intramuskuläres Cefazolin</td><td>Yuhan</td><td></td><td>1 g</td></tr><tr><td>intravenös Ketorolac</td><td>Hana Pharm</td><td></td><td>30 mg</td></tr><tr><td>Schweineanästhesiemaske</td><td>DRE</td><td></td><td>1392</td></tr><tr><td>endotracheale Manschettentube 6,5 mm</td><td>SMITH medical</td><td></td><td>100/150/065</td></tr><tr><td>Anästhesiemaschine</td><td>Drä ger</td><td></td><td>PRIMUS IE</td></tr><tr><td>2% Lidocain topische Lösung</td><td>Taejoon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tierarztsalbe</td><td>Pfizer</td><td></td><td>Terramycin <img alt="Sonstiges" src="/files/ftp_upload/58104/58104misc1.jpg"></td></tr><tr><td>Augenabdeckungspflaster</td><td>Innomed</td><td></td><td>S-universal010S</td></tr><tr><td>Betadin-Lösung 1%.</td><td>Korea Pharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gaze 4*4</td><td>First Medical</td><td></td><td>22*30CM 320S</td></tr><tr><td>Klinge Nr. 23</td><td>Paragon</td><td></td><td>23</td></tr><tr><td>Lahey Retraktor</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU3960</td></tr><tr><td>Kelly Gewebeschere</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1990</td></tr><tr><td>Klinge Nr. 11</td><td>Paragon</td><td></td><td>11</td></tr><tr><td>chirurgischer Markierungsstift</td><td>Aspen Surgical</td><td></td><td>Regular #2750</td></tr><tr><td>allis</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU4055</td></tr><tr><td>Krawattennaht</td><td>Covidein</td><td></td><td>ohne Nadel</td></tr><tr><td>3,5 x chirurgische Lupe</td><td>Zeiss</td><td></td><td>eyemag smart</td></tr><tr><td>Doppelklemme ohne Rahmen</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>CH7155</td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>AESCULAP</td><td></td><td>FD038R</td></tr><tr><td>Ringer-Laktat</td><td>Daehan</td><td></td><td>500ml/1Beutel</td></tr><tr><td>Amoxicillin– Clavulanat</td><td>Ilsung</td><td></td><td>0,6 g/V</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Samil</td><td></td><td>7,5 mg</td></tr><tr><td>Propofol</td><td>Dong Kook</td><td></td><td>120 mg/V</td></tr><tr><td>intravenöse KCl-Lösung</td><td>Daehan</td><td></td><td>20ml/50P</td></tr><tr><td>Mücke gebogen</td><td>SOLCO</td><td></td><td>013-0111</td></tr><tr><td>Mücke gerade</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1050</td></tr><tr><td>Ethilon 10-0 Naht</td><td>ethicone</td><td></td><td>10/0W1756</td></tr><tr><td>Vicryl 3-0.</td><td>Ethicone</td><td></td><td>3/0W9890</td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>Hanlim</td><td></td><td>0,3mg</td></tr></tbody></table>

schweine als ein trainingsmodul für kopf und nacken mikrovaskuläre wiederaufbau

Porcine As a Training Module for Head and Neck Microvascular Reconstruction

Live-Models, die chirurgische Bedingungen des Menschen ähneln sind Training frei-Klappe Ernte-und Anastomose erforderlich. Tiermodelle für Schulungszwecke sind seit Jahren in vielen chirurgischen Bereichen zur Verfügung. Wir verwendeten das Weibchen (weil sie für das Verfahren einfach zu handhaben sind) Yorkshire Schweine für den Kopf und Hals Wiederaufbau durch das Ernten der Perforator tief minderwertigen epigastrischen Arterie oder die überlegene epigastrischen Arterie Perforatorlappen. Die Anastomose Website (Hals Hautdefekt oder Trachealkanüle Wand defekt) war bereit, über die Zerlegung des gemeinsamen Halsschlagader und die innere Halsschlagader, welche 3,5 × Lupe Vergrößerung für Anastomose verwendet wurde, wie wir auf Fälle beim Menschen im wirklichen Leben. Dieses Verfahren zeigt eine neue Trainingsmethode, die mit einem zuverlässigen Lernmodell und bietet eine detaillierte Anatomie in einem live-Szenario. Wir konzentrieren auf die Ischämie-Zeit Ernte, Schiff Anastomose und entwerfen die Klappe defekt Website passen. Dieses Modell verbessert das Gewebe Handling und mit dem Einsatz der richtigen Instrumente kann werden viele Male wiederholt, dass der Chirurg davon überzeugt ist, vor Beginn der Operation am Menschen.

Wir führten das Verfahren auf sechs Schweine: zervikalen Haut defekt Umbau auf zwei Schweine, trachealen Umbau auf zwei Schweine und freier Lappen, vaskuläre Anastomose Gerät in zwei Schweine zu testen. Die Schweine wurden 3 Monate lang überwacht und gab es keine klinischen Anzeichen für neurologische Defizit.
Die mittlere Zeit für Ischämie war 50 min (Reichweite, 35-80 min); die Zeit verringert, da das Verfahren wiederholt wurd...

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Verwendung von dem Schwein überlegene epigastrischen Arterie Perforatorlappen als ein Lernmodul für Kopf und Nacken mikrovaskuläre Wiederaufbau.

Schweine als ein Trainingsmodul für Kopf und Nacken mikrovaskuläre Wiederaufbau

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes ...

Diese Methode kann helfen, wichtige Fragen zu beantworten, wie ein Life-Training-Modul für die mikrovaskuläre Kopf- und Nackenrekonstruktion eingerichtet werden kann. Der Hauptvorteil dieser Technik ist, dass sie eine De froment mikrovaskuläre rekonstruktive Chirurgie Fähigkeiten für Anfänger Chirurgen erleichtert. Beginnen Sie mit einem Laryngoskop, um die Stimmbänder durch den Mund eines 25 bis 30 Gramm weiblichen Yorkshire-Schweins zu entblößen, und sprühen Sie die Schnüre mit zwei Puffs von 2%lidocaine topische Lösung, um Intubations-induzierten Laryngospasmus zu verhindern.Intubieren Sie mit einem 6,5-Millimeter-Rohr. Und verwenden Sie eine Spritze, um die Rohrmanschette mit drei bis fünf Milliliter luft aufzublasen. Nachdem Sie sichergestellt haben, dass sich das Trachealrohr in der richtigen Position befindet, tragen Sie die Salbe auf die Augen des Tieres auf.Und schützen Sie die Augen mit einem Deckfleck. Als nächstes verwenden Sie eine 1%Jod-basierte Peeling-Lösung, um den Hals und die Bauchwand zu desinfizieren. Und verwenden Sie eine Klinge der Linie 23, um einen vertikalen Mittellinien-VorderenHalsschnitt zum Brustbein herzustellen.Sezieren Sie die Riemenmuskeln. Und verwenden Kelly Gewebeschere und ein Lahey Retraktor, um die Muskeln seitlich zurückzuziehen, um die Luftröhre vom ersten Ring bis zum Brusteinlass zu belichten. Setzen Sie die gemeinsame Karotisarterie in der inneren Jugularvene für die Anastomose aus und verwenden Sie eine Klinge der Zahl 11, um ein ein Zentimeter großes Fenster im zweiten oder dritten Knorpel zu erstellen.Suchen Sie dann durch den Trachealdefekt nach dem Endotrachealrohr und bestätigen Sie das Vorhandensein einer kontinuierlichen Belüftung durch das Rohr. Um eine überlegene epigastrische Arterienklappenernte durchzuführen, verwenden Sie einen chirurgischen Markierungsstift, um eine Klappe am Oberbauch zu entwerfen, und verwenden Sie ein Skalpell der Zahl 23, um einen vier mal drei Zentimeter großen elliptischen Hautschnitt durch den vorderen Mantel der Bauchwand auf der medialen Seite der Klappe zu erstellen. Während Sie die Faszie durch die Allis halten, heben Sie die Klappe aus der Rectus abdominis Muskelscheide, um die Perforatoren zu lokalisieren, die zur Hautklappe gehen.Blunt sezieren das exponierte Muskelgewebe. Und folgen Sie den Perforatoren zu den überlegenen epigastrischen Gefäßen. Verwenden Sie ein Skalpell der Nummer 23, um einen seitlichen Hautschnitt in der Klappe zu machen.Und die überlegenen epigastrischen Gefäße und Venen-Comitantes mit einem Hämostat überlegen einklemmen. Dann verwenden Sie die Kelly-Gewebeschere, um über dem Hämostat zu schneiden, und ligate das Gefäß unter dem Hämostat mit einer Drei-Oh-Naht, um die Entfernung des Hämostats zu ermöglichen. Für anastomosis des Gefäßes verwenden Sie eine chirurgische Lupe, um die Halsschlagader mit zwei Hämostaten ein bis zwei Zentimeter auseinander zu klemmen.Verwenden Sie Mikroschere, um zwischen den Hämostaten zu schneiden. Und binden Sie den oberen Teil des Gefäßes mit einer doppelten Naht, um Leckagen zu verhindern. Verwenden Sie die Doppelklemme ohne den Rahmen zwischen dem Karotis und den Klappenarterien, verwenden Sie eine 10-oh einfache volldicke interpretierte Naht, um die ersten beiden Aufenthaltsnähte etwa 120 Grad um den Umfang des Gefäßes und zwei bis drei Stiche zwischen den Verweilnähten zu platzieren.Lösen Sie die Klemme und prüfen Sie auf Leckage. Wenn es keinen Rückfluss von den venae comitantes gibt, erstellen Sie eine weitere Anastomose für die innere Jugularvene und die Venen-Comitantes, wie gerade gezeigt. Mit einer Spritze, die mit einer 18-Meter-Nadel ausgestattet ist, stechen Sie die Haut, um die Durchführbarkeit der Klappe zu bestätigen.Wenn ein Tropfen Blut erscheint, verwenden Sie eine Drei-Oh-Naht, um das Luftröhrenfenster mit der Muskelfaszie der überlegenen epigastrischen Arterienklappe zu schließen. Dann exteriorieren und Nähen sie eine Hautplatte der Klappe an den zervikalen Mittellinie Hautschnitt und schließen Sie die Bauchhaut Schnitt. Am Ende des Verfahrens, bringen Sie das Schwein in die anfällige Position und lassen Sie das Tier ohne andere Tiere zu erholen.Liefern Sie Ringers Laktat mit einer Rate von 150 Millilitern pro Stunde, bis das Tier vollständig erholt ist, und verabreichen 0,3 Milligramm Buprenorphin für Analgesie. Wenn das Resitermittel beginnt intramuskuläre Amoxicillin Clavulanat und Meloxicam für eine Woche, Überprüfen der Spenderstelle und die Klappe an der Rekonstruktionsstelle täglich auf Heilung Sprogression. In diesen repräsentativen Studien betrug die durchschnittliche Ischämiezeit 50 Minuten, wobei die Prozedurzeit abnahm, als das Modell wiederholt wurde.Die durchschnittliche Erntezeit der sechs Schweine betrug 55 Minuten und es wurde keine Morbidität an der Spenderstelle in diesem Modul beobachtet. Die mittlere Pedikusgröße der Klappen betrug 10 Zentimeter, ähnlich wie beim menschlichen Kopf und Hals. Der mittlere Arteriendurchmesser betrug 4,4 Millimeter und der mittlere eitle Durchmesser 5,75 Millimeter, beide größer als der menschliche Durchschnitt von zwei Millimetern für beide Gefäße, während er immer noch in der Lage war, die menschliche Anatomie zu simulieren.Die Größe des Hautpaddels reichte von 25 bis 40 Zentimetern quadratisch, ohne dass dies einen signifikanten Einfluss auf den Klappenausfall hatte. Beim Versuch dieses Verfahrens ist es wichtig, sich daran zu erinnern, sich den Perforatoren sorgfältig zu nähern und einen guten venösen Rückfluss zu gewährleisten. Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik den Weg für Forscher auf dem Gebiet der Luftröhrenrekonstruktion, um die Verwendung von Faszien für Luftröhrendefekte zu erforschen und eine angemessene sichere Klappengröße zu bestimmen, ohne die Atemwege zu kollabieren.Vergessen Sie nicht, dass die Durchführung einer Luftröhre Rekonstruktion extrem gefährlich sein kann und dass Vorsichtsmaßnahmen wie sicherzustellen, dass die Atemwege Patent und intakt sind, sollte immer während der Durchführung dieses Verfahrens getroffen werden.

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Ziel dieser Studie ist es, ein Standardprotokoll der intraoperativen neuronale Kontrolle der Schilddrüsen-Operation in einem porcinen Modell zu entwickeln. Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Vollnarkose, um verschiedene Arten von Elektroden zu vergleichen und zu untersuchen, die elektrophysiologischen Eigenschaften des normalen und verletzten wiederkehrende Kehlkopfnerven zu demonstrieren.

Intra-Operative neuronale Kontrolle der Schilddrüsen-Operation in einem porcinen Modell

Das vorliegende Protokoll beschreibt das schweinische Modell des faszio-kutanen Lappens und seine mögliche Verwendung in der vaskularisierten Kompositgewebeforschung.

Ein zuverlässiges schweinisches Faszien-Hautlappenmodell für vaskularisierte Komposit-Allografts Bioengineering-Studien

In diesem Protokoll wurde eine neuartige Schweinevenen-Bypass-Transplantation durch einen kleinen Schnitt in der linken Brustwand ohne kardiopulmonalen Bypass durchgeführt. Es wurde eine postoperative pathologische Studie durchgeführt, die eine Verdickung der Intima zeigte.

Etablierung und Evaluierung eines Porcine Vent Graft Disease Modells

Dieses Protokoll beschreibt die Durchführung einer Kraniektomie mit einem Hochgeschwindigkeits-Druckluftbohrer an einem 3 Monate alten dänischen Landrasseschwein. Der Zugang erfolgt über das Stirnbein und gibt den Blick auf die ventrale Dura mater und die darunter liegenden Gehirnhälften frei. Dieses Verfahren ermöglicht den Zugang zu einem großen Teil des Schweinegehirns.

Zugang zum Schweinehirn über eine pneumatische Hochgeschwindigkeitsbohrer-Kranektomie

In dieser Studie wird ein Schweinemodell zur Bewertung von Transplantaten mit kleinem Durchmesser in Oberschenkelarterien vorgestellt. Das Modell ahmt die Gefäßdynamik des Menschen nach und bewertet umfassend die Durchgängigkeit von Transplantaten, die Hämodynamik und den Gefäßumbau. Es bietet eine wertvolle Plattform, um Gefäßtransplantate zu testen und mit Doppler-Ultraschall und Angiographie zu überwachen.

Implantation eines femoralen Gefäßtransplantats in einem Schweinemodell zur Prüfung von Gefäßtransplantaten mit kleinem Durchmesser

Wir präsentieren ein reproduzierbares Mausmodell der heterotopischen Becken-zu-Hals-vaskularisierten Komposit-Allotransplantation. Dieses supermikrochirurgische Protokoll, das 0,3–0,5 mm Gefäßanastomosen umfasst, integriert Nylon-Filamentführung und venöse Manschetten. Es bietet eine verlässliche Plattform für translationale Studien zu Toleranz, Ischämie-Reperfusionsverletzungen und immunologischen Mechanismen bei der vaskularisierten Kompositenallotransplantation.

Heterotopische Hintergliedmaßen-zu-Hals-Transplantation bei der Maus: Ein supermikrochirurgisches Modell der vaskularisierten zusammengesetzten Allotransplantation

Es gibt verschiedene Methoden, um ototoxische Wirkstoffe in die Cochleae von Tiermodellen einzuführen. Vorgestellt wird ein chirurgisches Protokoll zur Verabreichung von ototoxischen Wirkstoffen an die runde Fensternische. Das Verfahren ist zuverlässig, erzeugt gezielte intracochleäre Läsionen und vermeidet mechanische Schäden an der Mikroarchitektur. Eine Untersuchung der Selbstreparatur/Regeneration der Cochlea ist möglich.

Die Maus Round-Fenster-Ansatz für Ototoxische Agent-Lieferung: eine schnelle und zuverlässige Technik zur Induktion Cochlear Zelldegeneration

Das Ziel dieses Artikels ist die Methodik der ausschließlich endoskopische cadaveric Mittelohr Dissektion zu beschreiben. Darüber hinaus streben wir eine verständliche Anleitung zur endoskopischen Mittelohr Anatomie zu bieten.

Mittelohr Anatomie von Transcanal endoskopische Ohrkorrektur zu entdecken: eine Dissektion Handbuch

Lernen Sie mikrovaskuläre Rekonstruktion im Kopf-Hals-Bereich mit dem Schweine-Modell. Diese Methode ermöglicht Chirurgen im Training die Entwicklung essenzieller Fertigkeiten in kontrollierter Umgebung.

Schweine als ein Trainingsmodul für Kopf und Nacken mikrovaskuläre Wiederaufbau

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