Name: Quantifizierung der Pflanze lösliche Protein und verdauliche Kohlenhydrate Inhalt, Verwendung von Mais (Zea Mays) als ein Exemplar (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-06T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 19 s
Description: Lernen Sie die Quantifizierung löslicher Proteine und verdaulicher Kohlenhydrate in Pflanzengewebe mit Mais (Zea mays) als Modellorganismus. Diese Methode ermöglicht präzise Messungen für ökologische und physiologische Studien.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Vielen Dank an alle unsere Mitarbeiter, die mit Mais Feld Sammlungen unterstützt haben, einschließlich Dominic Reisig und Dan Mott an der North Carolina State University und Pat Porter an der Texas A & M University in Lubbock, TX. Vielen Dank an Fiona Clissold für die Hilfe, die Protokolle zu optimieren und für die Bereitstellung von Änderungen an dieser Handschrift. Diese Arbeit wurde teilweise unterstützt von der Texas A & M C. Everette Salyer Fellowship (Abteilung von Entomologie) und der Biotechnologie Risiko Assessment Grant Program wettbewerbsfähig gewähren Nr. 2015-33522-24099 vom US Department of Agriculture (verliehen an GAS und STB).

1. Erhebung und Verarbeitung zu Pflanzen
<ol><li>Erfassung und Verarbeitung von Pflanzenproben<ol>
<li>Nach dem Sammeln Pflanzenproben, Schockfrosten Sie Proben durch Eintauchen Pflanzenmaterial in flüssigem Stickstoff mit Zange und Store bei-80 ° C. Wenn die Pflanzenproben gesammelt sind zu groß zum Schockfrosten, schnell kühlen die Proben mit Trockeneis und Transfer zu einem-80 ° C Gefrierschrank so bald wie möglich. Der Makronährstoff-Inhalt von Pflanzenmaterial kann ändern, nachdem Gewebe von der Pflanze getrennt sind, deshalb es wichtig ist, Pflanzenproben so bald wie möglich nach der Entnahme einzufrieren. Vorsicht: Flüssiger Stickstoff kann zu schweren Erfrierungen bei Berührung mit der Haut führen. Bitte stellen Sie sicher zum transport von flüssigen Stickstoffs in zugelassenen Behältern und ordnungsgemäße PSA während der Handhabung, einschließlich Kryo-Handschuhe, Auge Googles, Gesichtsschutz, Schürze und einen Laborkittel zu tragen.</li>
		<li>Lyophilize Pflanzenmaterial mit einem Einfrieren-Trockner um sicherzustellen, dass das Gewebe metabolisch inaktiv sind, während Wasser entfernt wird. Trocken bis die Masse der Probe stabilisiert um sicherzustellen, alle Wasser entfernt wurde.</li>
		<li>Einmal Proben trocken sind, zu einem feinen Pulver mit einer Schleifmaschine oder Mühle mahlen. Speichern Sie Proben in einem austrocknende Schrank bis zur Analyse.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(2) lösliche Protein Assay
<ol><li>Vorbereitung der Probe<ol>
<li>Wiegen Sie replizieren Proben von jedem Gewebe, etwa 20 mg in 1,5 mL Polystyrol Mikrozentrifugenröhrchen und Label-Röhren. Diese Proben werden anschließend als unbekannte Proben bezeichnet werden. Nehmen Sie die genaue Masse von jeder Probe, wie diese Informationen benötigt werden, um die % lösliche Protein in jedem unbekannten Probe zu berechnen. Verwenden Sie Mikrozentrifugenröhrchen mit Verriegelung Deckel, wie nicht-Verriegelung Deckel während der nachfolgenden Heizung Schritt, was zum Verlust der Beispiellösung öffnen können.</li>
	</ol></li>
	<li>Solubilisieren und unbekannten Probe Proteine zu isolieren<ol>
<li>Jedes Rohr mit einer Mikro-Pipette, 500 µL 0.1 M NaOH hinzufügen. Deckel verschließen und für 30 Minuten beschallen. Heizen Sie eine heißes Wasser Bad 90 ° C. Vorsicht: Natriumhydroxid ist eine starke Basis und Verbrennungen bei Berührung mit der Haut verursachen können. Obwohl die 0,1 M NaOH eine niedrige Konzentration darstellt, Schutzhandschuhe um Hautreizungen zu vermeiden.</li>
		<li>Legen Sie Rohre für 15 Minuten in einem Rack in dem heißen Wasserbad.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie Röhren bei 15.000 x g für 10 Minuten. Pipette die überstehende Flüssigkeit in neue beschriftete Mikrozentrifugenröhrchen, mit einer neuen PIPETTENSPITZE für jede Probe. Das Rohr mit dem Pellet und Zentrifuge wieder bei 15.000 x g für 10 Minuten fügen Sie 300 µL 0.1 M NaOH hinzu. Wieder, sammeln Sie die überstehende Flüssigkeit und kombinieren Sie es mit der anderen überstehende Flüssigkeit aus der gleichen Probe. Dies ist ein Haltepunkt Potenzial und Proben können bei 4 ° C über Nacht gelagert werden, wenn nötig.</li>
	</ol></li>
	<li>Pflanzliche Proteine ausgefällt<ol>
<li>Neutralisieren Sie der pH-Wert der überstehenden Lösung durch Zugabe von 11 µL 5,8 M HCl. bestätigen einen pH-Wert von ~ 7 durch Eintauchen Lackmuspapier in jede Probenlösung. Vorsicht: Salzsäure ist eine stark ätzende Säure, die Verbrennungen bei Berührung mit Haut (Haut Anwendung oder Inhalation) verursachen können. Bitte tragen Sie Handschuhe, um zu verhindern, dass die Reizung der Haut beim Umgang mit HCl.</li>
		<li>Jedes Rohr 90 µL 100 % Trichloressigsäure Säure (TCA) hinzufügen und 30 Minuten Röhren auf Eis inkubieren. Die Fällung von Proteinen schaltet die Lösung von klar bis opak. Geschieht dies nicht nach 30 Minuten, kühlen Sie die Röhren für 1 Stunde. Dies ist ein Haltepunkt Potenzial und Proben können bei 4 ° C über Nacht gelagert werden, wenn nötig. Vorsicht: Trichloressigsäure Säure ist ätzend. Bitte tragen Sie Handschuhe beim Umgang mit verhindern den Kontakt mit Haut und Inhalation vermeiden.</li>
		<li>Zentrifuge Proben bei 13.000 x g für 10 Minuten bei 4 ° C. Entfernen Sie vorsichtig die TCA Überstand durch Absaugen es mittels einer Vakuumleitung befestigt, ein feines Glas Mikropipette Tipp (der gleichen Tipp kann über Proben verwendet werden). Nicht stören das Protein Pellet durch Vermeidung von schweren Saug- und halten einen angemessenen Abstand zwischen Pipettenspitze und das Pellet.
</li>
		<li>Waschen Sie Pellet schnell mit 100 µL-20 ° C Aceton. Dieser Schritt entfernt alle verbleibenden TCA aus Pellets, die mit der nachfolgenden Bradford-Test stören können; Aceton beginnt jedoch die Protein-Pellet auflösen, wenn Links in Kontakt zu lang, so dass Aceton hinzugefügt werden soll, dann schnell extrahiert aus der Pellets innerhalb von 5 Sekunden.</li>
		<li>Aceton verdunstet durch die Platzierung der Rohre in einer Dampfhaube oder Kühlschrank zu ermöglichen. Dann Auflösen der Protein-Pellet durch Zugabe von 1 mL 0,1 M NaOH auf jedes Rohr. Vollständig auflösen das Pellet erfordern mehrere Runden der Heizung in heißem Wasser Bad, aufschütteln und beschallen. Hinweis: Je länger die Röhren sitzen in der Dunstabzugshaube oder Kühlschrank und je trockener die Pellets erhalten, desto schwieriger werden sie wieder lösen. Es wird empfohlen, die Tablette 30 Minuten trocknen lassen und dann auf das Vorhandensein von Aceton prüfen alle 10-15 Minuten, bis es ist klar, dass das Aceton verdunstet ist (kein Aceton Dämpfe sind nachweisbar).</li>
	</ol></li>
	<li>Mischen Sie Standardlösungen zu, verdünnen Sie unbekannte Beispiellösungen und quantifizieren Sie der Gesamtproteingehalt der unbekannten Proben mit der Bradford-Test.<ol>
<li>Bereiten Sie bovine Immunglobulin G (IgG)-standard-Lösungen entsprechend den Konzentrationen, die in Tabelle 1 (lyophilisiert oder IgG-Stammlösung mischbar mit entionisiertem Wasser, jede Konzentration zu erreichen) aufgeführt. Normen bei 4 ° c Lagern In einer 96-Well-Platte hinzufügen 160 µL jedes IgG-Standardlösung in dreifacher Ausfertigung beginnend mit der A1-Position von der well-Platte (0 µg/µL in A1, A2, A3 positionieren, 0,0125 µg/µL in B1, B2, B3 Positionen, etc.).</li>
		<li>Bereiten Sie eine verdünnte NaOH-Lösung durch Zugabe von 50 µL 0.1 M NaOH auf 950 µL destilliertes Wasser. Als eine leere Negativkontrolle fügen Sie 60 µL dieser Lösung die well-Platte in dreifacher Ausfertigung (G1, G2, G3-Positionen hinzu).</li>
		<li>Bereiten Sie Verdünnungen der unbekannten Proben durch Zugabe von 50 µL jeder Probe Lösung um 950 µL destilliertes Wasser in einem neuen 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch vor. Fügen Sie dann 60 µL jeder verdünnte Probe, die well-Platte in dreifacher Ausfertigung, beginnend bei der H1-Position. Eine 96-Well-Platte sollte für die Analyse von 6 Normen, 1 Blank und 25 unbekannte Proben in dreifacher Ausfertigung beim Lesen ermöglichen. Jedes well-Platte analysiert sollte eine eigene IgG standard und leere enthalten.</li>
		<li>Alle leeren und unbekannten Proben Brunnen 100 µL destilliertes Wasser hinzufügen. Jetzt sollte jeder gut enthalten, insgesamt 160 µL. mit einer Multi-Kanal-Pipette (8 Kanäle), fügen Sie 40 µL Coomassie brilliant blau G-250 Protein färben zu jedem gut in der ersten Spalte der well-Platte. Den Farbstoff mit den Proben zu mischen, mehrmals zu stürzen. Wiederholen Sie für alle anderen Spalten, Pipettenspitzen zur Vermeidung von Kontaminationen zu ersetzen. Vorsicht: Coomassie brilliant blue G-250 ist ein Reizmittel und Kontakt mit Haut, Augen oder Lungen sollten vermieden werden. Bitte tragen Sie Handschuhe, um Hautkontakt zu vermeiden. Wenn Kontakt mit der Haut auftritt, wird dieses Produkt Beflecken.</li>
		<li>Verwenden Sie eine Nadel Pop Bläschen in den Brunnen vorhanden, wie sie mit dem Mikrotestplatte Spektralphotometer lesen beeinträchtigen. Reinigen Sie die Nadel zur Vermeidung von Kontamination zwischen Brunnen. Lassen Sie die Mikrotestplatte für 5 Minuten bei Raumtemperatur inkubieren.</li>
		<li>Mit einer Mikrotestplatte Spektralphotometer, zeichnen Sie die Absorption Werte für jedes gut bei 595 nm.</li>
		<li>Zeichnen Sie die durchschnittliche Absorption für die drei leeren Brunnen und subtrahieren Sie diesen Wert aller Standard- und unbekannte Probe Lesungen. Notieren Sie die durchschnittliche Extinktion für jede Standard- und unbekannte Probe. Hinweis: Um die Menge an Protein in jedem unbekannten Probe mit der Standardkurve zu berechnen, ist es am einfachsten, die durchschnittliche Extinktion jeder Norm gegen Mikrogramm Protein vorhanden in jedem Standard zurückbilden, aber man kann die Konzentration des Proteins (µ Plotten g/µL) jeder Norm, wenn erwünscht. Die folgenden Berechnungen beziehen sich allerdings auf eine Standardkurve basierend auf Mikrogramm, nicht Konzentrationen (µg/µL).</li>
		<li>Zeichnen Sie die durchschnittliche Extinktion jeder Norm gegen die Gesamtmenge an Protein in jedem Standard gut (Tabelle 1) vorhanden. Passt einer linearen Regressionsgeraden auf diese Daten und verwenden Sie die Gleichung zur Berechnung des Proteins (µg) in jedem unbekannten Probe gut anhand der durchschnittlichen Extinktion (Abbildung 1a). Hinweis: Der Korrelationskoeffizient (R -Wert) von dieser Linie sollte größer als 0,98 und routinemäßig in der Nähe von 0,99. Die standard Regression wird spezifisch für jede Platte, daher müssen der unbekannten Probe Brunnen in jeder Platte getrennt analysiert werden.</li>
		<li>Sobald die durchschnittliche Menge an Protein für jedes unbekannte Probe gut berechnet wird, verwenden Sie die folgende Gleichung, um die Gesamtmenge an Protein (µg) in jeder ursprünglichen Probe zu berechnen: Mp = (((Wp60) X 1000) / 50) * 1000 Mp = µg Protein in der Originalprobe Wp = µg Protein in der unbekannten Probe gut<ol>
<li>Verwenden Sie dann die folgende Gleichung den Anteil des Proteins in jeder Probe bestimmen: Pp = ((Mp/1000) / mi) * 100 Pp = % Protein in Probe Mich = Ausgangsmasse der Probe (mg) Hinweis: In einigen Fällen kann die Probe die oberen Extinktion Schwelle übertreffen. Wenn ja, können Beispiellösungen weitere Verdünnung bei Schritt 2.4.3 verlangen. Weitere Verdünnungen müssen dann in nachfolgenden Berechnungen berücksichtigt werden. Einige Mikrotestplatte Leser Marken bieten auch Computer-Software, die automatisch die durchschnittliche Proteinkonzentration jeder unbekannte Probe anhand der Standardkurve Daten berechnet.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>(3) verdauliche Kohlenhydrate Assay
<ol><li>Vorbereitung der Probe<ol>
<li>Wiederholte Proben von jedem Gewebe, etwa 20 mg abwiegen, in Glas 15 mL Tuben mit gummierte Schraubverschlüsse (100 mm Länge). Diese Probe wird anschließend als unbekannte Proben bezeichnet werden. Kennzeichnen Sie Rohre mit einem wasserfesten Filzstift oder mit Klebeband auf den Deckeln Kennzeichnung und nehmen Sie die genaue Masse von jeder Probe auf, da diese Information benötigt wird, um die % Kohlenhydrate in jedem unbekannten Probe zu berechnen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Extrahieren Sie verdauliche Kohlenhydrate aus jedem unbekannten Probe.<ol>
<li>Fügen Sie 1 mL 0,1 M H2, damit4 jede Tube und Schraubverschlüsse auf fest Rohre. Legen Sie in ein kochendes Wasserbad für 1 Stunde. Vorsicht: Schwefelsäure ist stark ätzend. Bitte tragen Sie Handschuhe, Googles Auge und eine Schürze beim Umgang mit H2SO4 und führen Sie diesen Schritt in einer Dampfhaube.</li>
		<li>Rohre in ein lauwarmes Wasserbad abkühlen. Gießen Sie Rohr Inhalt in beschrifteten 1,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen (seien Sie nicht beunruhigt, wenn einige materielle Überresten in die Glasröhren Pflanzen).</li>
		<li>Zentrifugieren Sie Röhren bei 15.000 x g für 10 Minuten. Entfernen Sie die überstehende Flüssigkeit mit einem Mikro-Pipette und Ort in neue beschriftete 1,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen. Rohre können an dieser Stelle über Nacht gekühlt werden. Wenn mit Assay fort, finden Sie unter Schritt 3.3.2.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mischen Sie Standardlösungen und quantifizieren Sie den gesamten verdaulich Kohlenhydratgehalt unbekannter Proben zu.<ol>
<li>Bereiten Sie D(+) Glukose Standardlösungen mit den Konzentrationen in Tabelle 2aufgelistet. Bereiten Sie sechs Glas-Reagenzgläser mit 400 µL jeder standard-Lösung.</li>
		<li>Pipette 15 µL jeder unbekannte Probe in eine eigene Reagenzglas und jeweils für ein Gesamtvolumen von 400 µL in jedes Reagenzglas 385 µL destilliertes Wasser hinzufügen. In einer Dampfhaube jedes Reagenzglas standard und unbekannte Probe 400 µL 5 % Phenol hinzu, und dann schnell pipette 2 mL konzentrierter H2SO4 in jedem Rohr. Berühren Sie das Reagenzglas Inhalt mit der Pipettenspitze nicht, fügen Sie einfach auf die Lösung-Oberfläche (eine Repeater-Pipette eignet sich am besten für diese).</li>
		<li>Rohre für 10 Minuten inkubieren lassen und dann sorgfältig Wirbel der Rohre, Inhalt zu mischen. Inkubieren Sie für weitere 30 Minuten. Vorsicht: Phenol und Schwefelsäure sind ätzende Reizstoffe. Zum Schutz vor Kontakt mit Haut, Augen und Inhalation dieser Schritt durchgeführt werden, in einem chemischen Abzug mit der richtigen PSA, umfasst: Gesicht Schild oder Auge Schutzbrille, Gummihandschuhe, Laborkittel und Stiefel. Mischergebnisse Phenol mit Schwefelsäure auch in einer exothermen Reaktion, führt die in den Rohren wird heiß.</li>
		<li>Pipette 800 µL Probe aus jeder Tube in jeder der 3 Polystyrol 1,5 mL Halbmikrowaagen Küvetten (3 Technische Wiederholungen pro Probe). Setzen das Spektrophotometer auf 490 lesen nm. Um eine leere Küvette mit destilliertem Wasser vor Normen oder unbekannte Proben zu lesen, und zeitweise in der gesamten Stichprobe Lesungen zu kalibrieren. Ein Spektralfotometer jedes Küvette durchziehen und aufnehmen der Extinktion. Durchschnitt über technische wird für jede unbekannte Probe repliziert. Hinweis: In einigen Fällen können Proben die oberen Extinktion Schwelle übertreffen. Wenn ja, sollten die Proben bei Schritt 3.2.3 verdünnt werden. Verdünnungen müssen auch in nachfolgenden Berechnungen berücksichtigt werden.</li>
		<li>Berechnen Sie die durchschnittliche Extinktion für jeden Standard. Hinweis: Zur Berechnung des gesamten verdauliche Kohlenhydrate, die in jedem unbekannten Probe mit der Standardkurve, am einfachsten ist es, die durchschnittliche Extinktion jeder Norm gegen Mikrogramm D (+) Glucose vorhanden in jedem Standard zurückbilden, aber man kann auch Plotten Sie D (+)-Glukosekonzentration (µg/µL) jeder Norm, wenn erwünscht. Die folgenden Berechnungen beziehen sich allerdings auf eine Standardkurve basierend auf Mikrogramm, nicht Konzentrationen (µg/µL).</li>
		<li>Berechnen Sie die Standardkurve durch Plotten die durchschnittliche Extinktion gegen die Gesamtmenge D (+) Glucose (µg) in jede standard-Lösung. Passen Sie einer linearen Regressionsgeraden auf diese Daten zu, und verwenden Sie die folgende Gleichung, um die Gesamtmenge der Kohlenhydrate (µg) in jedem unbekannten Probe zu berechnen: Mc = (((AX -b)/m)/(15)) * 1000 Mc = µg von Kohlenhydraten in Probe EinX = durchschnittliche Absorption der unbekannten Probe b = y-Achsenabschnitt (standard Regressionsgerade) m = Steigung (standard Regressionsgerade) Der Korrelationskoeffizient dieser Linie sollte größer als 0,98 und routinemäßig in der Nähe von 0,99. Verwenden Sie dann die folgende Gleichung, den Anteil der Kohlenhydrate in jeder Probe bestimmen: Pc = ((Mc/1000) / (Mi)) * 100 Pc = % Kohlenhydrate Mich = Ausgangsmasse der Probe (mg)</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Simpson, S. J., Raubenheimer, D. <a target="_blank" href="https://books.google.com/books?hl=en&lr=&id=dzRFczYo8xQC&oi=fnd&pg=PP1&dq=%22The+Nature+of+Nutrition:+A+Unifying+Framework+from+Animal+Adapation+to+Human+Obesity%22&ots=BuwvBlWnpy&sig=Za0CuvHfEjVlnQZvEU5Bfw0vawk">The Nature of Nutrition: A Unifying Framework from Animal Adapation to Human Obesity</a>. , Princeton University Press. Princeton, NJ. (2012).</li>
<li>Behmer, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+herbivore+nutrient+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Entomology%22%5BJournal%5D)">Insect herbivore nutrient regulation.</a> Annual Review of Entomology. 54, 165-187 (2009).</li>
<li>Epstein, E. <a target="_blank" href="https://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev.pp.07.060156.000245">Mineral nutrition of plants: mechanisms of uptake and transport.</a> Annual Review of Plant Physiology. 7 (1), 1-24 (1956).</li>
<li>Chapin, F. S. III <a target="_blank" href="https://www.annualreviews.org/doi/10.1146/annurev.es.11.110180.001313">The mineral nutrition of wild plants.</a> Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 11 (1), 233-260 (1980).</li>
<li>Marschner, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMarschner%2C+H+%22Marschner%27s+Mineral+Nutrition+of+Higher+Plants%22">Marschner's Mineral Nutrition of Higher Plants</a>. , Academic press. London, UK. (1956).</li>
<li>Stieger, P. A., Feller, U. Senescence and protein remobilization in leaves of maturing wheat plants grown on waterlogged soil. Plant and Soil. 166, 173-179 (1994).</li>
<li>Li, R., Volenec, J. J., Joern, B. C., Cunningham, S. M. <a target="_blank" href="https://ag.purdue.edu/agry/Purdue%20Agroecology/Kteam%20Research/CSLiEtAlCHOProtNutrOverwin.pdf">Seasonal changes in nonstructural carbohydrates, protein, and macronutrients in roots of alfalfa, red clover, sweetclover, and birdsfoot trefoil.</a> Crop Science. 36, 617-623 (1996).</li>
<li>Sánchez, E., Rivero, R. M., Ruiz, J. M., Romero, L. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0304423803001146">Changes in biomass, enzymatic activity and protein concentration in roots and leaves of green bean plants (Phaseolus vulgaris L. cv. Strike) under high NH4NO3 application rates.</a> Scientia Horticulturae. 99, 237-248 (2004).</li>
<li>Lenhart, P. A., Eubanks, M. D., Behmer, S. T. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/oik.01370">Water stress in grasslands: Dynamic responses of plants and insect herbivores.</a> Oikos. 124, 381-390 (2015).</li>
<li>Machado, A. R., Arce, C. C. M., Ferrieri, A. P., Baldwin, I. T., Erb, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jasmonate-dependent+depletion+of+soluble+sugars+compromises+plant+resistance+to+Manduca+sexta%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">Jasmonate-dependent depletion of soluble sugars compromises plant resistance to Manduca sexta.</a> New Phytologist. 207, 91-105 (2015).</li>
<li>Deans, C. A., Behmer, S. T., Fiene, J., Sword, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatio-temporal%2C+genotypic%2C+and+environmental+effects+of+plant+soluble+protein+and+digestible+carbohydrate+content%3A+implications+for+insect+herbivores+with+cotton+as+an+exemplar%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chemical+Ecology%22%5BJournal%5D)">Spatio-temporal, genotypic, and environmental effects of plant soluble protein and digestible carbohydrate content: implications for insect herbivores with cotton as an exemplar.</a> Journal of Chemical Ecology. 42 (11), 1151-1163 (2016).</li>
<li>Boisen, S., Bech-Andersen, S., Eggum, B. O. <a target="_blank" href="https://www.tandfonline.com/doi/abs/10.1080/00015128709436560">A critical view of the conversion factor 6.25 from total nitrogen to protein.</a> Acta Agriculturae Scandinavica. 37, 299-304 (1987).</li>
<li><a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S030881460200105X">Seed protein contents and nitrogen-to-protein conversion factors for some uncultivated tropical plant seeds.</a> Food Chemistry. Ezeagu, I. E., Petzke, J. K., Metges, C. C., Akinsoyinu, A. O., Ologhobo, A. D. 78, 105-109 (2002).</li>
<li>Izhaki, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+nonprotein+nitrogen+on+estimation+of+protein+from+total+nitrogen+in+fleshy+fruits%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chemical+Ecology%22%5BJournal%5D)">Influence of nonprotein nitrogen on estimation of protein from total nitrogen in fleshy fruits.</a> Journal of Chemical Ecology. 19, 2605-2615 (1993).</li>
<li>Mossé, J. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/jf00091a004">Nitrogen to protein conversion factor for ten cereals and six legume or oilseeds. A reappraisal of its definition and determination. Variation according to species and seed protein content.</a> Journal of Agricultural and Food Chemistry. 38, 18-24 (1990).</li>
<li>Bradford, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rapid+and+sensitive+method+for+the+quantitation+of+microgram+quantities+of+protein+utilizing+the+principle+of+protein-dye+binding%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding.</a> Analytical Biochemistry. 72 (1-2), 248-254 (1976).</li>
<li>Jones, C. G., Hare, J. D., Compton, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+plant+protein+with+the+Bradford+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chemical+Ecology%22%5BJournal%5D)">Measuring plant protein with the Bradford assay.</a> Journal of Chemical Ecology. 15 (3), 979-992 (1989).</li>
<li>Dubois, M., Gilles, K. A., Hamilton, J. K., Rebers, P. A., Smith, F. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/ac60111a017">Colormetric method for determination of sugars and related substances.</a> Analytical Biochemistry. 28, 350-358 (1956).</li>
<li>Clissold, F. J., Sanson, G. D., Read, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+paradoxical+effects+of+nutrient+ratios+and+supply+rates+on+an+outbreaking+insect+herbivore%2C+the+Australian+plague+locust%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Animal+Ecology%22%5BJournal%5D)">The paradoxical effects of nutrient ratios and supply rates on an outbreaking insect herbivore, the Australian plague locust.</a> Journal of Animal Ecology. 75, 1000-1013 (2006).</li>
<li>Smith, D., Paulsen, G. M., Raguse, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extraction+of+total+available+carbohydrates+from+grass+and+legume+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Extraction of total available carbohydrates from grass and legume tissue.</a> Plant Physiology. 39 (6), 960-962 (1964).</li>
<li>Cui, S. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCui%2C+SW+%22Food+carbohydrates%3A+Chemistry%2C+physical+properties%2C+and+applications%22">Food carbohydrates: Chemistry, physical properties, and applications</a>. , CRC Press. Boca Raton, FL, USA. (2005).</li>
<li>Chow, P. S., Landhäusser, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+routine+measurements+of+total+sugar+and+starch+content+in+woody+plant+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Tree+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method for routine measurements of total sugar and starch content in woody plant tissues.</a> Tree Physiology. 24 (10), 1129-1136 (2004).</li>
<li>Masuko, T., Minami, A., Iwasaki, N., Majima, T., Nishimura, S. I., Lee, Y. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbohydrate+analysis+by+a+phenol-sulfuric+acid+method+in+microplate+format%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Carbohydrate analysis by a phenol-sulfuric acid method in microplate format.</a> Analytical Biochemistry. 339 (1), 69-72 (2005).</li>
<li>Foley, W. J., McIlwee, A., Lawler, I., Aragones, L., Woolnough, A. P., Berding, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecological+applications+of+near+infrared+reflectance+spectroscopy-+a+tool+for+rapid%2C+cost-effective+prediction+of+the+composition+of+plant+and+animal+tissues+and+aspects+of+animal+performance%5BTitle%5D)+AND+%22Oecologia%22%5BJournal%5D)">Ecological applications of near infrared reflectance spectroscopy- a tool for rapid, cost-effective prediction of the composition of plant and animal tissues and aspects of animal performance.</a> Oecologia. 116 (3), 292-305 (1998).</li>
<li>Kokaly, R. F. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0034425700001632">Investigating a physical basis for spectroscopic estimates of leaf nitrogen concentration.</a> Remote Sensing of Environment. 75 (2), 153-161 (2001).</li>
<li>Schulz, H., Baranska, M. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S0924203106001263">Identification and quantification of valuable plant substances by IR and Raman spectroscopy.</a> Vibrational Spectroscopy. 43 (1), 13-25 (2007).</li>
<li>Cozzolino, D., Morón, A. <a target="_blank" href="https://www.cambridge.org/core/journals/journal-of-agricultural-science/article/the-potential-of-near-infrared-reflectance-spectroscopy-to-analyse-soil-chemical-and-physical-characteristics/A65359EFC763568A27100D7D84CBBF6D">The potential of near-infrared reflectance spectroscopy to analyse soil chemical and physical characteristics.</a> The Journal of Agricultural Science. 140, 65-71 (2003).</li>
<li>Simpson, S. J., Sword, G. A., Lorch, P. D., Couzin, I. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cannibal+crickets+on+a+forced+march+for+protein+and+salt%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Cannibal crickets on a forced march for protein and salt.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (11), 4152-4156 (2006).</li>
<li>Lihoreau, M., Buhl, J., Sword, G. A., Raubenheimer, D., Simpson, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nutritional+ecology+beyond+the+individual%3A+a+conceptual+framework+for+integrating+nutrition+and+social+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Ecology+Letters%22%5BJournal%5D)">Nutritional ecology beyond the individual: a conceptual framework for integrating nutrition and social interactions.</a> Ecology Letters. 18 (3), 273-286 (2015).</li>
<li>Deans, C. A., Behmer, S. T., Tessnow, A., Tamez-Guerra, P., Pusztai-Carey, M., Sword, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nutrition+affects+insect+susceptibility+to+Bt%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Nutrition affects insect susceptibility to Bt.</a> Scientific Reports. 7, 39705(2017).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Durch die Kombination von etablierten farbmetrischen Assays mit effektive Absaugung der anlagenspezifischen Protokolle, bieten die Assays zeigte hier eine vernünftigste und präzise Methode zur Messung der Pflanze lösliche Protein und Gehalt an verdaulichen Kohlenhydraten. Unsere Ergebnisse mit Mais als ein Musterbeispiel wie diese Protokolle verwendet werden können veranschaulicht, um präzise Messungen in verschiedenen biologisch relevanten räumlichen Skalen zu erhalten. Zum Beispiel konnten wir Unterschiede in lösliche ...

Pflanzlicher Biomasse bildet die Grundlage für praktisch alle terrestrischen Nahrungsketten. Pflanzen Nährstoffe aus dem Boden über ihre Wurzeln zu erwerben und nutzen Sonnenlicht in ihrem Blatt-Gewebe Biomoleküle zu synthetisieren. Vor allem Kohlenstoff und Stickstoff werden verwendet, um Kohlenhydrate, Proteine (bestehend aus Aminosäuren) zu erstellen, und Lipide, die erforderlich sind, bauen pflanzlicher Biomasse (es sei darauf hingewiesen, dass in Pflanzen Physiologie bezieht sich der Begriff "Makronährstoffs" oft auf Boden-Elemente, z. B. N, P, K und S, jedoch verweisen in diesem Artikel der Begriff Biomoleküle wie Proteine, Kohlenhydrate und Lipide auf). Als Pflanzenfresser Pflanzenmaterial verbrauchen, sind die Makronährstoffe in Pflanzengewebe enthalten in ihre Bestandteile zerlegt und dann verwendet, um die physiologischen Prozesse des Verbrauchers zu fahren. Auf diese Weise haben Pflanze Makronährstoffe einen starken Einfluss auf Verbraucher Physiologie sowie wichtige Implikationen für höhere Ordnung ökologische Wechselwirkungen und Nahrungsnetz Dynamik.
Über das Tierreich sind lösliche Protein und verdauliche Kohlenhydrate die Makronährstoffe, die am ehesten zu überleben, Fortpflanzung und Leistung1gebunden. Darüber hinaus Regeln die Mehrzahl der Tiere aktiv ihre Einnahme von diesen beiden Makronährstoffe kennenlernen ihrer physiologischen Anforderungen1,2. Dies gilt insbesondere für Insekten Pflanzenfresser, die erkennen, die Konzentration von Zucker und Aminosäuren in Pflanzengeweben, die wiederum Fressverhalten leitet. Infolgedessen Pflanze lösliche Protein und Gehalt an verdaulichen Kohlenhydraten hat eine starke Rolle in der Evolution von Pflanzen-Insekten-Interaktionen.
Während Daten zur Anlage lösliche Protein und Gehalt an verdaulichen Kohlenhydraten relativ selten sind (aber siehe6,7,8,9,10,11), gibt es ein Übergewicht von Daten zur Anlage elementare Inhalte (Kohlenstoff, Stickstoff und Phosphor). Vor allem deshalb, weil Elemente eine wichtige Rolle im Werk Mineralnährstoffe3,4,5 spielen. Wo Elemente gemessen werden, Zusammenhänge wurden verwendet, um die Menge an löslichen Protein und verdauliche Kohlenhydrate zu extrapolieren, aber genaue Berechnungen sind oft schwer zu bekommen. Beispielsweise ist es unmöglich, Kohlenstoff als Indikator Pflanze verdauliche Kohlenhydrate Inhalte zu verwenden, da Kohlenstoff in alle organischen Verbindungen ubiquitär vorhanden ist. Eine stärkere Beziehung besteht zwischen elementaren Stickstoff und Pflanze lösliche Protein-Inhalt, und generalisierte Stickstoff-Protein Umrechnungsfaktoren werden häufig genutzt. Allerdings gibt es starke Hinweise, dass Stickstoff-Protein Konvertierungen höchst artspezifische12,13,14,15 sind, Nutzung der generalisierten Umwandlung wahrscheinlich ungenau. Aus diesem Grund ungenau Stickstoff-Protein Umrechnungsfaktoren oft, besonders in dem Maße, die für Ernährungsstudien an Pflanzenfresser erforderlich ist. Darüber hinaus kann das Vorhandensein von N-haltigen Pflanzen allelochemischer, z. B. Alkaloide und glucosinolate, die oft giftig für Pflanzenfresser, sind diese Konvertierungen verwechseln.
Hier bieten wir zwei chemische Tests zur Messung der Konzentration von löslichen Proteinen und verdauliche Kohlenhydrate in pflanzlichen Geweben. Diese Tests werden separat vorgestellt, aber es wird empfohlen, dass sie gleichzeitig verwendet werden, die gleichen Pflanzenproben zu analysieren um eine umfassendere Analyse der Pflanze Makronährstoffe zu erreichen. Beide beschäftigen ähnliche Methoden, d. h. eine Extraktion, gefolgt von Quantifizierung über Absorption. Pflanze Probe Prep ist auch identisch für beide Protokolle, macht es einfach, beide Analysen parallel laufen. Das Dienstprogramm diese Assays nicht ergeben sich aus ihre Neuheit, da sie sich auf ältere, verlassen (Bradford, Jones, Dubois) etablierte farbmetrischen Assays16,17,18, aber hier organisierten wir eine klare und leicht verständliche Protokoll, das diese Methoden eher obskuren anlagenspezifischen Extraktion Techniken17,19 kombiniert, um die Anwendung dieser Assays für diejenigen in Anlage-relevanten Bereichen besser zugänglich zu machen.
Für beide Assays werden Pflanze Makronährstoffe zuerst körperlich durch Einfrieren, Lyophilisation und Schleifen das Pflanzenmaterial extrahiert. Die lösliche Protein Assay weitere chemische Extraktion17,19 durch mehrere Runden von aufschütteln und Heizung Proben in NaOH Lösung erfolgt. Bekannten Bradford-Test, Verwendung von Coomassie brilliant blue G-250, wird dann verwendet, um lösliche Proteine und Polypeptide zwischen 3.000-5.000 Dalton16,17zu quantifizieren. Dieser Test hat eine Reichweite zwischen 1-20 µg Gesamt Protein pro Mikrotestplatte gut oder < 25 µg/mL, aber tut nicht Maßnahme Freie Aminosäuren. Extraktionsschritt verdauliche Kohlenhydrate Assay basiert auf die verdünnte Säure Methode von Smith Et al. 20 und die Isolation der lösliche Zucker, Stärke, und Fructosan – aber nicht strukturelle Kohlenhydrate erlaubt. Ein Phenol-schweflige Säure Quantifizierungsmethode stammt von Dubois Et al. 18 und misst alle Mono-, Oligo-Polysaccharide (sowie und Methyl-Derivate). Dieser Test ist in der Lage, bestimmte Zucker zu quantifizieren, aber hier benutzen wir es als Indikator für den Gehalt an Gesamt verdaulichen Kohlenhydraten (siehe Smith Et Al. 20 für eine detailliertere Analyse). Diese Tests messen zusammen, die beiden Makronährstoffe, die stark gebunden sind, um Öko-Physiologie Pflanzenfresser, Leistungsfähigkeit sowie die Bereitstellung von wichtiger Daten auf Ressource Qualität an der Basis der terrestrischen Nahrungsketten zu Pflanzen. Präsentiert diese Protokolle fördert die Generation der Pflanze Makronährstoff-Datasets, um eine tiefer gehende Verständnis der Pflanzenphysiologie, Herbivore Ernährung Ökologie und Pflanze-Pflanzenfresser Interaktionen zu erhalten.

<table><tbody><tr><td>Mikroplatten-Reader (Spektralphotometer)</td><td>Bio-Rad</td><td>Modell 680 XR</td><td></td></tr><tr><td>Bio-Rad Protein Assay Farbstoff-Reagenzkonzentrat</td><td>Bio-Rad</td><td>#5000006</td><td>450mL</td></tr></tbody></table>

quantifizierung der pflanze lösliche protein und verdauliche kohlenhydrate inhalt, verwendung von mais (zea mays) als ein exemplar

Quantifying Plant Soluble Protein and Digestible Carbohydrate Content, Using Corn (Zea mays) As an Exemplar

Elementare Daten werden häufig verwendet, Qualität der Pflanze als eine Ressource für Pflanzenfresser abzuleiten. Die Allgegenwart des Kohlenstoffs in Biomolekülen, die Anwesenheit von Stickstoff-haltigen defensive Pflanzenstoffe und Variation in artspezifische Korrelationen zwischen Stickstoff und pflanzlichen Eiweißgehalt alle schränken jedoch die Genauigkeit der diese Rückschlüsse. Darüber hinaus Forschung konzentriert sich auf Anlage und/oder Pflanzenfresser Physiologie erfordern ein Maß an Genauigkeit, die nicht erreicht wird mit Korrelationen verallgemeinert. Die hier vorgestellten Methoden bieten Forscher eine klare und schnelle Protokoll für lösliche Pflanzenproteine und verdauliche Kohlenhydrate, die zwei Pflanze Makronährstoffe meist eng mit physiologischen Tierleistung direkt zu messen. Die Protokolle kombinieren gut charakterisierten farbmetrischen Assays mit optimierten anlagenspezifischen Verdauung Schritten präzise und reproduzierbare Ergebnisse liefern. Unsere Analysen der verschiedenen Zuckermais Gewebe zeigen, dass diese Tests die Sensibilität haben zu erkennen Variation in Pflanzen lösliche Protein und Gehalt an verdaulichen Kohlenhydraten in mehreren räumlichen Skalen. Diese Unterschiede zwischen Pflanze über wachsende Regionen und Pflanzenarten oder Sorten gehören, ebenso wie in-Pflanze in Gewebetyp und sogar positionellen Unterschiede innerhalb der gleichen Gewebe. Kombination von löslichen Proteinen und Gehalt an verdaulichen Kohlenhydraten mit elementaren Daten hat auch das Potenzial, neue Möglichkeiten in Pflanzenbiologie, mineralischen Pflanzenernährung mit physiologischen Anlagenprozesse zu verbinden. Diese Analysen helfen auch generieren die lösliche Protein und verdaulichen Kohlenhydraten Daten musste studieren ernährungsphysiologischen Ökologie, Pflanze-Pflanzenfresser Interaktionen und Nahrungsnetz Dynamik, die wiederum Physiologie und ökologische Forschung gestärkt werden.

Um den Nutzen dieser Methoden zeigen, analysierten wir die lösliche Protein und verdaulich Kohlenhydratgehalt von vier verschiedenen Feld und Zuckermais Gewebe, die als unterschiedliche mögliche ernährungsphysiologischen Ressourcen für Insekten Pflanzenfresser dienen. Wir von drei landwirtschaftlichen Gebieten in den USA (Minnesota, North Carolina und Texas), Ähren gesammelt umfasst fünf verschiedene Sorten von Mais (d. h. Genotypen) und eine Vielzahl von Feld Mais als ein Outgro...

Die hier beschriebenen Protokolle liefern eine klare und ansprechbar Methodik zur Messung der lösliche Protein und verdaulich (nicht tragende) Kohlenhydratgehalt in Pflanzengeweben. Die Fähigkeit, diese zwei Pflanze Makronährstoffe quantifizieren hat erhebliche Auswirkungen für die Förderung der Felder der Pflanzenphysiologie, ernährungsphysiologischen Ökologie, Pflanze-Pflanzenfresser Interaktionen und Nahrungsnetz Ökologie.

Quantifizierung der Pflanze lösliche Protein und verdauliche Kohlenhydrate Inhalt, Verwendung von Mais (Zea Mays) als ein Exemplar

Elemental data are commonly used to infer plant quality as a resource to herbivores. However, the ubiquity of carbon in biomolecules, the presence of ...

Diese Methode ermöglicht es Forschern auf dem Gebiet der Pflanzenwissenschaften und der Ernährungsökologie, die Konzentrationen von löslichen Proteinen und verdaulichen Kohlenhydraten im Pflanzengewebe genau zu messen. Der Hauptvorteil dieser Techniken besteht darin, dass sie eine schnelle und einfache Methode zur Quantifizierung dieser beiden unglaublich wichtigen Makronährstoffe mit hoher Genauigkeit bieten. Diese Techniken haben starke Auswirkungen auf die Ökologie, da pflanzliche Proteine und Kohlenhydrate die Basis der terrestrischen Nahrungsnetze bilden.Im Allgemeinen können Personen, die mit dieser Technik noch nicht vertraut sind, Schwierigkeiten haben, da es mehrere Schritte und einige Techniken gibt, die in einem allgemeinen Labor nicht üblich durchgeführt werden. Wiegen Sie zunächst Replikproben jedes Gewebes in markierte 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen ab. Notieren Sie als Nächstes die genaue Masse jeder Probe.Geben Sie mit einer Mikropipette 500 Mikroliter 0,1 molares Natriumhydroxid in jedes Röhrchen. Schließen Sie die Deckel fest und erhitzen Sie die Tuben 30 Minuten lang. Legen Sie die Schläuche anschließend für 15 Minuten in ein vorgeheiztes Heißwasserbad.Danach zentrifugieren Sie die Röhrchen 10 Minuten lang bei 15.000 g. Pipettieren Sie den Überstand in neue, markierte Mikrozentrifugenröhrchen und verwenden Sie dabei für jede Probe eine neue Pipettenspitze. Geben Sie 300 Mikroliter 0,1 molares Natriumhydroxid zum Pellet und wiederholen Sie die Zentrifugation für 10 Minuten.Entfernen Sie danach den Überstand und geben Sie ihn in die Röhrchen mit dem Überstand aus der ersten Zentrifugation. Um den pH-Wert des Überstands zu neutralisieren, fügen Sie 11 Mikroliter 5,8 molare Salzsäure hinzu. Verwenden Sie Lackmuspapier, um zu bestätigen, dass der pH-Wert ungefähr sieben beträgt.Geben Sie anschließend 90 Mikroliter 100%ige Trichloressigsäure in jedes Röhrchen. Dann die Röhrchen 30 Minuten lang auf Eis inkubieren. Zentrifugieren Sie die Proben bei 13.000 g für 10 Minuten bei vier Grad Celsius.Verwenden Sie vorsichtig eine Vakuumleitung und eine Mikropipettenspitze aus Glas, um die Trichloressigsäure zu entfernen. Achten Sie sehr darauf, das Pellet nicht mit der Saugspitze zu stören. Waschen Sie anschließend das Pellet mit 100 Mikrolitern Aceton, das auf 20 Grad Celsius abgekühlt ist, und lassen Sie das Aceton dann in einem Abzug verdampfen.Löse das Proteinpellet mit einem Milliliter Natriumhydroxid auf. Zusätzliche Heizrunden, Vortexing und Schallheizung können erforderlich sein. Geben Sie 160 Mikroliter jeder IGG-Standardlösung in dreifacher Ausfertigung auf eine 96-Well-Platte, beginnend mit der Position A1. Geben Sie anschließend in ein neues 1,5-Milliliter-Röhrchen 50 Mikroliter jeder Probenlösung in 950 Mikroliter destilliertes Wasser.Geben Sie dann 60 Mikroliter jeder verdünnten Probe in dreifacher Ausfertigung in die Vertiefungsplatte, beginnend mit der H1-Position. Geben Sie 100 Mikroliter destilliertes Wasser in alle leeren und unbekannten Probenvertiefungen. Geben Sie mit einer Mehrkanalpipette 40 Mikroliter Coomassie Brilliant Blue G-250 Proteinfarbstoff in jede Vertiefung der Platte.Lösen Sie mit einer Nadel alle Blasen, die sich in den Vertiefungen befinden. Lassen Sie die Platte danach fünf Minuten lang bei Raumtemperatur inkubieren. Verwenden Sie dann ein Mikroplatten-Spektralphotometer, um die Absorptionswerte für jede Vertiefung bei 595 Nanometern aufzuzeichnen.Wiegen Sie zunächst die Replikate jeder Gewebeprobe in 15-Milliliter-Glasröhrchen ab. Beschriften Sie die Röhrchen und notieren Sie die genaue Masse jeder Probe. Geben Sie anschließend einen Milliliter 0,1 molare Schwefelsäure in jedes Röhrchen und verschließen Sie die Verschlüsse fest.Legen Sie die Röhren dann für eine Stunde in ein kochendes Wasserbad. Schieben Sie die Röhren zum Abkühlen in ein lauwarmes Wasserbad. Gießen Sie dann den Inhalt der Röhrchen in beschriftete 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen.Danach zentrifugieren Sie die Röhrchen bei 15.000 g für 10 Minuten. Verwenden Sie eine Mikropipette, um den Überstand in neu markierte 1,5-Milliliter-Röhrchen zu übertragen. Übertragen Sie mit einer Pipette 15 Mikroliter jeder unbekannten Probe in ein eigenes Reagenzglas.Geben Sie dann 385 Mikroliter destilliertes Wasser in jedes Röhrchen. Geben Sie in einem Abzug 400 Mikroliter 5% Phenol in jedes Standard- und unbekannte Probenreagenzglas. Geben Sie unmittelbar danach zwei Milliliter Schwefelsäure in jedes Röhrchen.Achten Sie darauf, die Schwefelsäure an die Oberfläche der Lösung zu geben. Nachdem Sie die Röhrchen 10 Minuten lang inkubiert haben, wirbeln Sie die Röhrchen ein. Inkubieren Sie das Röhrchen dann weitere 30 Minuten.Übertragen Sie 800 Mikroliter aus jedem Probenröhrchen auf drei 1,5-Milliliter-Halbmikroküvetten aus Polystyrol. Stellen Sie dann das Spektralphotometer auf einen Messwert von 490 Nanometern ein und kalibrieren Sie es mit einer leeren Küvette. Führen Sie abschließend jede Küvette durch das Spektralphotometer und erfassen Sie die Absorption.Mit Hilfe dieses Protokolls wurden der Gehalt an löslichen Proteinen und verdaulichen Kohlenhydraten von vier verschiedenen Feld- und Zuckermaisgeweben aus drei geografischen Regionen analysiert. Zwischen den Regionen wurden signifikante Unterschiede im Gehalt an löslichen Proteinen beobachtet, so dass für jede Region separate Analysen erforderlich waren. In den verschiedenen Regionen gab es mehrere Unterschiede im Gehalt an löslichen Proteinen und verdaulichen Kohlenhydraten zwischen den Geweben.In Minnesota variierten die Gewebe nur im Gehalt an löslichen Proteinen, während die Gewebe in North Carolina sowohl in löslichem Protein als auch in verdaulichen Kohlenhydraten variierten. Die Variabilität des Makronährstoffgehalts im Gewebe in Texas hing von der Sorte ab. Diese Technik wird es Forschern auf dem Gebiet der Pflanzenwissenschaften und der Ernährungsökologie ermöglichen, lösliches Pflanzenprotein und verdauliche Kohlenhydrate präzise zu messen, anstatt von elementaren Messungen zu extrapolieren.Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit flüssigem Stickstoff, konzentrierten Säuren und Basen äußerst gefährlich sein kann. Verwenden Sie daher immer Vorsichtsmaßnahmen wie Handschuhe, Schutzbrille, Schürzen und geschlossene Schuhe, wenn Sie mit diesen Chemikalien arbeiten.

quantifying-plant-soluble-protein-digestible-carbohydrate-content

Research

Forschung

JoVE Journal

Environment

Umwelt

Pflanzlicher Biomasse ist ein wichtiger klimaneutrale erneuerbare Ressource, die für die Herstellung von Biokraftstoffen verwendet werden könnten. Pflanzliche Biomasse besteht im Wesentlichen aus Zellwände, eine strukturell komplexen Verbundwerkstoff bezeichnet Lignocellulose. Hier beschreiben wir ein Protokoll für eine umfassende Analyse des Inhalts und der Zusammensetzung der Wand abgeleitet Kohlenhydrate.

Umfassende Analyse der Zusammensetzung von pflanzlichen Zellwänden (Lignozellulose) Teil II: Kohlenhydrate

Die Verwüstung von Getreide durch Samen-Pilzresistenz hat zahlreiche Forschungsarbeiten zum besseren Verständnis Pflanze-Pathogen-Interaktionen dazu aufgefordert werden. Um Saatgut-Pilz-Interaktionen in einem Labor untersuchen, entwickelten wir eine robuste Methode zur Quantifizierung von Pilz-Reproduktion, Biomasse und Mykotoxinkontamination mit Kernel Bioassays.

Die Quantifizierung der Pilzbesiedlung, Sporogenese und Produktion von Mykotoxinen Kernel-Bioassays

Dieses Video beschreibt eine kolorimetrische Methode zur Quantifizierung des Gehalts an löslichen Proteinen in pflanzlichen Geweben. Das Verfahren verwendet den Farbstoff Coomassie Brilliant Blue G-250, der mit dem löslichen Protein interagiert, um einen blau gefärbten, stabilen Protein-Farbstoff-Komplex zu bilden, der proportional zum Gehalt an löslichen Proteinen im Gewebe ist.

Löslicher Proteinassay zur Quantifizierung des Gehalts an löslichen Proteinen in Pflanzengeweben

Dieses Video beschreibt die Methode zur Quantifizierung der in pflanzlichen Geweben vorhandenen verdaulichen Kohlenhydrate. Dies hilft dabei, Daten aus verschiedenen Pflanzengeweben zu sammeln, um die Ernährungsökologie, die Interaktionen zwischen Pflanzen und Pflanzenfressern und die Dynamik des Nahrungsnetzes zu untersuchen.

Kolorimetrischer Assay zur Quantifizierung von nicht-strukturellen Kohlenhydraten in pflanzlichen Geweben

Ein Doppelstrang-RNA-Interferenz (dsRNAi)-Technik wird eingesetzt, um nach unten zu regulieren den Mais Cinnamoyl Coenzym A-Reduktase (ZmCCR1)-Gen zu niedrigeren Pflanzen Ligningehalt. Lignin Down-Regulation aus der Zellwand wird durch mikroskopische Analysen visualisiert und durch die Klason Verfahren quantifiziert. Änderungen der Zusammensetzung in kristalliner Cellulose und Hemicellulose werden analysiert.

Lignin Herunterregulierung<em&gt; Zea mays</em&gt; Über dsRNAi und Klason Lignin Analyse

Hier präsentieren wir Ihnen ein Microscale-Protokoll für die Verarbeitung von Getreide Proben und für die Einbeziehung dieser Microscale Ansatz in einer Hochdurchsatz-analytische Pipeline. Dies ist ein höherer Durchsatz Anpassung der derzeit verfügbaren Protokolle.

Hochdurchsatz-Microscale Protokoll für die Analyse der Verarbeitungsparameter und ernährungsphysiologischen Eigenschaften in Mais (Zea Mays L.)

Es wird eine Methode zur Transkription von Getreideprofilen vorgestellt. Das mikroarraybasierte Genexpressionsprofiling beginnt mit der Isolierung hochwertiger Gesamt-RNA aus Getreidekörnern und setzt sich mit der Generierung von cDNA fort. Nach cRNA-Kennzeichnung und Mikroarray-Hybridisierung werden Empfehlungen zur Signalerkennung und Qualitätskontrolle gegeben.

Beschaffung hochwertiger Transkriptomdaten von Getreidesamen durch eine modifizierte Methode zur Genexpressionsprofilierung

Die Updegraff-Methode ist die am weitesten verbreitete Methode für die Zelluloseschätzung. Der Hauptzweck dieser Demonstration besteht darin, ein detailliertes Updegraff-Protokoll zur Schätzung des Zellulosegehalts in pflanzlichen Biomasseproben bereitzustellen.

Abschätzung des kristallinen Zellulosegehalts pflanzlicher Biomasse nach der Updegraff-Methode

Es wird eine Methode für die kostengünstige Bildgebung von Pflanzen zur Messung von Phänotypen vorgestellt, zusammen mit Best Practices für die Bilderfassung und einer Bildanalyse-Pipeline zur Quantifizierung von Pflanzenmerkmalen. Diese Methoden wurden angewendet, um die Phänotypen von Mais (Zea mays) unter Hitze-, Trockenheits- und kombinierten abiotischen Stressbedingungen zu messen.

Bildgebung und Analyse zur Quantifizierung der abiotischen Stressphänotypen von Mais (Zea mays)

Ein Verfahren zur Bestimmung der Fettsäuregehalt und der Zusammensetzung in Mikroalgen anhand von mechanischen Zellaufschluss, Lösungsmittelbasis Lipidextraktion, Umesterung und die Quantifizierung und Identifizierung der Fettsäuren mittels Gaschromatographie beschrieben. Ein tripentadecanoin interner Standard verwendet wird, um für die möglichen Verluste bei der Extraktion und unvollständiger Umesterung kompensieren.

Die Analyse der Fettsäuregehalt und Zusammensetzung in Mikroalgen

Lernen Sie die Quantifizierung löslicher Proteine und verdaulicher Kohlenhydrate in Pflanzengewebe mit Mais (Zea mays) als Modellorganismus. Diese Methode ermöglicht präzise Messungen für ökologische und physiologische Studien.

Quantifizierung der Pflanze lösliche Protein und verdauliche Kohlenhydrate Inhalt, Verwendung von Mais (Zea Mays) als ein Exemplar (Video) | JoVE Journal

Quantifizierung der Pflanze lösliche Protein und verdauliche Kohlenhydrate Inhalt, Verwendung von Mais (Zea Mays) als ein Exemplar

Weitere Videos entdecken