Name: Das Schneiden und schwimmende Methode für Paraffin-eingebetteten Gewebe für Schneiden (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-05T15:30:00.000+00:00
Duration: 5 min
Description: Lernen Sie eine verbesserte Paraffin-Schnittmethode mit thermostatischer Kammer für Maus- und Zebrafisch-Gewebe. Dieses Protokoll erhöht die Ausbeute intakter Schnitte und beschleunigt den histologischen Arbeitsablauf erheblich.

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Diese Arbeit wurde unterstützt von der National Natural Science Foundation of China (Grant Nr. 31400936, 31460260) und der naturwissenschaftlichen Grundlage der Jiangxi Provinz in China (20171BAB215020). Wir danken auch das gemeinsame Programm zwischen Nanchang University und Queen Mary University of London für diese Arbeit zu unterstützen.

Alle hier beschriebene Methoden wurden von der Animal Care und Nutzung Ausschuss von Nanchang University genehmigt.
1. Montieren Sie das Gerät und schließen Sie das Mikrotom
<ol><li>Entwerfen Sie den Parameter gemäß den Anforderungen (ergänzende Abbildung 1).</li>
	<li>Einreichen des Parameters zu einer Fabrik zur Herstellung von Acryl-Boards.</li>
	<li>Montieren Sie alle Teile in der Reihenfolge: Verwenden Sie Chloroform, um 7 gewerbliche Acryl Boards in einen Tank mit einem Abschnitt Kanal und Wasser Bad (Abbildung 1) zu kombinieren. Achtung: Chloroform produziert giftige Substanzen trifft es Licht und Sauerstoff. Montieren Sie das Gerät in einer Dampfhaube.</li>
	<li>Installieren Sie die röhrenförmigen elektrisches Heizelement durch das Loch in Acryl Board #1 (Abbildung 2A, Pfeilspitze).</li>
	<li>Um die Temperatur-Controller zu installieren, erstellen Sie ein kleines Loch auf der #2 Acryl Board mit einer elektrischen Bohrmaschine, und installieren Sie den Temperatur-Detektor (Abbildung 2A, Pfeil). Installieren Sie ein digitales Thermostat auf dem Tank (Abbildung 2A). Hinweis: Die Temperatur-Detektor sollte innerhalb 1 cm unterhalb der Wasseroberfläche liegen.</li>
	<li>Um Kraft zugreifen, passen Sie die Spannung unter 24 V bevor Sie das Gerät einschalten.</li>
	<li>Entfernen Sie die Schnittabfallwanne aus Mikrotom.</li>
	<li>Verknüpfen Sie die Abschnitte-Kanal mit dem Mikrotom-Klingenhalter mit neutraler Silikondichtstoff (Abb. 2 b). Hinweis: Schmieren Sie jede neutrale Silikon-Dichtstoff über der Spitze des Messers nicht, so dass die alte Klinge leicht ersetzt wird.</li>
	<li>Trocknen Sie über Nacht um die Chloroform und neutral Silikon-Dichtstoff Zeit zu erstarren lassen.</li>
	<li>Installieren Sie die Klinge auf der Klingenhalter. Gießen Sie Wasser in das Wasserbad (Abbildung 2). Die Wasseroberfläche sollte nur den oberen Bereich des Blatts (Abb. 2D, Pfeilspitze) berühren.</li>
</ol>(2) Paraffin-Schnitt
Hinweis: Trümmer oft an den oberen oder unteren Kanten des Wachs-Blocks und der Wasseroberfläche ansammeln. Diese Ablagerungen sollten regelmäßig gelöscht werden.
<ol><li>
Durchführen Sie herkömmliche Paraffin10-Schnitt.
	<ol>
<li>Klemmen Sie das Paraffin-eingebetteten Exemplar auf einer rotierenden Mikrotom und setzen Sie das Messer in einem Messerhalter.</li>
		<li>Drehen Sie das Handrad und Abschnitt der Probekörpers.</li>
		<li>Übertragen Sie das Paraffin geschnittene Band auf 38,5 ° C warmen Wasserbad.</li>
		<li>Holen Sie ab, die in den Abschnitten auf das Mikroskop von der Wasseroberfläche nach Entfaltung zu schieben.</li>
		<li>Trocknen Sie die Folien in einem Ofen bei 42 ° C über Nacht.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Verbesserte Paraffin-Schnitt (Abb. 3)
	<ol>
<li>Schliessen Sie das Gerät.</li>
		<li>Öffnen Sie das Heizgerät mit Temperaturschalter Erkennung und stellen Sie gezielte Temperatur zwischen 38,0 ° C bis 40,0 ° C für 1 h im voraus, um das Wasser warm ein.</li>
		<li>Ändern Sie den paraffinblock erworben durch das Paraffin einbetten; dann das Mikrotom Kassette Klemme der paraffinblock aufsetzen und einrasten. Hinweis: Die superior und inferior Grenzen der paraffinblock sollten horizontal geändert werden, um zu verhindern, dass die Abschnitt Multifunktionsleiste aus bilden einen Bogen und nicht mehr durch den schmalen Abschnitten Kanal fließen.</li>
		<li>Schnell Ansatz der Probenmaterials durch Schneiden dicker Abschnitte.</li>
		<li>Passen Sie auf eine geeignete Schnittdicke (10 µm Erwachsener Mäuse Köpfe, Erwachsenen Maus Nieren und Embryo mäusegehirnen, 4 µm für Zebrafisch Augen). Drehen Sie das Handrad und die Abschnitten treten automatisch die Abschnitte Kanal und Bad.</li>
		<li>Abschnitt der Probe in eine langsame und gleichmäßige schneiden Schlaganfall (Abb. 3A). Hinweis: Thethickness des ersten Abschnitts wird geändert werden, nachdem das Handrad für ein paar Minuten gestoppt wurde. Die klingen sollten ersetzt werden, wenn die Abschnitte in Folge Kratzer haben.</li>
		<li>Führen Sie die Abschnitte in die Badewanne Kammer in einer Linie (Abb. 3 b, 3 C) zu schweben. Hinweis: Wenn das Kopfteil an der Kammerwand hält, verwenden Sie eine Bürste Anleitung schwimmend weiterhin.</li>
		<li>Abschnitte auf Objektträger zu halten. Entfalten Sie nach den Abschnitten voll im Wasserbad, separate mehrere Abschnitte mit einer Pinzette. Dann holen sie aus dem Wasserbad auf den Objektträger (Abbildung 3D). Hinweis: Abschnitte sollten aus dem Hinterteil des Wasserbades, abgeholt werden wie in den Abschnitten-Kanal und der vorderen des Wasserbades noch nicht voll entfaltet werden.</li>
		<li>Trocknen Sie die Folien werden, indem sie in einem 42 ° C Ofen über Nacht. Die Folien können dann auf unbestimmte Zeit bei Raumtemperatur gelagert werden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verwenden Sie Färbung Hämatoxylin-Eosin (HE) aus Gründen der Bewertung der verbesserten Methode8.</li>
</ol>

<ol><li>Chung, K., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23722210">CLARITY for mapping the nervous system.</a> Nature Methods. 10 (6), 508-513 (2013).</li>
<li>Fujita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+neuron+differentiation+in+the+central+nervous+system+by+tritiated+thymidine+autoradiography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Analysis of neuron differentiation in the central nervous system by tritiated thymidine autoradiography.</a> Journal of Comparative Neurology. 122 (3), 311-327 (1964).</li>
<li>Mironov, V., Boland, T., Trusk, T., Forgacs, G., Markwald, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organ+printing%3A+Computer-aided+jet-based+3D+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Organ printing: Computer-aided jet-based 3D tissue engineering.</a> Trends in Biotechnology. 21 (4), 157-161 (2003).</li>
<li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryosectioning+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Cryosectioning tissues.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 3 (8), (2008).</li>
<li>Viebahn, C., Luttenberg, H. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+anti-roll+plate+as+a+remedy+for+the+ill-effects+of+electrical+charge+during+cryosectioning%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Histochemistry+and+Cytochemistry%22%5BJournal%5D)">A modified anti-roll plate as a remedy for the ill-effects of electrical charge during cryosectioning.</a> Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 37 (7), 1157-1160 (1989).</li>
<li>Onozato, M. L., Hammond, S., Merren, M., Yagi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+a+completely+automated+tissue-sectioning+machine+for+paraffin+blocks%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Pathology%22%5BJournal%5D)">Evaluation of a completely automated tissue-sectioning machine for paraffin blocks.</a> Journal of Clinical Pathology. 66 (2), 151-154 (2013).</li>
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<li>Chen, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hybrid-Cut%3A+An+Improved+Sectioning+Method+for+Recalcitrant+Plant+Tissue+Samples%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Hybrid-Cut: An Improved Sectioning Method for Recalcitrant Plant Tissue Samples.</a> Journal of Visualized Experiments. (117), e54754(2016).</li>
<li>Kucherenko, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paraffin-Embedded+and+Frozen+Sections+of+Drosophila+Adult+Muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles.</a> Journal of Visualized Experiments. (46), e2438(2010).</li>
<li>Cornell, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paraffin+Embedding+and+Thin+Sectioning+of+Microbial+Colony+Biofilms+for+Microscopic+Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Paraffin Embedding and Thin Sectioning of Microbial Colony Biofilms for Microscopic Analysis.</a> Journal of Visualized Experiments. (133), e57196(2018).</li>
<li>Whiteland, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunohistochemical+detection+of+T-cell+subsets+and+other+leukocytes+in+paraffin-embedded+rat+and+mouse+tissues+with+monoclonal+antibodies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Histochemistry+and+Cytochemistry%22%5BJournal%5D)">Immunohistochemical detection of T-cell subsets and other leukocytes in paraffin-embedded rat and mouse tissues with monoclonal antibodies.</a> Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 43 (3), 313-320 (1995).</li>
<li>Tucker, D. K., Foley, J. F., Bouknight, S. A., Fenton, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sectioning+Mammary+Gland+Whole+Mounts+for+Lesion+Identification%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Sectioning Mammary Gland Whole Mounts for Lesion Identification.</a> Journal of Visualized Experiments. (125), e55796(2017).</li>
<li>Venegas-Pino, D. E., Banko, N., Khan, M. I., Shi, Y., Werstuck, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+Analysis+and+Characterization+of+Atherosclerotic+Lesions+in+the+Murine+Aortic+Sinus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Quantitative Analysis and Characterization of Atherosclerotic Lesions in the Murine Aortic Sinus.</a> Journal of Visualized Experiments. (82), e50933(2013).</li>
<li>Lau, S. K., Chu, P. G., Weiss, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD163%3A+A+specific+marker+of+macrophages+in+paraffin-embedded+tissue+samples%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Clinical+Pathology%22%5BJournal%5D)">CD163: A specific marker of macrophages in paraffin-embedded tissue samples.</a> American Journal of Clinical Pathology. 122 (5), 794-801 (2004).</li>
<li>Campbell-Thompson, M. L., Heiple, T., Montgomery, E., Zhang, L., Schneider, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Staining+Protocols+for+Human+Pancreatic+Islets%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Staining Protocols for Human Pancreatic Islets.</a> Journal of Visualized Experiments. (63), e4068(2012).</li>
</ol>

Die Autoren haben ein Patent auf dieses Gerät und keine Interessenskonflikte zu erklären.

Zur Verbesserung von Paraffin Abschnitt Morphologie und lösen das Problem der verschwendete Zeit während konventioneller Paraffin-Schnitt, haben wir eine verbesserte Paraffin-Schnitt-Methode, die schneiden und Entfaltung verbindet. Diese verbesserte Methode beruht auf einfache Geräte, die einen Abschnitt-Kanal, ein Wasserbad und eine Heizung mit Erkennung Temperaturschalter umfasst. Der Abschnitt Band betritt das Wasserbad durch den Abschnitt Kanal und entfaltet sich automatisch beim Schneiden. Daher verbessert diese Met...

Morphologische Studie ist wichtig in der biologischen Forschung. Obwohl neuer Technologie Forscher beobachten ihre Ziele direkt aus dem gesamten Gewebe oder Organismen1,2,3, schneiden die Probe in Dünnschliffen, gefolgt von Färbung erlaubt hat, bleibt die primäre Methode Fornot nur Gewebe Morphologie, sondern auch Protein targeting direkt im Gewebe. Lichtmikroskopie verwendet drei Schnitttypen: Paraffin, gefrorene und Ansät. Obwohl Kryoschneiden üblich ist, dass Gewebe Antigenität zu schützen und die Probenvorbereitung einfach ist, ist die einbehaltene Gewebe Morphologie Arm und ungeeignet für dünne Stationspunkte4,5. Paraffin-Schnitt ist die am häufigsten verwendeten Methode für die Ausstellung von gut erhaltenen Morphologie. Die Exemplare sind völlig dehydriert und in Wachs eingebettet, können der Paraffin-Blöcke auf unbestimmte Zeit gespeichert werden. Darüber hinaus produziert die Paraffin-Schnitt dünne Abschnitte, die Verbesserung der biologischen Sonde Zugang in weiteren Experimenten und reduzieren Zelle Schicht Overlay in Z-Richtung.
Doch herkömmliche Paraffin-Schnitt ist mühsam und erfordert Betreiber können. Paraffin-Abschnitte durchlaufen Fixierung, Austrocknung, einbetten, schneiden und schweben. Wichtiger ist Abschnitt Bänder aus dem Messerhalter auf dem Wasserbad zu übertragen notwendig, aber schwierig für junior-Betreiber. Besonders bei trockener Luft die Abschnitt-Bänder werden durch statische Elektrizität drehen und sind schwierig, auf dem warmen Wasser entfalten. Zur Verbesserung der Abschnitt sind Qualität, Befeuchtung der exponierten Gewebeoberfläche zwischen Mikrotom Klinge Pässe, die Wachs-Blöcke, Eintauchen in eiskaltes Wasser, oder erhöht die Luftfeuchtigkeit mit einem Luftbefeuchter in der Nähe von Mikrotom Kühlung6,7 empfohlen. . Neuere Methoden zur Verbesserung der Paraffin-Schnitt gehören Hybrid Paraffin einbetten, Kryoschneiden8und Handelsabteilung Transfer System Hilfe9. Obwohl diese Methoden teilweise Paraffin verbessern schneiden, Geschwindigkeit und Qualität, sie schneiden machen viel schwerfälliger und Handelsabteilung Transfersysteme sind teuer.
In diesem Protokoll führen wir flexible, einfache und billige Geräte Schritt für Schritt zu schaffen, die an den Klingenhalter ein rotary Mikrotom angeschlossen werden können. Dieses Gerät umfasst einen Abschnitt-Kanal, ein Wasserbad und eine Heizung mit Erkennung Temperaturschalter. Nach dem Schneiden, Dutzende von Abschnitte fließen in den Abschnitt Kanal und geben Sie das Wasserbad direkt, damit automatisch entfaltet. Dies verbessert die Effizienz der Paraffin-Schnitt und macht diese Technologie noch komfortabler. Mit Hilfe dieser Methode, mehr Erwachsene Maus hippocampal Abschnitte, Erwachsenen Maus Niere Abschnitte, embryonale 15,5 Tage alte (E15.5) Maus Gehirn Abschnitte und Erwachsenen Zebrafisch Auge Abschnitte wurden geerntet in kürzerer Zeit und morphologisch mehr intakt geblieben. Diese Methode kann auch für andere Gewebeproben, die erfordern beschleunigte Paraffin-Schnitt und verhindern, dass der Abschnitt Unterscheidung verwendet werden.

<table><tbody><tr><td>Inkubator</td><td>Boekel Scientific</td><td>133000-2</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol&nbsp;</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Deckel</td><td>64-17-5</td><td></td></tr><tr><td>Xylol&nbsp;</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Deckel</td><td>1330-20-7</td><td></td></tr><tr><td>Paraplast</td><td>Leica</td><td>39601006</td><td></td></tr><tr><td>Beheiztes Paraffin-Einbettungsmodul</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kommerzielle Acrylplatte</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trichlormethan</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Deckel</td><td>67-66-3</td><td></td></tr><tr><td>Röhrenförmiges elektrisches Heizelement (12 V 200 W)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Temperaturregler (12 V 120 W)</td><td>Mingsuo</td><td>XH-W3002</td><td></td></tr><tr><td>Rotationsmikrotom &nbsp;</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neutral Silikondichtstoff</td><td></td><td></td><td>Verbinden Sie den Wasserkanal mit dem Mikrotom-Messerhalter</td></tr><tr><td>Spannungswandler</td><td>Dearll</td><td>S-250-12</td><td></td></tr><tr><td>Einwegklinge</td><td>Accu-Edge</td><td>4689</td><td></td></tr><tr><td>Hämatoxylin</td><td>Baso Diagnostics Inc.</td><td>BA-4025</td><td></td></tr><tr><td>Eosin&nbsp;</td><td>Baso Diagnostics Inc.</td><td>BA-4025</td><td></td></tr><tr><td>Microslide</td><td>Sail Marke</td><td>7105</td><td></td></tr><tr><td>Neutraler Balsam</td><td>Sinopharm Chemisches Reagenz Co., Deckel</td><td>10004160</td><td></td></tr><tr><td>Deckglas&nbsp;</td><td>Citoglas</td><td>10212424C</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Salzsäure</td><td>Xilong Chemical</td><td>7647-01-0</td><td></td></tr><tr><td>Wasserbad für Paraffinschnitte</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HistoCore Arcadia C&nbsp;- Kühlplatte</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraffinabwehrspray &nbsp;</td><td>Thermo Scientific</td><td>9990420</td><td></td></tr></tbody></table>

das schneiden und schwimmende methode für paraffin-eingebetteten gewebe für schneiden

The Cutting and Floating Method for Paraffin-embedded Tissue for Sectioning

Histologie und Pathologie ist das Schneiden von Paraffin-eingebetteten Gewebe verbreitet. Jedoch ist es langweilig. Um diese Methode zu verbessern, haben mehrere Handelsgesellschaften komplexer Abschnitt Transfersysteme mit fließenden Wasser entwickelt. Um diese Technologie zu vereinfachen, haben wir eine einfache Methode mit hausgemachten Ausrüstung, die schneiden und schwimmend in einem einfachen thermostatischen vereint; Geben Sie deshalb die Abschnitte automatisch das Wasserbad auf der Wasseroberfläche. Im Hippocampus von Erwachsenen mäusegehirnen, Erwachsenen Maus Nieren und embryonalen mäusegehirnen Erwachsenen Zebrafisch Augen wurden mit konventioneller Paraffin-Schnitt und die vorgestellte Methode zum Vergleich geschnitten. Statistische Analyse zeigt, dass unsere verbesserte Methode Zeitersparnis und höhere Qualität Teile produziert. Darüber hinaus ist es einfach für junior Operatoren, Paraffin-Schnitt einer ganzen Probe in kurzer Zeit.

Die verbesserte Methode stieg die Zahl der intakten Paraffin Abschnitte. Wir haben diese neue Methode auf Erwachsenen Maus hippocampal Gewebe, Erwachsenen Maus Nieren und embryonalen mäusegehirnen Zebrafisch Augen getestet. Wasser wurde hinzugefügt, um den Tank, und die Wassertemperatur war zwischen 38,0 ° C bis 40,0 ° c gehalten Sie waren nach einem seriell Vorbereitung der Gewebeproben, geschnitten und im Vergleich zu herkömmlichen schneiden. Die neue Methode Abschnitt Verlust zu vermei...

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Verbesserung der Paraffin-Schnitt. Diese Methode verbindet schneiden und schweben mit einer einfachen thermostatischen Kammer, um den Transfer-Prozess erforderlich, nach der herkömmlichen Methode zu vermeiden. Infolgedessen wurden die Effizienz und die Anzahl der intakten Paraffin Abschnitte erheblich verbessert.

Das Schneiden und schwimmende Methode für Paraffin-eingebetteten Gewebe für Schneiden

Sectioning of the paraffin-embedded tissue is widely used in histology and pathology. However, it is tedious. To improve this method, several commercial ...

Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im morphologischen Bereich zu beantworten, wie z.B. die Paraffinschnitte. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass das Schneiden und der Faltvorgang kulminiert werden und der Übertragungsprozess vermieden wird, der bei der herkömmlichen Methode erforderlich ist. Sammeln Sie zunächst alle vorgefertigten Teile in einem Abzug.Verwenden Sie Chloroform, um die sieben Acrylplatten zu kombinieren, wie hier gezeigt. Das Endprodukt wird ein Tank sein, der mit einem Schnittkanal und einem Wasserbad ausgestattet ist. Installieren Sie das röhrenförmige elektrische Heizelement durch das Loch in der Acrylplatte Nummer zwei.Bohren Sie mit einer elektrischen Bohrmaschine ein kleines Loch in die Acrylplatte Nummer sieben und installieren Sie ein digitales Thermostat am Tank, wobei Sie darauf achten, dass er mindestens einen Zentimeter unter dem Niveau der vorgesehenen Wasseroberfläche liegt, was durch den schwarzen Punkt auf dem Tank angezeigt wird. Stellen Sie die Spannung so ein, dass sie unter 24 Volt liegt, bevor Sie das Gerät einschalten. Nehmen Sie die Ablaufschale aus dem Mikrotom.Verwenden Sie anschließend einen neutralen Silikondichtsto

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Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Das folgende Video beschreibt, wie die Morphologie eines Gewebes durch Formalinfixierung und Paraffineinbettung erhalten werden kann.

Konservierung von formalinfixiertem Paraffin-eingebettetem (FFPE): Eine Methode zur Untersuchung der Gewebemorphologie

In diesem Video demonstrieren wir die Verarbeitung von FFPE- oder formalinfixierten, in Paraffin eingebetteten Schnitten, die aus gastrointestinalem Tumorgewebe gewonnen wurden. Die Entparaffinierungs- und Rehydratisierungsschritte ermöglichen die Aufbereitung der Gewebeprobe für nachfolgende analytische Anwendungen.

Entparaffinisierung und Rehydrierung von Gewebeschnitten: ein zweistufiges Verfahren zur Entfernung von Paraffinwachs aus FFPE-Gewebeschnitten mit anschließender Geweberehydrierung

Wir beschreiben eine ovarian Transplantation Assay fad Pad geeignet für die Untersuchung der normalen und transformierten Epithelien des weiblichen Fortpflanzungstraktes. Die Maus Fettpolster ermöglicht die Transplantation von großen Gewebefragmente, ist leicht zugänglich für die Chirurgie und Bildgebung und sieht die günstigste nativen Umgebung für Gewebe von Müllersche Herkunft.

Transplantation in die Maus Ovarian Fat Pad

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache Hybrid-Cut-Gewebeschnittmethode, die für widerspenstiges Pflanzengewebe nützlich ist. Gewebeschnitte von guter Qualität ermöglichen anatomische Studien und andere biologische Studien, einschließlich der In-situ-Hybridisierung (ISH).

Hybrid-Cut: Ein verbesserter Schnittverfahren für widerspenstige Pflanzengewebeproben

Wir entwickelten eine Methode zur erfolgreichen Entfernung, Verarbeitung, Sektion und Flecken, zur histopathologischen Auswertung, Mammagewebe, das ursprünglich auf Rutschen als ganze Reittiere fixiert worden war. Diese Methode kann die Sammlung und Auswertung von Brustdrüsen-Vollbehältern in Reproduktions- und Entwicklungsprüfungsstudien fördern.

Sektion Mammary Gland Ganze Mounts für Läsion Identifizierung

Fluoreszenz in Situ Hybridisierung (FISH) wird häufig in Kombination mit Histopathologie und molekulare Diagnostik für die Auswahl der Therapie in der personalisierten Medizin benötigt. Eine neuartige nicht-Cross-linking, Formalin-freies Gewebe Fixiermittel, mit dem hochwertigen morphologische, molekulare und Fisch Analysen aus der gleichen Probe durch Zugabe von einem Post-Fixierung Schritt bevor Fisch dargestellt wird.

Protokoll für HER2 Fischen mit nicht-Cross-linking, Formalin-freies Gewebe Fixiermittel, Vorteile der Kryokonservierung und Formalin Fixierung zu kombinieren

Wir beschreiben, Fixierung, Paraffin einbetten und dünne Stationspunkte Techniken für mikrobielle Kolonie Biofilmen. In vorbereiteten Proben können Biofilm Unterkonstruktion und Reporter Expressionsmuster von Mikroskopie visualisiert werden.

Paraffin einbetten und dünn schneiden von mikrobiellen Kolonie Biofilmen für die mikroskopische Analyse

Ex-Vivo pancreatic Islet Studien sind wichtig für Diabetes-Forschung. Bestehende Techniken an kultivierte Inselchen in ihrer Muttersprache 3-dimensionale Architektur zu studieren sind zeitaufwendig, ineffizient und selten verwendete. Diese Arbeit beschreibt eine neue, einfache und effiziente Methode zur Erzeugung von qualitativ hochwertige Paraffin Abschnitte des gesamten kultivierten Inselchen.

Pancreatic Islet Einbettung für Paraffin Abschnitte

Wir stellen eine Methode zur Energieerzeugung, Anbau und systematische Analyse der organotypischen Scheiben aus murinen Lungentumoren abgeleitet. Wir beschreiben auch für Scheibendicke optimieren und das Medikament Konzentrationen zur Behandlung von Tumor-Scheiben auswählen.

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Dieser Artikel beschreibt ein detailliertes Protokoll zur Herstellung eines zuverlässigen und reproduzierbaren dünnen Endometriums mit einer sehr niedrigen Mortalitätsrate und minimalen intrauterinen Adhäsionen durch Injektion von 95% Ethanol in die Gebärmutter der Maus innerhalb von 1-3 Minuten.

Etablierung eines Mausmodells für dünnes Endometrium

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