Name: Kristallstruktur des N-terminale Domäne des Ryanodin-Rezeptoren von Plutella xylostella (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-30T14:45:00.000+00:00
Duration: 11 min 31 s
Description: Erfahren Sie die Kristallstruktur der N-terminalen Domäne des Ryanodin-Rezeptors von Plutella xylostella mittels Röntgenkristallographie. Diese Methode liefert wichtige Einblicke für die strukturbasierte Insektizidentwicklung.

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Die Finanzierung dieser Forschung von zur Verfügung gestellt wurde: National Key Research und Development-Programm aus China (2017YFD0201400, 2017YFD0201403), National Nature Science Foundation of China (31320103922, 31230061) und Projekt des nationalen Grundlagenforschung (973) Programm der China (2015CB856500, 2015CB856504). Wir sind dankbar für das Personal auf das Strahlrohr BL17U1 bei Shanghai Synchrotron Radiation Facility (SSRF).

1. Gen-Klonieren, Proteinexpression und Reinigung
<ol><li>PCR DNA entspricht Protein des Interesses zu verstärken (1-205 Rückstände von DBM RyR, Genbank gem. keine. AFW97408) und Klon in Haustier-28a-HMT Vektor durch Ligation-unabhängige Klonen (LIC)25. Dieser Vektor enthält ein Histidin-Tag, MBP-Tag und ein TEV Protease-Spaltstelle am N-Terminus15.
	<ol>
<li>Entwerfen Sie LIC Primer für die Amplifikation des Zielgens mit LIC-kompatiblen 5' Erweiterungen: Nach vorne LIC-Primer: 5' TACTTCCAATCCAATGCAATGGCGGAAGCGGAAGGGG 3' Rückwärts LIC-Primer: 5' TTATCCACTTCCAATGTTATTATATGCCGGTCCCGTACGGC 3'</li>
		<li>Kombinieren Sie die Reaktionskomponenten (50 μL): 1 μl DNA-Templates (100 ng/μl), 1 μL forward Primer (10 μM), 1 μL der rückwärts-Primer (10 μM), 0,5 μL der DNA-Polymerase (NEB), 5 μl 10-fach Reaktion-Puffer, 1 μl dNTP (25 mM) , 40,5 μl RNase frei DdH2O.<ol>
<li>Legen Sie das Reaktionsgemisch in einer PCR-Maschine und führen Sie das folgende Programm.</li>
			<li>Bei 95 ° C für 3 min inkubieren, und führen Sie dann 30 Zyklen (95 ° C für 30 s, 58 ° C für 15 s, 72 ° C für 1 min). Bei 72 ° C für 5 min inkubieren Sie und halten Sie dann bei 4 ° C.</li>
			<li>Die gesamte Reaktion Mischung (50 μl) auf ein 2 % Agarosegel laufen und mit einem Gel Extraction Kit extrahieren. Protokoll des Herstellers zu folgen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Ligatur-unabhängige Klonen (LIC)<ol>
<li>Führen Sie SspI Verdauung (60 μL): 20 μL der Vektor-DNA (50 ng/μl), 6 μl 10 x Reaktion Puffer, 4 μL der SspI und 30 μl DdH2O. Inkubation bei 37 ° C für 3 h laufen die gesamte Reaktion auf 1 % Agarose-Gel mischen und mit einem Gel Extraction Kit extrahieren. Protokoll des Herstellers zu folgen.</li>
			<li>T4-DNA-Polymerase Behandlung des Vektors führen und DNA einfügen. Kombinieren Sie die folgenden: 5 μl Vektor oder Insert DNA (50 ng/μl), 2 μL der 10 x T4 DNA-Polymerase-Puffer, 1 μL der dGTP (25 mM) für Vektor oder 1 μL der dCTP (25 mM) für Einsatz DNA, 1 μL von DVB-t (100 mM), 0.4 μl des T4 DNA-Polymerase (LIC-qualifiziert) , und 9,6 μL DdH2O. Incubate Reaktionen bei Raumtemperatur für 40 min. Hitze inaktivieren Enzym bei 75 ° C für 20 Minuten. Hinweis: Die LIC Vektor und Einfügen DNA müssen in separaten Reaktionen behandelt werden.</li>
			<li>Führen Sie der LIC Glühen Reaktion. Kombinieren Sie die folgenden: 2 μL der T4-behandelten Einsatz DNA, 2 μL der T4-behandelten LIC Vektor-DNA. Inkubieren Sie Reaktion bei Raumtemperatur für 10 min.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verwandeln Sie BL21 (DE3) E. Coli Zellen mit dieses rekombinante Plasmid.<ol>
<li>Kompetente Zellen (50 μL in Mikro-Zentrifugenröhrchen) auf Eis auftauen.</li>
		<li>Fügen Sie ca. 1 μl (50 ng) des Plasmids in die Röhre. Mischen Sie die Zellen und die DNA durch sanft streichen die Röhre 2 – 3 Mal. Legen Sie den Schlauch für 20 min auf Eis.</li>
		<li>Erhitzen Sie Schock bei 42 ° C für 40 S. Ort das Rohr auf dem Eis wieder für 2 min. Add 1 mL der Raumtemperatur LB Medien am Rohr.</li>
		<li>Ort der Mischung Rohr im Shaker 250 u/min bei 37 ° C für 45 min. verteilt 150 – 200 µL der Mischung auf die Auswahl-Platten. Drehen Sie die Platte und über Nacht bei 37 ° c inkubieren</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wählen Sie eine einzelne Kolonie und die Kultur der Zellen in 100 mL 2YT Medium mit 50 µg/mL Kanamycin bei 37 ° C über Nacht. Am nächsten Morgen, 1 L 2YT Medium mit 50 µg/mL Kanamycin mit 10 mL der Nacht Kultur zu impfen und Inkubation bei 37 ° C Shaker Inkubator an 250 u/min, bis die OD600 ~ 0,6 erreicht. Danach induzieren die Kultur mit IPTG in einer Endkonzentration von 0,4 mM und wachsen für eine weitere 5 h bei 30 ° C.</li>
	<li>Ernte der Zellen durch Zentrifugation bei 8.000 X g für 10 min bei 4 ° C, die Zellen zu sammeln und jeden 10 g-Zellen in 40 mL Lyse-Puffer (10 mM HEPES pH 7.4, 250 mM KCl, 10 mM β-Mercaptoethanol, 25 μg/mL Lysozym, 25 μg/mL DNase Aufschwemmen 1 mM PMSF).<ol>
<li>Stören sie durch Ultraschallbehandlung bei 65 % Amplitude für 8 min mit 1 s ein und 1 s aus. Entfernen Sie die Zellenrückstand durch Zentrifugation bei 40.000 X g für 30 min bei 4 ° C. Den Überstand von 0,22-μm-Filter auf der Durchreise zu filtern und in die Probenschleife laden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Reinigen Sie des Fusionsproteins, Spalten Sie das Tag und wieder reinigen Sie das Zielprotein.<ol>
<li>Reinigen des Fusionsproteins über Ni-NTA-Spalte (Bindung Puffer: 10 mM HEPES pH 7.4, 250 mM KCl; Elution Buffer: 10 mM HEPES pH 7.4, 250 mM KCl, 500 mM Imidazol) und durch ein Reinigungssystem mit einem linearen Farbverlauf von 20-250 mM Imidazol zu reinigen.</li>
		<li>Spalten der eluierten Zielprotein mit TEV Protease (01:50 Verhältnis) über Nacht bei 4 ° C.</li>
		<li>Reinigen die Spaltung Reaktionsmischung mittels Amylose Harz Spalte (Bindung Puffer: 10 mM HEPES pH 7.4, 250 mM KCl; Elution Buffer: 10 mM HEPES pH 7.4, 250 mM KCl, 10 mM Maltose) und Ni-NTA-Spalte, die Tag und TEV Protease zu entfernen. Das Zielprotein werden im Durchflussverfahren Bruch der beiden Spalten.</li>
		<li>Dialyse der Probe gegen Dialyse-Puffer (10 mM Tris-HCl pH 8,8, 50 mM KCl, 10 mM β-Mercaptoethanol, die Salzkonzentration zu reduzieren. Reinigen Sie die Probe auf einem Anion-Austausch-Spalte (Bindung Puffer: 10 mM Tris-HCl pH 8,8, 10 mM β-Mercaptoethanol; Elution Buffer: 10 mM Tris-HCl pH 8,8, 1 M KCl, 10 mM β-Mercaptoethanol) durch einen linearen Verlauf von 20-500 mM KCl im Elution Puffer.</li>
		<li>Als letzten Schritt in den Reinigungsprozess das Protein mit zentrifugalen Konzentrator (10 kDa MWCO) zu konzentrieren und Spritzen in eine Superdex 200 26/600-Gel-Filtration-Spalte, die Homogenität zu überprüfen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Untersuchen Sie die Reinheit des Proteins, indem Sie auf eine 15 % SDS Seite ausgeführt. Hinweis: Alle Spalten werden auf ein Protein-Reinigungsanlage mit einer verbindlichen Flussrate von 2 mL/min und eine Elution Durchflussmenge von 4 mL/min mit Ausnahme von Gel-Filtration bei 1 mL/min. ausgeführt werden.</li>
</ol>2. Protein Vorbereitung und Kristallisation
<ol><li>Konzentrieren der gereinigten Protein Probe 10 mg/mL mit Zentrifugal-Konzentrator (10 kDa MWCO) und Buffer Tausch auf Kristallisation Puffer vor der Lagerung bei-80 ° C.</li>
	<li>Kristallisation Screening durchführen (Verhältnis 1:1, 200 nL von Protein und 200 nL Reservoir Puffer) durch die Sitzung fallen Dampf-Diffusion-Methode bei 295 K mit mehreren Kristallisation Kits mit einer automatisierten Flüssigkeit Umgang mit Robot-System in einem 96-Well-Format. Hinweis: Wir nutzten Kits von molekularen Dimensionen und Hampton Forschung und der Greif automatisiert liquid Handling-System.</li>
	<li>Versiegeln Sie die Kristallisation 96-Well-Platte um Verdunstung zu vermeiden und ermöglichen die Gleichgewichtherstellung der Protein-Tropfen mit dem Reservoir-Puffer. Halten Sie dann die Platten in den Kristall-Inkubator bei 18 ° C.</li>
	<li>Überprüfen Sie die 96-Well-Platten, die in regelmäßigen Abständen mit einem Lichtmikroskop Kristallbildung und Wachstum zu überwachen.</li>
	<li>Zur Unterscheidung von Proteinkristallen von Salzkristallen, verwenden Sie einen Protein-Farbstoff. Fügen Sie 1 µL Farbstoff zum Drop-Ziel. Warten Sie ca. 1 h und unter dem Mikroskop beobachten. Die Proteinkristallen werden blau.</li>
	<li>Nutzungsbedingungen der positiven Kristallisation (1,5 M Ammoniumsulfat, 0,1 M Tris pH 8.0) zur weiteren Optimierung der Kristalle mit hängenden drop-Dampf-Diffusion-Methode in 24-Well-Platten.<ol>
<li>PH-Wert von 7,0 bis 8,5 mit 0,5 pH-Einheit-Intervall jeden Schritt zu optimieren. Optimieren Sie Konzentration von Ammoniumsulfat von 1,2 M bis 1,7 M mit 0,1 M Intervall jeden Schritt. (In unserem Fall war die beste Voraussetzung, die Herstellung von großen plattenförmigen Kristallen 0,1 M HEPES pH 7.0 und 1,6 M Ammoniumsulfat)</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Crystal Montage, Röntgen-Datenerfassung und Strukturaufklärung
<ol><li>Montieren Sie Kristalle in einer Cryoloop und Blitz-Cool in flüssigem Stickstoff mit Reservoir-Lösung mit 20 % Glycerin als Cryo-Schutzmittel. Legen Sie die Kristalle in Unipuck für Lagerung und Transport.</li>
	<li>Vor dem Bildschirm Proteinkristallen mit einer Rigaku Inhouse Röntgen-Diffractor. Wählen Sie die besten mit den höchsten Auflösungen für die Datenerfassung am Synchrotron Einrichtungen (unseres Datensatzes wurde von BL17U1 in Shanghai Synchrotron Radiation Facility erhoben).<ol>
<li>Verwenden Sie die Strahlrohr Steuerungssoftware BluIce26 zu montieren und in der Mitte der Kristalle durch automatische oder manuelle Zentrierung Funktion. Führen Sie Test-Aufnahmen um Daten-Collection-Strategie, einschließlich dem Starten Winkel, Belichtungszeit, Detektor-Abstand, Rahmenbreite und Zahlen zu bestimmen.</li>
		<li>Dataset entsprechend zu sammeln (erhobenen 180 Frames mit 1 s Belichtungszeit, 1° Rahmenbreite und der Detektor-Abstand von 350 mm).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Index, zu integrieren und skaliert das Dataset mithilfe HKL2000 Suite27. Führen Sie die Spitze-Suchfunktion, die Beugung Spots zu finden und dann index die Spots und wählen Sie die richtigen Raum-Gruppe. Skalieren Sie nach Peak-Integration das Dataset mit der richtigen Fehlermodell und speichern Sie die Ausgabedatei .sca.</li>
	<li>Lösen Sie die Phase-Problem, indem molekulare Ersatz mit Phaser28 in PHENIX29.<ol>
<li>Berechnen Sie die mögliche Kopienzahl des Protein-Moleküle in der asymmetrischen Einheit von Xtriage30.</li>
		<li>Suchen Sie die richtige Struktur-Vorlagen mit hoher Identität und strukturelle Sequenzähnlichkeit als das Zielprotein mit bekannten Strukturen von Literatur oder die Modelle von Struktur Vorhersage Server wie Phyre231 erzeugt (Wir verwendeten Kaninchen RyR1 NTD als Ein Suchmodell, PDB-ID 2XOA).</li>
		<li>Führen Sie Phaser mit Beugung-Datendatei, die Template-Struktur-Datei und die Protein-Sequenz, um die Lösung zu finden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Führen Sie AutoBuild32 in PHENIX29 , das erste Modell mit der Ausgabedatei von Phaser und die Sequenz-Datei aus dem Zielprotein zu generieren.</li>
	<li>Manuell die Struktur in der modifizierten experimentelle Elektronendichte mit Coot33 erstellen und verfeinern mit phenix.refine34 in iterativen Zyklen.</li>
	<li>Das letzte Modell mit der Validierungs-Tools in PHENIX18zu validieren.</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

In diesem Artikel beschreiben wir das Verfahren um rekombinant express, reinigen, kristallisieren und bestimmen die Struktur der DBM RyR NTD. Für die Kristallisation ist eine entscheidende Voraussetzung um Proteine mit hohen Löslichkeit, Reinheit und Homogenität zu erhalten. In unserem Protokoll haben wir pET-28a-HMT Vektor verwenden, denn es enthält ein Hexahistidine Tag und MBP-Tag, die genutzt werden könnte, für Reinigung, eine höhere Falte Reinheit zu erhalten. Darüber hinaus die MBP-Tag hilft in der Löslichkeit des ...

Ryanodin-Rezeptoren (RyRs) sind spezifische Ionenkanäle, die die Permeation von Ca2 + -Ionen über den sarkoplasmatischen Retikulum (SR)-Membranen in den Muskelzellen zu vermitteln. Daher spielen sie eine wichtige Rolle in der Erregung Kontraktion Kupplung Prozess. In seiner funktionalen Form RyR montiert wie ein Homo-Tetramer mit einer Molekülmasse von > 2 MDa mit jeder Untereinheit, bestehend aus ~ 5000 Aminosäurereste. Bei Säugetieren, gibt es drei Isoformen: RyR1 - Skelettmuskulatur Typ, Herzmuskel Typ RyR2- und RyR3-ubiquitär in verschiedenen Geweben1ausgedrückt.
Bei Insekten gibt es nur eine Art von RyR, das Muskel- und Nervensystem Gewebe2ausgedrückt wird. Insekt RyR ist ähnlicher Säugetier RyR2 mit einer Sequenz-Identität von etwa 47 %3. Diamide Insektizide targeting RyR Lepidoptera und Coleoptera entwickelt und vermarktet von Großunternehmen wie Bayer (Flubendiamid), DuPont (Chlorantraniliprole) und Syngenta (Cyantraniliprole). Seit relativ kurzer Zeit sind Diamide Insektizide eines der am schnellsten wachsende Klasse von Insektiziden geworden. Derzeit haben die Verkäufe von diesen drei Insektizide jährlich 2 Milliarden US-Dollar mit einer Wachstumsrate von mehr als 50 % seit 2009 (Agranova) überschritten.
Jüngste Studien haben die Entwicklung von Resistenzen bei Insekten nach wenigen Generationen der Nutzung dieser Insektizide4,5,6,7,8berichtet. Die Resistenzmutationen in der transmembrane Domäne des RyRs aus der Diamondback Moth (DBM), Plutella Xylostella (G4946E, I4790M) und die entsprechenden Positionen in Tomaten-Leafminer, Tuta Absoluta (G4903E, I4746M) zeigen, dass die region könnte Diamide Insektizid Bindung beteiligt sein, da diese Region bekannt ist kritisch für die Anspritzung von Channel4,8,9. Trotz umfangreicher Forschung in diesem Bereich bleiben die genauen molekularen Mechanismen der Diamide Insektizide schwer. Darüber hinaus ist unklar, ob die Resistenzmutationen Interaktionen mit Diamides direkt oder allosterically betreffen.
Frühere Studien haben berichtet, die mehrere Domänen RyR Säugetierarten und Struktur in voller Länge Säugetier-RyR1 und RyR2 durch Röntgen-Kristallographie und Kryo-Elektronenmikroskopie, bzw.10,11, 12,13,14,15,16,17,18,19,20,21 . Aber bisher keine Struktur des Insekts RyR wurde berichtet, das verbietet uns vom Verständnis der molekularen Feinheiten der Rezeptor-Funktion sowie die molekularen Wirkmechanismen Insektizid und Insektizid Resistenzentwicklung.
In diesem Manuskript präsentieren wir eine generalisierte Protokoll für die strukturelle Charakterisierung der N-terminale β-Kleeblatt-Domäne des Ryanodin-Rezeptoren von Diamondback Moth, zerstörerischen Schädling infiziert Kreuzblütler Kulturen weltweit22. Das Konstrukt wurde nach den veröffentlichten Kaninchen RyR1 NTD Kristall Strukturen23,24, Cryo-EM Strukturmodellen16,17,18,19, entwickelt. 20 , 21. Dies ist die erste hochauflösende Struktur für Insekt RyR, die zeigt des Mechanismus für die Anspritzung Kanal und stellt eine wichtige Vorlage für die Entwicklung der artspezifischen Insektizide mit Struktur-basierte Wirkstoffdesign gemeldet. Für die Strukturaufklärung beschäftigten wir Röntgen-Kristallographie, die als "Goldstandard" für Protein Strukturaufklärung an in der Nähe von atomarer Auflösung gilt. Obwohl die Kristallisation unberechenbar und arbeitsintensiv ist, wird dieser Schritt für Schritt-Protokoll den Forschern helfen, zum Ausdruck bringen, zu reinigen und zu anderen Domänen von Insekten RyR oder andere Proteine im Allgemeinen zu charakterisieren.

<table><tbody><tr><td>pET-28a-HMT-Vektor</td><td>Dieser modifizierte pET-Vektor enthält einen Hexahistidin-Tag, ein MBP-Fusionsprotein und eine TEV-Protease-Spaltstelle am N-Terminus (Lobo und Van Petegem, 2009)</td>E. coli BL21 (DE3) Stamm Novagen 69450-3CN HisTrapHP-Säule (5 mL)GE Healthcare 45-000-325 Amylose-Harzsäule New England Biolabs <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>E8021S</td><td></td></tr><tr><td>Q Sepharose Hochleistungssäule</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1154-01</td><td></td></tr><tr><td>Amicon Konzentratoren (10 kDa MWCO)</td><td>Millipore</td><td>UFC901008</td><td></td></tr><tr><td>Superdex 200 26/600 Gel-Filtrationssäule&nbsp;</td><td>GE Healthcare</td><td>28-9893-36</td><td></td></tr><tr><td>Automatisiertes Liquid-Handling-Robotersystem&nbsp;</td><td>Art Robbins Instruments</td><td>Gryphon</td><td></td></tr><tr><td>96 Well CrystalQuick</td><td>Greiner bio-one</td><td>82050-494</td><td></td></tr><tr><td>Uni-Puck</td><td>Molecular Dimensions</td><td>MD7-601</td><td></td></tr><tr><td>Mounted CryoLoop - 20 micron</td><td>Hampton Research</td><td>HR4-955</td><td></td></tr><tr><td>CryoWand</td><td>Molecular Dimensions</td><td>MD7-411</td><td></td></tr><tr><td>Puck Dewar Ladewerkzeug</td><td>Molekular Abmessungen</td><td>MD7-607</td><td></td></tr><tr><td>Nanotropfen</td><td>Thermo Scientific</td><td>NanoDrop One</td><td></td></tr><tr><td>Crystal Inkubator</td><td>Molekulare Abmessungen</td><td>MD5-605</td><td></td></tr><tr><td>Röntgendiffraktor</td><td>Rigaku</td><td>FRX</td><td></td></tr><tr><td>PCR-Maschine</td><td>Eppendorf</td><td>Nexus GX2</td><td></td></tr><tr><td>Plasmid Mini-Prep Kit</td><td>Qiagen</td><td>27104</td><td></td></tr><tr><td>Gel-Extraktion Kit</td><td>Qiagen</td><td>28704</td><td></td></tr><tr><td>SspI-Restriktionsendonuklease</td><td>NEB</td><td>R0132S</td><td></td></tr><tr><td>T4 DNA-Polymerase</td><td>Novagen</td><td>2868713</td><td></td></tr><tr><td>Kanamycin</td><td>Scientific Chemical</td><td>25389940</td><td></td></tr><tr><td>IPTG</td><td>Genview</td><td>367931</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Genview</td><td>7365459</td><td></td></tr><tr><td>&beta;-Mercaptoethanol</td><td>Genview</td><td>60242</td><td></td></tr><tr><td>Zentrifuge</td><td>Thermo Scientific</td><td>Sorvall LYNX 6000&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Sonnicator</td><td>Scientz</td><td>II-D</td><td></td></tr><tr><td>Proteinaufreinigungssystem</td><td>GE Healthcare</td><td>Akta Pure</td><td></td></tr><tr><td>Light Mikroskop</td><td>Nikon</td><td>SMZ745</td><td></td></tr><tr><td>IzIt Kristallfarbstoff</td><td>Hampton Research</td><td>HR4-710</td><td></td></tr><tr><td>Elektrophoresegerät</td><td>Bio-Rad</td><td>1658005EDU</td><td></td></tr><tr><td>Shaker Inkubator</td><td>Zhicheng</td><td>ZWYR-D2401</td><td></td></tr><tr><td>Index Kristallsieb</td><td>Hampton Research</td><td>HR2-144</td><td></td></tr><tr><td>Struktur Kristallsieb</td><td>Molekulare Abmessungen</td><td>MD1-01</td><td></td></tr><tr><td>ProPlex Kristallsieb</td><td>Molekulare Abmessungen</td><td>MD1-38</td><td></td></tr><tr><td>PACT Premier Kristallsieb</td><td>Molekulare Abmessungen</td><td>MD1-29</td><td></td></tr><tr><td>JCSG-plus Kristallsieb</td><td>Molekular Abmessungen</td><td>MD1-37</td><td></td></tr></tbody></table>

kristallstruktur des n-terminale domäne des ryanodin-rezeptoren von plutella xylostella

Crystal Structure of the N-terminal Domain of Ryanodine Receptor from Plutella xylostella

Entwicklung von potenten und effiziente Insektiziden gezielt Insekt Ryanodin-Rezeptoren (RyRs) wurde von großem Interesse im Bereich der landwirtschaftlichen Schädlingsbekämpfung. Bis heute mehrere Diamide Insektizide targeting Pest, die RyRs in den Handel gebracht worden sind, generieren, die jährlichen Umsatz von 2 Milliarden US-Dollar. Aber Verständnis für die Wirkungsweise von RyR Zielversionen Insektiziden ist begrenzt durch den Mangel an strukturellen Informationen über Insekt RyR. Dies schränkt im Gegenzug Verständnis für die Entwicklung von Insektizid Widerstand in Schädlinge. Die Diamondback Moth (DBM) ist eine verheerende Pest zerstören Kreuzblütler Kulturen weltweit, die auch berichtet wurde, Widerstand gegen Diamide Insektizide zu zeigen. Daher ist es von großer praktischer Bedeutung, neuartige Insektizide, die Ausrichtung der DBM RyR, vor allem auf eine Region, die anders als die traditionelle Diamide-Bindungsstelle zu entwickeln. Hier präsentieren wir ein Protokoll, um die N-terminale Domäne von RyR von DBM strukturell zu charakterisieren. Die Röntgen-Kristallstruktur wurde gelöst durch molekulare Ersatz mit einer Auflösung von 2,84 Å, die zeigt, ein Beta-Kleeblatt Falten Motiv und eine flankierende Alpha-Helix. Dieses Protokoll kann in der Regel für den Ausdruck, Reinigung und strukturelle Charakterisierung von anderen Domänen oder Proteine angepasst werden.

Reinigung
Die N-terminale Domäne des DBM RyR wurde als ein Fusionsprotein mit einem Hexahistidine Tag, ein MBP-Tag und ein TEV Protease-Spaltstelle ausgedrückt. Wir folgten eine fünf-Stufen-Reinigung-Strategie um ein sehr reines Protein, geeignet für Kristallisation Zweck zu erhalten. Anfangs war Fusionsproteins aus der löslichen Fraktion von Zelle lysate durch Ni-NTA-Spalte (HisTrap HP) gereinigt. Als nächstes Fusionsproteins TEV ...

In diesem Artikel beschreiben wir die Protokolle der Proteinbestimmung Ausdruck, Reinigung, Kristallisation und Struktur der N-terminalen Domäne des Ryanodin-Rezeptoren von Diamondback Moth (Plutella Xylostella).

Kristallstruktur des N-terminale Domäne des Ryanodin-Rezeptoren von Plutella xylostella

Development of potent and efficient insecticides targeting insect ryanodine receptors (RyRs) has been of great interest in the area of agricultural pest ...

Die Lösung der Struktur der Ryanodin-Rezeptor-Domäne kann bei unserem Verständnis des molekularen Mechanismus der Proteinfunktion, insektizid-Wirkung und Der Entwicklung der Insektizidresistenz helfen. Diese Maßnahme impliziert die Verwendung der Röntgenkristallographie zur Strukturillustration, die als Goldstandard für die Bestimmung der Proteinstruktur bei nahezu atomarer Auflösung gilt. Diese hochauflösende Struktur der Insektenryanodin-Rezeptor-Domäne zeigt den Mechanismus der Kanalgating und stellt eine wichtige Vorlage für die Entwicklung von artspezifischen Insektiziden mit strukturbasierten Arzneimitteldesign-Ansätzen.Im Allgemeinen werden Personen, die neu mit dieser Methode sind, Schwierigkeiten haben, weil angehende Proteinkristallographen in Biochemie, Biophysik, Informatik und Mathematik beherrschen müssen. Beginnen Sie mit der Verstärkung der DNA, die dem Protein von Interesse durch Polymerase-Kettenreaktion entspricht. Am Ende der Reaktion die gesamten 50 Mikroliter Reaktionsmischung auf einem 2%Agarose-Gel laufen lassen und die DNA mit einem Gelextraktionskit nach Standardprotokollen extrahieren.Als nächstes linearisieren Sie die LIC-Vektor-DNA, indem Sie 20 Mikroliter der Vektor-DNA mit 6 Mikrolitern 10X Reaktionspuffer und 4 Mikroliter SspI-Restriktionsenzym in 30 Mikroliter doppeldestilliertem Wasser mischen. Inkubieren Sie diese Reaktionsmischung für drei Stunden bei 37 Grad Celsius. Führen Sie am Ende der Inkubation den gesamten Reaktionsmix auf einem 1%agarose Gel aus, gefolgt von der Extraktion der linearisierten Vektor-DNA mit einem Gelextraktionskit gemäß den Anweisungen des Herstellers.Als nächstes führen Sie separate T4-DNA-Polymerase-Behandlungen auf 5 Mikroliter der linearisierten Vektor-DNA und der PCR-verstärkten Insert-DNA gemäß Standardprotokollen durch. 40 Minuten bei Raumtemperatur inkubieren, gefolgt von 20 Minuten Enzymwärmeinaktivierung bei 75 Grad Celsius. Führen Sie die ligationsunabhängige Klon-Glühreaktion durch, indem Sie 2 Mikroliter der t4 behandelten Insert-DNA mit 2 Mikrolitern der t4 behandelten LIC-Vektor-DNA für eine 10-minütige Inkubation bei Raumtemperatur kombinieren.Um BL21(DE3)E. Coli-Zellen mit dem rekombinanten Plasmid zu transformieren, 50 Mikroliter kompetenter Zellen auf Eis aufzutauen und etwa 1 Mikroliter des geglühten Plasmids in die Röhre zu geben. Streichen Sie die Röhre zwei- bis dreimal sanft, um die Zellen und die DNA zu mischen, und legen Sie die Röhre 20 Minuten lang wieder auf Eis.Am Ende der Inkubation, Hitze-Schock die Zellen bei 42 Grad Celsius für 40 Sekunden, gefolgt von zwei Minuten zurück auf Eis. Als nächstes fügen Sie einen Milliliter Raumtemperatur-LB-Medium in die Röhre und legen Sie die Zellen 45 Minuten bei 37 Grad Celsius auf einen 250 U/min-Shaker. Am Ende der Schüttelinkubation 150 bis 200 Mikroliter dieser Mischung auf Selektionsplatten aufpressen und die Platten über Nacht bei 37 Grad Celsius umkehren.Am nächsten Tag, Kultur eine einzelne Kolonie in 100 Milliliter 2-YT Medium, ergänzt mit Kanamycin, in einem Shaker-Inkubator bei 37 Grad Celsius über Nacht. Am nächsten Morgen, impfen Sie einen Liter 2-YT Medium, ergänzt mit Kanamycin, mit 10 Millilitern Nachtkultur, und inkubieren bei 37 Grad Celsius mit Schütteln, bis die OD600-Messung etwa 0,6 erreicht. Dann induzieren Sie die Kultur mit IPTG zu einer Endkonzentration von 0,4 Millimolar, und wachsen die Zellen für fünf Stunden bei 30 Grad Celsius.Am Ende der Inkubation ernten Sie die Zellen durch Zentrifugation und setzen Sie das Pellet auf 10 Gramm Bakterien pro 40 Milliliter Lysepufferkonzentration wieder auf. Stören Sie die Zellwände durch Beschallung bei einer 65%-Amplitude und eine Sekunde auf eine Sekunde aus, für acht Minuten. Entfernen Sie die Zellablagerungen durch Zentrifugation.Filtern Sie dann den Überstand durch einen 22-Mikrometer-Filter, und laden Sie die Lösung in eine Probenschleife. Um das Fusionsprotein zu reinigen, injizieren Sie den gefilterten Überstand aus der Probenschleife in eine fünf Milliliter Nickel-Nitrolotriacetic-Säule auf einem Reinigungssystem mit einem linearen Gradienten von 20 bis 250 Millimolar Imidazol. Das eluierte Zielprotein mit der Protease des Tabak-Ätzvirus im Verhältnis 1 bis 50 über Nacht bei 4 Grad Celsius spalten und die Spaltreaktionsmischung auf einer Amylose-Harzsäule und einer Nickel-Nitrolotriacetic-Säule reinigen, um die Tag- und die Tabak-Etch-Virus-Protease zu entfernen.Dialysieren Sie den Durchfluss aus der nickelnitrolotriacetic-Säule gegen den Dialysepuffer, um die Salzkonzentration zu reduzieren, und reinigen Sie die Probe auf einer Anionenaustauschsäule durch einen linearen Gradienten von 20 bis 500 Millimolaren Kaliumchlorid im Elutionspuffer. Konzentrieren Sie das Protein dann in einem Zentrifugalkonzentrator. Injizieren Sie das konzentrierte Protein in eine Superdex 200 26/600 Gelfiltrationssäule, um die Homogenität zu überprüfen und die Reinheit des Proteins um 15%SDS-PAGE zu bewerten.Um das Protein für die Kristallisation vorzubereiten, konzentrieren Sie die gereinigte Proteinprobe auf 10 Milligramm pro Milliliter im Zentrifugalkonzentrator und Pufferaustausch zu Kristallisationspuffer vor 80 Grad Celsius Lagerung. Um das Kristallisationsscreening durchzuführen, verwenden Sie die Sitztropfendampfdiffusionsmethode bei 295 Kelvin mit mehreren Kristallisationskits und einem automatisierten Flüssigkeitshandling-System im 96-Well-Format. Am Ende der Falleinstellung die 96-Well-Kristallisationsplatte versiegeln, um Verdunstung zu verhindern und die Ausgleichung des Proteintropfens innerhalb des Reservoirpuffers zu ermöglichen.Legen Sie die Platten in einen Kristall-Inkubator bei 18 Grad Celsius. Überprüfen Sie die Platten regelmäßig unter einem Lichtmikroskop, um die Kristallbildung und das Wachstum zu überwachen. Um die Proteinkristalle von den Salzkristallen zu unterscheiden, fügen Sie dem Zieltropfen einen Mikroliter Proteinkristallfarbstoff hinzu und beobachten Sie die Kristalle nach einer Stunde unter dem Mikroskop.Die Proteinkristalle erscheinen blau. Um die Kristalle weiter zu optimieren, verwenden Sie die positiven Kristallisationsbedingungen und die hängende Tropfendampfdiffusionsmethode in 24-Well-Platten, gefolgt von inkubation im Kristallinkubator bei 18 Grad Celsius. Um die Proteinstruktur zu bestimmen, montieren Sie die Kristalle auf einem Kryoloop unter einem Lichtmikroskop für die Blitzkühlung in flüssigem Stickstoff und legen Sie die Kristalle in einen Unibuk für lagerungs- und Transport.Vorababschirmen der Kristalle in einem hauseigenen Röntgendiffierer, mit der manuellen Zentrierfunktion, um die Kristalle zu montieren und zu zentrieren. Verwenden Sie dann die Röntgenbeugungssoftware, um die Daten zu sammeln. Um den Datensatz mit Der HKL-2000-Suite zu indizieren, zu integrieren und zu skalieren, wählen Sie zunächst den Detektor aus, und laden Sie den Datensatz.Führen Sie dann die Spitzensuchfunktion aus, um die Beugungsflecken zu finden. Indexierung der Spots, Auswählen der richtigen Raumgruppe und Spitzenintegration. Skalieren Sie als Nächstes den Datensatz.Passen Sie das Fehlermodell an, und skalieren Sie es erneut. Speichern Sie die Ausgabe-Sca-Datei. Um die Struktur mit der Phenix Software Suite zu bestimmen, erstellen Sie ein neues Projekt.Führen Sie zunächst Extriage mit der Sca-Datei aus, um die mögliche Kopieranzahl von Proteinmolekülen in der asymmetrischen Einheit zu berechnen. Um das Phasenproblem durch molekularen Ersatz zu lösen, führen Sie Phaser mit der Beugungsdatendatei, der Vorlagenstrukturdatei mit hoher Sequenzidentität und struktureller Ähnlichkeit als Zielprotein und der Proteinsequenzdatei aus, um die Lösung zu finden. Führen Sie den automatischen Build in Phenix durch, um das ursprüngliche Modell zu generieren, indem Sie die Ausgabedatei von Phaser und die Sequenzdatei aus dem Zielprotein verwenden.Bauen Sie die Struktur manuell in die modifizierte experimentelle Elektronendichte mit COOT und verfeinern Sie mit Phenix Verfeinern in iterativen Zyklen. Überprüfen Sie das endgültige Modell mit den Validierungstools in Phenix. In diesem repräsentativen Experiment ergab die Reinigung der Endterminaldomäne des Diamantrücken-Motten-Ryanodin-Rezeptorproteins, wie gezeigt, durch STS-PAGE-Analyse ein einzelnes Band bei etwa 21 Kilodaltonen.Das Elutionsvolumen aus der Gelfiltrationskolonne bestätigte die gereinigte Ryanodin-Rezeptor-Endterminal-Domäne als Monomer. Für die Kristallisation waren die optimalsten Bedingungen, unter denen hochwertige plattenförmige Kristalle gebildet wurden, in Gegenwart von 1 molaren HEPES mit einem pH-Wert von 7 und 1,6 molaren Ammoniumsulfat. Bestimmung der Proteinstruktur aus dem Beugungsdatensatz unter Verwendung von Software, wie gezeigt, ergab die Diamantrücken-Motte Ryanodin-Rezeptor-Endterminal-Domäne, die Rückstände 1 bis 205 abdeckt.Proteine mit großen Störungen, flexiblen Regionen oder mit schwachen Affinitäten sind eine Herausforderung zu kristallisieren. In diesen Szenarien können Protein-Engineering-Strategien wie Oberflächenentropiereduktion, Schleifenkürzung und Vernetzung die Wahrscheinlichkeit erhöhen, bessere Proteinkristalle zu erhalten. Neben der Aufdeckung hochauflösender Proteinstrukturen kann die Röntgenkristallographie auch verwendet werden, um Protein-Pestizid-Wechselwirkungen zu untersuchen, die bei der strukturbasierten Pestizidkonstruktion helfen könnten.

crystal-structure-n-terminal-domain-ryanodine-receptor-from-plutella

Research

Forschung

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemie

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