Name: CRISPR-Cas9-basierte Genom Engineering Jurkat Reporter Modelle für HIV-1-Infektion mit ausgewählten proviralen Integration Websites generieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-14T13:30:00.000+00:00
Duration: 14 min 27 s
Description: Erfahren Sie CRISPR-Cas9-basierte Genom-Engineering zur Erzeugung von HIV-1-Reporter-Modellen in Jurkat-Zellen mit gezielten proviralen Integrationsstellen. Diese Methode ermöglicht präzise Studien zur Genexpression.

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Wir danken Britta Weseloh und Bettina Abel für technische Hilfe. Wir danken auch Arne Düsedau und Jana Hennesen (Flow Cytometry Technologieplattform, Heinrich-Pette-Institut) für den technischen Support.

<ol><li>Hughes, S. H., Coffin, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+Integration+Sites+Tell+Us+about+HIV+Persistence%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Host+and+Microbe%22%5BJournal%5D)">What Integration Sites Tell Us about HIV Persistence.</a> Cell Host and Microbe. 19 (5), 588-598 (2016).</li>
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<li>Mack, K. D., Jin, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIV+insertions+within+and+proximal+to+host+cell+genes+are+a+common+finding+in+tissues+containing+high+levels+of+HIV+DNA+and+macrophage-associated+p24+antigen+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Acquired+Immune+Deficiency+Syndromes%22%5BJournal%5D)">HIV insertions within and proximal to host cell genes are a common finding in tissues containing high levels of HIV DNA and macrophage-associated p24 antigen expression.</a> Journal of Acquired Immune Deficiency Syndromes. 33 (3), 308-320 (2003).</li>
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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Hier beschreiben wir ein Protokoll, um HIV-1-derived Jurkat Reporter Modelle mit ausgewählten proviralen Integration Websites Anwendung CRISPR-Cas9-basierte Genom Engineering generieren.
Mehrere Punkte des Protokolls erfordert besondere Aufmerksamkeit bei der Planung. Erstens der Lokus ins Visier genommen werden gewählt werden sorgfältig, wie einige Loci leichter zum Ziel als andere sein könnte (z. B., je nach dem Chromatin-Status der Region und das Ziel-Sequenz selbst). Repetitive Se...

Integration der proviralen DNA in das Wirtsgenom nach Infektion ist ein entscheidender Schritt im Lebenszyklus des menschlichen Immunodeficiencyvirus (HIV). Nach Integration bleibt HIV durch die Gründung der Latenz in langlebigen CD4 + T Zelle Teilmengen wie Speicher-CD4 + T-Zellen. HIV-Integration scheint nicht zufällig1,2. In mehreren Studien durch die Sequenzierung der Integration Websites in akut und chronisch infizierten Personen2,3,4 wurde eine Reihe von genomischen Hotspots mit immer wieder integrierte proviralen DNA festgestellt. ,5,6,7,8. Interessanterweise wurde auf einige dieser Integration Seiten der gleichen Locus erkannt, in ein großer Teil der infizierten Zellen, was zu der Idee, dass Integration an wiederkehrenden Standorten klonalen Expansion1positiv beeinflussen könnte.
Um unser Verständnis von der Bedeutung der wiederkehrenden Integration Websites zu gelangen, muss proviralen Integration Website Wahl geprüft werden. Jedoch einige technische Aspekte behindern studieren HIV Integration site-Wahl und die Folgen. Im großen und ganzen Zellmodelle Kultur für HIV Latenz verwendet, wie JLat Zelllinien nicht klinisch relevante wiederkehrende Integration Websites9entsprechen. Studien zur primären Patienten gewonnenen Zellen, auf der einen Seite Beschreibung der Integration Website Landschaft durch Sequenzierung zu aktivieren aber lassen keine Funktionsanalysen. Nach unserem Kenntnisstand steht keine ausreichende Versuchsmodell funktional ausgewählte klinisch relevante Integration Websites analysieren.
Hier präsentieren wir Ihnen einen detaillierte Workflow um neuartige Modelle für HIV-Infektion mit CRISPR-Cas9-basierte Genom-engineering-Technologie zu generieren. Die hierin beschriebene Workflow lässt sich T-Zell-derived Reporter Zelllinien zu generieren, die HIV-Infektion, genomisch integrierten proviralen Reporter bei einem gewählten Integrationsort trägt zu modellieren. Sie dienen somit als neue Werkzeuge wie der proviralen Integrationsort HIV Biologie auswirken kann und wie das Provirus reagiert auf unterschiedliche Behandlungsstrategien (z. B., Inducibility von Latenz Umkehr Agenten) zu erforschen. Unsere Methode nutzt die Vorteile der CRISPR-Cas9-basierte Genom-Technik, bei der Integration des Reporters Sequenz durch homologe Rekombination durch eine Cas9 Nuklease-induzierten Doppel-Strang Pause an der Ziel-Site erleichtert wird. Ziel-Sites für die Integration werden je nach Nähe zu den beschriebenen wiederkehrende Integration Websites von Studien über die HIV-infizierten Personen und das Vorhandensein von geeigneten PAM-Motiven für Cas9-vermittelten Genom Engineering ausgewählt.
In unserem exemplarische Ergebnisse haben wir uns auf die BACH2-gen-Locus, welche Codes für die BTB und CNC-Homologie transcriptional Regler 2 konzentriert. BACH2 bei chronisch HIV-infizierten Personen antiretrovirale Therapie gehört zu den Loci zeigt Anreicherung von integrierten HIV-1 Sequenzen3,6,7,8,10. Wir haben uns entschieden einen minimale HIV abgeleitet Reporter aus HIV-1-derived lange Terminal repeat (LTR), TdTomato kodierende Sequenz und Rinderwachstumshormon (BGH) Polyadenylation Signal (PA), die wir auf zwei bestimmte Websites in BACH2 Intron 5 ausgerichtet haben. Die vorgestellte Protokoll ist optimiert für Jurkat Zellen, eine menschliche CD4 + T-Zell-abgeleitete Fahrwerk-Zell-Linie, aber andere Zelle Linien verwendet werden können und das Protokoll entsprechend angepasst. Wir präsentieren Ihnen einen detaillierten Workflow für die Auswahl der Ziel-Site, Bau von Ziel-Vektor mit Homologie Arme, CRISPR-Cas9-vermittelten Ausrichtung des Reporters in ausgewählten genomischen Website, Generierung und Auswahl von klonalen Linien und umfassende Überprüfung der neu erstellte, zielgerichtete Reporter-Zell-Linien.

<table><tbody><tr><td>pX330-U6-Chimeric_BB-cBh-hSpCas9</td><td>Addgene</td><td>42230</td><td>Vektor für die Expression von SpCas9 und gRNA</td></tr><tr><td>pMK</td><td>GeneArt</td><td></td><td>Säugetier-Expressionsvektor für die Klonierung von</td></tr><tr><td>cDNA3.1</td><td>Invitrogen</td><td>V79020</td><td>Säugetier-Expressionsvektor für die Klonierung von</td></tr><tr><td>BbsI</td><td>New England Biolabs</td><td>R0539S</td><td>Restriktionsenzym</td></tr><tr><td>NEBuilder Hifi DNA Assembly Cloning Kit</td><td>New England Biolabs</td><td>E5520S</td><td>Assembly Cloning Kit für die Generierung von Zielvektoren</td></tr><tr><td>TaqPlus Precision PCR System</td><td>Agilent Technologies</td><td>600210</td><td>DNA-Polymerase mit Korrekturleseaktivität für die Amplifikation von Homologiearmen (Schritt 1.2.2.2), die Verifizierung der Integrationsstelle und der Reportersequenz (Schritt 3.3.3 und 3.3.5), die Generierung einer genomischen Sonde für den Southern Blot (Schritt 3.4.1.5) und die Analyse von Off-Target-Ereignissen (Schritt 3.5.4)</td></tr><tr><td>96-Well-Gewebekulturplatte (mit rundem Boden)</td><td>TPP</td><td>92097</td><td>Gewebekulturplatten für die Verdünnungsplattierung</td></tr><tr><td>Phusion High-Fidelity DNA-Polymerase</td><td>New England Biolabs</td><td>M0530 L</td><td>DNA-Polymerase zum Nachweis von Targeting-Ereignissen (Schritt 2.4.2) und zur Generierung einer reporterspezifischen Sonde für den Southern Blot (Schritt 3.4.1.4)</td></tr><tr><td>Dimethylsulfoxid (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9170</td><td>Dimethylsulfoxid als PCR Additiv</td></tr><tr><td>Magnesiumchlorid (MgCl2) Lösung</td><td>New England Biolabs</td><td>B9021S</td><td>MgCl2 Lösung als PCR-Additiv</td></tr><tr><td>Desoxynukleotid (dNTP) Lösungsmix</td><td>New England Biolabs</td><td>N0447S</td><td>dNTP-Gemisch mit 10 mM von jedem nt für PCR-Reaktionen</td></tr><tr><td>5PRIME HotMasterMix</td><td>5PRIME</td><td>2200400</td><td>gebrauchsfertiger PCR-Mix für das Screening PCR (Schritt 3.2.11)</td></tr><tr><td>QIAamp DNA-Blut-Mini-Kit</td><td>Qiagen</td><td>51106</td><td>DNA-Isolations- und Aufreinigungskit</td></tr><tr><td>QIAquick PCR-Aufreinigungskit</td><td>Qiagen</td><td>28106</td><td>PCR-Aufreinigungskit</td></tr><tr><td>RPMI 1640 ohne Glutamin</td><td>Lonza</td><td>BE12-167F</td><td>Zellkulturmedium</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum Südafrika Charge</td><td>PAN Biotech</td><td>P123002</td><td>Ergänzung des Zellkulturmediums</td></tr><tr><td>L-Glutamin</td><td>Biochrom</td><td>K 0282</td><td>Zellkulturmedium Supplement</td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomycin 10.000 U/mL/ 10.000 &micro; g/mL</td><td>Biochrom</td><td>A 2212</td><td>Zellkulturmedium</td></tr><tr><td>Supplement Gibco Opti-MEM Reduced Serum</td><td>Media Thermo Fisher Scientific</td><td>31985062</td><td>Zellkulturmedium mit reduzierter Serumkonzentration, optimiert für die Transfektion</td></tr><tr><td>TransIT-Jurkat</td><td>Mirus Bio</td><td>MIR2125</td><td>Transfektionsreagenz</td></tr><tr><td>Phorbol 12-Myristat 13-acetat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8139-1MG</td><td>Zellkultur Reagenz</td></tr><tr><td>Ionomycin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I0634-1MG</td><td>Zellkultur-Reagenz</td></tr><tr><td>Spritzengetriebene Filtereinheit, PES-Membran, 0,22 & Mikro; m</td><td>Millex</td><td>SLGP033RB</td><td>Filtereinheit für die Sterilfiltration</td></tr><tr><td>Heracell 150i Inkubator</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>51026280</td><td>Gewebekultur-Inkubator</td></tr><tr><td>Amershan Hybond-N+</td><td>GE Healthcare</td><td>RPN1520B</td><td>positiv geladene Nylonmembran für DNA- und RNA-Blotting</td></tr><tr><td>Stratalinker 1800</td><td>Stratagene</td> 400072 <td>UV-Vernetzer</td><td></td></tr><tr><td>High Prime</td><td>Roche</td><td>11585592001</td><td>Kit für die Markierung von DNA mit radioaktivem dCTP unter Verwendung von zufälligen Oligonukleotiden als Primer</td></tr><tr><td>illustra ProbeQuant G-50 Mikrosäulen</td> GE <td>Healthcare</td><td>28-9034-08</td><td>Chromatographie-Spin-Säulen für die Aufreinigung von markierter DNA</td></tr></tbody></table>

crispr-cas9-basierte genom engineering jurkat reporter modelle für hiv-1-infektion mit ausgewählten proviralen integration websites generieren

CRISPR-Cas9-based Genome Engineering to Generate Jurkat Reporter Models for HIV-1 Infection with Selected Proviral Integration Sites

Human Immunodeficiency Virus (HIV) integriert seine proviralen DNA nicht zufällig in das Wirtsgenom Zelle an wiederkehrenden Standorten und genomische Hotspots. Hier präsentieren wir ein detailliertes Protokoll für die Generation der neuartige in-vitro-Modelle für HIV-Infektion mit ausgewählten genomischen Integration Websites mit CRISPR-Cas9-basierte Genom-engineering-Technologie. Mit dieser Methode eine Reporter-Sequenz der Wahl in eine gezielte, ausgewählten genomischen Locus, integrierbar klinisch relevante Integration Websites widerspiegeln.
In das Protokoll werden das Design ein HIV-abgeleitete Reporter und Auswahl der Zielsequenz Website und gRNA beschrieben. Ein Targetingvektor mit Homologie Armen gebaut und transfizierten Jurkat T-Zellen. Die Reporter-Sequenz richtet sich an den ausgewählten genomischen Standort durch homologe Rekombination durch eine Cas9-vermittelten Doppel-Strang-Pause an der Ziel-Site erleichtert. Einzellige Klone erzeugt und für die Ausrichtung von Veranstaltungen mit Durchflusszytometrie und PCR durchleuchtet. Ausgewählten Klone werden dann erweitert und korrekte Ausrichtung von PCR und Sequenzierung Southern blotting überprüft. Potenzielle Ziel Veranstaltungen CRISPR-Cas9-vermittelten Genom Engineering werden analysiert.
Mithilfe dieses Protokolls, neuartige Zellkultursysteme kann dieses Modell HIV-Infektion bei klinisch relevanten Integration Websites generiert werden. Obwohl die Generation der einzelligen Klone und Überprüfung der korrekten Reporter Sequenz Integration zeitaufwändig ist, sind die daraus resultierenden klonalen Linien mächtige Werkzeuge funktional proviralen Integration Website Wahl analysieren.

In diesem repräsentativen Experiment haben wir uns entschieden, einen minimale HIV-1-derived Reporter bestehend aus LTR, TdTomato-kodierenden Sequenz und PolyA Signalsequenz zwei Loci in Intron 5 BACH2 gen17Zielen. Die Loci für targeting wurden nach Nähe zu veröffentlichten wiederkehrende Integration Websites gefunden in verschiedenen Studien auf primäre T-Zellen von HIV-infizierten Patienten2,4,...

Wir präsentieren einen Genom engineering Workflow für die Generation der neuen in-vitro-Modelle für HIV-1-Infektion, die proviralen Integration an ausgewählten genomischen Standorten zu rekapitulieren. Ausrichtung der HIV-abgeleitete Reporter wird durch CRISPR-Cas9-vermittelten, ortsspezifische Genom Manipulation erleichtert. Detaillierte Protokolle für einzellige Klon-Generierung, Screening und richtige targeting Überprüfung stehen zur Verfügung.

CRISPR-Cas9-basierte Genom Engineering Jurkat Reporter Modelle für HIV-1-Infektion mit ausgewählten proviralen Integration Websites generieren

Human immunodeficiency virus (HIV) integrates its proviral DNA non-randomly into the host cell genome at recurrent sites and genomic hotspots. Here we ...

Diese Methode kann helfen, die Frage zu beantworten, wie die INTEGRATION von HIV-Proviren die androgyne Genexpression beeinflusst und warum bestimmte genomische Integrationsstandorte in letzter Zeit in HIV-infizierten Zellen ausgewählt werden. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass In-vitro-Modelle für HIV-Infektionen produziert werden können, die provirale Reporter tragen, die auf ausgewählte Integrationsstandorte mit CRISPR/Cas9-basierter Genom-Engineering ausgerichtet sind. Das Verfahren wird Thomas Walther, ein Doktorand, und Julia Bialek, ein Postdoc aus meinem Labor, demonstrieren.Beginnen Sie mit UCSC Genome Browser, um die genomische Sequenz des gewünschten genomischen Lokus zu extrahieren, auf den gezielt ausgerichtet werden soll. Um Die Tonleiter-RNAs von 20 Nukleotiden für die Ausrichtung des gewählten genomischen Lokus zu wählen, verwenden Sie das E-CRISP-Webtool. Wählen Sie dann Homo Sapiens Genome Reference Consortium Human Genome:Build 38 aus.Referenzgenom als Organismus und Input 2 000 Basenpaare der genomischen Sequenz, die den zuvor extrahierten gewünschten genomischen Ort abdecken. Starten Sie eine Guide-RNA-Suche mit mittleren Anwendungseinstellungen mit jedem PAM, alle Fünf-Prim-Basen, Off-Targets tolerieren Inkongruenzen und ausgeschlossene Introns und CPG-Inseln. Wählen Sie aus der Liste mit möglichen Guide-RNA-Designs eine Guide-RNA mit einer hohen Punktzahl für Spezifität und Effizienz aus, die dem gewünschten genomischen Ort, der zielgerichtet werden soll, möglichst nahe kommt.Öffnen Sie den NCBI Blast-Browser, um die gewählte Guide-RNA-Sequenz gegen das Referenzgenom zu sprengen. Um die Eindeutigkeit der ausgewählten Guide-RNA-Bindungsstelle zu überprüfen, wählen Sie zuerst den Menschen als Genom aus und geben dann die Guide-RNA-Sequenz als Abfragesequenz ein. Wählen Sie dann sehr ähnliche Sequenzen oder Mega Blast als Programm aus, um sicherzustellen, dass die Guide-RNA-Sequenz einzigartig ist.Danach wählen Sie in-silico 1.000 Basenpaare, vor- und nachgelagert edownstream der Guide-RNA-Sequenz aus der genomischen Sequenz, die zu Beginn extrahiert wurde. Verwenden Sie diese ausgewählten 1 000 Basenpaare, vor- und nachgelagert als Fünf-Prim- und Drei-Prim-Homologiearme, um vektorions- und angrenzende Reportersequenzen zu zielen, um gezielt zu sein. 24 Stunden vor der Transfektion von Jurkat-T-Zellen, bereiten Sie eine komplette 6-Well-Platte der Zellen für ein einzelnes Targeting-Experiment vor.Zu Beginn, Platte 1, 250, 000 Zellen in 2,5 Milliliter RPMI 1640 mit Ergänzungen und ohne Antibiotika, pro Brunnen. Am folgenden Tag zu Mikrogramm kreisförmigen Targeting-Vektor und zwei Mikrogramm Cas9 und Guide-RNA-Expressionsplasmid pro Brunnen, zu 250 Mikrolitern kommerziellen RPMI-Mediums für die Transfektion optimiert, in einem Reaktionsröhrchen und mischen gut durch Wirbel. Dann langsam 12 Mikroliter Transfektionsmittel in das DNA-Medium geben, ohne die Wand des Rohres zu berühren.Streichen Sie das Rohr und inkubieren Sie 15 Minuten bei Raumtemperatur. Fügen Sie die Mischung tropfenweise zu einem Brunnen von Zellen. Inkubieren Sie die Zellen bei 37 Grad Celsius und 5% Kohlendioxid.Und 72 Stunden nach der Transfektion ziehen Sie die transfizierten Zellen, zählen Sie sie und bereiten Sie sich auf die Anreicherung durch FACS vor. Nach der Bestätigung der Targeting-Ereignisse in der gemischten Zielzellpopulation beginnen Sie mit der Erzeugung von einzelzelligen Klonen, indem Sie jurkat-konditioniertes Medium im Voraus vorbereiten, indem Sie RPMI mit Antibiotika aus gesunden, unbehandelten Jurkat-T-Zellen sammeln. Zentrifugieren Sie die Schläuche 5 Minuten bei 300 G und filtern Sie den Überstand mit einer 25-Milliliter-Spritze, indem Sie einen 0,22-Mikrometer-Filter in neue, 50 Milliliter konische Schläuche filtern.Zählen Sie die zielgerichteten Zellen, die zuvor mit FACS angereichert wurden, 10 bis 14 Tage nach der Expansion, und verdünnen Sie sie dann in RPMI mit Antibiotika auf eine Konzentration von 100.000 Zellen pro Milliliter. Verdünnen Sie 100 Mikroliter dieser Zellverdünnung mit 9,9 Millilitern Medium, um 1.000 Zellen pro Milliliter zu erreichen. Dann einen Milliliter dieser Verdünnung mit neun Millilitern Medium auf eine Konzentration von 100 Zellen pro Milliliter verdünnen.Um 96 Brunnenplatten zu verblechen, um eine Zelle pro Brunnen zu enthalten, mischen Sie vorsichtig einen Milliliter 100-Zellen-pro-Milliliter-Lösung mit fünf Millilitern Konditionsmedium und vier Milliliter frisches Medium in einem sterilen Reagenzreservoir. Verwenden Sie dann eine Mehrkanalpipette, um 100 Mikroliter der jeweiligen Zellverdünnung pro Brunnen der neuen 96-well runden Bodenplatten hinzuzufügen, um eine und zwei Zellen pro Brunnenverdünnung zu erreichen. Stapeln Sie die 96 Brunnenplatten und bedecken Sie jeden Stapel mit einer Sechs-Well-Platte, die drei Milliliter PBS pro Brunnen enthält.Inkubieren Sie die Platten bei 37 Grad Celsius in einem befeuchteten Inkubator mit 5% Kohlendioxid, für drei Wochen. Nach der abgeschlossenen Inkubation, visuell bestätigen das Vorhandensein von gewachsenen Kolonien mit Lichtmikroskopie mit vierfacher Vergrößerung, und markieren Sie die Brunnen mit gewachsenen Kolonien. Heben Sie die Zellen eines durch Pipettieren gut markierten Zellen vorsichtig wieder aus.100 Mikroliter dieser Zellsuspension in einen Brunnen frisch zubereiteter 96-gut runder Bodenplatte mit 100 Mikroliter RPMI mit Antibiotika pro Brunnen übertragen und für alle markierten Brunnen wiederholen, sanft durch Pipettieren mischen. Um die Platte zu duplizieren, übertragen Sie 100 Mikroliter dieser Zellsuspension in eine zweite leere, 96-well runde Bodenplatte und wiederholen Sie diesen Vorgang für alle markierten Brunnen. Schließlich füllen Sie die leeren Brunnen mit 200 Mikroliter RPMI mit Antibiotika.Inkubieren Sie die Platten bei 37 Grad Celsius und 5% Kohlendioxid. Nachdem die doppelte Platte für 24 bis 48 Stunden inkubiert hat, duplizieren Sie es wieder, indem Sie 100 Mikroliter RPMI mit Antibiotika zu jedem Brunnen hinzufügen. Verwenden Sie eine Mehrkanal-Pipette, um sanft zu mischen und übertragen Sie 100 Mikroliter auf jeden Brunnen einer neuen 96-Well-Rundbodenplatte.Legen Sie eine dieser beiden doppelten Platten in den Inkubator. Verwenden Sie die zweite der neuen doppelten Platten für die Durchflusszytometrie, indem Sie zunächst fünf Mikroliter PMA/Ionomycin Master Mix pro Brunnen hinzufügen, um die Zellen zu stimulieren. 24 Stunden lang inkubieren und die Zellen auf die im Text beschriebene Durchflusszytometrie vorbereiten.Beorgatten Sie alle lebensfähigen Einzelzellen basierend auf der Größe in vorwärts und seitlich streuen. Analysieren Sie die fluoreszierende Reporter-Genexpression durch Durchflusszytometrie. Um einzellige Klone nach PCR zu überprüfen, entwerfen Sie die Primer P5 und P6 zum Screening von PCR basierend auf der gewählten Reportersequenz, um 500 bis 800 Basispaare der Reportersequenz zu verstärken.Für positiv steuernPCR, Design-Primer P7 und P8, die 630 Basenpaare eines wilden, nicht zielgerichteten genomischen Lokus verstärken. Entwerfen Sie ein drittes Primerpaar, das 500 bis 600 Basispaare des Targeting-Vektor-Backbones als Steuerelement für die unspezifische Integration von Targeting-Vektor-Backbone-Sequenzen verstärkt. Sobald die Klone in der zweiten doppelten Platte ausreichend gewachsen sind, bereiten Sie sie für das PCR-Screening vor, indem Sie die Platte zunächst 10 Minuten bei 300-G bei Raumtemperatur zentrieren.Nehmen Sie den Überstand vorsichtig ab, um sicherzustellen, dass das Zellpellet nicht gestört wird. Waschen Sie die Zellen mit 100 Mikroliter PBS durch sanfte Pipettierung, Zentrifugieren der Platte für fünf Minuten bei 300 G bei Raumtemperatur. Entfernen Sie die PBS und fügen Sie 200 Mikroliter Lysepuffer pro Brunnen hinzu.Pipette sanft zu mischen, und übertragen Sie die Federung auf eine neue PCR-Platte. Versiegeln Sie die Platte mit Paraffinfolie und brüten Sie eine Stunde bei 55 Grad Celsius in einem Thermocycler. Nachdem Sie zellzerlegte Zellreste mit maximaler Geschwindigkeit für 10 Minuten zentrifugieren, übertragen Sie den Überstand auf eine neue PCR-Platte.Fügen Sie 10 Mikroliter dieser Zelle lysiert zu jedem Brunnen einer 96-Well-PCR-Platte gefüllt mit 110 Mikroliter destilliertem H2O, pro Brunnen. Dann für 10 Minuten bei 99 Grad Celsius in einem Thermocycler inkubieren, um Proteinase K.Use 2 Mikroliter dieser Zelle Lysat als Vorlage zu inaktivieren und verwenden Sie einen kommerziellen PCR-Master-Mix für Screening, Steuerung und Backbone PCR. Führen Sie PCR für 38 bis 40 Zyklen PCR-Verstärkung in einem 96-Well-Format aus.Verwenden Sie fünf Mikroliter PCR-Produkte und führen Sie sie auf einem 1,5%agarose TAE Gel, um die Durchflusszytometrie und PCR-Ergebnisse zu analysieren und zu kombinieren, um Einzelzellklone zu bestätigen. Die Reporter-Genexpression nach PMA/Ionomycin-Induktion wurde je nach Integrationsstandort sowohl durch Durchflusszytometrie als auch pcR in vier bis zwölf% der Zellen bestätigt. Die PCR-Analyse der genomischen DNA mit Primern für die Integration von Fünf- und Drei-Primin-Verbindungen bestätigt, dass Zielereignisse aufgetreten sind.Nach dem Screening von Einzelzellklonen auf korrektes Targeting durch Durchflusszytometrie wurden Klone mit hoher, niedriger und keiner fluoreszierenden Reporter-Genexpression beobachtet. Einzelzellklone wurden auch von PCR mit reporterspezifischen Primern und Steuerprimern bestätigt. Klone, die positiv im Screening pcR bestätigt wurden, wurden aufgebraucht und weiter analysiert, um das richtige Targeting durch Southern Blot zu verwenden, indem eine reporterspezifische Sonde und eine Genom-Sonden-Bindung außerhalb des Reporters verwendet wurden.Nur ein Teil zeigte korrekte Bandgrößen in der Southern Blot-Analyse und hatte den Reporter heterozygly integriert, was zeigt, dass es wichtig ist, pcR-Ergebnisse durch Southern Blot zu überprüfen. Klone wurden auch durch Sequenzierung analysiert, um positive einzellige Klone weiter zu bestätigen. Sequenzierung der Zielseite:homologes Allel, wenn der Reporter nicht integriert hatte, offenbarte Cas9-induzierte Mutationen.Einmal gemeistert, kann die Generierung von HIV-Reporter-Linien in zwei bis drei Monaten erreicht werden. Vor dem Targeting ist es wichtig, genügend Zeit mit der Auswahl einer Integrations-Site bei und einem geeigneten Reporter zu verbringen, abhängig von der Forschungsfrage, die Sie angehen möchten. Reporter können beispielsweise auf Wunsch verschiedene HIV-Regulierungselemente einschließen.Nach diesem Verfahren können Zelllinien beispielsweise verwendet werden, um die Auswirkungen verschiedener Latenzauftriebe auf die Transkriptionsaktivität des Reporter-LTR zu testen, je nach Integrationsstandort. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie integrations-standortspezifische HIV-Reporter-Linien generieren können, um Guide-RNAs zu entwerfen und Vektoren zu zielen, CRISPR/Cas9-basierte Genom-Engineering in Jurkatzellen durchzuführen, Einzelzellklone zu produzieren und durch FACS- und PCR-Screening für richtig ausgerichtete Klone auszuwählen. Vergessen Sie nicht, dass Sie unter BSL3-Sicherheitsbedingungen arbeiten müssen, wenn Sie mit einem replikationskompetenten HIV-Reporter zusammenarbeiten.

crispr-cas9-based-genome-engineering-to-generate-jurkat-reporter

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Aktuelle HIV-1-Strategien handeln, um den viralen Lebenszyklus zu unterdrücken, aber nicht effektiv beseitigen Infektion. Hier zeigen wir, dass ein technisch Rekombinase effizient Verbrauchsteuern integrierte HIV-1 Provirus-DNA aus dem Genom der infizierten Zellen.

Interview: HIV-1 Provirus-DNA Excision Mit einem Evolved Rekombinase

Genom-Editing-Tools wie das CRISPR-System (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats)/Cas (CRISPR-associated) haben die Effizienz des Gen-Targetings in humanen induzierten pluripotenten Stammzellen (hiPSCs) erheblich verbessert. Dieses Manuskript beschreibt ein Protokoll zur Generierung eines linienspezifischen hiPSC-Reporters unter Verwendung der CRISPR/Cas-System-unterstützten homologen Rekombination.

Effiziente Erzeugung von hiPSC Neural Lineage Spezifische Knockin Reporter Mit den CRISPR / Cas9 und Cas9 Doppel Nickase-System

Der CRISPR / Cas9 System bietet das Potenzial, um gezielte Genom Bearbeitung zugänglich und erschwinglich für die wissenschaftliche Gemeinschaft. Dieses Protokoll soll zeigen, wie Viren zu schaffen, die ein Gen von Interesse unter Verwendung des CRISPR / Cas9 System Knockout wird, und sie dann stereotaxically in die erwachsenen Maus Gehirn zu injizieren.

Planung, Verpackung und Lieferung von hohen Titern CRISPR Retro und Lentiviren über stereotaktische Injektion

Wir beschreiben ein Protokoll zur Amplifikation retroviraler Integrationsstellen aus der genomischen DNA infizierter Zellen, zur Sequenzierung der amplifizierten Virus-Wirt-Verbindungen und zur anschließenden Kartierung dieser Sequenzen auf ein Referenzgenom. Wir beschreiben auch Techniken zur Quantifizierung der Verteilung von Integrationsstellen relativ zu verschiedenen genomischen Annotationen mit Hilfe von BEDTools.

Amplification, Next-Generation-Sequenzierung und genomischer DNA Mapping von Retrovirale Integration Seiten

Die gruppierten regelmäßig dazwischen kurze palindromische Wiederholungen/CRISPR verbundenen Protein 9 (CRISPR/Cas9) System bietet ein viel versprechendes Instrument für Gentechnik und eröffnet die Möglichkeit, gezielte Integration der transgene. Wir beschreiben eine Homologie-vermittelte Ende verbinden (HMEJ)-basierte Strategie für effiziente DNA Integration in Vivo gezielte und gezielte Gentherapien verwenden CRISPR/Cas9.

CRISPR/Cas9-vermittelten gezielte Integration In Vivo mit einer Homologie-vermittelte Ende verbinden-basierte Strategie

Wir beschreiben die Produktionsstrategie der Integrase-defizienten Lentivirale Vektoren (IDLVs) als Vehikel für Zellen CRISPR/Cas9 bereitzustellen. Mit der Fähigkeit, schnell und robust Gene in Zellen bearbeiten zu vermitteln IDLVs präsentieren ein sicherer und ebenso wirksame Vektor Plattform für gen-Lieferung im Vergleich zu Integrase-kompetente Vektoren.

Ein Protokoll für die Produktion der Integrase-defizienten Lentivirale Vektoren für CRISPR/Cas9-vermittelte Gen Knockout in teilenden Zellen

Wir beschreiben eine zellbasierte Assays auf HIV-1 Fusion über den Ausdruck von grün fluoreszierendes Protein nachweisbar durch Flow-zytometrie oder Fluoreszenz-Mikroskopie melden. Es kann verwendet werden, Inhibitoren der viralen Eintrag (speziell bei der Fusion Schritt) in zellfreien und Zell-Zell-Infektion Systeme zu testen.

Ein High-Throughput Cre-Lox aktiviert virale Membran Fusion Assay Ermittlung Inhibitoren der HIV-1 Virus Membranfusion

Gezielte DNA Epigenom Bearbeitung stellt eine leistungsstarke Therapieansatz. Dieses Protokoll beschreibt die Produktion, Reinigung und Konzentration der all-in-One Lentivirale Vektoren beherbergen das CRISPR-dCas9-DNMT3A Transgen für Epigenom-editing-Anwendungen in menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen (HiPSC)-Neuronen abgeleitet.

Lentivirale Vektor-Plattform für die effiziente Bereitstellung von Epigenom-editing-Tools in menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen abgeleitet Krankheitsmodelle

Beschrieben werden Protokolle für die hocheffiziente Genombearbeitung von murinen hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen (HSPC) durch das CRISPR/Cas9-System zur schnellen Entwicklung von Mausmodellsystemen mit hämatopoetischen systemspezifischen Genmodifikationen.

Lentiviral CRISPR/Cas9-Vermittelte Genombearbeitung zur Untersuchung hämatopoetischer Zellen in Krankheitsmodellen

Hier stellen wir ein detailliertes, schrittweises Protokoll für die CRISPR/Cas9-basierte Genom-Engineering von primären menschlichen B-Zellen für Gen Knockout (KO) und Knock-in (KI) zur Untersuchung der biologischen Funktionen von Genen in B-Zellen und der Entwicklung von B-Zell-Therapeutika zur Verfügung.

Genom-Engineering von primären menschlichen B-Zellen mit CRISPR/Cas9

Wir stellen ein Protokoll für die retrovirale Transduktion von Guide-RNA in primäre T-Zellen von Cas9-transgenen Mäusen vor, das eine effiziente Alternative für die Geneditierung bei der Untersuchung der Th17-Differenzierung darstellt.

Retrovirales CRISPR/Cas9-vermitteltes Gen-Targeting zur Untersuchung der Th17-Differenzierung in vitro

Erfahren Sie CRISPR-Cas9-basierte Genom-Engineering zur Erzeugung von HIV-1-Reporter-Modellen in Jurkat-Zellen mit gezielten proviralen Integrationsstellen. Diese Methode ermöglicht präzise Studien zur Genexpression.

CRISPR-Cas9-basierte Genom Engineering Jurkat Reporter Modelle für HIV-1-Infektion mit ausgewählten proviralen Integration Websites generieren (Video) | JoVE Journal

CRISPR-Cas9-basierte Genom Engineering Jurkat Reporter Modelle für HIV-1-Infektion mit ausgewählten proviralen Integration Websites generieren

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