Name: Proteomic Analysen der menschlichen Makrophagen Polarisierung in einer sauerstoffarmen Umgebung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie proteomische Signaturen menschlicher Makrophagen in sauerstoffarmen Umgebungen analysieren. Diese Methode ermöglicht die Charakterisierung von Aktivierungszuständen auf Proteinebene mittels Label-free Quantifizierung.

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AM la Ligue Nationale Contre le Cancer und la Fondation ARC pour la recherche Sur le Cancer vom Young Group Leader Programm (ATIP/Avenir Inserm-CNRS) finanziert. Wir bedanken uns bei Mariette Matondo von Massenspektrometrie für Biologie-Plattform (UTECHS MSBIO, Institut Pasteur, Paris). Wir danken Lauren Anderson für ihre Lektüre des Manuskripts.

Menschlichen Blutproben (LRSC) von gesunden, anonymisierte Spender wurden von EFS (Französisch nationalen Blut Service) im Rahmen eines genehmigten Protokolls (CODECOH DC-2018-3114) erhalten. Gebern gab unterschriebene Zustimmung für die Verwendung von Blut.
(1) Medien und Puffer-Vorbereitung
<ol><li>Bereiten Sie die Makrophagen Medium [RPMI Glutamax + 10 mM HEPES + 1 X nicht-essentiellen Aminosäuren (NEAA)] und auf 37 ° c warm</li>
	<li>Vorbereiten der Makrophagen Medium + 10 % humanem Serum aus AB Plasma (SAB), Filtern (0,22 µm Filter), dann auf 37 ° C warm (bezeichnet als Makrophagen Medium + 10 % SAB im folgenden).</li>
	<li>Vorbereiten des Sortierung Puffers [1 x Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) + 0,5 % Rinderserumalbumin (BSA) + 2 mM Ethylenediaminetetraacetic Säure (EDTA)], Filtern (0,22 µm Filter) und pflegen sie bei 4 ° c</li>
</ol>2. Isolierung der peripheren mononukleären Blutzellen (PBMCs) aus Leukoreduction System Kammer (LRSC)
<ol><li>15 mL Dichte Gradienten Zelle Trennung Lösung setzen (siehe Tabelle der Materialien) in einem 50 mL tube Zentrifugation so dass es auf Raumtemperatur (RT) vor dem Erhalt der LRSC wärmen kann. Hinweis: Dichte hängt von Temperatur. Da dieses Produkt bei 4 ° C gelagert wird, muss dieser Schritt im Voraus erfolgen, damit es zu RT equilibrate können</li>
	<li>Leeren Sie die LRSC in ein 50 mL-Röhrchen Zentrifugation, fügen Sie bis zu 50 mL 1 X PBS und mischen. Hinzugeben Sie 25 mL der Mischung während Schritt 2.2 auf 15 mL Dichte Gradienten Lösung erwärmt während Schritt 2.1 vorbereitet sehr langsam. Hinweis: Achten Sie darauf, die Phasen während dieses Schrittes zu mischen. Das Blut muss auf die Dichte Gradienten Lösung ohne Störung dieser Phase hinzugefügt werden.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie beide Zentrifugation Rohre für 25 min bei 700 X g ohne Pausen. Hinweis: Am Ende der Dichte-Gradienten-Zentrifugation, sind die Ebenen von unten nach oben: die Erythrozyten und Granulozyten bilden die Pellet, Dichte Gradienten Lösungsphase, Schicht von PBMCs und Plasma.</li>
	<li>Mit einem Pipettieren der Plasma-Phase durchlaufen Sie, ohne es Absaugen und sammeln Sie die PBMC Schicht in eine neue 50 mL Zentrifugation Rohr. Die PBMCs als Waschschritt und Zentrifuge für 10 min bei 300 X g bis zu 50 mL 1 X PBS hinzufügen.</li>
	<li>Aspirieren Sie überstand und Aufschwemmen Sie das Pellet in 40 mL Makrophagen Medium.</li>
</ol>3. magnetische Kennzeichnung und Isolierung von CD14+ Zellen (Monozyten)
<ol><li>Zählen Sie die PBMCs in einer Malassez-Kammer. Abheben Sie der Betrag der PBMCs notwendig für die Durchführung des Experiments (in der Regel 100 bis 300 x 106 Zellen), legen Sie sie in eine Zentrifugation Rohr- und Zentrifuge für 10 min bei 300 X g.</li>
	<li>Den Überstand abgesaugt und erneut das Pellet in 80 µL des Puffers Sortierung während Schritt 1.3 pro 10 vorbereitet7 PBMCs Add 20 µL CD14 Microbeads pro 107 PBMCs. Mix gut und inkubieren Sie für 15 min bei 4 ° C unter ständiger Bewegung.</li>
	<li>Fügen Sie 1 mL Puffer pro 107 PBMCs zu sortieren, als Waschschritt und Zentrifuge für 10 min bei 300 X g. überstand Aspirieren und das Pellet in 500 µL Puffer pro 108 PBMCs Sortierung aufzuwirbeln.</li>
	<li>Legen Sie eine Spalte in das Magnetfeld des Separators. Bereiten Sie die Spalte durch Spülen mit 3 mL Puffer zu sortieren.</li>
	<li>Anwenden der Zellsuspension auf die Säule. Die Spalte hängt von der Anzahl der Zellen isoliert werden (hier LS Spalten für bis zu 109 PBMCs verwendet werden). Durchfluss mit unmarkierten Zellen zu sammeln. Hinweis: Ab diesem Schritt, sind alle Rohre (negative und positive Selektionen) gehalten für die später Überprüfung der verschiedenen Schritte Durchflusszytometrie.</li>
	<li>Waschen Sie die Spalte mit 3 x 3 mL Puffer zu sortieren. Unbeschriftete Zellen, die durch das gleiche Rohr aus Schritt 3.12 zu sammeln. Durchführen Sie Waschschritte durch Hinzufügen von Sortierung Puffer, achten Sie darauf, Ihre Spalte trocken. Legen Sie ein Sammelröhrchen unter der Spalte und entfernen Sie sie aus dem Abscheider.</li>
	<li>Pipette 5 mL Puffer in die Spalte zu sortieren. Sofort die magnetisch markierten Zellen fest drücken Sie den Kolben in die Spalte auszuwaschen. Erhöhung der Reinheit der CD14+ Zellen, der eluierten Bruch wird über eine zweite Spalte bereichert.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 3.4 bis 3.7 mit einer neuen Spalte.</li>
</ol>(4) Beschichtung von Monozyten
<ol><li>Zählen Sie die Monozyten in einer Malassez-Kammer. Überprüfen Sie die Reinheit der CD14+ Zellen durch Durchflusszytometrie. Zurückziehen Sie die Höhe der Monozyten notwendig für das Experiment und legen Sie sie in ein Röhrchen Zentrifugation.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie für 10 min bei 300 X g. Aspirat überstand und Aufschwemmen der Monocyte Pellet in Makrophagen Medium. Platte der Zellen und lassen sie die Regeln für 50 min bis 1 h aspirieren Sie das Medium und ersetzen Sie es mit Makrophagen Medium + 10 %, dass SAB + 25 ng/mL Makrophagen Kolonie stimulierende Faktor (M-CSF) um die Differenzierung zu induzieren.</li>
</ol>(5) Polarisation von Makrophagen an Tag 6
<ol><li>Aspirieren Sie das Medium. Ersetzen Sie ihn durch Makrophagen Medium + 10 % SAB mit verschiedenen Reizen. Beispielsweise fügen Sie 10 ng/mL Interferon Gamma (INFγ) + 1 ng/mL Lipopolysaccharid (LPS), M1 Polarisation zu erhalten oder 20 ng/mL Interleukin 4 (IL4) + 20 ng/mL Interleukin 13 (IL13) für M2 Polarisation. Hinweis: Die Stimulation kann zwischen 24 und 48 Stunden, bevor Sie fortfahren, um weitere Tests durchgeführt werden.</li>
	<li>Ernten Sie Zellen mit einer trennen Lösung oder Schabeisen Zelle.</li>
</ol>(6) Zellkultur unter sauerstoffarmen Bedingungen
<ol><li>Ab Schritt 4, pflegen Sie die Monozyten und Makrophagen in einer Sauerstoff-kontrollierten Umgebung hypoxischen Zustandsanalyse durchzuführen. Verwenden Sie eine Hypoxie Arbeitsplatz um Zellen unter der gewünschten Sauerstoffpartialdruck während des Experiments zu erhalten. Hinweis: Beim Arbeiten unter niedrigen Sauerstoffdruck ist es wichtig, alle Medien und waschen Puffer unter dem Bahnhof vorzubereiten und ausreichend warten, bis der richtige Partialdruck in der Flüssigkeit zu erhalten. Zum Beispiel erfordert 10 mL PBS in einer 60 mm Petrischale etwa 2 h, 25 MmHg für O2 Partialdruck ab atü betragen (wie wir sie mit einem Glasfaser-Sauerstoffsensor gemessen haben) zu erreichen. In vielen hypoxischen Stationen oder Inkubatoren wird als prozentualer Anteil des atmosphärischen Drucks der Sauerstoffdruck festgelegt. Präzise Messungen erforderlich sind, ist es besser, verwenden Sie eine Station autorisieren, direkt den Sauerstoffdruck in MmHg festzulegen.</li>
</ol>(7) lyse und In Gel Verdauung (Protokoll 1)
Hinweis: In diesem und den folgenden Abschnitten werden zwei Protokolle verwendet, um zu erhalten Peptide und LC-MS/MS-Analyse durchführen beschrieben. Protokoll Nr. 1 beschreibt Zelle Lysis und Fraktionierung in Gel und Verdauung und Protokoll 2 beschreibt in Lösungszelle lyse in Lösung Verdauung und Fraktionierung mit einem isoelektrischen Fokussierung Verfahren folgten.
<ol><li>Lyse der Zelle im Laemmli-Puffer [234 mM Tris-HCL (pH 6,8), 7,5 % SDS, 37 % Glycerin, 33,3 % (V/V) β-Mercaptoethanol, Bromophenol blue 0,2 % w/V] durchführen. Laden Sie das Protein-Äquivalent von 300.000 Zellen für jede Probe auf 4-12 % Bis-Tris Acrylamid Gele.</li>
	<li>Steuern Sie die Dauer der elektrophoretische Migration erlauben jedes Protein Sample 6 Gel Bänder aufgeteilt werden soll, wie in Abbildung 3veranschaulicht.</li>
	<li>Befestigen Sie das Gel mit Festlegunglösung (30 % Ethanol + 7,5 % Essigsäure für 20 min), dann fügen Sie die Färbelösung (R-250 Coomassie Blau für 45 min). Fügen Sie die destaining-Lösung (30 % Ethanol + 7,5 % Essigsäure bis Streifen erscheinen) vor den Protein-Bands mit einem sauberen Skalpell besteuert.</li>
	<li>Jeder Würfel herausgeschnitten Band vor Einführung in 500 µL Röhren. Eine saubere Glasoberfläche ist berechtigt, zur Vermeidung von Kontaminationen mit Keratine (5 % SDS-Lösung in entionisiertem Wasser kann verwendet werden, um Oberflächen zu reinigen).</li>
	<li>Waschen Sie die Gel-Scheiben 3mal in 200 µL 25 mM Ammonium Bicarbonat für 20 min bei 37 ° C, gefolgt von einem waschen in 25 mM Ammonium Bicarbonat und Acetonitril (50 % V/V). Die Gel-Stücke mit 200 µL des 100 % Acetonitril für 10 min zu entwässern.</li>
	<li>Inkubieren Sie jedes Stück Gel mit 10 mM DTT (Dithiothreitol) in 25 mM Ammonium Bicarbonat für 45 min bei 56 ° C (200 µL), gefolgt von 55 mM Iodoacetamide in 25 mM Ammonium Bicarbonat (200 µL) für 35 min im Dunkeln bei RT</li>
	<li>Alkylierung zu stoppen, brüten jedes Gel mit 200 µL 10 mM DTT in 25 mM Ammonium Bicarbonat für 10 min bei RT. Wash Gel Stücke in 200 µL von 25 mM Ammonium Bicarbonat und dann mit 200 µL 100 % Acetonitril für 10 min zu entwässern.</li>
	<li>Die Proteine über Nacht bei 37 ° C mit Trypsin/Lys-C-Mix entsprechend den Anweisungen des Herstellers zu verdauen.</li>
	<li>Die daraus resultierenden Peptide aus Gel Stücke durch Zugabe von 50 μL der 50 % Acetonitril für 15 min, dann 50 μL der 5 % Ameisensäure für 15 min und schließlich 50 μL der 100 % Acetonitril für 15 min. Pool zu extrahieren und trocknen jede Fraktion in niedrig-Absorption Röhren, Adsorption von Peptiden zu begrenzen und Probenverlust. Speichern Sie die Proben bei-80 ° C bis zur weiteren Analyse.</li>
</ol>8. die Proteingewinnung und In Lösung Verdauung (Protokoll Nr. 2)
<ol><li>Durchführen Sie lyse der Zelle (2 x 10-6 -Zellen) mit 150 µL des Puffers folgende Lyse:<ol>
<li>7 M Harnstoff, 2 M Thioharnstoff, 40 mM Tris und 4 % CHAPS, ergänzt mit Protease-Inhibitoren (komplette Mini, EDTA-freie Protease-Inhibitor cocktail).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Die Lösungen für 30 min bei RT mit einem Thermoshaker zu homogenisieren. Zentrifugieren bei 13.800 x g für 20 min RT und den Überstand zu halten.</li>
	<li>Entfernen Sie Verschmutzungen mit einem 2D Aufräum Kit:<ol>
<li>Der Bausatz enthält Fällungsmittel Lösung, Co Fällungsmittel Lösung und Waschpuffer waschen Additiv.</li>
		<li>300 µL des Fällungsmittels Lösung hinzufügen und gut verrühren. Inkubieren Sie für 15 min. hinzufügen 300 µL Co Fällungsmittel Lösung auf Eis. Zentrifugieren Sie die Rohre (mindestens) bei 12.000 x g für 5 min. Einen kleinen Pellets sollte sichtbar sein. Fahren Sie schnell zum nächsten Schritt Wiederfreisetzung oder Dispersion des Geschosses zu vermeiden. Den Überstand ohne zu stören das Pellet zu entfernen.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie die Rohre wieder mit der Kappe-Scharnier und Pellet nach außen um jede restliche Flüssigkeit auf den Boden des Rohres zu bringen. Ein kurzer Impuls genügt. Es sollte keine sichtbare Flüssigkeit verbleibenden in den Rohren.</li>
		<li>Fügen Sie ohne zu stören das Pellet, 40 µL Co Fällungsmittel Lösung. Lassen Sie das Rohr sitzen auf Eis für 5 min. Zentrifuge für 5 min, dann entfernen und entsorgen der Wäsche. 25 µL deionisiertes Wasser hinzufügen. Vortex jede Röhre für 5-10 s. Die Pellets sollten zerstreuen aber nicht im Wasser auflösen.</li>
		<li>Fügen Sie 1 mL Waschpuffer (vorab gekühlt mindestens 1 h bei-20° C) und 5 µL waschen Additiv. Wirbel, bis das Pellet vollständig dispergiert ist. Inkubieren Sie die Röhrchen bei-20 ° C für mindestens 30 min. Vortex für 20-30 s alle 10 min Hinweis: Die Rohre können bei-20 ° C bis zu 1 Woche mit minimalen Proteinabbau oder Änderung gespeichert werden.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie die Rohre (mindestens) bei 12.000 × g für 5 min. vorsichtig entfernen und entsorgen den überstand. Ein weißes Granulat sollte sichtbar sein. Erlauben Sie das Pellet, Airdry für nicht mehr als 5 min (wenn das Pellet zu trocken, es wird schwierig ist, Aufschwemmen werden).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Das Protein Pellet in 300 µL 8 M Harnstoff und 0,1 M Ammonium Bicarbonat aufzuwirbeln. Wirbel stark für 1 min. bestimmen die Konzentration des Proteins mit einer kolorimetrischen Assay.</li>
</ol>9. in-Lösung Verdauung (Protokoll Nr. 2)
<ol><li>Disulfidbrücken durch Zugabe von 5.1 µL einer 700 mM DTT wässrigen Lösung reduzieren (Endkonzentration 12,5 mM) auf die resuspendierte Proteine aus Schritt 8,4 und Inkubation bei 37 ° C für 30 min mit einem Thermoshaker. Alkylat Cystein Rückstände durch Zugabe von 20,3 µL einer wässrigen Lösung von 700 mM Iodoacetamide (Endkonzentration 40 mM) und Inkubation bei 25° C für 30 min in der Dunkelheit mit einem Thermoshaker.</li>
	<li>990 µL 0.1 M Ammonium Bicarbonat zur Probe hinzufügen. Fügen Sie einem entsprechenden Volumen von Trypsin/Lys-C Mix (Enzymsubstrat: Verhältnis 1: 100 w/w). Inkubation bei 37° C über Nacht mit einem Thermoshaker.</li>
</ol>10. Bereinigung Patrone (Protokoll Nr. 2)
<ol><li>Befeuchten Sie eine Patrone mit 1 Spalte-Volumen (1 mL) von Methanol. Reinigen Sie die Kartusche mit 1 Spalte-Volumen (1 mL) von 80 % Acetonitril, HPLC-Grade Wasser und entsorgen Sie den Durchfluss. Equilibrate der Kartusche mit 4 Spalte-Wassermengen (4 mL) 0,1 % Ameisensäure/HPLC-Klasse und der durchströmten entsorgen.</li>
	<li>Ansäuern Sie Proben mit 90 µL 10 % Ameisensäure oder Wasser bis pH 2-3 (überprüfen Sie den pH-Wert mit einem pH-Indikator). Laden Sie die gesäuerte Proben und die Durchströmung zu sammeln. Laden Sie den Durchfluss (enthält Peptide nicht beibehalten). Waschen Sie die Kartusche mit 6 Spalte-Wassermenge (6 mL) 0,1 % Ameisensäure/HPLC-Klasse.</li>
	<li>Eluieren Sie Peptide aus der Patrone mit 1 Spalte-Bände (1 mL) 0,1 % Ameisensäure acid/50% Acetonitril, HPLC-Grade Wasser. Auf einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch übertragen. Die Probe mit einem Vakuum Konzentrator (150 X-g, bei 160 mBar Vakuum) zu konzentrieren.</li>
</ol>11. die Fraktionierung von isoelektrischen Fokussierung (Protokoll Nr. 2)
Hinweis: Peptide sind getrennt nach ihrem isoelektrischen Punkte mit einem off-Gel Plasmafraktionierer auf einem 13 cm Streifen mit einem pH-Bereich von 3 bis 10. Wir benutzten das folgende Protokoll vom Lieferanten (zusammengefasst):
<ol><li>Bereiten Sie die folgenden Lösungen: Lösung (600 µL Glycerin Lösung, 60 µL OFFGEL-Puffer, 4,34 mL Reinstwasser) und B (1,776 mL der Lösung A) und 444 µL Reinstwasser.</li>
	<li>Montieren Sie die IPG-Streifen, Rahmen und Elektroden gemäß den Anweisungen des Herstellers.</li>
	<li>Die Probe mit 1,8 mL der Lösung b hinzufügen 40 µL Lösung B in jede Vertiefung aufzuwirbeln. Laden Sie 150 µL der Probe, in jede Vertiefung.</li>
	<li>Wählen Sie die Standardmethode für Peptide: OG12PE00 (OFFGEL-Standard-Methode für Peptide für die Verwendung mit einem 3100 OFFGEL Low Res Kit, pH 3 bis 10, 12-Well Frames. Warten Sie, bis diese Methode abgeschlossen (~ 20 h) gewesen ist. Die Fraktionen in ordentlich beschrifteten Röhrchen zu sammeln.</li>
</ol>12. Sanierung Harvard Apparat Spalte Reverse C18 Post-IEF (Protokoll Nr. 2)
<ol><li>Fügen Sie ein paar μL schrittweise in einer Zeit von 1 % TFA in deionisiertes Wasser, jede Fraktion zum Ansäuern der Probenmaterials. Prüfung mit pH-Papier, das der pH-Wert über 3 oder darunter liegt.</li>
	<li>Bereiten Sie die folgenden Lösungen: Lösung 1 (5 mL Acetonitril, 10 µL der Ameisensäure, 4,99 mL Reinstwasser) und 2 (0,5 mL Acetonitril, 10 µL der Ameisensäure, 9,49 mL Reinstwasser).</li>
	<li>Vornässen der Spin-Spalte mit 150 µL Lösung 1. Zentrifuge für 90 s 750 x g und entsorgen der durchströmten. Waschen Sie die Spin-Spalte mit 150 μL der Lösung 2. Zentrifuge für 90 s 750 x g und entsorgen der durchströmten.</li>
	<li>Passieren Sie den Bruch durch die Säule. Zentrifuge für 90 s 750 x g und entsorgen der durchströmten. Waschen Sie mit 150 μL der Lösung 2. Zentrifuge für 90 s 750 x g und entsorgen der durchströmten.</li>
	<li>Eluieren Sie den Bruch mit 50 μL der Lösung 1. Zentrifuge für 90 s bei 750 X g. Wiederholen Sie diese Schritte noch einmal.</li>
	<li>Trocken-Fraktion mit einem Vakuum Konzentrator (150 X g, Vakuum 160 mBar) und bei-80 ° C lagern</li>
</ol>13. Auswertung der Daten Proteomic und Bioinformatik18
<ol><li>Analysieren Sie Daten, die von einem Nano-LC-MS/MS mass Spektrometer mit Quantifizierung Software wie MaxQuant (Version 1.5.2.8) und die Andromeda-Suchmaschine.</li>
	<li>Stellen Sie false Discovery Rate (FDR) auf 1 % für Proteine und Peptide und eine Mindestlänge von 7 Aminosäuren. Legen Sie Enzym Spezifität als C-terminale zu Arg und Lys. 2 verpasste Spaltungen an Prolin Bindungen zu ermöglichen. Wählen Sie Carbamidomethylation Cystein als feste Modifikation und N-terminale Protein Acetylierung und Methionin Oxidation als Variable Änderungen.</li>
	<li>Die Daten mit statistischen Analyse-Software weiter zu analysieren. Führen Sie eine funktionale Anreicherung Analyse mit FunRich Software (www.funrich.org/). Führen Sie eine Ontologie Bereicherung Genanalyse mit DAVID Software (https://david.ncifcrf.gov/).</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.

Da Proteomics ein mächtiges Werkzeug ist, um den Ausdruck verschiedener Proteine aus einer ganzen Zelle oder subzelluläre Kompartimente zu studieren, wurde Optimierung des Protokolls Zelle Lysis und Verdauung der Proteine durch eine Reihe von Studien behoben. Es gibt drei Hauptklassen von Methoden, die im Gel Verdauung (Verdauung von Proteinen in Polyacrylamid Gelmatrix)17, Verdauung in Lösung18 und Filter-gestützte Probe Vorbereitung19enthalten. Die...

Makrophagen sind angeborene Immunzellen beteiligt in einer Reihe von physiologischen Funktionen von Antworten auf infektiöse Erreger bis hin zu Gewebe Homöostase, einschließlich der Entfernung des apoptotischen Zellen und der extrazellulären Matrix1Umbau. Diese Zellen zeichnen sich durch eine starke phänotypische Plastizität2 , die in einem viele mögliche Aktivierung Staaten übersetzt die Polarisationen auch genannt werden. Der genaue molekulare Beschreibung dieser verschiedenen Polarisationen ist eine Priorität im Bereich der Makrophagen Biologie3. Es wurde vorgeschlagen, diese mit Hilfe der sogenannten M1/M2 Dichotomie, in denen M1 steht Pro-inflammatorischen und M2 für entzündungshemmende Makrophagen Polarisationen zu klassifizieren. Dieses Modell passt gut in verschiedenen pathologischen Situationen wie akute Infektionen, Allergien und Übergewicht4. Allerdings wurde in chronisch entzündeten Geweben und Krebs nachgewiesen, dass diese Klassifizierung nicht in der Lage ist, das breite phänotypische Repertoire zu erfassen, das Makrophagen in bestimmten zellulären Umgebungen5,6, zu präsentieren 7. der aktuelle Konsens ist, dass Makrophagen Polarisation besser ein mehrdimensionales Modell beschrieben ist, um spezifische microenvironmental Signale8zu integrieren. Diese Schlussfolgerung wurde bestätigt durch die transkriptomischen Analyse der menschlichen Makrophagen, die zeigen, dass das Modell M1/M2 bei der Beschreibung der erhaltenen Polarisationen9ineffizient ist.
Die Studie präsentiert zielt darauf ab, ein Protokoll zur Proteomic Unterschriften von verschiedenen Polarisationen in menschliche Makrophagen zu erhalten. Wir beschreiben, wie menschliche Makrophagen im Umfeld der verschiedenen Sauerstoff-Niveaus zu unterscheiden und das ganze Makrophagen Proteom markierungsfreie Quantifizierung durchführen Peptide einzuholen. Diese Quantifizierung ermöglicht den Vergleich der Ausdruck verschiedener Proteine. Wie die Forschung an Stammzellen die Bedeutung von Sauerstoff als eine ökologische Schlüsselparameter10gezeigt hat, versuchen wir zu verstehen, wie dieser Parameter Gewebe Makrophagen Polarisierung in den Menschen beeinflussen kann. Der Partialdruck des Sauerstoffs ist Reichweite von 3 bis 20 % (des gesamten atmosphärischen Drucks) im menschlichen Körper gefunden worden wo entspricht in etwa 20 %, was in einer Zelle Kultur Inkubator verbreitet ist (der genaue Wert ist rund 18,6 % während der Einnahme der Anwesenheit von Wasser nicht berücksichtigt).
Bisherigen Arbeit hat gezeigt, dass alveoläre unterscheiden sich von interstitielle Makrophagen aus funktionellen und morphologischen Ansichten11 und diese Unterschiede wahrscheinlich teilweise aufgrund der unterschiedlichen Sauerstoff-Niveaus sind, die sie ausgesetzt12sind. Darüber hinaus zeigen dem Knochenmark stammenden Makrophagen eine erhöhte Fähigkeit, Bakterien bei einer sauerstoffarmen Umgebung12phagocytize. Der gegenteiligen Effekt hat für THP1 differenziert menschliche Makrophagen13gefunden worden, aber diese Ergebnisse unterstützen die Idee, dass Sauerstoff ein Regulator von Makrophagen Biologie ist, es ist zu klären, diese Rolle auf molekularer Ebene in menschliche Makrophagen. In einer früheren Studie haben wir einen Proteomics-Ansatz zur Behebung dieser Probleme angewendet. Durch gleichzeitige Messung Ausdruck Niveaus für Tausende von Proteinen, wir haben die Auswirkungen von Sauerstoff auf Polarisierung und stellte eine Liste von neuen molekularen Markern. Wir waren auch in der Lage, diese Erkenntnisse zu einigen Funktionen der Makrophagen zu beziehen. Vor allem fanden wir, dass die Rate der Phagozytose apoptotischer Zellen im IL4/IL13-polarisierten Makrophagen erhöht wurde, die an die Hochregulation des ALOX15 gebunden war, wie der Proteomik Analyse14offenbart. In der vorliegenden Studie beschreiben wir wie eine solche Analyse durchführen.

<table><tbody><tr><td>Hypoxie-Arbeitsplatz</td><td>Oxford Optronix</td><td>Hypoxylab</td><td></td></tr><tr><td>C6 Durchflusszytometer</td><td>BD</td><td>Accuri C6</td><td></td></tr><tr><td>Harnstoff</td><td>Agilent Technologies</td><td>5188-6435</td><td></td></tr><tr><td>Ameisensäure (FA)</td><td>ARISTAR</td><td>450122M</td><td></td></tr><tr><td>R-250 Coomassie blau</td><td>Biorad</td><td>1.610.436</td><td></td></tr><tr><td>Lipopolysaccharid, E.Coli (LPS)</td><td>Calbiochem</td><td>437627</td><td></td></tr><tr><td>2D-Reinigungsset</td><td>GE Healthcare</td><td>80-6484-51</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640 Medium, Glutamax-Ergänzung</td><td>Gibco</td><td>61870044</td><td></td></tr><tr><td>HEPES 1 M</td><td>Gibco</td><td>15630-080</td><td></td></tr><tr><td>MEM Nicht-essentielle Aminosäuren (NEAA) Lösung 100X</td><td>Gibco</td><td>11140-035</td><td></td></tr><tr><td>Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) 1X</td><td>Gibco</td><td>14190-094</td><td></td></tr><tr><td>Harvard Apparatur Säule Reverse C18 Mikrospinsäule</td><td>Harvard Apparatur</td><td>74-4601</td><td></td></tr><tr><td>EDTA 0,5 M, pH 8,0</td><td>Invitrogen</td><td>AM9260G</td><td></td></tr><tr><td>NuPAGE Bis-Tris 4-12%</td><td>Life Technologies SAS</td><td>NP0321 BOX</td><td></td></tr><tr><td>CD14 Mikrokügelchen human</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-050-201</td><td></td></tr><tr><td>MACS Trennsäule LS</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-401</td><td></td></tr><tr><td>Makrophagen-Kolonie-stimulierender Faktor (M-CSF)</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-096-485</td><td></td></tr><tr><td>Interleukin 4 (IL4)</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-093-917</td><td></td></tr><tr><td>Interleukin 13 (IL13)</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-112-410</td><td></td></tr><tr><td>Interferon gamma (INF&gamma;)</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-096-482</td><td></td></tr><tr><td>CD14-FITC (Klon T&Uuml; K4)</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-080-701</td><td></td></tr><tr><td>MACSmix Tube Rotator</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-753</td><td></td></tr><tr><td>Trifluoressigsäure (TFA)</td><td>Pierce</td><td>28904</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin/Lys-C Mix</td><td>PROMEGA</td><td>V5073</td><td></td></tr><tr><td>Kompletter Mini-Cocktail für EDTA-freie Proteasehemmer</td><td>Roche</td><td>11836170001</td><td></td></tr><tr><td>Density Gradient Solution ( Histopaque 1077)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>10771-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Accumax</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7089-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Humanserum aus menschlichem männlichem AB-Plasma (SAB)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H4522-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Rinderserumalbumin (BSA) Lösung 30%</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A9576-50ML</td><td></td></tr><tr><td>Trisma-Base</td><td>Sigma Aldrich</td><td>T1503</td><td></td></tr><tr><td>Glycerin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>49767</td><td></td></tr><tr><td>&beta;-Mercaptoethanol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M3148</td><td></td></tr><tr><td>Bromphenolblau</td><td>Sigma Aldrich</td><td>114405</td><td></td></tr><tr><td>Natriumdodecylsulfat (SDS) 20%</td><td>Sigma Aldrich</td><td>5030</td><td></td></tr><tr><td>Ammoniumbicarbonat</td><td>Sigma Aldrich</td><td>9830</td><td></td></tr><tr><td>Acetonitril</td><td>Sigma Aldrich</td><td>34888</td><td></td></tr><tr><td>Dithiothreitol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>43819</td><td></td></tr><tr><td>Jodacetamid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>57670</td><td></td></tr><tr><td>Thioharnstoff</td><td>Sigma Aldrich</td><td>T8656</td><td></td></tr><tr><td>CHAPS</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C9426</td><td></td></tr><tr><td>Micro BCA Assay Kit</td><td>ThermoFisher</td><td>23235</td><td></td></tr><tr><td>5 mL sterile Kunststoffpipette</td><td>VWR</td><td>612-1685</td><td></td></tr><tr><td>Thermomixer C Eppendorf</td><td>VWR</td><td>460-0223</td><td></td></tr><tr><td>Sep-Pak tC18 Umkehrphasenkartuschen, 100 mg</td><td>Wasser</td><td>WAT036820</td><td></td></tr></tbody></table>

proteomic analysen der menschlichen makrophagen polarisierung in einer sauerstoffarmen umgebung

Proteomic Analysis of Human Macrophage Polarization Under a Low Oxygen Environment

Makrophagen sind angeborene Immunzellen beteiligt in einer Reihe von physiologischen Funktionen von Antworten auf infektiöse Erreger bis hin zu Gewebe Homöostase. Die verschiedenen Funktionen dieser Zellen beziehen sich auf deren Aktivierungsstatus die Polarisation auch genannt. Der genaue molekulare Beschreibung dieser verschiedenen Polarisationen ist eine Priorität im Bereich der Makrophagen Biologie. Anerkanntermaßen ist derzeit die ein mehrdimensionaler Ansatz ist notwendig, um zu beschreiben wie Polarisation durch Umweltsignale gesteuert wird. In diesem Bericht beschreiben wir ein Protokoll entwickelt, um die Proteomik-Signatur von verschiedenen Polarisationen in menschliche Makrophagen zu erhalten. Dieses Protokoll basiert auf einem markierungsfreie Quantifizierung der Makrophagen-Protein-Expression von fraktioniert auf dem Gel und Lys C/Trypsin-verdaut zellulären Lyse Inhalt erhalten. Wir bieten auch ein Protokoll basierend auf in-Lösung Verdauung und isoelektrischen Fokussierung Fraktionierung, als Alternative zu verwenden. Da Sauerstoff-Konzentration einen relevanten ökologischen Parameter im Gewebe ist, verwenden wir dieses Protokoll, um wie atmosphärische Zusammensetzung zu erkunden oder eine sauerstoffarmen Umgebung wirkt sich auf die Klassifizierung von Makrophagen Polarisation.

Ausgehend von peripheren mononukleären Blutzellen (PBMCs) durch differentielle Zentrifugation gewonnen, das Protokoll ermöglicht den Erhalt einer Population von CD14+ Monozyten mit einem veranlagten Reinheit von mehr als 98 % von Durchflusszytometrie (Abbildung 1). Diese Monozyten werden sekundär gegenüber verschiedenen Polarisationen (Abbildung 2) unterschieden. Wenn eine Fraktionierung auf Gel gewählt, die Migration ...

Wir präsentieren Ihnen ein Protokoll zur Proteomic Unterschriften von menschlichen Makrophagen und wenden Sie diese zur Bestimmung der Auswirkungen einer sauerstoffarmen Umgebung auf Makrophagen Polarisation.

Proteomic Analysen der menschlichen Makrophagen Polarisierung in einer sauerstoffarmen Umgebung

Macrophages are innate immune cells involved in a number of physiological functions ranging from responses to infectious pathogens to tissue homeostasis. ...

So kann diese Methode helfen, wichtige Fragen im Bereich der Makrophagenbiologie zu beantworten, wie zum Beispiel, wie der Zustand der Aktivierung unter verschiedenen Umgebungen auf Proteinebene charakterisiert werden kann. Der Hauptvorteil dieser Technik ist, dass sie die Möglichkeit bietet, eine unterschiedliche Expression vieler Proteine in menschlichen Makrophagen mit hilfe einer etikettenfreien Quantifizierungsmethode zu erhalten. Demonstrieren das Verfahren werden Marie Malier und Magali Court aus meinem Labor sein.Zunächst fügen Sie 15 Milliliter Dichtegradienten-Zelltrennlösung in zwei 50-Milliliter-Zentrifugationsrohre ein, damit sich die Lösung vor Erhalt des LRSC auf Raumtemperatur erwärmen kann. Dies ist wichtig, da die Dichte von der Temperatur abhängt. Leeren Sie den LRSC in ein 50 Milliliter Zentrifugationsrohr.1x PBS bis zu 50 Milliliter hinzufügen und mischen. Dann, sehr langsam, fügen Sie 25 Milliliter der Mischung auf 15 Milliliter der gleichgewichtiver Dichte Gradientlösung. Achten Sie darauf, die Phasen in diesem Schritt nicht zu mischen.Das Blut muss auf die Dichtegradientenlösung ohne Störung dieser Phase hinzugefügt werden. Zentrifugieren Sie beide Zentrifugationsrohre für 25 Minuten bei 700 G ohne Pausen. Am Ende der Dichtegradientenzentrifugation sind die Schichten von unten nach oben die Erythrozyten und Granulozyten, die das Pellet bilden, die Dichtegradientenlösungsphase, eine Schicht von PBMCs und das verdünnte Plasma.Mit einer Pipette durchdieen, ohne sie zu aspitrieren. Dann sammeln Sie die PBMC-Schicht in ein neues 50 Milliliter Zentrifugationsrohr. Fügen Sie bis zu 50 Milliliter 1x PBS zu den PBMCs als Wascheinrichtung und Zentrifuge für 10 Minuten bei 300 G hinzu. Aspirieren Sie den Überstand und setzen Sie das Pellet in 40 Milliliter Makrophagenmedium wieder auf.Nachdem Sie die PBMCs in einer Malassez-Kammer eingepfert haben, übertragen Sie die Menge an PBMCs, die für die Durchführung des Experiments erforderlich sind, auf ein Zentrifugationsrohr. Zentrifugieren Sie die Zellen für 10 Minuten bei 300 G. Aspirieren Sie den Überstand und setzen Sie das Pellet in 80 Mikroliter des Sortierpuffers pro 10 Millionen PBMCs wieder auf. Fügen Sie dann 20 Mikroliter CD14 Mikroperlen pro 10 Millionen PBMCs hinzu.Gut mischen und 15 Minuten bei 4 Grad Celsius unter ständiger Agitation brüten. Fügen Sie nach der Inkubation einen Milliliter Sortierpuffer pro 10 Millionen PBMCs als Waschschritt und Zentrifuge wie bisher hinzu. Dann aspirieren Sie den Überstand und setzen Sie das Pellet in 500 Mikroliter Sortierpuffer pro 100 Millionen PBMCs wieder auf.Platzieren Sie nun eine Säule im Magnetfeld des Separators. Bereiten Sie die Spalte vor, indem Sie sie mit drei Millilitern Sortierpuffer spülen. Tragen Sie die Zellsuspension auf die Spalte auf.Dann sammeln Sie den Durchfluss mit nicht beschrifteten Zellen für die nachfolgende Färbung, falls erforderlich. Waschen Sie die Säule dreimal mit drei Millilitern Sortierpuffer. Achten Sie darauf, Ihre Säule nicht zu trocknen.Platzieren Sie dann ein Sammelrohr unter der Spalte, und entfernen Sie es aus dem Trennzeichen. Nach dem Waschen, Pipette fünf Milliliter Sortierpuffer in die Spalte. Spülen Sie die magnetisch beschrifteten Zellen sofort aus, indem Sie den Kolben fest in die Säule drücken.Wiederholen Sie diese Schritte schließlich mit einer neuen Spalte, bevor Sie die Monozyten plattieren und die Makrophagenpolarisation durchführen, wie im Textprotokoll beschrieben. Bewahren Sie die Monozyten und Makrophagen in einer sauerstoffgesteuerten Umgebung auf, um eine hypoxische Zustandsanalyse durchzuführen. Verwenden Sie eine Hypoxie-Arbeitsstation, um Zellen während des Experiments unter dem gewünschten Sauerstoffpartialdruck zu halten.Bei Arbeiten unter niedrigem Sauerstoffdruck ist es wichtig, alle Medien und Waschpuffer unter der Station vorzubereiten und ausreichend zu warten, um den richtigen Teildruck in der Flüssigkeit zu erhalten. Führen Sie die Zelllyse in einem Puffer unter einer angepassten Haube durch. Laden Sie das Proteinäquivalent von 300.000 Zellen für jede Probe auf 4-12%bis-tris Acrylamidgele.Steuern Sie die Dauer der elektrophoretischen Migration, damit sich jede Proteinprobe in sechs Gelbänder aufteilen kann, wie hier gezeigt. Nach der Fixierung und Färbung, wie im Textprotokoll beschrieben, verbrauchen Sie die Proteinbänder mit einem sauberen Skalpell. Würfeln Sie jedes ausgeschnittene Band, bevor Sie sie in 500 Mikroliter-Röhren legen.Waschen Sie nun die Gelscheiben dreimal in 200 Mikroliter 25 Millimolar Ammoniumbicarbonat für 20 Minuten bei 37 Grad Celsius, wobei das Ammoniumbicarbonat zwischen jedem Schritt entsorgt wird. Folgen Sie dies mit einer Wäsche in 25 Millimolar Ammoniumbicarbonat und Acetonitril. Dann die Gelstücke mit 200 Mikroliter100%Acetonitril für 10 Minuten dehydrieren.Inkubieren Sie jedes Gelstück mit 10 Millimolar DTT und 25 Millimolar Ammoniumbicarbonat für 45 Minuten bei 56 Grad Celsius. Dann entsorgen Sie das DTT und inkubieren Sie das Gelstück mit 55 Millimolar-Iodoacetamid in 25 Millimolar Ammoniumbicarbonat für 35 Minuten im Dunkeln bei Raumtemperatur. Um die Alkylierung zu stoppen, entsorgen Sie die verwendete Lösung und inkubieren Sie jedes Gelstück mit 200 Mikrolitern 10 Millimolar DTT in 25 Millimolar Ammoniumbicarbonat für 10 Minuten bei Raumtemperatur.Waschen Sie die Gelstücke in 200 Mikroliter 25 Millimolar Ammoniumbicarbonat. Dann mit 200 Mikroliter 100%Acetonitril für 10 Minuten dehydrieren. Verdauen Sie die Proteine über Nacht bei 37 Grad Celsius mit Trypsin/Lys-C Mix gemäß den Anweisungen des Herstellers.Extrahieren Sie die resultierenden Peptide aus Gelstücken, indem Sie 50 Mikroliter 50%Acetonitril für 15 Minuten in Subsitten mit geringer Absorption hinzufügen. Nach Zugabe von 50 Mikroliter5%Ameisensäure für 15 Minuten 50 Mikroliter 100% Acetonitril für 15 Minuten hinzufügen. Ziehen und trocknen Sie jede Fraktion in Absorptionsröhrchen, um die Absorption von Peptiden und Probenverlust zu begrenzen.Bewahren Sie die Proben bei 80 Grad Celsius auf, bis weitere Analysen durchgeführt werden, wie im Textprotokoll beschrieben. Hier ist die repräsentative Reinheit dargestellt, die durch Durchflusszytometrie nach der magnetischen Perlenauswahl von CD14-positiven Monozyten beurteilt wird. Phasenkontrast-Bildgebung von differenzierten menschlichen Makrophagen zeigen Heterogenität der erhaltenen Morphologien für zwei verschiedene Polarisationen nach neun Tagen Kultur.Ein Beispiel für eine Off-Gel-Verdauung mit silberbefleckten SDS-Seitengelen wird gezeigt. Die Auswertung des Proteins aus der Zelllyse und nach der Verdauung in der Lösung zeigt das Fehlen von Abbau während der Lyse und die Effizienz der Verdauung. Hier ist ein Beispiel für ein kollisionsinduziertes Dissoziationsspektrum eines Peptids zu sehen, das bei einem Massen-Zu-Lade-Verhältnis von 597,29 im MS-Spektrum mit einer elektrischen Ladung von positiven zwei gefunden wird.Aus diesem Spektrum wurde die entsprechende Reihenfolge bestimmt. Das Endergebnis nach der Analyse ist eine Heatmap, die die hierarchische Clusterbildung aller Polarisationszustände mit differenziell exprimierten Proteinen darstellt. Die Analyse zeigt einen Cluster von Proteinen, die in allen Polarisationen im 3%-Sauerstoffzustand überexprimiert sind.Beim Versuch dieses Verfahrens ist es wichtig, sich daran zu erinnern, dass Sie zuerst entscheiden müssen, welche Art von Fraktionierung Sie für neue Samples durchführen, um Ihr Protokoll entsprechend anzupassen. Der proteomische Ansatz, der diese Arbeit verwendet, ergänzt genomische Ansätze, die in den letzten Jahren im Bereich der makrophagenbiologischen Polarisationsstudien verwendet wurden. Nach ihrer Entwicklung ebnet diese Technik den Weg für Forscher auf dem Gebiet der Immunologie, um die verschiedenen Zustände der Aktivierung von Immunzellen beim Menschen und auch bei anderen Säugetieren zu erforschen.Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit DTT gefährlich sein könnte, so dass Sie unter einer angepassten Haube arbeiten müssen, um dieses Verfahren zu tun.

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Forschung

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemie

Der Artikel beschreibt eine leicht einfach...

Untersuchung von Makrophagen-Polarisation mit Knochenmark-Makrophagen

Monozyten abgeleiteten Makrophagen sind wichtige Zellen des angeborenen Immunsystems. Hier beschreiben wir eine einfach zu...

Ein<em&gt; In-vitro-</em&gt; Modell zur Heterogenität des menschlichen Makrophagen Differenzierung und Polarisierung Studieren

Makrophagen sind die Schlüsselzellen, die an der Pathogenität des Wirts beteiligt sind. Makrophagen weisen eine phänotypische und funktionelle Diversität auf, die durch Proteomanalyse analysiert und nachgewiesen werden kann. In diesem Artikel wird beschrieben, wie eine 2D-Elektrophorese von Primärkulturen menschlicher Makrophagen durchgeführt wird, die in den M1- oder M2-Phänotyp differenziert sind.

Proteomik von Makrophagen durch 2D-Elektrophorese

Metabolische Reprogrammierung ist ein Merkmal und eine Voraussetzung für die Polarisation von M1- und M2-Makrophagen. Dieses Manuskript beschreibt einen Assay zur Messung grundlegender Parameter der Glykolyse und der mitochondrialen Funktion in aus dem Knochenmark der Maus stammenden Makrophagen. Mit diesem Werkzeug kann untersucht werden, wie bestimmte Faktoren den Stoffwechsel und den Phänotyp des Makrophagen beeinflussen.

Metabolische Charakterisierung Polarized M1 und M2-Knochenmark-Makrophagen über die Echtzeit-Extrazelluläre Flußanalyse

Dieses Protokoll ermöglicht ein Forscher zu isolieren und zu charakterisieren, Gewebe-Bewohner Makrophagen in verschiedenen hallmark entzündetem Gewebe extrahiert aus Diät-induzierten Modelle der Stoffwechselstörungen.

Isolierung, Charakterisierung und Reinigung der Makrophagen aus den Geweben von Fettleibigkeit bedingte Entzündung betroffen

Dieses Protokoll bietet eine Methode zur Untersuchung der Mycobacterium tuberculosis-Infektion bei menschlichen M1- oder M2-polarisierten Makrophagen auf der Grundlage der Differenzierung von peripheren Blutmonozyten zu Makrophagen-ähnlichen Zellen, die mit dem GFP-markierten virulenten Stamm H37Rv infiziert und mit Durchflusszytometrie mit einem 10-Farben-Panel einschließlich der Expression ausgewählter M1/M2-Marker analysiert werden.

Polarisation von M1 und M2 Human Monocyte-Derived Cells und Analyse mit Durchflusszytometrie bei Mycobacterium tuberculosis Infection

M2-ähnliche tumorassoziierte Makrophagen (TAM) sind mit Tumorprogression und schlechter Prognose bei Krebs assoziiert. Dieses Protokoll dient als detaillierte Anleitung, um THP-1-Monozyten-ähnliche Zellen innerhalb von 14 Tagen reproduzierbar in M2-ähnliche Makrophagen zu differenzieren und zu polarisieren. Dieses Modell ist die Grundlage, um die entzündungshemmende Wirkung von TAM in der Tumormikroumgebung zu untersuchen.

Makrophagendifferenzierung und Polarisation in einen M2-ähnlichen Phänotyp unter Verwendung einer humanen Monozyten-ähnlichen THP-1-Leukämie-Zelllinie

Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zur Bewertung des immunmodulatorischen Potenzials von Implantatoberflächen in vitro vor, um die Zuverlässigkeit und Reproduzierbarkeit aktueller Protokolle zu verbessern und die weitere Forschung zu fördern. Sekretorische Zytokinprofile, mRNA-Expression und Zelloberflächenmarker wurden mit Hilfe von Blutmonozyten-abgeleiteten Makrophagen überwacht, um die Makrophagenpolarisation auf Titan zu untersuchen.

Polarisation und Charakterisierung von M1- und M2-humanen Monozyten-abgeleiteten Makrophagen auf Implantatoberflächen 

Monozyten und Makrophagen sind sehr plastische und reprogrammierbare Immunzellen, die für Gesundheit und Krankheit entscheidend sind. Sie spüren und reagieren auf ein breites Spektrum von Reizen, indem sie spezifische Differenzierungsprogramme und Phänotypen übernehmen. Wir haben ein In-vitro-Modell standardisiert, um die Polarisation und Reprogrammierung von Makrophagen zu untersuchen, was ein wertvolles Werkzeug für die Forschung darstellt.

Reprogrammierungsmodell von humanen Monozyten-abgeleiteten Makrophagen für In-vitro-Assays

Hier beschreiben wir detailliert Methoden zur Extraktion von Makrophagen aus dem Knochenmark, der Milz und dem infarktierten Herzen und zur anschließenden Bestimmung des metabolischen Flusses in lebenden Zellen.

Analyse des ex vivo metabolischen Flusses in Milz- und Herzmakrophagen und Knochenmarkmonozyten

Erfahren Sie, wie Sie proteomische Signaturen menschlicher Makrophagen in sauerstoffarmen Umgebungen analysieren. Diese Methode ermöglicht die Charakterisierung von Aktivierungszuständen auf Proteinebene mittels Label-free Quantifizierung.

Proteomic Analysen der menschlichen Makrophagen Polarisierung in einer sauerstoffarmen Umgebung

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