Name: Zwei-Schiff Okklusion Mausmodell der zerebralen Ischämie-reperfusion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-01T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Erfahren Sie das Zwei-Gefäß-Okklusions-Mausmodell der zerebralen Ischämie-Reperfusion zur Untersuchung von Schlaganfall-Pathophysiologie. Diese Methode ermöglicht die Analyse von Infarktvolumen und Immunzellinfiltration im ischämischen Gehirn.

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Diese Arbeit wurde durch das Ministerium für Wissenschaft und Technologie, Taiwan (am meisten 106-2320-B-038-024, die meisten 105-2221-E-038-007-MY3 und die meisten 104-2320-B-424-001) und Taipei Medical University Hospital (107TMUH-SP-01) unterstützt. Dieses Manuskript wurde von Wallace wissenschaftliche Bearbeitung bearbeitet.

Die institutionelle Pflege der Tiere und Nutzung Ausschüsse der Academia Sinica und Taipei Medical University genehmigt dieses Protokolls für den Einsatz von Versuchstieren.
(1) MCAO/Reperfusion Modell
<ol><li>Geben Sie die Mäuse mit freiem Zugang zu Wasser und Chow, bis die Operation.</li>
	<li>Autoklaven der chirurgische Werkzeuge und desinfizieren Sie den OP-Tisch und Ausrüstung mit 70 % Ethanol. Tragen Sie einen Mundschutz und sterile Handschuhe. Verwenden Sie ein trockenes Korn-Sterilisator, um chirurgische Instrumente restilisieren, wenn mehrere Maus-Operationen in einem Experiment durchgeführt werden.</li>
	<li>Eine 8 bis 12 Woche alte Maus zu betäuben (Masse: 25 – 30 g) mit 0,8 % Chloral Hydrate, über eine intraperitoneale Injektion. Stellen Sie sicher, dass die narkotisierten Maus nicht über ein Pedal Reflex (wie mit einer festen Fuß Klemme getestet) nach der Anesthetization.</li>
	<li>Verwenden Sie Tierarzt Salbe, um Augentrockenheit für die Maus zu verhindern, während es unter Narkose ist.</li>
	<li>Verwenden Sie eine nicht-invasive Blutdruck-System, um die Maus Blutdruck zu überwachen.</li>
	<li>Verwenden Sie ein physiologische monitoring-System zur Überwachung der Rektaltemperatur und arteriellen Blutgase. Aufrechterhaltung der Körpertemperatur auf 36,5 ± 0,5 ° C.</li>
	<li>Subkutan injizieren Sie die Maus mit einem prophylaktische Antibiotika (25 mg/kg Cefazolin)8.</li>
	<li>Platzieren Sie den Mauszeiger in die Rückenlage auf das Heizkissen.</li>
	<li>Verwenden Sie elektrischen Haarschneider, um die Haut durch das Rasieren der Maus Fell auf dem ventralen Halsbereich, sowie in der Region zwischen dem rechten Auge und Ohr verfügbar zu machen.</li>
	<li>Verwenden Sie Epilieren Creme, das Fell vom Körper der Maus und desinfizieren der Operationsstelle abwechselnd Scrbus mit Povidione-Jod und 70 % Ethanol.</li>
	<li>Mit Iris einer Schere schneiden Sie einen 1 cm langen Mittellinie Schnitt am Hals.</li>
	<li>Verwenden Sie Iris Zange vorsichtig frei von Vagus Nerven CCA sezieren ohne physische Verletzungen.</li>
	<li>Verwenden Sie 5-0 Seide Nähte, um CCA zu isolieren.</li>
	<li>Machen Sie einen 0,3 cm Schnitt in der Kopfhaut in der Mitte zwischen dem rechten Auge und Ohr.</li>
	<li>Verwenden Sie Microscissors, um die Temporalis Muskel um das Jochbein und squamosal Knochen freizulegen geschnitten.</li>
	<li>Verwenden Sie unter einem Stereomikroskop sezierenden eine Microdrill um eine 2 mm Durchmesser-Loch direkt über der rechten distalen MCA zu erstellen.</li>
	<li>Verbinden Sie den Kofferraum des rechten distalen MCA mit einer 10-0-Naht.</li>
	<li>Verdecken Sie mit Hilfe eines nichttraumatischen Aneurysma-Clips rechts CCA.</li>
	<li>Entfernen Sie nach 10 oder 40 min Ischämie Aneurysma-Clips und Naht Blutfluss in der MCA und CCA wiederherstellen.</li>
	<li>Verwenden Sie einen Naht Clip, um der Hautschnitt auf den Kopf zu versiegeln.</li>
	<li>Versiegeln Sie die zervikalen Hautschnitte mit einer einzigen Naht gefolgt von Halshaut mit Naht oder Grundnahrungsmittel9schließen.</li>
	<li>Buprenorphin (0,1 mg/kg) für Pain Relief9subkutan zu injizieren.</li>
	<li>Halten Sie die Maus Körpertemperatur auf 36,5 ± 0,5 ° C auf das Heizkissen, bis es vollständig aus der Narkose erholt hat. Das Tier, das Operation, um die Gesellschaft anderer Tiere durchlaufen hat, bis es vollständig erholt hat nicht zurück. Nicht unbeaufsichtigt lassen das Tier bis es ausreichend Bewusstsein wiedererlangt.</li>
	<li>Platzieren Sie den Mauszeiger in den Autoklaven Käfig, so dass es frei Zugang zu Wasser und Essen gehen, nachdem es vollständig erholt hat.</li>
</ol>2. Färbung mit 2,3,5-Triphenyltetrazolium Chlorid
<ol><li>Die Maus mit 0,8 % Chloral Hydrate über eine intraperitoneale Injektion zu betäuben.</li>
	<li>Verwenden Sie operative Schere, um das Tier zu enthaupten.</li>
	<li>Setzen Sie den Schädel mithilfe von Iris-Schere, um einen Einschnitt in die Haut des Kopfes zu machen.</li>
	<li>Mit operativen einer Schere schneiden Sie den vorderen Stirnbein.</li>
	<li>Verwenden Sie Iris-Schere zum Schneiden des Schädels entlang die sagittale Naht.</li>
	<li>Verwenden Sie einen Knochen Rongeur, beiseite schieben, die frontalen und parietalen Knochen und setzen das Gehirn.</li>
	<li>Verwenden Sie Iris Zange, um das Gehirn sezieren.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Maus-Gehirn-Matrix und Rasierklingen, um 2 mm koronalen Scheiben zu erhalten.</li>
	<li>Färben Sie die Gehirnscheiben für 10 min bei 37 ° C mit 2 % 2,3,5-Triphenyltetrazolium-Chlorid (TTC) in 1 x Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung.</li>
	<li>Spülen Sie das Gehirn 2 X mit 10 % Formalin.</li>
	<li>Befestigen Sie das Gehirn in 10 % Formalin bei Raumtemperatur für 24 h.</li>
</ol>3. Messung der Infarkt Größe
<ol><li>Ordnen Sie die Abschnitte auf eine saubere Kunststoff Folie und orientieren Sie Querschnitte von rostral kaudalen.</li>
	<li>Scannen Sie die Folie mit Hilfe eines Scanners. Ein metrischen Lineal und stellen Sie sicher, dass es im gescannten Bild sichtbar ist. Die Folie umdrehen und die Rückseite zu scannen.</li>
	<li>Berechnen Sie die Infarkt-Fläche der einzelnen Abschnitte mit ImageJ-Software.<ol>
<li>Öffnen Sie die Image-Datei und richten Sie die Skala für das Bild.</li>
		<li>Verwenden Sie Freihandauswahl um den Infarkt-Bereich auszuwählen.</li>
		<li>Verwenden der Regionen von Interesse (ROI)-Manager, um den gewünschten Bereich zu messen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Summe der Infarkt-Bereiche für jeden Abschnitt und multiplizieren Sie das Ergebnis durch die Schnittdicke, das totale Infarkt Volumen zu schätzen.</li>
</ol>4. statistische Analyse
<ol><li>GraphPad Prism 6 verwenden, um festzustellen, die statistische Signifikanz mit der Student t-test. Hinweis: Die Fehlerbalken auf die Balkendiagramme darstellen Standardfehler des Mittelwerts (SEMs).</li>
	<li>Verwendung G * Power 3.1 zu den entsprechenden Stichprobenumfang ermitteln und führen Sie einen Power-Analyse-10.</li>
</ol>

<ol><li>Woodruff, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathophysiology%2C+treatment%2C+and+animal+and+cellular+models+of+human+ischemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Neurodegeneration%22%5BJournal%5D)">Pathophysiology, treatment, and animal and cellular models of human ischemic stroke.</a> Molecular Neurodegeneration. 6 (1), 11(2011).</li>
<li>Chamorro, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+immunology+of+acute+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews.+Neurology%22%5BJournal%5D)">The immunology of acute stroke.</a> Nature Reviews. Neurology. 8 (7), 401-410 (2012).</li>
<li>Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+stroke+in+mice+-+Middle+cerebral+artery+occlusion+with+the+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Modeling stroke in mice - Middle cerebral artery occlusion with the filament model.</a> Journal of Visualized Experiments. (47), e2423(2011).</li>
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<li>Florian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+hypothermia+reduces+infarct+volume+in+aged+rats+after+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia.</a> Neuroscience Letters. 438 (2), 180-185 (2008).</li>
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<li>Glazier, S. S., O'Rourke, D. M., Graham, D. I., Welsh, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+ischemic+tolerance+following+brief+focal+ischemia+in+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%3A+Official+Journal+of+the+International+Society+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Induction of ischemic tolerance following brief focal ischemia in rat brain.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 14 (4), 545-553 (1994).</li>
<li>Tachibana, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+Reperfusion+After+Brain+Ischemia+Has+Beneficial+Effects+Beyond+Rescuing+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Early Reperfusion After Brain Ischemia Has Beneficial Effects Beyond Rescuing Neurons.</a> Stroke. 48 (8), 2222-2230 (2017).</li>
<li>Gan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemic+neurons+recruit+natural+killer+cells+that+accelerate+brain+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Ischemic neurons recruit natural killer cells that accelerate brain infarction.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (7), 2704-2709 (2014).</li>
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<li>Wang, S., Zhang, H., Dai, X., Sealock, R., Faber, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+architecture+underlying+variation+in+extent+and+remodeling+of+the+collateral+circulation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Genetic architecture underlying variation in extent and remodeling of the collateral circulation.</a> Circulation Research. 107 (4), (2010).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Die MCAO/Reperfusion-Maus-Modell ist ein Tiermodell häufig eingesetzt, um transiente Ischämie bei Menschen zu imitieren. Dieses Tiermodell kann auf transgenen und Knockout-Mäusen Stämme zu untersuchen, die Pathophysiologie des Schlaganfalls angewendet werden. Besonders kritisch sind mehrere Schritte im Protokoll. (1) die Microdrill muss vorsichtig verwendet werden, wenn Sie ein Loch in den Schädel, mit unangemessene Handlung leicht verursachen Blutungen aus der MCA erstellen. (2) die MCA dürfen nicht beschädigt, und Blut...

Der zerebralen Ischämie-Reperfusion-Maus-Modell ist eines der am weitesten verbreitete experimentelle Ansätze zur Untersuchung der Pathophysiologie der Ischämie-induzierte Gehirn Verletzungen1. Da zerebraler Ischämie-Reperfusion der peripheren Immunsystem aktiviert, peripheren Immunzellen in das ischämische Gehirn zu infiltrieren und verursachen neuronale Schäden2. Daher ist eine zuverlässige und reproduzierbare Mausmodell, die zerebrale Ischämie-Reperfusion imitiert erforderlich, um die Pathophysiologie des Schlaganfalls zu verstehen.
C57BL/6J (B6) Mäuse sind die am häufigsten verwendeten Dehnung in Schlaganfall-Experimente, weil sie genetisch leicht manipuliert werden können. Stehen zwei gemeinsame Modelle von MCAO/Reperfusion, die den Zustand der zerebralen Ischämie-Reperfusion zu imitieren. Das erste ist das Intraluminal Filament Modell des proximalen MCAO, wo ein Silikon-beschichtete Faden eingesetzt wird, um den Blutfluss in die MCA intravascularly verdecken; die verschließenden Filament wird anschließend entfernt, um Blut fließen3wiederherzustellen. Eine kurze Okklusion Dauer führt zu einer Läsion der subkortikalen Region, während eine längere Dauer der Okklusion Infarkte in den kortikalen und subkortikalen Bereichen verursacht. Das zweite Modell ist die Ligatur-Modell der distalen MCAO, einhergehende extravascular Ligatur der MCA und CCA, den Blutfluss durch die MCA zu reduzieren, nach der Blutfluss durch die Entfernung des Nahtmaterials und Aneurysmen Clip4wiederhergestellt wird. In diesem Modell ein Infarkt wird in den kortikalen Bereichen verursacht, und die Sterblichkeit ist gering. Da die Ligatur der MCAO/Reperfusion Modell Kraniektomien Ortsbild des distalen MCA aussetzen erfordert, kann die Website leicht bestätigt werden, und prüfen, ob die Durchblutung in den distalen MCA während des Verfahrens unterbrochen wird ist einfach.
B6-Mäuse zeigen erhebliche Unterschiede in der Anatomie der Kreis von Willis; Dies beeinträchtigt das Infarkt-Volumen nach zerebraler Ischämie-Reperfusion5,6,7. Derzeit kann dieses Problem durch Unterbindung der distalen MCA8überwunden werden. In dieser Studie stellen wir eine Methode für die MCA-Durchblutung zubeißt und damit nach einer vorgegebenen Zeitspanne Ischämie Reperfusion. Zwei-Schiff-Okklusion des zerebralen Ischämie-Reperfusion Modells induziert transiente Ischämie des Gebietes der MCA durch Unterbindung des rechten distalen MCA und richtige CCA mit Blutfluss wiederhergestellt nach einer gewissen Zeit der Ischämie. Dieses Modell MCAO/Reperfusion induziert ein Infarkt stabile Größe, ein Großteil der Gehirn-infiltrieren Immunzellen im ischämischen Gehirn und einem Verhaltens Defizit nach zerebraler Ischämie-Reperfusion4.

<table><tbody><tr><td>Knochenrongeur</td><td>Diener</td><td></td><td>Friedman</td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>Sigma</td><td>B-044</td><td></td></tr><tr><td>Cefazolin</td><td>Sigma</td><td>1097603</td><td></td></tr><tr><td>Chloralhydrat</td><td>Sigma</td><td>C8383</td><td></td></tr><tr><td>Dissektionsmikroskop</td><td>Nikon</td><td>SMZ-745</td><td></td></tr><tr><td>Elektrische Haarschneidemaschine</td><td>Petpro</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10% Formalin</td><td>Sigma</td><td>F5304</td><td></td></tr><tr><td>Germinator Trockenperlensterilisator</td><td>Braintree Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iriszange</td><td>Karl Klappenecker</td><td></td><td>10 cm</td></tr><tr><td>Irisschere</td><td>Diener</td><td></td><td>9 cm</td></tr><tr><td>Irisschere STR</td><td>Karl Klappenecker</td><td></td><td>11 cm</td></tr><tr><td>Microdrill</td><td>Stoelting</td><td>FOREEDOM K.1070</td><td></td></tr><tr><td>Mikroschere-Vannas</td><td>HEISS</td><td>H-4240</td><td>Klinge 7mm, 8 cm</td></tr><tr><td>Maus Gehirn Matrix</td><td>World Precision Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nicht-invasives Blutdrucksystem</td><td>Muromachi</td><td>MK-2000ST</td><td></td></tr><tr><td>Operationsschere STR</td><td>Karl Klappenecker</td><td></td><td>14 cm</td></tr><tr><td>Physiologisches Überwachungssystem</td><td>Harvard Apparat</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rasierer Klingen</td><td>Ever-Ready</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stoelting Nagetierwärmer</td><td>Stoelting</td><td>53810</td><td>Heizkissen</td></tr><tr><td>Nahtclip</td><td>Stoelting</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>IDEALTEK</td><td></td><td>No.3</td></tr><tr><td>Vetbond</td><td>3M</td><td>15672</td><td>Chirurgischer Kleber</td></tr><tr><td>10-0 Naht</td><td>UNIK</td><td>NT0410</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5-Triphenyltetrazolium Chlorid</td><td>Sigma</td><td>T8877</td><td></td></tr></tbody></table>

zwei-schiff okklusion mausmodell der zerebralen ischämie-reperfusion

Two-vessel Occlusion Mouse Model of Cerebral Ischemia-reperfusion

In dieser Studie wird eine mittlere zerebrale Arterie (MCA) Okklusion Mausmodell eingesetzt, um zerebrale Ischämie-Reperfusion zu studieren. Eine reproduzierbare und zuverlässige Maus-Modell eignet sich zur Untersuchung der Pathophysiologie der zerebralen Ischämie-Reperfusion und mögliche therapeutische Strategien für Patienten mit Schlaganfall zu ermitteln. Variationen in der Anatomie des Kreises von Willis C57BL/6 Mäusen beeinflusst ihr Infarkt-Volumen nach zerebraler Ischämie-induzierte Verletzung. Studien haben gezeigt, dass distale MCA-Verschluss (MCAO) kann dieses Problem überwinden und eine stabile Infarkt-Größe. In dieser Studie stellen wir ein zwei-Schiff Okklusion Mausmodell der zerebralen Ischämie-Reperfusion durch die Unterbrechung des Blutflusses zu den richtigen MCA. Wir verbinden die richtige MCA und rechts gemeinsame Halsschlagader (CCA) nach distal und Wiederherstellung der Durchblutung nach einer gewissen Zeit der Ischämie. Diese Ischämie-Reperfusion Verletzungen induziert ein Infarkt stabile Größe und ein Verhaltens Defizit. Peripheren Immunzellen infiltrieren die ischämische Gehirn Infiltration innerhalb von 24 h. Darüber hinaus ist der neuronale Verlust im kortikalen Bereich weniger für eine längere Dauer der Reperfusion. Daher eignet sich dieses zwei-Schiff Okklusion-Modell für die Untersuchung der Immunantwort und neuronale Erholung im Bezugszeitraum nach zerebraler Ischämie Reperfusion.

Dieses MCAO/Reperfusion Verfahren produziert eine kortikale Infarkt in der Nähe der richtigen MCA und verursacht ein Verhaltens Defizit. Verschiedene Grade der Ischämie-induzierte Infarkt Volumen (Abb. 1AB) und neuronaler Verlust (Abbildung 1D) entstanden in der Hirnrinde des MCA-rechts durch eine Erhöhung der Ligatur Dauer. Dieser MCAO/Reperfusion Verletzungen verringert das Tier lokomotorischen...

Ein Maus-Modell der zerebralen Ischämie-Reperfusion wird gegründet, um die Pathophysiologie des Schlaganfalls zu untersuchen. Wir nach distal verbinden rechts mittlere zerebrale Arterie und rechts gemeinsame Halsschlagader und Blutfluss nach 10 oder 40 min der Ischämie wiederherstellen.

Zwei-Schiff Okklusion Mausmodell der zerebralen Ischämie-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse ...

Dieses Zwei-Gefäß-Okklusionsmausmodell der zerebralen Ischämie-Reperfusion kann die Pathophysiologie des Schlaganfalls untersuchen. Dieses Modell wird ein stabiles Infarktvolumen von einem Großteil der Gehirn infiltrierenden Immunzellen im ischämischen Gehirn und das Verhaltensdefizit nach zerebraler Ischämie-Reperfusion induzieren. In diesem Modell wird ein Infarkt in den kortikalen Gebieten verursacht und die Sterblichkeitsrate ist niedrig.Da das Ligation sMCAO-Reperfusionsmodell eine Kraniotomie erfordert, um die Größe des distalen MCA verfügbar zu machen, kann die Größe leicht bestätigt werden, und die Untersuchung, ob der Blutfluss im distalen MCAO während des Eingriffs gestört wird, ist einfach. Bieten Sie den Mäusen freien Zugang zu Wasser und Nahrung bis zur Operation. Autoclavdien Sie die chirurgischen Werkzeuge und verwenden Sie 70% Ethanol, um den Operationstisch und die Ausrüstung zu desinieren.Nach der Anästhesisierung einer acht bis zwölf Wochen alten Maus, stellen Sie sicher, dass es keinen Pedalreflex hat, wenn sie mit einer festen Zehenprise getestet wird. Verwenden Sie Tierarzt Salbe, um Augentrockenheit zu verhindern, während die Maus unter Anästhesie ist. Um den Blutdruck zu überwachen, entfernen Sie zuerst das Haar, und verwenden Sie dann ein nicht-invasives Blutdrucksystem und ein physiologisches Überwachungssystem, um rektale Temperatur und arterielle Blutgase zu überwachen.Injizieren Sie die Maus subkutan mit einem prophylaktischen Antibiotikum. Als nächstes legen Sie die Maus in die Supine-Position auf dem Heizkissen. Um die Haut freizulegen, verwenden Sie elektrische Clippers, um das Fell auf dem ventralen Halsbereich und im Bereich zwischen dem rechten Auge und dem rechten Ohr zu rasieren.Löschen Sie das Fell aus dem Körper des Tieres mit Epilating-Creme, und desinfizieren Sie die chirurgische Stelle mit 70%Ethanol. Dann schneiden Sie einen ein Zentimeter langen Mittellinienschnitt am Hals mit einer Irisschere. Mit Iriszangen, sezieren Sie vorsichtig die gemeinsame Halsschlagader frei von den Vagusnerven, ohne körperliche Verletzungen zu verursachen, und verwenden Sie 5-0 Seidennähte, um die Arterie zu isolieren.Als nächstes verwenden Sie Irisschere, um einen 0,3-Zentimeter-Schnitt in der Kopfhaut in der Mitte zwischen dem rechten Auge und dem rechten Ohr zu machen. Schneiden Sie mit einer Mikroschere den temporalis-Muskel, um den zygomatischen und squamosalen Knochen freizulegen. Platzieren Sie die Maus unter ein Stereo-Sezierendes Mikroskop, und verwenden Sie einen Mikrobohrer, um ein Zwei-Milliliter-Loch direkt über der rechten distalen mittleren Hirnschlagader zu erstellen.Verwenden Sie eine 10-0-Naht, um den Stamm des rechten distalen MCA zu ligieren, und verwenden Sie einen nicht-traumatischen Aneurismus-Clip, um die rechte CCA zu verschließen. Nach der gewünschten Dauer der Ischämie, entfernen Sie die Naht und Aneurismus Clip, um den Blutfluss zum MCA und CCA wiederherzustellen. Verwenden Sie einen Nahtclip, um den Hautschnitt auf dem Kopf zu versiegeln und die Zervixhautschnitte mit chirurgischem Kleber zu versiegeln.Buprenorphin subkutan zur Schmerzlinderung injizieren. Halten Sie die Körpertemperatur des Tieres bei 36,5 plus oder minus 0,5 Grad Celsius auf dem Heizkissen, und lassen Sie es nicht unbeaufsichtigt oder zurück an die Gesellschaft anderer Tiere, bis es vollständig aus der Anästhesie geborgen ist. Schließlich legen Sie die Maus in den Autoklavenkäfig, damit sie frei auf Wasser und Nahrung zugreifen kann, nachdem sie sich vollständig erholt hat.Verwenden Sie Irisschere, um einen Schnitt in der Haut des Kopfes der anästhesierten und enthaupteten Maus zu machen, um den Schädel zu belichten. Dann verwenden Sie die Operationsschere, um das Vorderteil des Frontalknochens zu schneiden, und schneiden Sie mit einer Irisschere den Schädel entlang der sagittalen Naht. Mit einem Knochenrongeur, schieben Sie den frontalen und parietalen Knochen beiseite, und entlarven Sie das Gehirn.Entfernen Sie das Gehirn, und legen Sie es in eine Maus-Gehirn-Matrix. Verwenden Sie Rasierklingen, um zwei Milliliter koronale Scheiben zu erhalten, und legen Sie sie in 50-Milliliter-Röhren gefüllt mit fünf Milliliter 2%TTC. Wenn Sie die Maus-Gehirnmatrix verwenden, um koronale Scheiben zu erhalten, sollte die Schnittgröße in verschiedenen Gehirnen gleich sein.Schnittgröße beeinflussen die Größe von Gehirnscheiben, die auch die Berechnung der Infarktgröße beeinflussen. Die Gehirnscheiben mit 2%TTC und 1X PBS 10 Minuten bei 37 Grad Celsius färben und dann zweimal mit 10% Formalin abspülen. Fixieren Sie die Gehirnscheiben in 10%formalin bei Raumtemperatur für 24 Stunden.Nach dem Trocknen der Gehirnscheiben auf dem Gewebepapier überschüssiges Formalin zu absorbieren, ordnen Sie sie auf einem sauberen Kunststoffschlitten, orientieren sie von rostral zu kaudal, und decken Sie sie mit einem anderen sauberen Kunststoff-Dia. Scannen Sie die Folie mit einem Scanner. Drehen Sie die Folie um, und scannen Sie die Rückseite.Verwenden Sie die ImageJ-Software, um den Infarktbereich jedes Abschnitts zu berechnen, indem Sie zuerst die Bilddatei öffnen und den Maßstab für das Bild einrichten. Verwenden Sie dann die Freihandauswahl, um den Infarktbereich auszuwählen, und verwenden Sie die Regionen von Interesse ROI-Manager, um den Bereich von Interesse zu messen. Zusammenfassend die Infarktbereiche für jeden Abschnitt und multiplizieren Sie das Ergebnis mit der Schnittdicke, um das gesamte Infarktvolumen zu schätzen, und führen Sie dann eine statistische Analyse wie im Manuskript beschrieben durch.Die Erhöhung der Ischämiedauer während dieses MCAO-Reperfusionsverfahrens führte zu unterschiedlichen Graden von Ischämie-induziertem Infarktvolumen und neuronalem Verlust in der Großhirnrinde des rechten MCA-Bereichs. Darüber hinaus verringerte die Ischämie die bewegungsmotorische Aktivität des Tieres um 48 Stunden nach der MCAO-Reperfusion. Nach der zerebralen Ischämie-Reperfusion infiltrierte ein Großteil der peripheren Immunzellen die ipsilaterale Hemisphäre des ischämischen Gehirns.Darüber hinaus waren die Infarktvolumina nicht wesentlich unterschiedlich, wenn dieses Zwei-Gefäß-Okklusionsmodell mit dem MCAO-Modell verglichen wurde. Der Mikrobohrer muss bei der Herstellung eines Lochs im Schädel sorgfältig verwendet werden. Mit unangemessener Wirkung, leicht Blutungen aus dem MCA verursachen.Die MCA sollte nicht beschädigt werden, und die Blutung muss vor und nach dem Ligationsverfahren vermieden werden. Die MCA-Okklusion und der Reperfusionsstatus können mit dem Laser Doppler überprüft werden. Diese Methode kann den Zustand des Blutflusses von MCA bestätigen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Chirurgische Induktion der ischämischen Hirnschädigung in der Ratte ist ein weit verbreitetes Modell für Schlaganfall-Forschung. Hier zeigen wir die Induktion fokaler zerebraler Ischämie durch Verschluss der mittleren Hirnarterie. Visualisierung der resultierenden Infarkt durch histologischer Färbung und Magnetresonanz-Tomographie wird ebenfalls angezeigt.

Fokaler zerebraler Ischämie-Modell von Endovascular Suture Verschluss der mittleren Hirnarterie im Rat

Filamentous Verschluss der mittleren Hirnarterie ist ein gemeinsames Modell für die Untersuchung einen ischämischen Schlaganfall bei Mäusen.

Modeling Stroke in Mice - Middle Zerebralarterie mit dem Filament-Modell

Um die Pathophysiologie des Schlaganfalls zu verstehen, ist es wichtig, zuverlässige Modelle zu verwenden. Dieses Papier wird eine der am häufigsten verwendeten Taktmodelle bei Mäusen beschreiben, die Arteria cerebri media Okklusion (MCAo) Modell genannt (auch bezeichnet als die intraluminale Faden oder Naht Modell) mit Reperfusion.

Chirurgische Ansatz für Arteria cerebri media Occlusion und Reperfusion fokaler zerebraler Ischämie bei Mäusen

Wir beschreiben ein Mausmodell für einen Schlaganfall, der durch den Verschluss der mittleren Hirnarterie mit einer silikonbeschichteten Naht induziert wird. Das Protokoll kann angewendet werden, um einen dauerhaften Verschluss oder eine vorübergehende Ischämie mit anschließender Reperfusion zu induzieren.

Die Induktion von ischämischem Schlaganfall und Ischämie-Reperfusion bei Mäusen die Mittel Artery Occlusion Technik und Visualisierung von Infarktbereich verwenden

Intraluminal Filament Okklusion der mittleren zerebralen Arterie ist das am häufigsten verwendete in Vivo Modell der experimentellen Schlaganfall bei Nagetieren. Ein alternativer chirurgischer Ansatz ermöglichen gemeinsame Halsschlagader Reparatur erfolgt hier, wodurch der Reperfusion der gemeinsame Halsschlagader und eine vollständige Reperfusion auf das mittlere zerebrale Arterie-Gebiet.

Mittlere zerebrale Arterie Okklusion so dass Reperfusion über gemeinsame Halsschlagader Reparatur bei Mäusen

Dieses Protokoll demonstriert ein einzigartiges Mausschlagmodell mit einem mittelgroßen Infarkt und einer ausgezeichneten Überlebensrate. Dieses Modell ermöglicht es präklinischen Schlaganfallforschern, die Dauer der Ischämie zu verlängern, gealterte Mäuse zu verwenden und langfristige funktionelle Ergebnisse zu bewerten.

Ein modifiziertes transkranielles Modell für den Verschluss der mittleren Hirnarterie zur Untersuchung von Schlaganfallergebnissen bei gealterten Mäusen

Dieses Protokoll beschreibt das Modell der transienten fokalen zerebralen Ischämie bei Mäusen durch intraluminalen Verschluss der mittleren Hirnarterie. Darüber hinaus werden Beispiele für die Ergebnisbewertung mit Hilfe von Magnetresonanztomographie und Verhaltenstests gezeigt.

Transienter mittlerer Hirnarterienverschluss Modell des Schlaganfalls

In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll zur Etablierung eines distalen Modells für einen Verschluss der mittleren Hirnarterie (dMCAO) durch transkranielle Elektrokoagulation bei C57BL/6J-Mäusen vor und bewerten das anschließende neurologische Verhalten und die histopathologischen Merkmale.

Induktion eines akuten ischämischen Schlaganfalls bei Mäusen mit der Technik des distalen Mittelarterienverschlusses

Das aktuelle Protokoll beschreibt ein Rattenmodell des Verschlusses/der Reperfusion der mittleren Hirnarterien, das die anatomische Struktur der Hirngefäße bewahrt, ohne Schäden zu verursachen.

Ein Rattenmodell für den Verschluss/die Reperfusion der mittleren Hirnarterie ohne Beschädigung der anatomischen Struktur der Hirngefäße

Dieses Protokoll stellt eine Schritt-für-Schritt-Anleitung für Forscher dar, um den Verschluss der mittleren Hirnarterie an Mäusen mit der modifizierten Longa-Methode der Arteria carotis externa durchzuführen. Die in diesem Artikel vorgestellten Modifikationen zielen darauf ab, die Genauigkeit des Verschlusses der mittleren Hirnarterie zu erhöhen und eine vollständige Reperfusion zu gewährleisten.

Optimierung der Methode des Verschlusses der Arteria cerebralis longa für eine vollständige Reperfusion

Dieses Protokoll beschreibt den Prozess der Vorbereitung auf die Reperfusion des Verschlusses der mittleren Hirnarterie über die Arteria carotis communis.

Eine modifizierte Modellpräparation für die Reperfusion des Verschlusses der mittleren Hirnarterie

Erfahren Sie das Zwei-Gefäß-Okklusions-Mausmodell der zerebralen Ischämie-Reperfusion zur Untersuchung von Schlaganfall-Pathophysiologie. Diese Methode ermöglicht die Analyse von Infarktvolumen und Immunzellinfiltration im ischämischen Gehirn.

Zwei-Schiff Okklusion Mausmodell der zerebralen Ischämie-reperfusion

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