Name: Modifizierte Blutentnahme aus Tail Venen nicht narkotisierten Mäuse mit einem Vakuum Blut Sammelsystem und Brillen Lupe (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-02-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Erfahren Sie eine modifizierte Schwanzvenenblutentnahme bei Mäusen mit Vakuumröhrchensystem und Lupenbrille. Diese Methode ermöglicht wiederholte Blutentnahmen mit minimaler Verletzung und hoher Erfolgsrate.

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Diese Arbeit wurde unterstützt durch die Natur Science Foundation Grant der Provinz Hubei, China [Grant No. 2018CFB761].

1. Tierhaltung
<ol><li>Verwenden Sie 12 Wochen alten Kunming Mäuse. Hinweis: Wir haben Mäuse (n = 40, 20 Männer, 37 – 46 g bedeuten 42,38 ± 2,39 g) aus der experimentellen Tiere Zentrum der Tongji Medical College.</li>
	<li>Haus der Mäuse unter Standardbedingungen mit freiem Zugang zu Nahrungsmitteln und Trinkwasser. Halten Sie zwei Mäuse in einem 530 cm2 Käfig mit Holz rasieren Bettwäsche.</li>
	<li>Aufrechterhaltung einer Raumtemperatur zwischen 21-23 °C.</li>
	<li>Mäuse mit einem normalen salzarme Kost zu ernähren (0,3 % NaCl) während der gesamten Studie.</li>
</ol>2. Blut Musterkollektion
<ol><li>Bereiten Sie die folgende Ausrüstung: Vakuum-Röhre (1 mL), Butterfly-Nadel, Brillen Lupe und zurückhaltende Kunststoffhalter. Legen Sie sie auf eine sterile Oberfläche (Abbildung 1).</li>
	<li>Legen Sie eine Maus in eine zurückhaltende Plastikhalter und waschen Sie Schwanzspitze mit warmem Wasser (20 – 30 °C). Wischen Sie die Rute mit 70 % Ethanol gesättigt Wattebällchen, die Vene zu erweitern. Wählen Sie die Rechte oder linke Rute Vene für die Blutentnahme. Greifen Sie den unteren Teil des Hecks vorsichtig und halten Sie die Rute gerade während Blut Musterkollektion.</li>
	<li>Das Blut zu sammeln. Wenn Methoden vergleichen, sammeln Blut in zwei Gruppen: die "experimentelle" Gruppe, die mit dem Verfahren wir entwickelt haben, nachstehend, und "konventionelle" Gruppe, die mit einer herkömmlichen Methode, auch nachstehend.<ol>
<li>Experimentelle Kollektion:<ol>
<li>Tragen Sie eine Brille Lupe um die Anzeige für die Punktion der Vene Schweif zu verbessern. Legen Sie die Nadelspitze 22 G Schmetterling in einer der seitlichen Schweif Venen an einer Stelle ca. die Hälfte der Strecke nach distal von der Spitze der Rute bei einem Engel ca. 10°, bewegt in Richtung zur Unterseite der Rute für mehrere Proben.</li>
			<li>Setzen Sie der Kautschuk der Schmetterling Nadel in das Sammelröhrchen Vakuum Blut um Blut (Abbildung 2) zu sammeln. Hinweis: Wenn Blut nicht fließt mehr während der Blutentnahme, sollte die Nadel Winkel schnell angepasst werden. Um die Blutgerinnung in der Nadel zu vermeiden, eine andere Einstichstelle Position ausgewählt werden, wenn Blut nicht fließt mehr nach 15 s.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Konventionelle Methode:<ol>
<li>Stechen Sie die Nadel angeschlossen an eine Spritze in einem der seitlichen Venen etwa ein Drittel der Entfernung distal von der Schwanzspitze.</li>
			<li>Wenn Blut im Hub angezeigt wird, zurück ziehen Sie den Kolben langsam sammle Blut (Abbildung 3)7. Hinweis: Um die Auswirkungen der unterschiedlichen Erfahrungen mit Blutentnahme weiter zu erhellen, wurden ein Anfänger und Experten ausgewählt, um Blutproben mit experimentellen und konventionellen Methoden gleichzeitig sammeln.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Entfernen Sie nach der Blutentnahme die Nadel, und drücken Sie die Einstichstelle, um Blutungen zu stoppen. Dann lassen Sie die Maustaste aus dem Kunststoff zurückhaltende Halter und zurückkehren Sie die Maus zu seinen Käfig. Hinweis: Es wurde berichtet, dass bis zu 10 % des gesamten Blutes Volumen sicher sein kann ein gesundes Tier in 2-wöchigen Abständen8entnommen, also etwa 175 µL Blut wurde jedes Mal nach ethischen Grundsätzen gesammelt.</li>
	<li>Verwenden Sie Röhren mit EDTA Plasma zu sammeln und Rohre ohne Antikoagulantien, um Serum zu sammeln. Sanft invertieren das Rohr mehrmals und vertikal auf Eis gelegt.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie Probe Blutentnahmeröhrchen in einer gekühlten Zentrifuge bei 1.000 x g für 10 min, Plasma und Serum zu trennen. Hinweis: Erfolgreiche Blutentnahme ist definiert als ein Volumen von 175 µL jedes Mal zu erhalten. Nicht mehr als drei Einstiche sollte versucht werden, und eine fehlerhafte Blutentnahme ist definiert als eine gesamte Blutvolumen von weniger als 175 µL nach der dritten Punktion. Die Dauer der Probenahme ist definiert als die Zeit von der Rute Vene Punktion zur Entfernung der Nadel nach der Blutentnahme.</li>
	<li>Sammeln Sie Blut zweimal im Abstand von 2 Wochen8.</li>
</ol>3. statistische Analyse
<ol><li>Verwenden Sie handelsübliche Statistiksoftware für Analyse. Darstellung von Daten als Mittelwert ± Standardabweichung, p < 0,05 als der Cut-off für statistische Signifikanz zu verwenden.</li>
</ol>

<ol><li>Grouzmann, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sampling+methodology+is+crucial+for+precise+measurement+of+plasma+catecholamines+concentrations+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Blood sampling methodology is crucial for precise measurement of plasma catecholamines concentrations in mice.</a> European Journal of Physiology. 447 (2), 254-258 (2003).</li>
<li>Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sublingual+and+submandibular+blood+collection+in+mice%3A+a+comparison+of+effects+on+body+weight%2C+food+consumption+and+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Sublingual and submandibular blood collection in mice: a comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage.</a> Lab Animal. 44 (4), 352-358 (2010).</li>
<li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters%3A+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Lab Animal. 43 (3), 255-260 (2009).</li>
<li>Hoff, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+of+blood+collection+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Methods of blood collection in the mouse.</a> Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+and+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter%5BTitle%5D)+AND+%22Academic+Emergency+Medicine%22%5BJournal%5D)">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Academic Emergency Medicine. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li>
<li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+for+collecting+cord+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">A new device for collecting cord blood.</a> Obstetrics and Gynecology. 86 (5), 850-852 (1995).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Die vorliegende Studie beschreibt ein einfach zu erlernendes Blut Erfassungsmethode bei Mäusen, die den herkömmlichen Techniken überlegen ist. Erstens kann die Methode mit einer hohen Erfolgsquote leicht gemeistert werden. Zweitens beruht auf dem Prinzip des Vakuum Unterdruck und ermöglicht eine kontinuierliche Zeichnung des Blutes mit einem reduzierten Risiko für direkte Blut Exposition, die auch die Möglichkeit der Kontamination und Hämolyse9reduziert. Drittens ist diese Methode für häufige Stichproben des Blutes mit ausreichenden Mengen von Mäusen in kurzer Zeit für verschiedene wissenschaftliche Zwecke möglich. Darüber hinaus das Verfahren verursacht nur minimale Verletzungen bei Mäusen und Blutentnahme kann durchgeführt werden, ohne den Einsatz von Anästhetika; der Einfluss der Stressantwort und Anästhetika auf Blutproben kann so vermieden werden.
Die Rute Ader ist eine erstklassige Lage für Blutentnahme nach dem genehmigten Protokoll7. Es ist jedoch nicht immer leicht, ausreichend Blutvolumen aus dünnen Schweif Venen mit niedrigen Blut fließt zu erhalten. In diesem Fall die Haut ist in der Regel aufgeschnitten und Vene ist durchdrungen von einer Lanzette oder am Ende der Rute wird schnell durch ein Rasiermesser entfernt.
Dieses Protokoll soll zur Verbesserung der Methodik der Blutentnahme von Mäusen mit dem Vakuum Blut Sammlung System, wonach ein Vakuum Blut Sammlung Probenröhrchen, Schmetterling Nadel und Brillen Lupe. Dieses Vakuum Blut-Probenahme-System wird in der Regel für das Sammeln von Blutproben von Patienten in der täglichen klinischen Praxis10verwendet. Mit Hilfe einer Brille Lupe ist die perfekte Einstichstelle einer Rute Ader einfacher zu finden. Wenn die Spitze einer Nadel in die Vene Rute eingefügt wird, fließt Blut automatisch in das Saugrohr durch Unterdruck. Nach dem Rückzug der Nadelöhrs von der Rute Vene, fließt das Blut, das in den Katheter blockiert wird in das Sammelrohr Vakuum durch den Unterdruck.
Die folgenden Tipps sind wichtig für die erfolgreiche Anwendung der Methode. Erstens sollte das Körpergewicht des jede Maus 40 g oder höher, um Schwierigkeiten bei der Punktion und Beschaffung genügend Blut zu verringern. Zweitens sollten im Falle von fehlerhaften Blutentnahme Experimentatoren versuchen, die Nadel langsam zurückziehen, bis Blut fließt heraus weiterhin. Drittens ist es wichtig, das Heck um jede Bewegung zu vermeiden, während der Blutentnahme zu verlängern. Halten die Nadel vorsichtig kann helfen, die um Spitze der Nadel in die Vene als Rute Mausbewegungen zu halten. Viertens sollte Blut nicht mehr fließt während der Blutentnahme, die Nadel-Winkel in einer fristgerechten Weise angepasst werden. Um Blutgerinnung in der Nadel zu vermeiden, sollte eine andere Position der Punktion gewählt werden, wenn Blut nicht fließt mehr nach 15 s. Zu guter Letzt empfiehlt sich die Zusammenarbeit der beiden Betreiber während der Verwendung dieser Technik, um Blut von Mäusen zu sammeln.
Kurz gesagt, ist die angenommene Vakuum Blut Erfassungsmethode für den Einsatz in Mäuse sicher, machbar und leicht zu praktizieren. Diese Methode ermöglicht häufige Entnahme von Blut mit ausreichend Blut Volumen von Mäusen nicht betäubt.

Die Blutabnahme von Tieren, die in Experimenten ist eine Technik, Grundlagenforschung. Es gibt einige verfügbaren Techniken für die Blutentnahme von Mäusen, einschließlich Rute scheren und Punktion des Herzens, Retro-Orbital Plexus, Halsschlagader, kaudalen Vene und Vena Cava. Im Idealfall sollten Blut minimalinvasiv mit minimalen Auswirkungen auf die Gesundheit des Tieres erfasst werden. Jedoch die am häufigsten verwendeten Techniken oft Tiere Stress zufügen und Forschung Ergebnisse1auswirken können. Blutentnahme aus der Retro-Orbital-Plexus kann verwendet werden, um genügend Blutvolumen von Mäusen2zu erhalten. Aber es kann zu schweren Gewebeschäden führen und erlaubt nicht zur Gewinnung von Blut immer wieder in kurzer Zeitabständen3.
Die Caudale Ader ist eine erstklassige Lage für die Blutentnahme, die minimale Verletzungen bei Mäusen verursacht. Jedoch die Rute Venen von Mäusen sind dünn und es ist manchmal schwierig, genügend Blut durch die konventionelle Punktion Technik zu erhalten. In einigen Fällen sind wiederholte Punktionen erforderlich, um die gewünschte Blutvolumen zu erhalten. Anästhesie wird auch allgemein empfohlen, Blutentnahme aus den Schweif Venen von Mäusen zu erleichtern.  Darüber hinaus kann ein Skalpell, straight-Edge Razor oder scharfen Schere erforderlich sein, um die Enden von den Schwänzen, die erforderliche Blut Proben4zu erhalten zu entfernen. Zuvor haben wir erfolgreiche Blutentnahme aus den Schweif Venen nicht betäubt Ratten durch das Vakuum Blut-Probe-Sammelsystem, berichtet die reduziert des Risikos einer Kontamination des Blutes und die Notwendigkeit zur wiederholten Punktionen5vermieden. Diese Studie berichtet eine ähnliche Blut-Sammlung-Methode bei Mäusen nicht betäubt.

<table><tbody><tr><td>Strumpfstricknadel</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>20163151718</td><td>22G (0,7 mm x 25 mm)</td></tr><tr><td>Brillenlupe</td><td>Vergrörung</td><td></td><td>1,5x</td></tr><tr><td>Normale Salzdiät für Mäuse</td><td></td><td></td><td>Mäuse erhielten während der gesamten Studie eine normale Salzdiät (0,3% NaCl).</td></tr><tr><td>Kunststoffhalter</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td></td><td>35-45 g Rattenhalter</td></tr><tr><td>SPSS Software für statistische Analysen</td><td>SPSS Inc, Chicago; USA</td><td>Version 17.0.</td><td></td></tr><tr><td>Spritze</td><td>Shandong wego Medical polymer products co. LTD., China</td><td>20160911A</td><td>1 mL (Passende Nadelstärke: 0,45 mal; 16RW LB)</td></tr><tr><td>Vakuum-Blutentnahmesystem</td><td>Wuhan Zhi Yuan, Medical Science and Technology Co., LTD, China</td><td>20171222</td><td>1 mL (&Phi; 12,4 mal so viel; L75)</td></tr></tbody></table>

modifizierte blutentnahme aus tail venen nicht narkotisierten mäuse mit einem vakuum blut sammelsystem und brillen lupe

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blut-Sample-Sammlung ist die Grundlage der experimentellen Forschung an Tieren. Es ist wichtig, ausreichend Blutproben für verschiedene wissenschaftliche Zwecke zu erhalten. Die Rute Venen von Mäusen sind klein und es ist manchmal schwierig, die erforderliche Blutvolumen konventionellen Punktion Bezahlungsmethode zu erhalten. Diese Studie untersucht die Überlegenheit der wiederholten Probe Blutentnahme aus Rute Adern von Mäusen durch den Einsatz einer Vakuum Blut Sammlung System und Brillen Lupe (Versuchsgruppe) im Vergleich zu herkömmlichen Blutabnahme Methoden (konventionelle Gruppe) , von Anfängern und Experten, bzw. durchgeführt. Mit Hilfe einer Brille Lupe ist eine Schmetterling Nadelspitze in die Rute Vene jede Maus in der experimentellen Gruppe eingefügt. Wenn die Vene erfolgreich eingedrungen ist, wird eine Blutprobe in das Vakuum Sammelröhrchen durch Einfügung von Kautschuk Ende einer Butterfly-Nadel in das Vakuum Blutsammelröhrchen gesammelt. Der Kolben wird dann verwendet, um Blut ohne die Hilfe der Brillen Lupe in der konventionellen Gruppe zu sammeln. Erfolgsraten von Blut Musterkollektion von Anfängern und Experten wurden 70 % bzw. 100 % (p < 0,01) werden in der experimentellen Gruppe und 35 % vs. 85 % (p < 0,01) in der konventionellen Gruppe gezeigt. Für Anfänger und fortgeschrittene lagen Punktion Zeiten erforderlich für den Erhalt der erforderlichen Blutprobe deutlich in der experimentellen Gruppe im Vergleich zu den konventionellen Gruppe (2,40 ± 0,75 vs. 2,90 ± 0,31, p < 0,05; 1,15 ± 0,37 vs. 1,55 ± 0,76, p < 0,05). Abschließend die vorgestellten Blut Entnahmetechnik ist machbar und leicht zu praktizieren und ermöglicht häufige Stichproben ausreichend Blut Volumen von Mäusen nicht betäubt.

Body-Mass, Blut Sammlung Bände und Probenahme Laufzeiten der beiden Gruppen Blutproben wurden zweimal in 2-wöchigen Abständen in jeder Gruppe von 20 Mäuse (10 Männer) gesammelt. Die durchschnittliche Körpermasse von Mäusen war ähnlich zwischen den experimentellen und herkömmlichen Gruppen für Anfänger und Experten, bzw. (42,40 g ± 1,42 g vs. 42,65 g ± 1,14 g, p &gt; 0,05; 42,55 g ± 2,91 g vs. 43,20 g ± 2,69 g, p &gt; 0.05). Gesammelte Blut Volumen und Probenahme Laufzeiten waren ähnlich zwischen den beiden Gruppen in Experten (184.25 µL ± 11,95 µL vs. 171.75 µL ± 25,61 µL, p &gt; 0,05; 1,85 min ± 0,68 min vs. 2,17 min ± 0,80 min, p &gt; 0.05). Jedoch wurden höhere gesammelte Blut Volumen und kürzere Laufzeiten der Probenahme in der experimentellen Gruppe im Vergleich zur konventionellen Gruppe Anfänger (172.00 µL ± 15.17 µL vs. 148.50 µL ± 30.22 µL, p &lt; 0,01; 3,11 min. ± 0,44 min vs. 4,08 min ± 0,61 min, p &lt; 0,01) gesehen. Im Vergleich zu Einsteiger, Experten erhöht sich mit Blut gesammelt und zeigten geringere Probenahme Zeiten mit experimentellen und konventionellen Methoden (184.25 µL ± 11,95 µL vs. 172.00 µL ± 15.17 µL, p &lt; 0,01 171.75 µL ± 25,61 µL vs. 148.50 µL ± 30.22 µL, p &lt; 0,05; 1,85 min ± 0,68 min vs. 3,11 min. ± 0,44 min, p &lt; 0,01; 2.17 min ± 0,80 min vs. 4,08 min ± 0,61 min, p &lt; 0,05) (Tabelle 1).
Erfolgsraten und Punktion Zeiten der beiden Gruppen Der Vergleich von Erfolgsraten zwischen Anfänger und Experten war 70 % (14/20) vs. 100 % (20/20) (p &lt; 0,01) in der experimentellen Gruppe und 35 % (7/20) vs. 85 % (17/20) (p &lt; 0,01) in der konventionellen Gruppe. Höhere Erfolgsraten waren auch in der experimentellen Gruppe im Vergleich zur konventionellen Gruppe Anfänger gesehen [70 % (14/20) bzw. 35 % (7/20), p &lt; 0,05]. Sowohl Anfänger als auch Experten lag die Anzahl der Punktionen deutlich in der experimentellen Gruppe im Vergleich zu den konventionellen Gruppe (2,40 ± 0,75 vs. 2,90 ± 0,31, p &lt; 0,05; 1,15 ± 0,37 vs. 1,55 ± 0,76, p &lt; 0,05). Im Vergleich zu Anfängern, untere Punktion Zeiten für Experten beobachtet mit experimentellen und konventionellen Methoden. (1,15 ± 0,37 vs. 2,40 ± 0,75, p &lt; 0,01; 1,55 ± 0,76 vs. 2,90 ± 0,31, p &lt; 0,01) (Tabelle 1).
<img alt="Elektrophorese-Aufbau mit Puffern und Kammer; Methode der DNA-Trennung; Anordnung von Laborgeräten." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Abbildung 1: Ausrüstung. Gezeigt werden 1 mL Vakuum Blutentnahmeröhrchen und 22 G Schmetterling Nadel (links), ein Brillengestell Lupe (Mitte) und eine zurückhaltende Kunststoffhalter (rechts). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Aufbau eines chirurgischen Eingriffs, Tierpräparationsversuch, Forscher mit Skalpell und Spritze." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> Abbildung 2: erfolgreiche Blutentnahme in der Versuchsgruppe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Spritzeninjektion in Gewebeprobe, Laborexperiment, Nahaufnahme, medizinische Forschungsmethode." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig3.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> Abbildung 3: erfolgreiche Blutentnahme in der konventionellen Gruppe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td colspan="2">Experimentelle Gruppe</td>
			<td colspan="2">Konventionellen Gruppe</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>Anfänger</td>
			<td>Experten</td>
			<td>Anfänger</td>
			<td>Experten</td>
		</tr>
<tr>
<td>Gewicht (g)</td>
			<td>42.4±1.42</td>
			<td>42.55±2.91</td>
			<td>42.65±1.14</td>
			<td>43.20±2.69</td>
		</tr>
<tr>
<td>Gesammelten Blutvolumen (µL)</td>
			<td>172.00±15.17</td>
			<td>184.25±11.95#
</td>
			<td>148.50±30.22*
</td>
			<td>171.75±25.61#
</td>
		</tr>
<tr>
<td>Probenahme-Dauer (min.)</td>
			<td>3.11±0.44</td>
			<td>1.85±0.68#
</td>
			<td>4.08±0.61*
</td>
			<td>2.17±0.80#
</td>
		</tr>
<tr>
<td>Blut-Abholzeiten</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
		</tr>
<tr>
<td>Durchschnittliche Anzahl der Punktionen</td>
			<td>2.40±0.75</td>
			<td>1.15±0.37#
</td>
			<td>2.90±0.31*
</td>
			<td>1.55±0.76## *
</td>
		</tr>
<tr>
<td>Ein Zeit-Punktion</td>
			<td>3</td>
			<td>17</td>
			<td>0</td>
			<td>12</td>
		</tr>
<tr>
<td>Zwei Mal Punktion</td>
			<td>6</td>
			<td>3</td>
			<td>2</td>
			<td>5</td>
		</tr>
<tr>
<td>Drei Mal Punktion</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
		</tr>
<tr>
<td>Fehler beim</td>
			<td>6</td>
			<td>0</td>
			<td>13</td>
			<td>3</td>
		</tr>
<tr>
<td>Erfolgsquote</td>
			<td>70 %</td>
			<td>100 %#
</td>
			<td>35 %*
</td>
			<td>85 %#
</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Vergleich der Ergebnisse zwischen den Gruppen experimentelle und konventionellen. * p &lt; 0,05, ** p &lt; 0,01, experimentelle Methode vs. konventionelle Methode. #p &lt; 0,05, ##p &lt; 0,01, Anfänger vs. Experte.

Diese Studie berichtet Blutentnahme aus Rute Vene bei Mäusen mit einer Absauganlage Rohr mit Brillen Lupe. Unsere Methode ist einfach und für wiederholte Blutentnahme bei Mäusen genutzt werden.

Modifizierte Blutentnahme aus Tail Venen nicht narkotisierten Mäuse mit einem Vakuum Blut Sammelsystem und Brillen Lupe

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Diese Studie berichtet Blutentnahme aus Schwanzvene bei Mäusen mit einem Vakuum-Extraktionsrohr-System mit Brillenlupe. Unsere Methode ist einfach zu praktizieren und könnte für wiederholte Blutproben bei Mäusen verwendet werden. Eine Maus wird zunächst in den Kunststoffhalter gelegt.Der Schwanz wird gereinigt und mit 70% Ethanol abgewischt. Dann trägt der Bediener die Brillenlupe, um die Betrachtung des Mausschwanzes zu verbessern. Eine Schmetterlingsnadelspitze wird dann in eine der erweiterten seitlichen Schwanzvenen eingeführt und das Blut wird durch das Gummiende der Schmetterlingsnadel in das Vakuumsammelrohr entnommen.Schließlich wird die Nadel entfernt und der Blutentnahmeprozess abgeschlossen. Schwanzvene ist ein bevorzugter Ort für die Blutentnahme. Diese Blutentnahmemethode ist mit minimalen Verletzungen von Mäusen verbunden, aber schwanzvene der Mäuse ist sehr dünn, so dass manchmal schwer zu punktieren ist, hier beschreiben wir eine einfache Schwanz Venen Blutprobenahme Methode in im Labor Test Mäuse mit einem Vakuum-Extraktionsrohr-System.Diese Methode ist einfach und effizient und kann verwendet werden, um das erforderliche Blut wiederholt bei Mäusen zu erhalten. Das Verfahren wird von zwei Mitgliedern unseres Labors, Xiaoyan Liu und Wusong Zou, demonstriert. Als nächstes legen Sie eine Maus in den Kunststoffhalter.Vorder- und Hinterpfoten der Maus sollten in einer komfortablen Position sein. Um eine Blutprobe zu erhalten, waschen Sie den Schwanz mit warmem Wasser 20 bis 30 Grad Celsius, wischen Sie den Schwanz mit 70% Ethanol gesättigten Baumwollkugeln, um die Vene zu erweitern. Wählen Sie die rechte oder linke Schwanzvene für die Blutentnahme aus.Greifen Sie den unteren Teil des Schwanzes sanft und halten Sie den Schwanz gerade während der Blutprobenentnahme. Tragen Sie die Brillenlupe, um die Sicht zu verbessern, um die Punktion der Schwanzvene zu erleichtern. Setzen Sie die 22 Gauge Schmetterlingsnadelspitze in eine der seitlichen Schwanzvenen etwa eine Hälfte distal von der Spitze des Schwanzes in einem Winkel von etwa 10 Grad, in Richtung der Basis des Schwanzes für mehrere Proben bewegen.Sammeln Sie Blut in das Vakuum-Sammelrohr, indem Sie das Gummiende der Schmetterlingsnadel in das Vakuum-Blutentnahmeröhrchen einlegen. Der Schwanz von Mäusen kann für mehrere Blutsammlungen verwendet werden, so oft wie nötig, nach dem genehmigten Protokoll. Es ist nicht immer einfach, mit der traditionellen Methode genügend Blutvolumen aus der dünnen und niedrigen Durchblutungs-Schwanzvene von Mäusen zu erhalten.Unsere Methode ist einfach und effizient und kann verwendet werden, um ein ausreichendes Blutvolumen wiederholt bei Mäusen zu erhalten. Es wird berichtet, dass bis zu 10% des gesamten Blutvolumens von einem gesunden Tier in zwei Wochen in Abständen sicher entfernt werden können, so dass etwa 175 Mikroliter Blutprobe von Mäusen jedes Mal in Übereinstimmung mit Ethik-Prinzipien gesammelt wurde. Zweitens ist es wichtig, den Schwanz zu verlängern, um seine Bewegung im Prozess der Blutentnahme zu vermeiden.Um eine Blutgerinnung in der Nadel zu vermeiden, sollte eine weitere Punktionsposition ausgewählt werden, wenn das Blut über 15 Sekunden nicht mehr abfließt. Erfolgreiche Blutentnahme wurde definiert als die Beschaffung von 175 Mikroliter Blut jedes Mal. Die maximalen Punktionszeiten wurden auf drei Versuche festgelegt.Wenn das Gesamtblutvolumen nach der dritten Punktion um 175 Mikroliter niedriger war, wurde es als fehlgeschlagene Blutentnahme definiert. Wenn ein ausreichendes Probenvolumen gesammelt wurde, ziehen Sie die Nadel aus der Vene und nehmen Sie kurz Druck auf die Einsteckstelle, um die Blutung zu stoppen. Um Plasma zu sammeln, verwenden Sie Röhren, die EDTA, ein Antikoagulans enthalten, die Röhre mehrmals sanft umkehren, um Gerinnungsmittel mit dem Blut zu mischen und die Proben vertikal auf Eis zu legen.Drehen Sie Vollblutproben-Entnahmeröhrchen in der gekühlten Zentrifuge für 10 Minuten. Extrahieren Sie das Plasma, wobei Darauf zu achten ist, die roten und weißen Blutkörperchen nicht zu stören. Um Serin zu sammeln, verwenden Sie Tuben ohne Gerinnungsmittel.Beide Arten von Proben können sofort verwendet oder bei unter 80 Grad Celsius für bis zu einem Jahr gelagert werden. Diese Studie zielte darauf ab, die Überlegenheit der wiederholten Blutprobenentnahme von Mäusen durch Vakuum-Blutentnahmesystem und Brillenlupe zu untersuchen. Experimentelle Gruppe im Vergleich zur herkömmlichen Blutentnahmemethode.Die konventionelle Gruppe, von Anfängern bzw. Experten, das gesammelte Blutvolumen und die Probendauer waren zwischen zwei Gruppen für Experten ähnlich, jedoch wurden erhöhte blutgesammelte Blutmengen und kürzere Probendauer in der experimentellen Gruppe im Vergleich zur konventionellen Gruppe für Anfänger beobachtet. Eine höhere Erfolgsquote zeigte sich auch in der Versuchsgruppe im Vergleich zur konventionellen Gruppe für Anfänger. Diese Blutentnahmemethode ist einfach zu meistern und hat eine hohe Erfolgsrate.Die Anzahl der fehlgeschlagenen Punktion konnte auf einen Vergleich mit der traditionellen Methode reduziert werden. Darüber hinaus verursacht dieses Verfahren nur minimale Verletzungen an Mäusen, es ist nur das Schwanzband der Mäuse ohne die Notwendigkeit von Anästhetika, dass der Einfluss der Stressreaktion bei Anästhetika auf die Blutprobe vermieden werden könnte.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Behavior

Verhalten

In diesem Video demonstrieren wir ein Verfahren zum Schwanzschneiden in einem Mausmodell, um peripheres Blut zu sammeln. Das gesammelte Blut wird anschließend einer Zentrifugation unterzogen, um Plasma zu trennen, das für weitere Experimente verwendet werden kann.

Ein Mausschwanz-Snip-Verfahren zur peripheren Blutentnahme und Plasmaisolierung

Blutproben sind nützlich, um Biomarker für physiologische Zustände oder Krankheiten in vivo zu beurteilen. Hier beschreiben wir die Methode zur Entnahme von Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei der Ratte. Diese Methode liefert schnelle Proben mit minimalen Schmerzen und Invasivität.

Blutprobenentnahme aus der laterale Schwanzvene der Ratte

Hier beschreiben wir eine einfache Rute Vene Blut Sampling-Methode in nicht betäubt Ratten mit einer Absauganlage Rohr. Diese Methode verringert das Risiko der direkten Kontakt mit Blut und vereinfacht, wobei mehrere Proben aus einem einzigen Venenpunktion.

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Hier präsentieren wir ein Schwanzspitze Blut-Probenahme-Protokoll für häufige Musterkollektion in hemmungslose Mäuse. Diese Methode ist nützlich für die Beurteilung der Muster der pulsierender Luteinisierendes Hormon-Sekretion und könnte für die Analyse von anderen zirkulierenden Faktoren angepasst werden.

Häufige Schwanzspitze Blutabnahme bei Mäusen zur Beurteilung der pulsierender Luteinisierendes Hormon-Sekretion

Hier stellen wir ein Protokoll vor, mit dem Blutproben aus der subklavischen Vene von Mäusen entnommen werden können.

Blutentnahme durch Subclavian-Vein-Punktion in Mäusen

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das schnelle, einfache und zuverlässige Alternativen zur Blutentnahme für das Rattenmodell bietet. Je nach Kontext beschreiben wir drei verschiedene Methoden der Blutentnahme: Schwanzvenenpunktion unter Narkose oder bei bewusstem Bewusstsein und dorsale Penisvenenpunktion unter Narkose.

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell

Das Protokoll zeigt wiederholte Liquor- und Blutentnahmen von epileptischen Ratten, die parallel zur kontinuierlichen Video-Elektroenzephalogramm-Überwachung (EEG) durchgeführt werden. Diese sind von entscheidender Bedeutung, um mögliche Zusammenhänge zwischen Veränderungen verschiedener Körperflüssigkeitsmoleküle und der Anfallsaktivität zu untersuchen.

Entnahme von Liquor und Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei Ratten während EEG-Aufzeichnungen

Das Protokoll demonstriert eine Methode zur sequentiellen Entnahme von Blut aus Pfortadern und unterer Hohlvene von Mäusen, um die Produktion und Absorption von mikrobiellen Metaboliten im Darm zu bewerten.

Sequentielle Blutentnahme aus der Vena cava inferior, gefolgt von einer Pfortader zur Bewertung der mikrobiellen Metaboliten des Darms bei Mäusen

Hier stellen wir ein Protokoll für eine optimierte Blutentnahmetechnik bei murinen Probanden durch Venenpunktion im Gesicht mit einer Lanzette vor. Wir verwenden diese Technik zusammen mit der durchflusszytometrischen Beurteilung, um zelluläre Phänotypen von transgenen, kongenen und Reporterstämmen zu charakterisieren. Es eignet sich auch für die Serumzytokinanalyse und Diabetesstudien.

Venenpunktion im Gesicht zur Blutentnahme von Mäusen

Wir präsentieren ein Protokoll zur gleichzeitigen Erfassung von EEG/fMRI-Daten und zur synchronisierten MR-Uhrsignalaufzeichnung. Wir demonstrieren diese Methode anhand eines einzigartigen Paradigmas, bei dem Probanden beim Scannen Anweisungen zum "kalten Handschuh" erhalten und EEG/fMRI-Daten zusammen mit Handtemperaturmessungen sowohl vor als auch nach hypnotischer Induktion aufgezeichnet werden.

Methode zur gleichzeitigen fMRI/EEG-Datenerfassung während eines Focused Attention Suggestions for Differential Thermal Sensation

Erfahren Sie eine modifizierte Schwanzvenenblutentnahme bei Mäusen mit Vakuumröhrchensystem und Lupenbrille. Diese Methode ermöglicht wiederholte Blutentnahmen mit minimaler Verletzung und hoher Erfolgsrate.

Modifizierte Blutentnahme aus Tail Venen nicht narkotisierten Mäuse mit einem Vakuum Blut Sammelsystem und Brillen Lupe

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