Name: Festsetzung des Ei Befruchtung Tabak Tabaci mit einer zytogenetischen Technik (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 24 s
Description: Erfahren Sie eine zytogenetische Methode zur Bestimmung der Befruchtungsrate bei Bemisia tabaci mittels DAPI-Färbung. Dieses Protokoll ermöglicht präzise Einblicke in das Verhalten und die Ökologie der Weißen Fliege.

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Diese Forschung wurde durch eine NSF Grant (DEB-1020460), M.S.H. und ein USDA AFRI-Stipendium (2010-03752), M.S.H. finanziert. Die Autoren danken Brennan Zehr für Färbung Mottenschildläuse Eier mit viel Geschick und Zen. Die Autoren danken Mike Riehle für die Verwendung von seinem fluoreszierenden Mikroskop für die Bildgebung. Die Autoren danken für die Ei-Bilder Suzanne Kelly und Marco Gebiola. Die Autoren danken für die Unterstützung in entscheidenden Momenten während der Experimente Suzanne Kelly und Jimmy Conway.

Hinweis: Stellen Sie sicher, dass alle Arbeiten bei Raumtemperatur in einem gut belüfteten Raum oder unter einem Abzug durchgeführt wird. Alle "Tropfen" in diesem Protokoll sind definiert als 5 – 20 µL, je nach Vorliebe des Betreibers.
1. Ersteinrichtung
<ol><li>Weibliche weiße fliegen, auf saubere Blätter oviposit zu ermöglichen. Beispiele für die Eiablage Arenen Clip Käfige oder Blätter geschnitten, um auf Agar in einer Petrischale. Machen Sie ein abdeckbar Loch in der Clip-Käfig oder Petrischale Cover einfügen und entfernen die Erwachsenen. Alternativ ein Gefäß der gesammelten Erwachsene schnell auf Eis gelegt und dann auf dem Blatt zu hinterlegen. Begrenzen Sie die Zeit zwischen Eiablage und Ei Fixierung auf nicht mehr als 60 min, um die Beobachtung von den Spermien Übergang in die väterliche Vorkern in Eiern zu gewährleisten. Hinweis: Eier, die nicht aus dem Blatt entfernt können bis zum Erwachsenenalter Erwachsenen Geschlechtverhältnisse aufzeichnen aufgezogen werden.</li>
	<li>Bereiten Sie vor oder bei der Eiablage Pflanzensaft einen Objektträger durch Reinigung mit Seife und Wasser, trocknen es gut, und dann ein Stück Paraffin Film über ein Ende, dafür, dass die Filmoberfläche Paraffin nicht bricht (Abbildung 1). Hinweis: Paraffin-Film ist hydrophob und halbdeckend, fällt und Eier leichter abzuwarten, so dass Flüssigkeiten zu bilden.</li>
</ol>(2) Dechorionation
<ol><li>Mit einem Glas Pasteur pipette, Tropfen von Bleichmittel-Lösung (0,83 % Natriumhypochlorit) auf der Paraffin-Film. Hinweis: Es ist einfacher zu behalten Eier wenn nur 2 – 3 Eier in jedem Tropfen sind. Alternativ, um ein großes Ei Nummer zu verwalten, sammeln Sie die Eier in Tropfen 1 x Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS). Vorsicht: Bleach ist ätzend; tragen Sie Handschuhe beim Umgang mit bleichen und nicht einatmen.</li>
	<li>Entfernen Sie die Erwachsenen weiße fliegen aus dem Blatt.</li>
	<li>Legen Sie das Blatt unter dem Mikroskop zu sehen die Eier deutlich und sammeln die Eier einzeln und vorsichtig mit einer dünnen Sonde. Um eine Probe zu machen, setzen Sie einen Minuten Nadel Stift, bei 45° oder auf einem bequemen Arbeitswinkel in eine geschmolzene Pipettenspitze (Abbildung 2).</li>
	<li>Übertragen Sie die Eier auf Bleichmittel oder 1 X PBS. Wenn 1 X PBS verwenden, entfernen Sie das 1 X PBS mit einem Glas Pasteur pipette einmal alle Eier werden gesammelt und dann fügen Sie Bleichmittel auf die Eier. Hinweis: Beim Sammeln von Eiern heben Sie langsam das Ei von der Basis bis der Stiel aus dem Blatt entfernt wird. Der Stiel ist klebrig, und das Ei wird häufig halten Sie sich an der Sondenspitze bis es in der Bleiche getaucht wird. Hinweis: Es wird empfohlen, separate Glas, die Pasteur Pipetten für alle Reagenzien zu verwenden, und die Pipetten mit Hitze, um die Spitzen schmaler zu machen und das Risiko von versehentlich Absaugen Mottenschildläuse Eier geändert werden können. Zur Vermeidung von Rückständen und Verunreinigungen Reinigen der Pipetten mit entionisiertem Wasser nach jedem Gebrauch.</li>
	<li>10 min. warten. Besteht ein Interesse an der Embryogenese in Eiern, die älter als 1 h, lassen Sie die Eier in Bleichmittel für bis zu 15 Minuten. Hinweis: Für Eier, die bis zu 1 Stunde alt sind, ist 10 Minuten ausreichend.</li>
</ol>(3) Fixierung
Hinweis: Diese Schritte sind von einer Hymenopteran Protokoll17.
<ol><li>Das Bleichmittel (enthält die Chorion-Fragmente) mit einem Glas Pasteurpipette entfernen und entsorgen. Fügen Sie Tropfen Eisessig mit einem Glas Pasteur pipette und 3 min warten. Vorsicht: Gehen Sie mit diesem Schritt unter einem Abzug. Eisessig ist ätzend; Handschuhe tragen beim Umgang mit Eisessig und nicht einatmen, vor allem in Kombination mit den restlichen Bleichmittel.</li>
	<li>Eisessig mit einem Glas Pasteurpipette entfernen und Clarkes Lösung Tropfen (3:1 von absoluten Ethanol: Eisessig) mit einem Glas Pasteur pipette. Warten Sie, bis die meisten der Lösung verdampft (oder max. 10 min).</li>
	<li>Tropfen von 70 % Ethanol auf die Eier mit einem Glas Pasteurpipette und warten Sie, bis die meisten des Ethanols verdampft (oder 10 min-Max).</li>
</ol>(4) Färbung
<ol><li>Die Eier mit einem Glas Pasteurpipette zu den pH-Wert in der Nähe von 7.0 fügen Sie Tropfen 1 X PBS hinzu und entfernen Sie alle verbleibenden Ethanol mit einem Glas Pasteurpipette. Legen Sie den Mikroskop-Objektträger in eine feuchte Kammer, Austrocknung, z. B. in einer leeren Pipette-Tipp-Box mit einem feuchten Papiertuch innen (Abbildung 3) zu verhindern. Warten Sie mindestens 30 Minuten. Hinweis: Dies ist der beste Punkt, wenn eine Pause benötigt wird, solange die feuchte Kammer Austrocknung verhindern kann.</li>
	<li>1 X PBS mit einem Glas Pasteurpipette, zu entfernen und Tropfen von 0,1 μg/mL DAPI, einen DNA-fluoreszierende Fleck, mit einem Glas Pasteur pipette. Objektträger in eine dunkle feuchte Kammer und warten Sie mindestens 15 Minuten. Vorsicht: DAPI ist reizend, also mit Handschuhen umgehen.</li>
</ol>5. Waschen
<ol><li>Entfernen Sie das DAPI mit einem Glas Pasteurpipette.</li>
	<li>1 Tropfen X TBST (5 X Lösung aus 30 g Tris, 43,8 g NaCl und 5 mL Polysorbat 20 1,0 g NaN3 [pH 7.5] und brachte bis 1 L mit PCR Grad Wasser) auf die Eier mit einem Glas Pasteur pipette. Warten Sie 5 Minuten vor dem Entfernen der 1 X TBST mit einem Glas Pasteurpipette. Wiederholen Sie diesen Schritt 2 Mal.</li>
</ol>6. Montage
<ol><li>Nach der letzten Wäsche pipette vorsichtig die Eier aus dem Paraffin-Film auf einem sauberen Teil des Mikroskop-Objektträger. Entfernen Sie überschüssige 1 X TBST; Fügen Sie 20 µL Montage Medien (80 % Glycerin und 20 % 1 X TBST mit 2 % n-Propyl-Gallat) und legen Sie eine saubere Abdeckung Folie auf die Eier.</li>
	<li>Für langfristige Lagerung Titeldia mit klaren Nagellack versiegeln und dann entweder die Folie im Dunkeln bei 2 ° C zu speichern oder sofort unter dem Fluoreszenz-Mikroskop anzeigen.</li>
</ol>

<ol><li>Charnov, E. L. Sex ratio in spatially structured populations. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCharnov%2C+EL+%22The+Theory+of+Sex+Allocation%22">The Theory of Sex Allocation</a>. May, R. M. , Princeton University Press. Princeton, NJ. 67-92 (1982).</li>
<li>Godfray, H. C. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGodfray%2C+HCJ+%22Parasitoids%3A+behavioral+and+evolutionary+ecology%22">Parasitoids: behavioral and evolutionary ecology</a>. , Princeton University Press. Princeton, NJ. (1994).</li>
<li>Bourke, A. F. G., Franks, N. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBourke%2C+AFG+%22Social+Evolution+in+Ants%22">Social Evolution in Ants</a>. , Princeton University Press. Princeton, NJ. (1995).</li>
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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Dieses Protokoll ist die erste, die Befruchtungsrate oder primäre Geschlechterverhältnis, B. Tabacizu erfassen. Die Herausforderung dieses Protokolls ist, dass es Forscher lernen, wie man die Mottenschildläuse Eier schnell verarbeiten erfordert sicherzustellen, dass nicht mehr als 1 h vergangen, seit die Eier oviposited wurden, bis diese behoben sind. In Vorversuchen waren Eier, die bei 3 h oder mehr Postoviposition befestigt waren zu alt, um die Befruchtung zu beobachten, wie Syngamy eingetreten und mitotische ...

Das Studium der Geschlecht-Zuweisung oder die relative Investition in männlichen und weiblichen Nachkommen, ist ein Eckpfeiler der Verhaltensökologie1,2,3. Neben seiner Kraft zu Testzwecken adaptive Modelle des Verhaltens kann zu wissen, die Sex-Allocation-Strategie eines Organismus Modelle der Populationsdynamik verbessern. Bei vielen Arten ist Sex Zuordnung von Müttern gesteuert. Um Sex-Zuweisung zu bestimmen, ist es wichtig zu bestimmen, der primäre Sex-Verhältnis oder der Anteil der Frauen bei der Eiablage. Obwohl das Geschlechterverhältnis bei Erwachsenen auftreten können Hinweise auf Geschlecht-Zuweisung vorsehen, kann differentielle Entwicklungsstörungen Mortalität zwischen männlichen und weiblichen Jugendlichen Erwachsenen Sex-Verhältnis häufig erheblich verzerren. Bei einigen Arten der Hautflügler, die Ordnung der Insekten, die Ameisen, Bienen und Wespen, enthält wurde das primäre Geschlechtverhältnis zytogenetische Tests, Färbung der Embryonen genetische DNA anzeigen ermittelt. Weil Hautflügler diploide, eine beginnende männlichen Ei ist haploid und enthält nur die weiblichen Vorkern (n), während beginnende weibliche Eier diploid sind und sowohl männliche als auch weibliche Vorkerne (2n enthalten). Obwohl Aleyrodidae, die Sap-Fütterung Familie True Wanzen (Hemiptera) bekannt als weiße fliegen, auch diploide, hat nicht stattgefunden ein etablierte Assay, der primäre Sex-Verhältnis in dieser Insekten zu finden. Dies ist vielleicht überraschend, da die Intensität der Studie über die paar kosmopolitischen ernsthafte Schädlinge in dieser Familie und die Bedeutung der Geschlechtverhältnisse in wettbewerbsfähige Interaktionen weiße fliegen4,5,6,7 ,8,9,10 und Populationsdynamik im Allgemeinen. In diploide Insekten sind auch Geschlechtverhältnisse ungezwungen Sex Bestimmung Systeme, die Möglichkeit der selektiven Düngung und labile Geschlechtverhältnisse, die mit der Umwelt2variieren. Hier präsentieren wir eine Technik, um festzustellen, das primäre Geschlechtverhältnis des Komplexes Arten der weiße fliegen, zusammen bekannt als die Süßkartoffel Mottenschildläuse, B. Tabaci. Dieser ein Artname umfasst mehr als 28 Arten weltweit11und beinhaltet einige der schädlichsten global invasive Schädlinge12,13. Die Anwendung dieser Technik bestimmen Geschlecht Zuordnungsmuster in B. Tabaci und andere Aleyrodidae ermöglicht eine gründlichere Untersuchung von Variablen, einschließlich Temperatur, Wirtspflanze, endosymbiontische Bakterien oder Pflanzen/Mottenschildläuse Krankheitserreger, die primäre Geschlechtverhältnisse Pflanzensaft und Mottenschildläuse Populationsdynamik beeinflussen können.
Wir sind keine vergleichbaren Ei-beflecken Techniken für B. Tabacinicht bewusst. Das Protokoll ist bequem im Vergleich zu Färbung Methoden für andere Insekteneier14 verwendet, da es einen Übernachtung Fixierung Schritt unterlässt und daher innerhalb von 3 Stunden abgeschlossen werden kann. Als ein Beispiel für eine Anwendung, ein endosymbiontische Bakterium, Rickettsien SP. nr. Bellii, ist verbunden mit weiblicher Neigung in unserem Labor Zeilen von B. Tabaci Nahost-Asia Minor 1 (MEAM1)15,16. In B. Tabaci MEAM1 Labor einzeilig ("MAC1," von der Maricopa Agricultural Center gesammelt), wir testen ob Rickettsia-infizierten (R+) Weibchen befruchten mehr Eier als nicht infizierte Frauen (R–).

<table><tbody><tr><td>1x PBS</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1x TBST</td><td>Jede</td><td></td><td>5x Lösung hergestellt aus 30 g Tris, 43,8 g NaCl, 5 mL Tween-20 und 1,0 g NaN3 pH 7,5 und mit Wasser in PCR-Qualität auf 1 l gebracht</td></tr><tr><td>Bleichmittel</td><td>Clorox</td><td></td><td>Jedes Haushaltsbleichmittel funktioniert, solange es auf 0,83 % verdünnt werden kann Natriumhypochlorit</td></tr><tr><td>Klarer Nagellack</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DAPI Dilaktat</td><td>Santa Cruz Biotechnologie</td><td>sc300415</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Beliebiges</td><td></td><td>verdünntes auf 70% EtOH</td></tr><tr><td>Fluoreszierendes Mikroskop</td><td>Nikon</td><td></td><td>Nikon Eclipse 50i wurde in diesem Experiment verwendet, aber jedes Fluoreszenzmikroskop mit 340/380 nm Anregungsfilter und mindestens 4-10-facher Vergrößerung kann verwendet werden</td></tr><tr><td>Eisessig</td><td>Mallinckrodt</td><td>UN2789</td><td></td></tr><tr><td>Glycerin</td><td>Jedes</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Wild</td><td></td><td>Für dieses Experiment wurde ein Wild M5A-Mikroskop verwendet, aber jedes Mikroskop, bei dem der Bediener die Eier der Weißen Fliege deutlich sehen kann, kann verwendet werden.</td></tr><tr><td>Objektträgerabdeckungen</td><td>Alle</td><td></td><td>Methoden sind für Objektträgerabdeckungen der Größe 18 mm x 18 mm. Für größere Diaabdeckungen müssen weitere Eindeckmedien hinzugefügt werden.</td></tr><tr><td>Objektträger</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Minuten Nadelstifte</td><td>BioQuip</td><td>1208SA</td><td>Minuten Nadelstifte sind optional für die Herstellung als Sonden mit Pipettenspitzen</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaN3</td><td>beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>n-Propylgallat</td><td>Sigma/Santa Cruz Biotechnologie</td><td>P3130/sc-250794</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Bemis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pasteur Pipetten</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20A</td><td>Fisherbrand Einweg-Pasteur-Pipetten aus Borosilikatglas 5,75 Zoll Ein Bunsenbrenner kann auch erforderlich sein, wenn der Bediener Pipetten verlängern und verengen möchte</td></tr><tr>Wasser<td>in PCR-Qualität</td><td>Alle</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipettenspitzen</td><td>Alle</td><td></td><td>Pipettenspitzen sind optional für die Herstellung als Sonden mit Minutennadelstiften</td></tr><tr><td>Kleiner Tropfkolben</td><td>Alle</td><td></td><td>Muss auf Pasteur-Pipette</td></tr><tr><td>passen</td><td>Tris Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

festsetzung des ei befruchtung tabak tabaci mit einer zytogenetischen technik

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

Einige Arten von saugenden weiße fliegen sind einige der weltweit schädlichsten terrestrischen Schädlinge wegen der Ernte Schaden, den sie anrichten und Pflanzenviren sie Vektor. Trotz zahlreichen Studien über die Biologie dieser Arten in verschiedenen Umgebungen einem wichtigen Lebensgeschichte Parameter, Nachkommen Geschlechtverhältnisse, wenig Aufmerksamkeit erhalten hat, noch ist wichtig für die Vorhersage der Populationsdynamik. Die primäre Geschlechterverhältnis (Geschlechterverhältnis bei der Eiablage) Tabak Tabaci wurde nie berichtet aber kann durch die Bestimmung der Ei Befruchtungsrate dieses Insekts diploide gefunden werden. Bei dieser Technik wird die Dechorionation von Eiern mit Bleichmittel, eine Reihe von Schritten Fixierung und die Anwendung der allgemeinen DNA fluoreszierende Fleck, DAPI (4 ', 6-Diamidino-2-Phenylindole, eine DNA-Bindung Fluoreszenzfarbstoff) an weiblichen und männlichen Vorkerne binden. Hier stellen wir die Technik und ein Beispiel für die Anwendung zu testen, ob ein endosymbiontische Bakterium Rickettsia SP. nr. Bellii, beeinflusst das primäre Geschlechtverhältnis von B. Tabaci. Diese Methode kann helfen, in Bevölkerungsstudien der weiße fliegen oder bei der Bestimmung, wenn Geschlecht Zuweisung mit bestimmte Reize aus der Umwelt vorhanden ist.

Um zu testen ob Rickettsia die Befruchtungsrate von B. Tabaci MEAM1 Weibchen beeinflusst aufgezogen wir Rickettsia-infiziert (R+) oder nicht (R–) infizierte B. Tabaci auf Cowpea Pflanzen (Vigna Unguiculata) in separate Käfige bei 27 ° C, 70 % relativer Luftfeuchtigkeit und ein 16 h Licht/8 h dunkel Photoperiode. + R und R– vierten Instar weiße Fliegen wurden sorgfältig aus den Blättern entfernt und in...

Wir präsentieren eine einfache zytogenetische Technik mit 4 ', 6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI) zu bestimmen, die Befruchtungsrate und primäre Geschlechtverhältnis der diploide invasive Schädling Tabak Tabaci.

Festsetzung des Ei Befruchtung Tabak Tabaci mit einer zytogenetischen Technik

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant ...

Das Protokoll, das Liz entwickelt hat, ermöglicht es uns, die Befruchtungsrate von Weißfliegen zu bestimmen. Die Anwendung dieser Technik wird unser Verständnis des Verhaltens und der Ökologie von Weißfliegen verbessern. Weißfliegen sind haplodiploid, so dass die Befruchtungsrate gleich dem Geschlechtsverhältnis bei Oviposition ist.Dieses Protokoll ist nach unserem Wissen das erste für Weißfliegen beschriebene Protokoll und kann innerhalb von drei Stunden abgeschlossen werden. Um zu beginnen, machen Sie ein überdeckendes Loch in der Petrischale Abdeckung zu einfügen und die erwachsenen Weißfliegen zu entfernen. Richten Sie eine Feuchtigkeitskammer ein und gestalten Sie eine Sonde, indem Sie einen dünnen Stift in einem komfortablen Arbeitswinkel in eine geschmolzene Pipettenspitze einsetzen, um eine dünne Sonde zu bilden.Optional längliche Glaspipettenspitzen mit Wärme für eine einfachere Handhabung von Whitefly-Eiern. Dann lassen Sie weibliche Weißfliegen auf einem sauberen Blatt oviposit, geschnitten, um auf Agar in einer Petrischale passen. Während der Whitefly-Oviposition, reinigen Sie ein Mikroskop-Dia mit Seife und Wasser.Trocknen Sie es gut und dehnen Sie ein Stück Paraffinfilm über ein Ende, damit Flüssigkeiten Tropfen bilden und Eier leichter zu sehen sind. Um Eier zu dechorisieren, verwenden Sie eine Glas Pasteur Pipette, um Tropfen von 83%Natriumhypochlorit-Bleichlösung zum Paraffinfilm direkt vor der Entfernung von Erwachsenen und Ei-Sammlung hinzuzufügen. Bleichmittel und Eisessig sind beide ätzend.Sie sollten mit Handschuhen in einer Kapuze oder gut belüfteten Bereich behandelt werden. DAPI ist auch reizend und sollte mit Handschuhen behandelt werden. Dann entfernen Sie die erwachsenen Weißfliegen aus dem Blatt und legen Sie das Blatt unter ein Mikroskop.Heben Sie jedes Ei vorsichtig von seiner Basis, bis der Pedicel aus dem Blatt entfernt wird. Üben Sie auf vielen Eiern, bevor Sie dieses Protokoll ausführen. Heben Sie die Eier langsam von der Basis und heben Sie es vollständig aus dem Blatt, sobald Sie sehen können, dass das Ei Pedicel aus dem Blatt entfernt wird.Zwei bis drei Eier auf jeden Tropfen Bleichmittel geben und 10 Minuten lang lassen. Um die Eier zu fixieren, verwenden Sie eine Glaspipette, um die Bleichmittel zu entsorgen. Dann Tropfen Eisessigsäure hinzufügen und drei Minuten warten.Als nächstes entfernen Sie die Eisessigsäure und fügen Sie Tropfen von Clarkes Lösung hinzu. Warten Sie dann 10 Minuten, bis der größte Teil der Lösung verdampft ist. Tropfen von 70% Ethanol hinzufügen und 10 Minuten warten.Um die Eier zu färben, entfernen Sie zuerst alle Rest-Ethanol. Dann tropfen von 1xPBS zu den Eiern hinzufügen, um den pH-Wert nahe sieben zu bekommen. Setzen Sie das Mikroskop in eine Feuchtigkeitskammer, um austrocknung zu verhindern.Nach 30 Minuten entfernen Sie die 1xPBS und fügen Sie Tropfen von 1 Mikrogramm pro Milliliter DAPI hinzu. Setzen Sie das Mikroskop in eine dunkle Feuchtigkeitskammer und warten Sie mindestens 15 Minuten. Um Eier zu waschen, entfernen Sie zuerst die DAPI-Lösung.Dann Tropfen von 1xTBST zu den Eiern hinzufügen. Entfernen Sie nach fünf Minuten die 1xTBST. Wiederholen Sie diese Wäsche zwei weitere Male für insgesamt drei Wäschen.Nach der letzten Wäsche alle Eier aus dem Parafilm vorsichtig auf einen sauberen Teil des Mikroskopschlittens pfeifen. Entfernen Sie überschüssiges TBST und fügen Sie 20 Mikroliter Montagemedien hinzu. Schließlich legen Sie eine saubere Abdeckung Folie auf die Eier, versiegeln Sie die Abdeckung Schiebe mit klarem Nagellack für die langfristige Lagerung, und gehen Sie mit einem Fluoreszenzmikroskop bildgeben.Die Eidechorionation gefolgt von dAPI-Kernfärbung ermöglichte die Zuordnung von Befruchtung und Embryosex, wenn sie mit einem Fluoreszenzmikroskop beobachtet wurde. Der weibliche Vorkern befindet sich in der Nähe des Zentrums sowohl der befruchteten weiblichen Eizelle als auch der unbefruchteten männlichen Eizelle, und das Sperma ist nur als heller Streifen in der Nähe der Spitze des weiblichen Eises sichtbar. Eine Anwendung dieser Technik ist zu bestimmen, ob bakterielle Endosymbionte primäre Geschlechtsverhältnisse von Weißfliegen beeinflussen.Zum Beispiel zeigten die primären Geschlechtsverhältnisse von Eiern, die von Rickettsia-infizierten und nicht infizierten B.tabici Whiteflies gelegt wurden, keinen signifikanten Unterschied zwischen dem Geschlechtsverhältnis in den beiden Behandlungen. Was die bis ins Erwachsenenalter aufgezogenen Eier betrifft, so wurden ähnliche Ergebnisse für Rickettsia-infizierte und nicht infizierte Erwachsene beobachtet, was zumindest in dieser Studie keine Hinweise auf eine höhere Befruchtungsrate von Rickettsia-infizierten Frauen lieferte. Mit diesem Protokoll kann man feststellen, ob interspezifische Spermien Eier befruchten können.Wenn keine Befruchtung beobachtet wird, könnte man wieder aufstehen und schauen, ob Spermien während der Paarung übertragen werden, indem man in die Spermaa des Weibchens schaut. Wenn es zu einer Befruchtung kommt, könnte man das Geschlechterverhältnis von Erwachsenen mit der Befruchtungsrate vergleichen, um die Lebensfähigkeit der Entwicklung hybrider Nachkommen zu bestimmen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Genetics

Genetik

Geringe Spermien Wettbewerbsfähigkeit...

Beurteilung Differenzen in Sperm Wettbewerbsfähigkeit in<em&gt; Drosophila</em

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