Name: Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell zur Untersuchung der axonalen Hemmung und Regeneration (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-05T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 s
Description: Erfahren Sie die Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell zur Untersuchung axonaler Hemmung und Regeneration. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare Studien zu Nervenverletzungen und therapeutischen Ansätzen.

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S.A.A. wird von der American Academy of Facial Plastic and Reconstructive Surgery Leslie Bernstein Grants Program finanziert.

Alle Interventionen wurden in strikter Übereinstimmung mit den Richtlinien der National Institutes of Health (NIH) durchgeführt. Das experimentelle Protokoll wurde vor der Umsetzung vom Institutional Animal Care & Use Committee (IACUC) der University of Michigan genehmigt. Zehn Wochen alte erwachsene weibliche Sprague-Dawley Ratten wurden verwendet.
1. Vor dem operativen Tag
<ol><li>Stellen Sie vor dem Operationstag einen angemessenen Vorrat an sterilisierten chirurgischen Instrumenten, schmerzstillenden Medikamenten, Anästhesiemedikamenten und Sauerstoff sicher. Eine vollständige Liste finden Sie in der Tabelle der Materialien.</li>
</ol>2. Präoperative Einrichtung
<ol><li>Sorgen Sie für einen angemessenen Arbeitsbereich, einschließlich Platz für mindestens zwei Personen (Chirurg und Assistent). HINWEIS: Es wird ein spezieller Operationstisch, Platz für den Aufbau der Anästhesiemaschine und ausreichend Stauraum für sterilisierte und Backup-Vorräte benötigt.</li>
	<li>Kalibrieren Sie ein Operationsmikroskop für den Einsatz während der Verfahren. Stellen Sie sicher, dass der Chirurg die Griffe des Mikroskops und die Zoom/Fokus-Tasten einstellen kann, indem Sie eine sterilisierte Abdeckung über die Griffe/Tasten legen. HINWEIS: Wir verwendeten sterilisierte Aluminiumfolie über den Griffen/Knöpfen.</li>
</ol>3. Anästhesie und Zubereitung
<ol><li>Legen Sie das Tier in die Anästhesiekammer und induzieren Sie die Vollnarkose über 1,8% Isofluran und 0,9 l/min Sauerstoff.<ol>
<li>Bestätigen Sie eine angemessene Anästhesieebene durch eine Beurteilung der spontanen Atmung und eine Beurteilung des Bewusstseins, indem Sie die Grimasse des Tieres auf eine Zehenklemme bewerten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tragen Sie Augenschmierstoff bilateral auf, um vor Hornhautreizungen oder Trockenheit zu schützen.</li>
	<li>Rasieren Sie die operative Site(n) mit einem Rasiermesser oder einem automatischen Clipper.<ol>
<li>Legen Sie zu diesem Zeitpunkt eine Methode zur Rattenidentifikation fest, entweder über ein Ohrschild oder eine Schwanzkennzeichnung/-markierung.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verabreichen Sie eine subkutane Injektion von 0,05 mg/kg Buprenorphin auf dem Rücken des Tieres zur Prophylaxe gegen postoperative Schmerzen.</li>
</ol>4. Chirurgische Annäherung und Verletzungsmuster
<ol><li>Übertragen Sie das Tier auf den Operationstisch und setzen Sie den Gasstrom über einen Nosecone fort. Stellen Sie sicher, dass ein Wärmepolster unter dem Tier und dem sterilen Feld positioniert ist, um seine Körpertemperatur zu halten.</li>
	<li>Setzen Sie sterilisierte Gaze (aufgerollt und mit Klebeband befestigt), um als Halsrolle für die Ratte zu verwenden; dies wird eine verbesserte Exposition des chirurgischen Feldes bieten. Beachten Sie, dass die angemessene Positionierung des Tieres für eine effiziente Nervenidentifikation und -sektion von größter Bedeutung ist.</li>
	<li>Bereiten Sie die Gesichtshaut des Tieres für den Eingriff vor. Verwenden Sie Chlorhexidin oder eine Jodlösung, um die chirurgische Stelle 3x, abwechselnd mit 70% Ethanol, zu schrubben, um eine Desinfektion zu gewährleisten.</li>
	<li>Planen und markieren Sie den chirurgischen Schnitt auf Wunsch. Manipulieren Sie das ipsilaterale Ohr in vorder-posteriorer Richtung, um die natürliche Faltung der postauricularen Haut zu bestimmen.</li>
	<li>Mode einen 4-5 mm Schnitt in der postauricularen Falte mit scharfen Irisschere oder einer Nummer 15 Klinge. Dies kann später im Verfahren bei Bedarf erweitert werden.</li>
	<li>Sezieren Sie stumpf durch die sofortige subkutane Faszien und platzieren Sie einen Mikro-Weitlaner-Retraktor, um die Exposition zu verbessern. Beachten Sie, dass es in diesem Bereich kleinkalibrige Blutgefäße geben kann; diese werden am besten vermieden, indem man sich über den Weitlaner Retraktor überlegen oder minderwertig zurückzieht.</li>
	<li>Identifizieren Sie den vorderen Gturastric Muskel, während er sich in einer schlechteren bis überlegenen Richtung in Richtung seiner Einfügung entlang der Schädelbasis bewegt.<ol>
<li>Verteilen Sie sanft durch den Muskelbauch entlang seiner Einfügemarke, um die Sehne des vorderen Digastric Bauch zu offenbaren. Beachten Sie, dass die Sehne als filmy weißer Prozess erscheint, der vom Muskel mit einer festen Einfügung auf die Schädelbasis ausgeht.</li>
	</ol></li>
	<li>Nach der Identifizierung des vorderen Digastric Muskels und seiner Sehne, passen Sie den Weitlaner Retraktor an, um den Muskelbauch weiter zurückzuziehen. Beachten Sie, dass der anschließend exponierte Bereich der dreidimensionale Raum ist, in dem der Hauptstamm des Gesichtsnervs liegt. HINWEIS: Dieser Bereich wird überlegen und medial durch die Schädelbasis begrenzt, seitlich durch den vorderen Digastric Muskel, posteromedial durch den Gehörgang und minderwertig durch die Strukturen des Halses, einschließlich der oberflächlichen temporalen Arterie.</li>
	<li>Nach ausreichender Exposition, identifizieren Sie den Hauptstamm des Gesichtsnervs, wie es sich minderwertig unter der Sehne des Gortes muskel bewegt, wo es das Stylomastoid Foramen von der Schädelbasis verlässt. Beachten Sie, dass der Nerv als perlweiße Schnur erscheint, eingehüllt in die parotis-masseterische Faszie des Tieres. Üben Sie Vorsicht, wenn Sie den Nerv weiter aussetzen, aus den folgenden Gründen.<ol>
<li>Vermeiden Sie aggressive Sezieren, oder senkrechte Ausbreitungen, um vor Stretch-vermittelten Neuropraxie Verletzungen zu schützen.</li>
		<li>Vermeiden Sie eine aggressive hintere und medial gerichtete Sezierung, um sich vor einer Verletzung der dünnen Gewebe, die den Gehörgang überlagern, zu schützen, da dies die Mittelohrflora in den chirurgischen Bereich einführen könnte.</li>
		<li>Vermeiden Sie es, die oberflächliche zeitliche Arterie durch eine breite mediale und minderwertig eitel ierte Zerlegung zu beschädigen. Beachten Sie, dass eine Verletzung durch lebhafte, pulsatile Blutungen identifiziert wird.<ol>
<li>Wenn die Arterie verletzt ist, üben Sie prompten Druck mit einem Baumwoll-Applikator oder sterilen Gaze über Zange. Hämostatische Mittel oder flüssiges Fibrin-Dichtmittel können in unmittelbarer Nähe platziert werden. Beachten Sie, dass das Tier eine subkutane Injektion von 0,9% steriler Saline zur Flüssigkeitsstabilisierung benötigen kann.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Verfolgen Sie den Hauptstamm disistally, indem Sie entlang des Nervs in eine unterlegene Richtung, distally vom Ausgang des Stylomastoid Foramen.<ol>
<li>Erweitern Sie den ursprünglichen Schnitt, um eine vollständige Exposition des Nervs und seiner Zweige zu ermöglichen. Achten Sie darauf, eine Störung der Ohrspeicheldrüse zu vermeiden, da dies zu postoperativer Sialocele führen könnte.</li>
	</ol></li>
	<li>Induzieren Sie die gewünschten Verletzungsmuster wie folgt.<ol>
<li>Für eine Quetschverletzung verwenden Sie glatte Oberfläche Juwelier Zange, um den Nerv fest zu greifen und komprimieren Sie es9. Tragen Sie einen konstanten und reproduzierbaren Druck auf den Nerv für einen Zeitraum von 30 s auf, um eine angemessene Zerkleinerungsverletzung zu gewährleisten.</li>
		<li>Für eine einfache Transektion, greifen Sie die Faszie über den Nerv, oder das unmittelbare Epineurium, mit feinverzahnten Zangen, und verwenden Scharfe Mikroschere, um den Nerv an der gewünschten Stelle mit einem einzigen Schnitt sauber zu transsektieren. Achten Sie darauf, übermäßige Traktion auf den Nerv mit der Zange zu vermeiden.</li>
		<li>Erstellen Sie für ein Nervenspaltmodell den gewünschten Nervenspalt mit einer ähnlichen Methode wie die einfache Transektionsverletzung. Verwenden Sie den sterilisierten Schaft eines baumwollgekippten Applikators, der auf den gewünschten Nervenspalt längenintraoperativ geschnitten wird, um eine Ähnlichkeit des Verletzungsmusters zwischen Tieren zu gewährleisten.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Wundverschluss
<ol><li>Die Wunde mit steriler Herzwäsche bewässern und mit steriler Gaze trocknen.</li>
	<li>Nähern Sie die Hautränder in einer einfachen, subcuticular Art und Weise mit resorbierbaren Nähten, oder verwenden Sie Hautkleber oder Wundclips, die auch für Wundverschluss akzeptabel sind. Legen Sie einen vergrabenen Stich, indem Sie einen tiefen bis oberflächlichen Biss von einer Hautkante und dann einen anschließenden oberflächlichen bis tiefen Biss der gegenüberliegenden Hautkante.</li>
</ol>6. Postoperative Erholung
<ol><li>Verabreichen Sie eine subkutane Injektion von nichtsteroidalen entzündungshemmenden Analgetika (wie 0,05 mg/kg Buprenorphin und 0,5 mg/kg Carprofen) zur postoperativen Schmerzkontrolle. Legen Sie die Injektion entlang des Rückens des Tieres.</li>
	<li>Beenden Sie die Verabreichung des Anästhetikums und lassen Sie das Tier Sauerstoff für weitere 1 min einatmen.</li>
	<li>Legen Sie das Tier in eine erwärmte (über eine Wärmelampe), aseptischen Käfig ohne Einstreumaterial, um versehentliche Einnahme zu vermeiden. Beachten Sie, dass das Tier in der Regel Anzeichen einer Erholung innerhalb von 1-2 min zeigt und orientierungslos erscheinen kann, mit einer verzögerten Wiederherstellung der Hinterbeinfunktion.</li>
	<li>Bringen Sie die Tiere in ihre Käfige in der entsprechenden Wohneinheit zurück und verabreichen Sie postoperative Schmerzmittel am postoperativen Tag #1, um eine kontinuierliche Prophylaxe gegen Schmerzen zu gewährleisten.</li>
	<li>Überwachen Sie die Tiere 2x pro Tag, um Anzeichen von Unterernährung, Hornhautreizungen oder chirurgischen Infektionen an der Stelle zu bewerten und geeignete chirurgische Protokolle aufrechtzuerhalten.<ol>
<li>Verabreichen Sie 0,9% sterile Saline in subkutaner Weise, wenn es signifikante Gewichtsverlust.</li>
		<li>Schmieren dein Auge Salbe täglich auftragen, bis der Blinkreflex des Tieres wieder hergestellt ist.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Das Modell der Gesichtsnervenverletzung der Ratte hat sich aufgrund seiner chirurgischen Zugänglichkeit, seines Verzweigungsmusters und seiner physiologischen Bedeutung27,29,33,34,35,36als das vielseitigste System für die Bewertung neurotropher Faktoren herauskristallisiert. Die Kombination von Videodemonstration und Anwendun...

Cranial-Nervenverletzungen im Kopf- und Nackenbereich können sekundär zu angeborenen, infektiösen, idiopathischen, iatrogenen, traumatischen, neurologischen, onkologischen oder systemischen Ätiologien1sein. Der Hirnnerv VII, oder der Gesichtsnerv, ist häufig betroffen. Die Inzidenz von Gesichtsnerven dysfunktion kann signifikant sein, da es betrifft 20 bis 30 pro 100.000 Menschen jedes Jahr2. Die wichtigsten motorischen Zweige des Gesichtsnervs sind die zeitlichen, zygomatischen, bukkalen, marginalen Unterkiefer- und Zervixzweige; Je nach beteiligtem Zweig können die Folgen orale Inkompetenz oder Trunkenheit, Hornhauttrockenheit, Gesichtsfeldverstopfung sekundär zu Ptosis, Dysarthrie oder Gesichtsasymmetrie2,,3. Langfristige Morbidität umfasst das Phänomen der Synkinese, oder unfreiwillige Bewegung einer Gesichtsmuskelgruppe, mit versuchter freiwilliger Kontraktion einer ausgeprägten Gesichtsmuskelgruppe. Okulare-orale Synkinese ist die häufigste der aberranten Regeneration als Fortsetzung der Gesichtsnervenverletzung und verursacht funktionelle Beeinträchtigung, Peinlichkeit, vermindertes Selbstwertgefühl und schlechte Lebensqualität3. Die Verletzung einzelner Zweige bestimmt die Funktionen, die selektiv kompromittiert werden.
Die klinische Behandlung von Gesichtsnervenverletzungen ist nicht gut standardisiert und bedarf weiterer Forschung, um die Ergebnisse zu verbessern. Steroide können akute Schwellung des Gesichtsnervs lindern, während Botox für die befristeung synkinetischer Bewegungen nützlich ist; aber, die primären rekonstruktiven Optionen in der Bewaffnung des Praktikers beinhalten chirurgische Intervention durch Nervenreparatur, Substitution oder Reanimation3,4,5,6. Je nach Art der erlittenen Gesichtsnervenverletzung kann der Gesichtsnervenchirurg eine Reihe von Optionen nutzen. Für eine einfache Transektion ist Nervenreanastomose nützlich, während die Reparatur von Kabeltransplantaten besser für einen Nervendefekt geeignet ist; für eine Wiederherstellung der Funktion kann der Chirurg entweder statische oder dynamische Gesichtsreanimationsverfahren wählen. In vielen Fällen von Gesichtsnervenverletzungen und anschließender Reparatur, auch in den Händen erfahrener Gesichtsnervenchirurgen, führt das beste Ergebnis immer noch zu anhaltender Gesichtsasymmetrie und funktionellem Kompromiss7.
Diese suboptimalen Ergebnisse haben umfangreiche Forschung über die Regeneration der Gesichtsnerven angespornt. Zu den allgemeinen Themen von Interesse gehören die Perfektionierung und Innovierung von Nervenreparaturtechniken, die Bestimmung der Wirkung verschiedener Nervenregenerationsfaktoren und die Bewertung des Potenzials spezifischer neuronaler Inhibitoren zur Bekämpfung des langfristigen Ergebnisses der Synkinese8,9,10,11. Während In-vitro-Modelle verwendet werden können, um einige Merkmale von Wachstums- oder Hemmfaktoren zu bewerten, lässt sich eine echte translationale Forschung zu diesem Thema am besten über übersetzbare Tiermodelle ablesen.
Die Entscheidung, welches Tiermodell verwendet werden soll, kann eine Herausforderung sein, da Forscher sowohl große Tiere wie Schafe als auch Kleintiermodelle wie Mäuse12,13verwendet haben. Während große Tiermodelle eine ideale anatomische Visualisierung bieten, erfordert ihre Verwendung spezielle Ausrüstung und Personal, das nicht leicht oder leicht verfügbar ist. Darüber hinaus könnte die Durchführung einer Studie zum Nachweis der Wirkung sehr kostenprohibitiv sein und möglicherweise nicht im Durchführbarkeitsbereich vieler wissenschaftlicher Zentren liegen. So wird das Kleintiermodell am häufigsten genutzt. Das Mausmodell kann für die Bewertung einer Reihe von Ergebnissen im Zusammenhang mit Gesichtsnervenchirurgie verwendet werden; Die begrenzte Länge des Nervs kann jedoch die Fähigkeit des Wissenschaftlers einschränken, bestimmte Muster zu modellieren, wie z. B. eine Verletzung mit großen Lücken14.
So hat sich der Ratte murin Prototyp als Arbeitspferd-Modell, durch das der Wissenschaftler innovative chirurgische Verfahren durchführen oder hemmende oder wachstumsfördernde Faktoren nutzen und die Wirkung über eine breite Palette von Ergebnisparametern bewerten kann. Die Anatomie der Ratte im Gesichtsnerv wird vorhersehbar und leicht reproduzierbar angegangen. Seine größere Skala, im Vergleich zum Mausmodell, ermöglicht die Modellierung einer breiten Palette von chirurgischen Defekten, von einfachen Transektion bis 5 mm Lücken15,16. Dies ermöglicht ferner die Anwendung komplexer Eingriffe an der Defektstelle, einschließlich der topischen Platzierung von Faktor, intraneuralen Injektionen des Faktors und der Platzierung von Isograften oder Brücken17,18,19,20,21,22,23.
Die gefügige Natur der Ratte, ihre zuverlässige Anatomie und ihre Neigung zur effektiven Nervenregeneration ermöglicht die Sammlung vieler Ergebnismaßnahmen als Reaktion auf die oben genannten chirurgischen Muster der Verletzung24. Über das Rattenmodell ist der Gesichtsnervenforscher in der Lage, elektrophysiologische Reaktionen auf Verletzungen, Nerven- und Muskelhistologische Ergebnisse über Immunhistochemie, funktionelle Ergebnisse über die Verfolgung des Vibrissalpads und die Beurteilung des Augenverschlusses sowie mikro- und makroskopische Veränderungen mittels fluoreszierender oder konfokaler Mikroskopie, unter anderem11,22,23,25,26,27,28,29, zu bewerten. So wird das folgende Protokoll einen chirurgischen Ansatz für den Gesichtsnerv der Ratte und die Verletzungsmuster skizzieren, die induziert werden können.

<table><tbody><tr><td>1,8% Isofluran</td><td>VetOne</td><td>13985-030-40</td><td></td></tr><tr><td>11-0 Nylon-Mikronähte</td><td>AROSuture</td><td>TK-117038</td><td></td></tr><tr><td>4-0 monocryl Naht</td><td>VWR</td><td>75982-084</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin SR</td><td>ZooPharm</td><td>MIF 900-006</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MFCD00079028</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidin</td><td>VWR</td><td></td><td></td>IC19135805</tr><tr><td>Juwelierzange</td><td>VWR</td><td>21909-458</td><td></td></tr><tr><td>Micro Weitlaner Retraktor</td><td>VWR</td><td>82030-146</td><td></td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>VWR</td><td>100492-348</td><td></td></tr><tr><td>Mini-Tenotomieschere</td><td>VWR</td><td>89023-522</td><td></td></tr><tr><td>Anzahl 15 Skalpellklinge</td><td>VWR</td><td>102097-834</td><td></td></tr><tr><td>Operationsmikroskop</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vaseline Augengel</td><td>Pharmaderm</td><td>B002LUWBEK</td><td></td></tr><tr><td>Steriles Wasser</td><td>VWR</td><td>89125-834</td><td></td></tr><tr><td>Gewebekleber</td><td>Vetbond, 3M</td><td>NC9259532</td><td></td></tr><tr><td>Wasserleiterpad</td><td>Aqua Relief System</td><td>ARS2000B</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacain</td><td></td><td></td><td>Verwendung als lokales Analgetikum</td></tr></tbody></table>

gesichtsnervenchirurgie im rattenmodell zur untersuchung der axonalen hemmung und regeneration

Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration

Dieses Protokoll beschreibt konsistente und reproduzierbare Methoden zur Untersuchung der axonalen Regeneration und Hemmung in einem Modell für Die Nervenverletzungen der Ratte. Der Gesichtsnerv kann über seine gesamte Länge, vom intrakraniellen Segment bis zu seinem extratemporalen Verlauf, manipuliert werden. Es gibt drei primäre Arten von Nervenverletzungen, die für die experimentelle Untersuchung von regenerativen Eigenschaften verwendet werden: Nervenzerkleinerung, Transektion und Nervenspalt. Die Bandbreite der möglichen Interventionen ist riesig, einschließlich chirurgischer Manipulation des Nervs, Lieferung von neuroaktiven Reagenzien oder Zellen, und entweder zentrale oder Endorgan-Manipulationen. Zu den Vorteilen dieses Modells für die Untersuchung der Nervenregeneration gehören Einfachheit, Reproduzierbarkeit, Konsistenz zwischen Denspezies, zuverlässige Überlebensraten der Ratte und eine erhöhte anatomische Größe im Vergleich zu murinen Modellen. Seine Einschränkungen beinhalten eine begrenztere genetische Manipulation im Vergleich zum Mausmodell und die regenerationsliche Fähigkeit der Ratte, so dass der Gesichtsnervenforscher die Zeitpunkte für die Genesung sorgfältig bewerten muss und ob Ergebnisse in höhere Tiere und Studien am Menschen übersetzt werden sollen. Das Rattenmodell für Gesichtsnervenverletzungen ermöglicht funktionelle, elektrophysiologische und histomorphometrische Parameter für die Interpretation und den Vergleich der Nervenregeneration. Damit bietet es ein enormes Potenzial, das Verständnis und die Behandlung der verheerenden Folgen von Gesichtsnervenverletzungen bei menschlichen Patienten zu fördern.

Nach dem ersten chirurgischen Eingriff gibt es zwei Haupttypen von Ergebnismessungen: serielle Messungen im lebenden Tier und Messungen, die ein Opfer des Tieres erfordern. Beispiele für serielle Messungen sind elektrophysiologische Assays, wie eine zusammengesetzte Muskelwirkungspotentialmessung30, Bewertungen der Gesichtsmuskelbewegung mittels laserunterstützter oder Videografie bedeutet9, oder sogar repetitive Live-Bildgebung des Nachwach...

Dieses Protokoll beschreibt einen reproduzierbaren Ansatz zur Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell, einschließlich Beschreibungen verschiedener induzierbarer Verletzungsmuster.

Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell zur Untersuchung der axonalen Hemmung und Regeneration

This protocol describes consistent and reproducible methods to study axonal regeneration and inhibition in a rat facial nerve injury model. The facial ...

Dieses Protokoll kann Wissenschaftlern helfen, Ergebnisse nach Gesichtsnervenverletzungen und Methoden zur Verbesserung der Regeneration über viele verschiedene Parameter hinweg zu untersuchen. Der Hauptvorteil dieser Technik ist, dass die Anatomie der Ratte einen einfachen Zugang zum Gesichtsnerv ermöglicht und ihre große Skala es uns ermöglicht, alle relevanten Verletzungsmuster zu studieren. Die Anwendung dieser Technik erstreckt sich auf die Rehabilitation der Patienten nach Einer Gesichtsnervenverletzung.Als regeneratives Potential liefert die Ratte ein reproduzierbares und prägnantes Versuchsmodell. Und diese Methode kann Einblick in chirurgische und medizinische Therapien für Gesichtsnervenparese oder Lähmungen geben. Und es ist auf andere Kopf- und Nackenmodelle oder andere periphere Nerven übertragbar.Die Bedienung unter dem Mikroskop mit beiden Händen kann eine Herausforderung sein. Ich empfehle, die binokulare Version unter dem Mikroskop zu üben, bevor ich eine Gesichtsnervensektion versuche. Nach der Bestätigung eines Mangels an Reaktion auf Zehenkneifen, Tragen Sie Salbe auf die Augen der Ratte und rasieren Sie den chirurgischen Bereich.Legen Sie eine Methode zur Rattenidentifikation fest und legen Sie eine Gazerolle unter den Hals. Desinfizieren Sie die exponierte Haut mit drei abwechselnden Chlorhexidin- und 70%Ethanol-Peelings und stellen Sie die Ratte unter ein Stereomikroskop. Manipulieren Sie das ipsilaterale Ohr in vorder-posteriorer Richtung, um die natürliche Faltung der postauricularen Haut zu bestimmen.Verwenden Sie eine Klinge der Zahl 15, um einen Zwei- bis Drei-Millimeter-Schnitt in der postauricularen Falte zu machen. Die Planung und Platzierung des Schnittes sind die wichtigsten Schritte, um eine zuverlässige Identifizierung des Gesichtsnervs bei gleichzeitiger Minimierung der Wundgröße zu gewährleisten. Sezieren Sie stumpf durch die sofortige subkutane Faszien und platzieren Sie einen Mikro-Weitlaner-Retraktor, um die Gewebeexposition zu verbessern.Identifizieren Sie den vorderen Gturastric Muskel, während er sich in einer schlechteren bis überlegenen Richtung in Richtung seiner Einfügung entlang der Schädelbasis bewegt. Verteilen Sie sich sanft durch den Muskelbauch entlang der Muskel-Einfügemarke, um die Sehne des vorderen Digastric-Bauchs zu offenbaren. Die Sehne erscheint als filmy weißer Prozess, der vom Muskel mit einer festen Einfügung auf die Schädelbasis ausgeht.Nach der Identifizierung des vorderen Digastric Muskels und seiner Sehne, passen Sie den Weitlaner Retraktor an, um den Muskelbauch weiter zurückzuziehen. Der exponierte Bereich ist der dreidimensionale Raum, in dem der Hauptstamm des Gesichtsnervs liegt. Sezieren Sie entlang des Nervs in einer unterlegenen Richtung distal vom Ausgang des Stylomastoid Foramen.Um ein Zerquetschungsmuster zu induzieren, verwenden Sie die Zange des glatten Juweliers, um den Nerv mit konstantem und reproduzierbarem Druck 30 Sekunden lang fest zu erfassen und zu komprimieren, um eine angemessene Zerkleinerungsverletzung zu gewährleisten. Für eine einfache Transektion greifen Sie das unmittelbare Epineurium, das den Nerv mit feinverzahnten Zangen überlagert, und verwenden Sie scharfe Mikroscheren, um den Nerv an der gewünschten Stelle mit einem einzigen Schnitt sauber zu transkribieren. Verwenden Sie für ein Nervenspaltmodell verstellbare Bremssättel, um die gewünschte Nervenspaltlänge festzulegen, um ähnliche Verletzungsmuster zwischen Tieren zu gewährleisten und den Nerv zu transsektieren, wie soeben gezeigt.Nachdem die experimentelle Verletzung abgegeben wurde, bewässern Sie die Wunde mit steriler Herzwäsche und trocknen Sie das Gewebe mit steriler Gaze. vor dem Schließen des Hautschnitts gemäß den institutionellen Richtlinien. Hier wird eine Live-Bildgebung des Hauptstammes des Gesichtsnervs mit einer Quetschverletzung von etwa zwei bis drei Millimetern distal bis zum Astpunkt der ersten PES bei einer erwachsenen transgenen Thy1-GFP-Ratte gezeigt.Die Beurteilung der allmählichen Rückkehr der Fluoreszenz nach einer, zwei, drei und vier Wochen nach der Verletzung kann als Marker für die Überwachung der Nervenregeneration bei diesen transgenen Tieren verwendet werden. Histomorphometrische Analysen können verwendet werden, um Querschnittsbilder der marginalen Unterkieferteilung zu erhalten, die eine Quantifizierung des axonalen Durchmessers, der Menge an Schmutz, der Nervenfaser, des Nervenanteils und der Dichtemessungen ermöglichen. Es ist wichtig, die Platzierung des Retraktors bei Bedarf regelmäßig anzupassen, um sicherzustellen, dass die relevanten anatomischen Nerven bei der Identifizierung des Gesichtsnervs sichtbar sind.Nach diesem Verfahren können die relevanten Nerven und Muskeln für die immunhistochemische Analyse geerntet werden, um den Regenerationsgrad im Vergleich zu anderen experimentellen Gruppen zu beurteilen. Nach seiner Entwicklung hat diese Technik den Weg für Forscher bei der Untersuchung der funktionellen Ergebnisse nach Gesichtsnervenverletzungen geebnet. Insbesondere, wie das Phänomen der Synkinese zu wirken.

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Dieses Video zeigt ein chirurgisches Protokoll an einem Rattenmodell, das die Schritte von der Anästhesievorbereitung bis zur Einleitung einer Gesichtsnervenverletzung detailliert beschreibt. Dieses Protokoll ist nützlich für die Untersuchung der Nervenregeneration und chirurgischer Techniken in der medizinischen Forschung.

Induktion einer Verletzung des Gesichtsnervs in einem Rattenmodell

Dieses Video zeigt die Induktion von orofazialen neuropathischen Schmerzen in einem Rattenmodell durch Ligatur des Nervus infraorbitalis. Dies führt zu Nervenschäden und Entzündungen, die eine abnormale Schmerzsignalisierung verursachen und chronische Schmerzzustände nachahmen, die zur Untersuchung des orofazialen Schmerztests verwendet werden können.

Induktion von orofazialen neuropathischen Schmerzen in einem Rattenmodell über infraorbitale Nervenligaten

Quelle: Deseure, K., et al. Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerv (IoN-CCI) zur Untersuchung von trigeminalen neuropathischen Schmerzen. J. Vis. Exp. (2015). Dieses Video zeigt eine Methode zur Induktion von neuropathischen Schmerzen in einem Rattenmodell durch Verengung des Nervus infraorbitalis. Nach dem Freilegen des Nervus infraorbitalis und dem Binden von Ligaturen, um ihn zu verengen, erhöht die Immunantwort an der Verletzungsstelle die Erregbarkeit benachbarter...

Induktion von neuropathischen Schmerzen im Rattenmodell durch Verengung des Nervus infraorbitalis

Quelle: Olmstead, D. N., et al., Axotomie des Gesichtsnervs bei Mäusen: Ein Modell zur Untersuchung der Reaktion von Motoneuronen auf Verletzungen. J. Vis. Exp. (2015). Dieses Video zeigt das Verfahren der Gesichtsnervenquetschung an einer Maus, bei dem durch stumpfe Dissektion durch wichtige Orientierungspunkte der Stamm des Nervus facialis am Foramen stylomastoideus freigelegt wird. Eine Pinzette wird dann verwendet, um den Nervenstamm zu komprimieren, was zu axonalen Schäden führt und die...

Durchführung einer Crush-Axotomie am Gesichtsnerv in einem Mausmodell

Quelle: Cheah, M., et al. Injektion des Spinalwurzelganglion und Dorsale Root Crush Injury als Modell für die Regeneration des sensorischen Axons. J. Vis. exp. (2017). Dieses Video zeigt ein Schritt-für-Schritt-Verfahren zur Injektion einer Virussuspension in die Spinalganglien (DRGs) und zur Induktion einer kontrollierten axonalen Verletzung über einen dorsalen Wurzelcrush bei einer anästhesierten Ratte. Das Protokoll umfasst die Freilegung der DRGs, die Verabreichung eines wachstumsfördernden...

Modellierung der sensorischen Axonregeneration bei einer Ratte mittels Injektion des Spinalganglion und Dorsalwurzelquetschverletzung

Riech ensheathing Zellen (OECs) sind Neuralleistenzellen, die das Wachstum der primären Riechzellen zu ermöglichen. Diese spezielle Eigenschaft kann für die zelluläre Transplantation verwendet werden. Wir stellen hier ein Modell der zellulären Transplantation basierend auf der Verwendung von OECs in einer Kehlkopfnervenschädigung-Modell.

Transplantation von olfaktorischen Zellen ensheathing zu Funktionswiederherstellung nach peripheren Nervenschäden Bewerten

Wir präsentieren ein chirurgisches Protokoll, das detailliert beschreibt, wie eine Schnitt- oder Quetschaxotomie am Gesichtsnerv in der Maus durchgeführt wird. Die Axotomie des Gesichtsnervs kann eingesetzt werden, um die physiologische Reaktion auf Nervenverletzungen zu untersuchen und therapeutische Techniken zu testen.

Facial Nerve Axotomie bei Mäusen: Ein Modell zur Motoneuron Reaktion auf eine Verletzung Studieren

Dieses Protokoll stellt die Verwendung einer Injektion eines dorsalen Wurzelganglions (DRG) mit einem viralen Vektor und einer gleichzeitigen Verletzung des dorsalen Wurzelquetsches bei einer erwachsenen Ratte als Modell zur Untersuchung der sensorischen Axonregeneration dar. Dieses Modell eignet sich, um den Einsatz von Gentherapie zur Förderung der sensorischen Axonregeneration zu untersuchen.

Dorsalwurzelganglion Injection und dorsale Wurzel Quetschverletzungen als Modell für Sensory Axonregeneration

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das in vivo Elektroporation und Denervierung des kranialen Musculus levator auris longus (LAL) kombiniert. Dieses Verfahren ermöglicht es, die mögliche Rolle von Muskelproteinen bei der Regeneration der neuromuskulären Synapse zu untersuchen.

Kombinierte In vivo Elektroporation und kurzfristige Reinnervation des kranialen Levator Auris Longus Skelettmuskel

Dieses Protokoll zeigt, wie man retrograd Label retinalen Ganglienzellen, und wie man später machen ein Sehnerv Quetschverletzung um retinalen Ganglienzellen Überleben und Apoptose zu analysieren. Es ist eine experimentelle Krankheit Modell für verschiedene Arten von Optikusneuropathie, einschließlich Glaukom.

Ein Optic Nerve Crush Injury Mausmodell zur retinalen Ganglienzellen Survival Study

Erfahren Sie die Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell zur Untersuchung axonaler Hemmung und Regeneration. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare Studien zu Nervenverletzungen und therapeutischen Ansätzen.

Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell zur Untersuchung der axonalen Hemmung und Regeneration

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