Name: Tägliche Phototherapie mit rotem Licht zu regulieren Candida Albicans Biofilm Wachstum (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-23T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 6 s
Description: Lernen Sie die tägliche Phototherapie mit rotem Licht zur Regulierung von Candida albicans-Biofilmen. Diese Methode reduziert die Biomasse und verbessert die Behandlungseffizienz.

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Wir danken Dr. Paula da Silveira, Dr. Cecília Atem Gonçalves de Araújo Costa, Shawn M. Maule, Shane M. Maule, Dr. Malvin N. Janal und Dr. Iriana Zanin für die Entwicklung dieser Studie. Wir anerkennen auch Dr. Alexander D. Johnson (UCSF) für die Spende von der Sorte, die in dieser Studie analysiert.

1. Vorbereitung von Nährmedien
<ol><li>Sabouraud-Dextrose-Agar (SDA) vorzubereiten. Aussetzen Sie, 65 g SDA mit Chloramphenicol (50 mg/L) in 1.000 mL destilliertem Wasser ergänzt. Kochen das Medium vollständig auflösen. Sterilisieren Sie durch Autoklavieren bei 15 PSI (121° C) für 30 min. kühlen, 45-50 ° C. Gut mischen und gießen Sie 20 mL der SDA in sterilen Petri Platten (Größe: 100 x 15 mm).</li>
	<li>Bereiten Sie Hefe Stickstoff Basis (YNB) Medium mit 100 mM Glukose durch das Mischen von 6,7 g YNB und 18 g Dextrose zu 1.000 mL Reinstwasser ergänzt. Mischen mit einem Rührer und sterilisieren Sie das Medium mit einem 0,22 µm-Vakuum-Filter-System.</li>
	<li>Bereiten Sie RPMI durch Mischen 10,4 g RPMI 1640 und 34,32 g 3-(N-Morpholino) Propanesulfonic Säure (MOPS) auf 1.000 mL Reinstwasser. Ein Rührer ohne Hitze unterrühren Sie und passen Sie den pH-Wert auf 7 durch Zugabe von 1 N NaOH (Add 2 g NaOH auf 50 mL Reinstwasser). Sterilisieren Sie das Medium mit einem 0,22 µm-Vakuum-Filter-System.</li>
</ol>2. Pre-Inokulum und Inokulum
<ol><li>Entfernen der Mikroorganismus C. Albicans SN425 aus der Tiefkühltruhe −80 ° C und bei Raumtemperatur auftauen lassen. Samen Sie 10 µL der Lager Kultur in Petrischalen mit SDA mit Chloramphenicol (50 mg/L) ergänzt. Inkubieren Sie die Petrischalen aerob bei 37 ° C für 48 h.</li>
	<li>Fügen Sie nach 48 h Inkubation 10 Kolonien von C. Albicans zu 10 mL Hefe Stickstoff Basis (YNB) Medium ergänzt mit 100 mM Glukose und inkubieren Sie aerob bei 37 ° C 16 h für das Pre-Inokulum hinzu.</li>
	<li>Nach Inkubation für 16 h, bereiten den Befallsdruck durch Verdünnung der Starterkulturen in frischen YNB Medium ergänzt mit 100 mM Glukose in einem 01:10 Verhältnis (1 mL verdünnt in 9 mL YNB Starter-Kultur). Die erste optische Dichte (OD) zu messen, bei 540 nm.</li>
	<li>Der Befallsdruck aerob bei 37 ° C für 8 h inkubieren, bis die Stämme die Mitte Log Wachstumsphase erreichen und die endgültige OD bei 540 messen nm. Subtrahieren Sie die endgültige OD aus der anfänglichen OD zu überprüfen, ob die OD der Befallsdruck sind auf die Mitte des Log Wachstumsphase (8 h, basierend auf der Wachstumskurven in Abbildung 1).</li>
	<li>Um eine Inokulum mit 107 Zellen mL-1zu erreichen, das Inokulum für 5 min bei 5.500 X gZentrifugieren, überstand verwerfen und das Inokulum auf die Hälfte des Volumens der Rohre zu konzentrieren.</li>
</ol>3. die Biofilmbildung und Phototherapie
<ol><li>Fügen Sie 1 mL des Inokulums in die Vertiefungen einer 24-Well Polystyrol Platte. Inkubieren Sie aerob bei 37 ° C für 90 min Zelladhäsion an der Unterseite der Brunnen zu ermöglichen.</li>
	<li>Verwenden Sie ein nicht-kohärente rotes Licht (siehe Tabelle der Materialien) als Lichtquelle mit Wellenlänge von 635 ± 10 nm und eine feste Ausgangsleistung von 1.460 mW cm−2.</li>
	<li>Verwenden Sie einen Leistungsmesser, um die Leistungsdichte des Lichtes zu messen. Die strahlende Belichtung angewendet ist 87,6 J cm-2, entspricht ca. 1 min. Belichtung. Verwenden Sie die Formel Energiedichte (J/cm2) = Leistungsdichte (W/cm2) x Bestrahlungszeit (s). Gilt einen Abstand von 5 mm zwischen der Lichtquelle und der Biofilm, Erwärmung der Probenmaterials zu vermeiden.</li>
	<li>Behandeln Sie die Positivkontrolle Biofilme mit 0,12 % Chlorhexidin für 1 min und Negativkontrolle Biofilme mit 0,89 % NaCl für 1 min.</li>
	<li>Waschen Sie nach Behandlungen die Biofilme zweimal mit 0,89 % NaCl-Lösung.</li>
	<li>Fügen Sie 1 mL RPMI 1640 gepuffert mit 3-(N-Morpholino) Propanesulfonic Säure (MOPS) bei pH 7, den Biofilmen und über Nacht die Platten bei 37 ° C inkubieren.</li>
	<li>Am Morgen, gelten die gleichen Behandlungen wie Schritte 3,2 bis 3,6, waschen die Biofilme zweimal mit 0,89 % NaCl, fügen Sie neue RPMI gepuffert mit MOPS (1 mL, pH 7) in die Vertiefungen und aerob bei 37 ° c inkubieren</li>
	<li>Am selben Tag, nach 6 h aussetzen der Biofilme auf rotes Licht. Behandeln Sie die Positivkontrolle Biofilme mit 0,12 % Chlorhexidin für 1 min und Negativkontrolle Biofilme mit 0,89 % NaCl für 1 min. Waschen Sie nach Behandlungen die Biofilme zweimal mit 0,89 % NaCl-Lösung.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 3.2-3.8 bis 48 h der Biofilm-Entwicklung zu erreichen. Hinweis: Grundsätzlich einer Behandlung geschieht am Morgen und eine am Nachmittag am selben Tag (6 h auseinander) passieren wird.</li>
</ol>4. Verarbeitung
<ol><li>Fügen Sie 1 mL sterile 0,89 % NaCl zum Brunnen zu den Biofilm zu entfernen, indem Sie aus dem nun mit einer Pipettenspitze kratzen. Hinzu kommt ein steriles Röhrchen entfernt Biofilm.</li>
	<li>Fügen Sie ein weiteres 1 mL sterile 0,89 % NaCl zum Brunnen. Kratzen sie wieder und das gleiche Rohr für ein Gesamtvolumen von 2 mL fügen Sie die Suspension hinzu.</li>
	<li>Koloniebildenden Einheiten (KBE)<ol>
<li>Kräftig die Biofilm-Aussetzung für 1 min Wirbel. Verwenden Sie aus der Biofilm-Suspension eine Aliquote von 0,1 mL für die serielle Verdünnung.</li>
		<li>Verdünnen Sie die Biofilm-Aussetzung von 10-1 bis 10-4 in 0,89 % NaCl-Lösung.</li>
		<li>Samen Sie 50 μL jeder Verdünnung auf SDA-Platten und inkubieren Sie die Platten bei 37 ° C für 48 h.</li>
		<li>Zählen der Kolonien und anwenden die Formel KBE/mL = Anzahl der Kolonien X 10n / Q (n = Verdünnung; Q = ausgesät Volumen).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Trockengewicht<ol>
<li>Wiegen Sie und Etikettieren Sie Mikrozentrifugenröhrchen.</li>
		<li>Verwenden Sie aus der Biofilm-Suspension 0,1 mL für trockene Gewichtsermittlung (Biomasse).</li>
		<li>Ein Aliquot von 0,1 mL der Biofilme 1 mL absolutes Ethanol hinzu und speichern sie bei-20 ° C für 18 h. Nach 18 h bei 10.000 X g für 10 min zentrifugieren.</li>
		<li>Verwerfen Sie den Überstand, legen Sie die Röhren auf ein Exsikkator trocknen die Proben eine Woche lang und wiegen die Mikrozentrifugenröhrchen wieder.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Wasserlösliche Polysaccharide (Wassersicherheitsplänen) und Alkali-lösliche Polysaccharide (ASPs)
	<ol>
<li>Aus der Biofilm-Suspension, kräftig Wirbel der Rest des Bandes (1,8 mL) für 1 min und Zentrifuge bei 5.500 × g für 10 min bei 4 ° C. Speichern des Überstands in einen neuen Schlauch und waschen das Präzipitat zweimal mit den Zellen, die die unlöslichen Bestandteile der extrazellulären Matrix mit sterilen Reinstwasser (5.500 × g, 10 min bei 4 ° C) enthalten.</li>
		<li>Wieder aussetzen des unlöslichen Inhalts bei 1,8 mL sterile Reinstwasser.</li>
		<li>Wasserlösliche Polysaccharide (Wassersicherheitsplänen) Hinweis: Führen Sie das Experiment in einer Dampfhaube.<ol>
<li>Reservieren Sie von der gespeicherten Überstand 1 mL für die Quantifizierung der wasserlösliche Polysaccharide (Wassersicherheitsplänen).</li>
			<li>Den gespeicherte überstand für 1 min zu homogenisieren. Dann transfer zum sterilen Röhrchen und fügen 2,5 Mengen von 95 % Ethanol. Speichern Sie die Rohre für 18 h bei-20 ° C für Wassersicherheitsplänen Niederschlag.</li>
			<li>Nach 18 h Zentrifugieren der Rohre bei 9.500 X g für 20 min bei 4 ° C. Verwerfen Sie nach Zentrifugation die Überstände.</li>
			<li>Waschen Sie die Proben dreimal mit 75 % Ethanol zu und trocknen Sie die Pellets. Wieder aussetzen Sie das Pellet mit 1 mL sterile Reinstwasser und quantifizieren Sie die WSP mit Phenol-schweflige Säure Methode.</li>
			<li>0,1 % Glukose (0,01 g Glukose zu 10 mL Reinstwasser) für die Standardkurve verwenden (0, 2,5, 5, 10, 15, 20 und 25 µL Glukose pro Röhre).</li>
			<li>Ein Glasrohr, bestehend aus 200 µL der Probe 200 µL 5 % Phenol (2,7 mL 90 % Phenol auf 47,3 mL Reinstwasser) hinzufügen oder Standardkurve zeigen (in dreifacher Ausfertigung je Probe) und vorsichtig mischen.</li>
			<li>Das Rohr 1 mL Schwefelsäure hinzu und mischen. Warten Sie 20 Minuten für die Reaktion und die Proben mit einem Spektralphotometer messen (490 nm).</li>
		</ol>
</li>
		<li>Alkali-lösliche Polysaccharide (ASPs) Hinweis: Führen Sie das Experiment in einer Dampfhaube.<ol>
<li>Trennen Sie die unlöslichen neu suspendierten Menge 1 mL zur Bestimmung der ASPs. Zentrifugieren der Aliquote jedes Biofilm-Suspension (13.000 X g, 10 min bei 4 ° C).</li>
			<li>Überstand jede Röhre vorsichtig zu entfernen. Dann legen Sie die Proben auf ein Vakuum Konzentrator die Pellets zu trocknen.</li>
			<li>Wiegen Sie die Pellets und fügen Sie 300 µL 1 N NaOH (2 g NaOH auf 50 mL Reinstwasser) pro 1 mg Trockengewicht hinzu. Diese 2 h bei 37 ° C inkubieren und dann bei 13.000 × g für 10 min zentrifugieren.</li>
			<li>Sammeln Sie vorsichtig die Überstände mit einer Pipette und Transfer Mikrozentrifugenröhrchen, Aufrechterhaltung der Pellets.</li>
			<li>Wieder einmal die Rohre bestehend aus Pellets ein gleiches Volumen von 1 N NaOH hinzu, und wiederholen Sie die gleichen Schritte wie oben für die Gewinnung von ASP.</li>
			<li>Zentrifugieren Sie nach der Inkubation für 2 h Proben (13.000 X g für 10 min.), sorgfältig sammeln Sie die Überstände und fügen Sie der zuvor gesammelten Überstände hinzu.</li>
			<li>Wiederholen Sie für die dritte Extraktion die gleichen Schritte wie oben, aber dieses Mal, inkubieren Sie die Proben für 2 h vor Zentrifugation nicht.</li>
			<li>Danach fügen Sie drei Bände von 95 % Ethanol zu jeder Probe. Dann führen Sie die Proben bei −20 ° C für 18 h zur Fällung von ASP.</li>
			<li>Zentrifugieren Sie die Rohre (9.500 × g für 20 min bei 4 ° C) und verwerfen Sie die Überstände zu.</li>
			<li>Jedes Pellet dreimal mit 75 % Ethanol zu waschen und trocknen (gleiche Verfahren habe für WSP). Wieder aussetzen Sie, die Pellets gleich Gesamtvolumen der ersten Extraktion mit 1 N NaOH.</li>
			<li>Lesen Sie die Proben für die Quantifizierung von ASP mit Phenol-Schwefelsäure (gleiche wie für die WSP-Analyse).</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Sardi, J. C. O., Scorzoni, L., Bernardi, T., Fusco-Almeida, A. M., Mendes Giannini, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Candida+species%3A+current+epidemiology%2C+pathogenicity%2C+biofilm+formation%2C+natural+antifungal+products+and+new+therapeutic+options%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Candida species: current epidemiology, pathogenicity, biofilm formation, natural antifungal products and new therapeutic options.</a> Journal of Medical Microbiology. 62 (Pt 1), 10-24 (2013).</li>
<li>Harriott, M. M., Noverr, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Candida+albicans+and+Staphylococcus+aureus+form+polymicrobial+biofilms%3A+effects+on+antimicrobial+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrobial+Agents+and+Chemotherapy%22%5BJournal%5D)">Candida albicans and Staphylococcus aureus form polymicrobial biofilms: effects on antimicrobial resistance.</a> Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 53 (9), 3914-3922 (2009).</li>
<li>Srinivasan, A., Lopez-Ribot, J. L., Ramasubramanian, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overcoming+antifungal+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Discovery+Today+Technologies%22%5BJournal%5D)">Overcoming antifungal resistance.</a> Drug Discovery Today Technologies. 11, 65-71 (2014).</li>
<li>Finkel, J. S., Mitchell, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+control+of+Candida+albicans+biofilm+development%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Genetic control of Candida albicans biofilm development.</a> Nature Reviews Microbiology. 9 (2), 109-118 (2011).</li>
<li>Zarnowski, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+entries+in+a+fungal+biofilm+matrix+encyclopedia%5BTitle%5D)+AND+%22MBio%22%5BJournal%5D)">Novel entries in a fungal biofilm matrix encyclopedia.</a> MBio. 5, e013333 (2014).</li>
<li>Mitchell, K. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Community+participation+in+biofilm+matrix+assembly+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Community participation in biofilm matrix assembly and function.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (13), 4092-4097 (2015).</li>
<li>Mitchell, K. F., Zarnowski, R., Andes, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fungal+super+glue%3A+the+biofilm+matrix+and+its+composition%2C+assembly%2C+and+functions%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathogens%22%5BJournal%5D)">Fungal super glue: the biofilm matrix and its composition, assembly, and functions.</a> PLoS Pathogens. 12, e1005828(2016).</li>
<li>Dai, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blue+light+rescues+mice+from+potentially+fatal+Pseudomonas+aeruginosa+burn+infection%3A+efficacy%2C+safety%2C+and+mechanism+of+action%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrobial+Agents+and+Chemotherapy%22%5BJournal%5D)">Blue light rescues mice from potentially fatal Pseudomonas aeruginosa burn infection: efficacy, safety, and mechanism of action.</a> Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 57 (3), 1238-1245 (2013).</li>
<li>de Sousa, D. L., Lima, R. A., Zanin, I. C., Klein, M. I., Janal, M. N., Duarte, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+twice-daily+blue+light+treatment+on+matrix-rich+biofilm+development%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Effect of twice-daily blue light treatment on matrix-rich biofilm development.</a> PLoS One. 10 (7), e0131941(2015).</li>
<li>Fontana, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+antibacterial+effect+of+photodynamic+therapy+in+dental+plaque-derived+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Periodontal+Research%22%5BJournal%5D)">The antibacterial effect of photodynamic therapy in dental plaque-derived biofilms.</a> Journal of Periodontal Research. 44 (6), 751-759 (2009).</li>
<li>Donlan, R. M., Costerton, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofilms%3A+survival+mechanisms+of+clinically+relevant+microorganisms%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Microbiology+Reviews%22%5BJournal%5D)">Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms.</a> Clinical Microbiology Reviews. 15 (2), 167-193 (2002).</li>
<li>Panariello, B. H. D., Klein, M. I., Pavarina, A. C., Duarte, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inactivation+of+genes+TEC1+and+EFG1+in+Candida+albicans+influences+extracellular+matrix+composition+and+biofilm+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Oral+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Inactivation of genes TEC1 and EFG1 in Candida albicans influences extracellular matrix composition and biofilm morphology.</a> Journal of Oral Microbiology. 9 (1), 1385372(2017).</li>
<li>Gulati, M., Lohse, M. B., Ennis, C. L., Gonzalez, R. E., Perry, A. M., Bapat, P., Valle Arevalo, A., Rodriguez, D. L., L, D., Nobile, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+culturing+and+screening+of+Candida+albicans+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">In vitro culturing and screening of Candida albicans biofilms.</a> Current Protocols in Microbiology. 50 (1), e60(2018).</li>
<li>Roberts, A. E., Kragh, K. N., Bjarnsholt, T., Diggle, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+limitations+of+in+vitro+experimentation+in+understanding+biofilms+and+chronic+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">The limitations of in vitro experimentation in understanding biofilms and chronic infection.</a> Journal of Molecular Biology. 427 (23), 3646-3661 (2015).</li>
<li>Kucharíková, S., Tournu, H., Lagrou, K., Van Dijck, P., Bujdáková, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detailed+comparison+of+Candida+albicans+and+Candida+glabrata+biofilms+under+different+conditions+and+their+susceptibility+to+caspofungin+and+anidulafungin%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Detailed comparison of Candida albicans and Candida glabrata biofilms under different conditions and their susceptibility to caspofungin and anidulafungin.</a> Journal of Medical Microbiology. 60 (Pt 9), 1261-1269 (2011).</li>
<li>Weerasekera, M. M., Wijesinghe, G. K., Jayarathna, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culture+media+profoundly+affect+Candida+albicans+and+Candida+tropicalis+growth%2C+adhesion+and+biofilm+development%5BTitle%5D)+AND+%22Mem%C3%B3rias++Do++Instituto+Oswaldo+Cruz%22%5BJournal%5D)">Culture media profoundly affect Candida albicans and Candida tropicalis growth, adhesion and biofilm development.</a> Memórias Do Instituto Oswaldo Cruz. 111 (11), 697-702 (2016).</li>
<li>Kadosh, D., Johnson, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+the+Candida+albicans+filamentous+growth+program+by+relief+of+transcriptional+repression%3A+a+genome-wide+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+biology+of+the+cell%22%5BJournal%5D)">Induction of the Candida albicans filamentous growth program by relief of transcriptional repression: a genome-wide analysis.</a> Molecular biology of the cell. 16 (6), 2903-2912 (2005).</li>
<li>Paschoal, M. A., Lin, M., Santos-Pinto, L., Duarte, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photodynamic+antimicrobial+chemotherapy+on+Streptococcus+mutans+using+curcumin+and+toluidine+blue+activated+by+a+novel+LED+device%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Medical+Science%22%5BJournal%5D)">Photodynamic antimicrobial chemotherapy on Streptococcus mutans using curcumin and toluidine blue activated by a novel LED device.</a> Lasers in Medical Science. 30 (2), 885-890 (2015).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Die wichtigsten Schritte für die erfolgreiche Kultivierung von C. Albicans Biofilm sind: 1) zu tun, das Pre-Inokulum und das Inokulum YNB Medium ergänzt mit 100 mM Glucose; (2) auf die Adhäsion Phase 90 min warten und sorgfältig waschen zweimal die Brunnen mit 0,89 % NaCl, entfernen von Zellen nicht eingehalten; und 3) eingehalten Zellen Biofilmbildung, starten, da RPMI Hyphen Wachstum anregen wird RPMI Medium hinzufügen. Aneuploidien können auftreten, wenn C. AlbicansKultivierung. Infolgedessen ist es ...

Die erhöhte Inzidenz von Diabetes, immunsuppressive Therapieanwendungen, HIV-Infektion, AIDS-Epidemie, invasive klinische Verfahren und Ausgedehntspektrum Antibiotika-Verbrauch in den letzten Jahren haben die Inzidenz von Candida Albicans erhöht im Zusammenhang mit Krankheiten1,2. C. Albicans -Infektionen sind häufig im Zusammenhang mit Biofilm Entwicklung und klinische Manifestationen, z. B. Candidose oder systemischen Manifestationen, z. B. geschwächtes1,2verursachen. Eines der bemerkenswertesten Virulenzfaktoren von Biofilm Wachstum ist die extrazelluläre Polysaccharid-Matrix-Einrichtung. Biofilmbildung arbeitet, um den Widerstand gegen bestehende Antimykotika, Umweltbelastungen und Wirt Abwehrmechanismen3zu erhöhen.
Der Biofilm-Wachstum von C. Albicans beginnt mit der frühen Einhaltung von planktonischen Zellen auf einem Substrat, gefolgt von der Vermehrung der Hefezellen durch die Substratoberfläche und Bodenaggregaten Wachstum. Die letzte Phase der Biofilm Wachstum ist die Reifungsphase, wobei hefeartigen Entwicklung wird unterdrückt, die Bodenaggregaten Entwicklung erweitert und die extrazelluläre Matrix umschließt den Biofilm-4. C. Albicans Exopolysaccharide (EPS) in der Matrix interagieren, um die Mannan-Glucan Komplex5,6bilden. Das Zusammenspiel von Exopolysaccharide ist von entscheidender Bedeutung für die Verteidigung von Biofilmen gegen Drogen-7. Daher konnte die Verringerung der EPS von C. Albicans extrazellulären Matrix die Entwicklung neuer Antibiofilm Protokolle für orale Candidiasis Steuerung unterstützen.
Licht reguliert das Wachstum, die Entwicklung und das Verhalten der verschiedenen Organismen8 und es wurde als eine antimikrobielle photodynamische antimikrobielle Chemotherapie ("Pakt") angewandt. Pakt gilt ein sichtbares Licht einer bestimmten Wellenlänge und eine Licht-absorbierenden Photosensitizer9. Die Photosensibilisatoren haben jedoch Schwierigkeiten bei der Durchdringung des Biofilms verursacht geringere Wirksamkeit10. Das Scheitern von Therapeutika, Biofilme vollständig zu infiltrieren ist ein Grund, dass Biofilme gelegentlich traditionelle antimikrobielle Therapie3,5widerstehen. Um den geschlossenen mikrobiellen Zellen zu deaktivieren, müssen Antibiotika durch die extrazelluläre Matrix zu durchdringen; Dennoch charakterisiert die EPS ein Diffusionsprozess Hindernis für solche Moleküle durch Eingebung dem Grad ihrer Beförderung in den Biofilm oder durch Einflussnahme auf die Reaktion der antimikrobiellen mit der Matrix selbst11.
In Anbetracht der Nachteile des PAKTES erweist sich der Einsatz von Licht selbst als eine wertvolle Verbesserung. Vorläufige Daten ergab, dass die Behandlung mit Blaulicht zweimal täglich deutlich die Produktion von EPS-unlöslich in Streptococcus Mutans Biofilm gehemmt. Durch den Rückgang des EPS-unlösliche reduziertes Blaulicht Biofilm Wachstum. Die Ergebnisse der Phototherapie mit Rotlicht in C. Albicans Biofilme sind jedoch rar. Daher war das Ziel dieser Untersuchung, in welcher Weise Phototherapie mit rotem Licht das Wachstum und die Anordnung von C. Albicans Biofilm beeinflusst zu bewerten. Für die Behandlung zweimal täglich angepasst wir unser Labor vorherigen Protokolle9,12 um eine einfache und reproduzierbare Biofilm-Modell zur Verfügung zu stellen, die Antworten zur Lebensfähigkeit, liefert trocken-Gewicht und extrazelluläre Polysaccharide Beträge nach der Rotlicht-Behandlung. Das gleiche Protokoll kann andere Therapien zu Testzwecken verwendet werden.

<table><tbody><tr><td>Clorhexidin 20%&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C9394</td><td></td></tr><tr><td>Dextrose (D-Glukose) wasserfrei</td><td>Fisher Chemical</td><td>D16-500</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 200 proof</td><td>Decon Laboratories</td><td>DSP-MD.43</td><td></td></tr><tr><td>LumaCare LC-122 A&nbsp;</td><td>LumaCare Medical Group, Newport Beach, CA, USA&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl&nbsp;</td><td>Fisher Chemical</td><td>S641-500</td><td></td></tr><tr><td>NaOH&nbsp;</td><td>Fisher Bioreagenzien&nbsp;</td><td>BP 359-500</td><td></td></tr><tr><td>Phenol 5%</td><td>Milipore Sigma</td><td>843984</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640 gepuffert mit 3-(N-morpholino)</td><td>Sigma</td><td>R7755</td><td></td></tr><tr><td>Sabouraud-Dextrose-Agar, ergänzt mit Chloramphenicol</td>, <td>Acumedia</td><td>7306A</td><td></td></tr><tr><td>Schwefelsäure&nbsp;</td><td>Fisher Chemical</td><td>SA200-1</td><td></td></tr><tr><td>Hefestickstoffbasis&nbsp;</td><td>Difco</td><td>DF0392-15-9</td><td></td></tr><tr><td>3-(N-Morpholino)propansulfonsäure MOPS</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M1254</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; 24-Well-Polystyrolplatte&nbsp;</td><td>Falke</td><td>353935</td><td></td></tr></tbody></table>

tägliche phototherapie mit rotem licht zu regulieren candida albicans biofilm wachstum

Daily Phototherapy with Red Light to Regulate Candida albicans Biofilm Growth

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um die Ergebnisse der Verpflegungspauschale Rotlicht Behandlung auf das Wachstum von Candida Albicans Biofilm zu beurteilen. Zur Steigerung der planktonischen Wachstums von C. Albicans SN425 wuchs der Befallsdruck auf Hefe Stickstoff Base Medien. Für Biofilmbildung waren RPMI 1640 Medien, die hohe Konzentrationen von Aminosäuren haben, angewandt, um Biofilm Wachstum zu helfen. Biofilmen von 48 h wurden zweimal täglich über einen Zeitraum von 1 min mit einem nicht-kohärente Licht Gerät behandelt (Rotlicht; Wellenlänge = 635 nm; Energiedichte = 87,6 J·cm-2). Als Positivkontrolle (PC), 0,12 % Chlorhexidin (CHX) angewendet wurde, und als Negativkontrolle (NC), 0,89 % NaCl auf die Biofilme angewendet wurde. Koloniebildenden Einheiten (KBE), trocken-Gewicht, löslichen und unlöslichen Exopolysaccharide wurden nach Behandlungen quantifiziert. Kurz, das Protokoll hier vorgestellte einfache, reproduzierbare und bietet Antworten zur Lebensfähigkeit, trocken-Gewicht und extrazelluläre Polysaccharid Beträge nach der Rotlicht-Behandlung.

Abbildung 2 zeigt die Ergebnisse der Log10 KBE/mL von C. Albicans nach Tagessatz Behandlungen mit rotem Licht für 1 min. Rotlicht Log10 KBE/mL im Vergleich zu den NC signifikant reduziert (p = 0,004). Abbildung 3 zeigt die Ergebnisse der Biomasse (mg) von C. Albicans Biofilmen nach täglichen Behandlungen. Alle Gruppen zeigten Reduktion der Biomasse im Vergleich zu den NC behandelt (p = 0.00...

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Bewertung der Ergebnisse der Rotlicht-Anwendung auf das Wachstum von Candida Albicans Biofilm. Eine nicht-kohärente Rotlicht-Gerät mit der Wellenlänge von 635 nm und Energiedichte von 87,6 J·cm-2 wurde in das Wachstum von Candida Albicans Biofilmen für 48 h angewandt.

Tägliche Phototherapie mit rotem Licht zu regulieren Candida Albicans Biofilm Wachstum

Here, we present a protocol to assess the outcomes of per diem red light treatment on the growth of Candida albicans biofilm. To increase the planktonic ...

Candida ist die häufigste Ursache für verbreitete Pilzinfektionen bei immungeschwächten Wirten. Das Versagen von therapeutischen Wirkstoffen, Biofilm aufgrund der Matrix vollständig zu infiltrieren, ist ein Grund, warum Biofilme traditionellen Therapien widerstehen. Unser Protokoll bewertet, wie die Phototherapie mit Rotem Licht das Wachstum und die Anordnung von Candida albicans Biofilmen beeinträchtigt.Die angewandten Methoden sind gut etabliert, da der in dieser Studie verwendete Stamm seine extrazelluläre Matrix charakterisiert hatte und das Lichtgerät erfolgreich auf andere planktonische Mikroorganismensuspensionen und Biofilme angewendet wurde. Der größte Vorteil dieses Gerätes ist die Verkürzung der Behandlungszeit, die es für klinische Anwendungen sichtbarer macht. Bei der Kultivierung candida albicans beachten Sie, dass Antikörper erworben werden können.Daher ist es wichtig, keine Kolonien zu verwenden, die mehr als sieben Tage alt sind, nicht Platten bei vier Grad Celsius zu starten und zellen nicht von vorhandenen Platten neu zu streichen. Ebenso sollte eine Sorte vor 18 Stunden des Tageswachstums verwendet werden. Bei der ersten Verwendung eines Spektralphotometers ist es wichtig, zuerst Koloniefarmen in Einheitenzählungen zu erhalten, um mit optischen Dichtewerten korrelieren zu können.Daher werden Experimente beginnen, die Mitte der Wachstumsphase in der anfänglichen Zellkonzentration von 10 bis sieben Zellen pro Milliliter zu verwenden. Diese Zellkonzentration liefert nachweislich die abhängigsten und stabilsten Materie-Biofilme. Um zu beginnen, suspendieren 65 Gramm SDA, ergänzt mit 50 Milligramm pro Liter Chloramphenicol, in 1 000 Milliliter destilliertes Wasser in einem Becher.Legen Sie das Becherglas auf eine Heizung zum Kochen, um das Medium vollständig aufzulösen. Dann übertragen Sie die Medien in eine Glasflasche. Legen Sie die Kappe auf die Flasche, aber schrauben Sie sie nicht vollständig herunter, um sicherzustellen, dass die Flasche entlüftet werden kann.Legen Sie die Flasche in einen Autoklaven, um die Lösung bei 15 PSI und 121 Grad Celsius für 30 Minuten zu sterilisieren. Kühlen Sie die Lösung auf etwa 45 Grad Celsius. Verwenden Sie eine Einweg-, sterile Pipette, um gut zu mischen, und Pipette 20 Milliliter SDA in sterile Petriplatten.Um YNB Medium vorzubereiten, ergänzt mit 100 Millimolar Glukose, mischen 6,7 Gramm YNB und 18 Gramm Dextrose zu 1.000 Milliliter ultrareinem Wasser in einem Becher. Legen Sie eine Rührstange in den Becher und legen Sie den Becher auf eine Rührplatte zu mischen. Filtern Sie das Medium durch ein 0,22 Mikrometer Vakuumfiltersystem, um es zu sterilisieren.Bereiten Sie RPMI Medium durch Mischen von 10,4 Gramm RPMI-1640 und 34 Gramm MOPS, um 1.000 Milliliter ultrareines Wasser. Mischen Sie einen Rührer ohne Hitze und stellen Sie den PH auf sieben ein, indem Sie ein normales Natriumhydroxid hinzufügen. Sterilisieren Sie das Medium mit einem 0,22 Mikrometer Vakuumfiltersystem.Zuerst tauen Sie den Mikroorganismus Candida albicans SN 425 bei Umgebungstemperatur auf. Samen 10 Mikroliter der Stop-Kultur auf zuvor zubereiteten Petrischalen mit SDA, ergänzt mit Chloramphenicol. Die Petri-Gerichte 48 Stunden lang bei 37 Grad Celsius abevierisch bebrüten.Für das Pre-Inoculum verwenden Sie einen sterilisierten Schmierstoff, um 10 Kolonien von Candida Albicans aus den Petrischalen zu pflücken und sie in ein Zentrifugenrohr mit 10 Milliliter NYNB-Medium zu legen, ergänzt mit Glukose. Inkubieren Sie die Röhre 16 Stunden lang bei 37 Grad Celsius. Dann bereiten Sie die Inokulums, indem Sie diese Starterkultur in frische SYNB Medium, ergänzt mit Glukose, in einem ein bis zehn Anteil für Verdünnung.Verwenden Sie das Spektralphotometer, um die ursprüngliche OD bei 540 Nanometern zu messen. Inkubieren Sie die Inokulume acht Stunden lang abebisstehend bei 37 Grad Celsius und messen Sie die endgültige OD bei 540 Nanometern. Subtrahieren Sie die endgültige OD von der ursprünglichen OD, um zu überprüfen, ob sich die OD der Inoculums in der mittleren Wachstumsphase befinden.Um ein Inokulum mit 10 bis sieben Zellen pro Milliliter zu erhalten, zentrifugieren Sie das Inokulum für fünf Minuten bei 5, 500 mal G.Pour den Überstand in ein Becherglas mit Natriumhypochlorit und fügen Sie frische sYNB, um das Inokulum auf die Hälfte des vorherigen Volumens zu konzentrieren. Fügen Sie einen Milliliter des Inokulums zu jedem Brunnen einer 24 Brunnen-Polystyrolplatte hinzu. Aerobic bei 37 Grad Celsius 90 Minuten lang bebrüten, um eine Zellhaftung am Boden der Brunnen zu ermöglichen.Behandeln Sie die Biofilme eine Minute lang mit einem Milliliter 0,12% Chlorhexidin für die Positivkontrollbiofilme. Für die Negativkontrolle die Biofilme eine Minute lang mit einem Milliliter sterilem, 0,89%Natriumchlorid behandeln. Anschließend die Brunnen zweimal, jeweils eine Minute, mit einem Milliliter sterilem 0,89%Natriumchlorid waschen, um nicht anhaftende Zellen zu entfernen.Schalten Sie dann ein nicht kohärentes rotes Licht ein und verwenden Sie einen Leistungsmesser, um die Leistungsdichte des Lichts zu messen. Bestimmen Sie die Belichtungszeit basierend auf dem Energiedichtebedarf von 87,6 Joule pro Quadratzentimeter. Legen Sie die Platte unter das rote Licht.Halten Sie den Abstand zwischen der Lichtquelle und dem Biofilm auf fünf Milliliter, um eine Erwärmung der Probe zu vermeiden. Nach der Exposition für eine Minute, fügen Sie einen Milliliter des sterilisierten RPMI Medium zu jedem Brunnen, und inkubieren Sie die Platten bei 37 Grad Celsius über Nacht. Am Morgen wiederholen Sie die gleiche Wasch-, Lichtbehandlung, positive und negative Kontrollbehandlungen und inkubation für sechs Stunden mit RPMI Medium.Waschen Sie die Biofilme erneut zweimal, setzen Sie sie rotem Licht aus und führen Sie positive und negative Kontrollbehandlungen durch. Aspirieren Sie die Lösung in den Brunnen und fügen Sie RPMI Medium. Wiederholen Sie die Inkubation, waschen, leichte Behandlung, und positive und negative Kontrolle Behandlungen, bis zu erreichen 48 Stunden Biofilmentwicklung.Um mit der Verarbeitung zu beginnen, entsorgen Sie das Medium und fügen Sie einen Milliliter steriles, 0,89%Natriumchlorid in den Brunnen, und verwenden Sie eine Pipettenspitze, um den Biofilm aus dem Brunnen zu kratzen. Den entfernten Biofilm in ein steriles Rohr geben. Fügen Sie einen weiteren Milliliter steril, 0,89%Natriumchlorid in den Brunnen.Kratzen Sie es erneut und fügen Sie die Suspension auf das gleiche Rohr, für ein Gesamtvolumen von 2 Milliliter. Die Biofilmsuspension für eine Minute kräftig wirbeln. Für die KBE-Analyse einen Aliquot von 0,1 Millilitern aus der Biofilmsuspension in ein Mikrozentrifugenrohr mit 900 Mikrolitern 0,89% Natriumchloridlösung für jede Verdünnung übertragen.Verdünnen Sie die Biofilmlösung von 10 auf die negative, auf 10 auf die negative vier, in Salinelösung. Säen Sie 50 Mikroliter jeder Verdünnung zu SDA-Platten, und bebrüten die Platten bei 37 Grad Celsius für 48 Stunden. Zählen Sie die Kolonien und wenden Sie die Formel an.Für die Trockengewichtsanalyse wägen und beschriften Sie zunächst Mikrozentrifugenrohre. 0,1 Milliliter der Biofilmsuspension und einen Milliliter absolutes Ethanol in die Schläuche geben und 18 Stunden bei minus 20 Grad Celsius lagern. Dann zentrifugieren Sie es 10.000 mal G für 10 Minuten.Entsorgen Sie den Überstand und legen Sie die Rohre in einen Trockenbau, um die Proben eine Woche lang zu trocknen. Wiegen Sie die Mikrozentrifugenrohre erneut und subtraktion, um das Biomassegewicht zu erhalten. In diesem Experiment wurde die KBE nach einer Minute lang mit rotem Licht auf Candida albicans Biofilme reduziert, verglichen mit der mit Natriumchlorid behandelten Negativkontrolle.Die Ergebnisse der Biomasse von Candida albicans Biofilme nach täglichen Behandlungen, zeigen die Rotlicht behandelt Gruppe präsentiert eine ähnliche Reduktion der Biomasse wie in der positiven Kontrollgruppe beobachtet, mit Chlorhexidin behandelt. Die beiden Gruppen zeigten auch statistische Ähnlichkeiten untereinander. Während sie beide zeigten Reduktion der Biomasse, im Vergleich zu der negativen Kontrolle mit Natriumchlorid behandelt.Im Vergleich zur Negativkontrolle wurden geringere Mengen an Candida albicans löslichem und unlöslichem EPS in positiver Kontrolle beobachtet. Obwohl nicht statistisch signifikant, verringerte die Pro-Diem-Anwendung von rotem Licht numerisch die Mengen an EPS löslich und EPS unlöslich. Die negative Kontrolle und die rotlichtbehandelte Gruppe zeigten statistische Ähnlichkeiten.Messung der Leistungsdichte des Lichts unter Verwendung eines Leistungsmessers vor Beginn der Behandlung, um die genauen Anwendungszeiträume zu bestimmen. Die Schritte stellen sicher, dass die Energiedichte immer 87,6 Joule pro Zentimeter quadratisch beträgt. Verwenden Sie die zuvor zitierte Formel.Die Messung erfolgt mit dem gleichen von der Licht bis zur Flasche der Platten, fünf Millimeter. Ein Zusammenhang zwischen Phototherapie und Antimykotika kann untersucht werden, um zu überprüfen, ob die Vorbehandlung mit rotem Licht, gefolgt von der Anwendung von Medikamenten, die Durchdringung von Medikamenten in den Biofilm verbessert. Für die zweimal tägliche Behandlung haben wir die Protokolle unseres Labors angepasst und ein einfaches und reproduzierbares Biofilmmodell bereitgestellt, das Antworten auf Lebensfähigkeit, Trockengewicht und extrazelluläre Polysaccharidmengen nach der Rotlichtbehandlung liefert.Das Protokoll ist generisch und kann für die Prüfung anderer Therapien verwendet werden, zusätzlich zu Rotlicht, einschließlich Medikamente, andere Lichter, oder die Kombination von Licht und Drogen. Die Arbeit mit Mikroorganismen erfordert spezielle Ausrüstung, wie Schutzbrillen, Knopflabormäntel und Nitrohandschuhe.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Wir haben eine hohe Dichte Microarray-Plattform bestehend aus 3D-Nano-Biofilme von...

Candida albicans Biofilm Chip (Ca BChip) für das Hochdurchsatz-Screening-Antimykotikum

Quelle: Zhao, K. et al. Ein In-vitro-Modell zur Untersuchung der Wirkung der 5-Aminolevulinsäure-vermittelten photodynamischen Therapie auf den Biofilm von Staphylococcus aureus . J. Vis. Exp. (2018)Das Video demonstriert ein photodynamisches Therapieprotokoll zur Bewertung antibakterieller Effekte auf Gram-positive bakterielle Biofilme. Biofilme werden in vier Gruppen unterteilt: Zwei erhalten einen Photosensibilisierer-Vorläufer, zwei erhalten einen Puffer. Alle werden im Dunkeln inkubiert,...

Lichtaktivierte Behandlung bakterieller Biofilme mit einem Photosensibilisator-Vorläufer

Um die internen Merkmale von Candida albicans Biofilmen zu sehen und zu quantifizieren, bereiten wir feste intakte Proben vor, die durch Brechungsindex-Matching geklärt werden. Dann kann die optische Schnittmikroskopie verwendet werden, um dreidimensionale Bilddaten durch die volle Dicke des Biofilms zu erhalten.

Klärende und Bildgebung Candida albicans Biofilme

Die zunehmende Inzidenz von arzneimittelresistenten Candida albicans ist weltweit ein ernstes Gesundheitsproblem. Die antimikrobielle photodynamische Therapie (aPDT) kann eine Strategie zur Bekämpfung arzneimittelresistenter Pilzinfektionen bieten. Das vorliegende Protokoll beschreibt die bengalenvermittelte aPDT-Wirksamkeit von Rose auf einem multiresistenten C. albicans-Stamm in vitro.

Rosenbengalen-vermittelte photodynamische Therapie zur Hemmung von Candida albicans

Ein 96-Well-Mikrotiterplatten-basiertes Protokoll unter Verwendung eines 2,3-Bis(2-methoxy-4-nitro-5-sulfophenyl)-5-carboxanilid-2H-tetrazolium (XTT)-Reduktionstests wird hierin beschrieben, um die Auswirkungen von Antikörpern auf Biofilme zu untersuchen, die von C. tropicalis gebildet werden. Dieses In-vitro-Protokoll kann verwendet werden, um die Wirkung potenzieller neuer antimykotischer Verbindungen auf die metabolische Aktivität von Candida-Spezies-Zellen in Biofilmen zu überprüfen.

Ein löslicher Tetrazolium-basierter Reduktionstest zur Bewertung der Wirkung von Antikörpern auf Candida tropicalis-Biofilme

Dieses Protokoll beschreibt die Anwendung der antimikrobiellen photodynamischen Therapie (aPDT) in einem Mausmodell der oralen Candidiasis. aPDT wurde mit einer wasserlöslichen Mischung aus Curcuminoiden und blauem LED-Licht durchgeführt.

Curcuminoid-vermittelte antimikrobielle photodynamische Therapie an einem Mausmodell der oralen Candidiasis

Die Bedeutung von kleinen Kolonien bei der Arzneimittelresistenz von Candida spp. ist noch nicht vollständig erforscht. Die antimikrobielle photodynamische Therapie (aPDT) bietet eine vielversprechende Strategie gegen arzneimittelresistente Pilzinfektionen. Diese Studie zeigt, dass die bengalisch vermittelte aPDT Candida glabrata effektiv deaktiviert und zierliche Kolonien induziert, was ein einzigartiges Verfahren darstellt.

Induktion von kleinen Kolonien in Candida-glabrat mittels bengalischer Rose-vermittelter photodynamischer Therapie

Ein 405-nm-Blaulicht-LED-Gerät zeigt eine antimikrobielle Wirksamkeit gegen eine Vielzahl von Wundkrankheitserregern, wenn es an einem kollagenbasierten synthetischen Hautmodell untersucht wird. Dieser vereinfachte In-vitro-Ansatz bietet eine reproduzierbare und ethisch praktikable Alternative für die Frühphasenbewertung lichtbasierter antimikrobieller Therapien.

Untersuchung eines Blaulicht-LED-Geräts zur Unterdrückung von Wundkrankheitserregern mittels eines kollagenbasierten synthetischen Hautmodells

Wir beschreiben eine einfache, schnelle und robuste Methode für die Bildung...

Ein 96-well Mikrotiterplatte-basierten Methode zur Überwachung der Formation und antimykotische Empfindlichkeitsprüfung von Candida albicans Biofilme

Der Test beschreibt ein schnelles Mittel zur frühen Bildung von Biofilmen in Bakterien und Pilzen zu messen. Diese Methode verwendet eine Mikrotiterplatte als Substrat für die mikrobielle Bildung von Biofilmen und der Biofilm wird visualisiert Kristallviolett Belastung. Der Test liefert entweder eine qualitative oder quantitative Assay für die frühe Bildung von Biofilmen.

Mikrotiterschale Biofilmbildung Assay

Lernen Sie die tägliche Phototherapie mit rotem Licht zur Regulierung von Candida albicans-Biofilmen. Diese Methode reduziert die Biomasse und verbessert die Behandlungseffizienz.

Tägliche Phototherapie mit rotem Licht zu regulieren Candida Albicans Biofilm Wachstum

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