Name: Robuste Vergleich der Proteingehalte in Gewebe und in der gesamten Entwicklung mit standardisierten quantitativen Western Blotting (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 13 s
Description: Erfahren Sie standardisiertes quantitatives Western Blotting zum robusten Vergleich von Proteingehalten in verschiedenen Geweben und Entwicklungsstadien. Diese Methode verbessert die Reproduzierbarkeit in Grundlagen- und klinischer Forschung.

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E.J.N.G. wird vom Wellcome Trust (Grant 106098/Z/14/Z) unterstützt. Sonstige Finanzierung wurde durch den Trust SMA (SMA UK Konsortium; vorgesehen T.H.G. & Y-T. (H.) SMA (T.H.G, D.v.D.H. & E.J.N.G.), der University of Edinburgh DTP in Präzision Medizin (T.H.G., l.l. & U.V.M.) und Europa Euan MacDonald Zentrum zur Erforschung von Motoneuronen Krankheiten (T.H.G).

Gewebe für dieses Verfahren stammen aus tierexperimentellen Studien, die von der internen Ethikkommission an der Universität von Edinburgh genehmigt und durchgeführt in Übereinstimmung mit institutionellen und UK Home Office Regelungen unter der Aufsicht der zuständigen persönliche und Projekt-Lizenzen.
Hinweis: Dieses Protokoll optimiert mit standardisierten, im Handel erhältlichen Kits und Reagenzien um die Reproduzierbarkeit zu erhöhen (siehe Tabelle der Materialien).
1. Vorbereitung der Proben
<ol><li>
Proteingewinnung
	<ol>
<li>Transfer Snap eingefroren Zelle oder Gewebeproben von-80 ° C auf Trockeneis, tauen auf Eis, und je nach Bedarf mit Eis kalt 1 x Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) waschen (für Details über Gewebe und PBS Waschungen, siehe Tabelle 1). Vermeiden Sie unnötige Frost-Tau-wechseln, da das Proteinqualität beeinträchtigt wird.</li>
		<li>Fügen Sie Tests (RIPA) Testpuffer (25 mM Tris-HCl (pH 7,6), 150 mM NaCl, 1 NP-40 %, 1 % Natrium Deoxycholate, 0,1 % SDS) mit 1 x Protease-Inhibitor zu jeder Probe, mit der optimalen Menge pro Gewebe Gewicht (siehe Tabelle 1 für Empfehlungen). Hinweis: Je nach Anwendung, die Art und Menge der Homogenisierung Puffer Optimierung benötigen eventuell.</li>
		<li>Verwenden Sie eine tragbare elektrische Homogenisator Polypropylen zerstoßen, um Gewebeproben zu homogenisieren. Zwischen jeder Probe den Stößel in bidestilliertem Wasser waschen und trocknen mit einem sauberen Tuch. Ändern Sie den Stößel zwischen verschiedenen experimentellen Bedingungen und Gewebe.</li>
		<li>Verlassen Sie die Proben für 10 min auf Eis nach Homogenisierung. Zentrifugieren Sie die Proben bei > 10.000 X g bei 4 ° C für 10 Minuten.</li>
		<li>Übertragen Sie den Überstand auf einen neuen Schlauch auf Eis ohne zu stören das Pellet. Der Überstand wird die Protein-Probe. Speichern Sie die extrahierten Proteine bei-80 ° C oder gehen Sie direkt zur Messung der Konzentration des Proteins.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Quantifizierung und Normalisierung der Proteinkonzentration
	<ol>
<li>Messen Sie die Proteinkonzentration mit einem Bicinchoninic Säure (BCA) Assay. Bereiten Sie einen BCA Assay Mix entsprechend den Anweisungen des Herstellers in einer 96-Well optische Platte mit 200 µL des BCA-Mix pro Bohrloch. Hinweis: Andere Quantifizierungsmethoden wie Lowry und Bradford Assays auch lässt sich Proteinkonzentration zu bestimmen, solange Proteinkonzentration konsequent über Experimente quantifiziert ist.</li>
		<li>Bereiten Sie Rinderserumalbumin zu (BSA) Standards bei steigenden Konzentrationen in dreifacher Ausfertigung und 1 µL jedes Protein Sample in zweifacher Ausfertigung. Inkubieren Sie die 96-Well-Platte in einen vorgeheizten Heizblock bei 60 ° C für 10 Minuten oder länger, wenn die Proteinkonzentration, gering sein soll.</li>
		<li>Nach der Inkubation messen die Absorption bei 560 nm mit einem Teller-Reader.</li>
		<li>Exportieren Sie die Platte Leser Messungen und berechnen Sie Konzentration des Proteins durch den Vergleich der durchschnittlichen Absorption Werte jeder Probe zu einer Standardkurve erhalten mit dem Protein-Standard zu. Das Bestimmtheitsmaß für die Standardkurve sollte größer oder gleich 0.98, Probe Proteinkonzentration genau zu schätzen.</li>
		<li>Die Menge an Protein durch die Ausarbeitung von Verdünnungen von Proteinproben im Probenpuffer und Reinstwasser zu normalisieren. Das Gesamtvolumen einstellbar je nach Gel verwendet. Laden 30 µg Protein pro Lane als einen Ausgangsbetrag wird empfohlen. Fügen Sie Reduktionsmittel wie Dithiothreitol (DTT; Endkonzentration 5 mM) oder Beta-Mercaptoethanol (Endkonzentration 200 mM) für jede Probe je nach Bedarf. Pipette unverdünnt Beta-Mercaptoethanol in einer Dampfhaube.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Proben in einem Heizblock bei 70 ° C für 10 Minuten kurz die Proben auf Eis, Strudel und Spin-down um zu sammeln. Halten Sie auf dem Eis bis laden das Gel.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(2) Gelelektrophorese von Proteinproben
<ol><li>
Gerät und Gel einrichten
	<ol>
<li>Einrichtung eine vorgefertigten 4 – 12 % Bis-Tris Steigung gel (siehe Tabelle der Materialien), in der Gel-Elektrophorese-Kammer-System. Spülen Sie die Gele mit bidestilliertem Wasser vor Gebrauch. Hinweis: Je nach Größe, Interaktionen und Fülle des Proteins des Interesses, Gele mit unterschiedlicher Steigung, Pufferung, Agent oder auch Größe und Anzahl einsetzbar.</li>
		<li>Hinzugeben Sie 500 mL 1 X MES SDS Puffer verdünnt in bidestilliertem Wasser pro Tank läuft. Entfernen Sie vorsichtig den Kamm aus die Gele nach dem Hinzufügen des laufenden Puffers ohne zu stören die Brunnen in den Stapeln Gel.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Protein-laden
	<ol>
<li>Laden Sie 3,5 µL eines Proteins standard in den Brunnen. Abhängig von der Beispielanlage kann beim Laden einer Protein-Leiter auf beiden Seiten des Gels mehr genaue Schätzung Proteingröße unterstützen. Verwenden Sie feine Spitze Gel Tipps für genauere Probenbeladung laden.</li>
		<li>Bei Verwendung eines internen Standards für zwischen-Membran-Normalisierung (siehe Schritt 5 unten und Diskussion), einen Betrag, den die anderen Proben in den ersten 3 Brunnen neben der Protein-Leiter entspricht zu laden.</li>
		<li>Last 30 µg jeder Probe in den verbleibenden Brunnen. Alle leeren Brunnen 1 x Probenpuffer hinzufügen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Elektrophorese
	<ol>
<li>Montieren Sie den Gel-Tank nach dem Laden der Proben. Laufen Sie die Proben durch das Stapeln Gel bei 80 V für 10 min, gefolgt von 150 V für eine zusätzliche 45-60 min.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(3) Protein transfer
Hinweis: Protein Transfer in diesem Protokoll erfolgt über einen handelsüblichen halbtrocken befleckende System (siehe Tabelle der Materialien) für schnelle und konsistente Ergebnisse.
<ol><li>Bereiten Sie die Protein-Übertragung durch Pre-Filterpapier in bidestilliertem Wasser einweichen und die Gewährleistung der Gel-Messer, Kunststoff Pasteur Pipette, befleckende Walze und Zange sind gebrauchsfertig.</li>
	<li>Öffnen Sie den Transfer-Stapel durch sorgfältig entfernen alle Wickelfolie. Entfernen Sie die obere von der unteren Stapel und legen Sie sie beiseite. Befeuchten Sie schnell die Membran auf den unteren Stapel mit einigen Tropfen von Elektrophorese Puffer (2-3 mL) ausgeführt. Sobald die Übertragung Stack geöffnet ist, ist es wichtig, die PVDF-Membran Austrocknen verhindert wird.</li>
	<li>Nach dem Absetzen der Elektrophorese, die vorgegossenen Gel mit dem Gel-Messer öffnen und das Stapeln Gel abgeschnitten. Schneiden Sie das Gel um die Kanten von der Kunststoff-Besetzung zu befreien. Halten Sie das Gel Messer nass das Gel beschädigt.</li>
	<li>Montieren Sie den Transfer-Stapel von unten nach oben: unten Bildstapels (mit der PVDF-Membran), Protein Gel, Filterpapier. Verwenden Sie die befleckende Walze, um alle Luftblasen zu entfernen. Legen Sie den oberen Stapel auf dem Filterpapier und Rollen Sie den Stapel erneut, um Luftblasen zu entfernen. Drücken Sie nicht zu stark dadurch möglicherweise das Gel zu verformen während Protein übertragen.</li>
	<li>Übertragen Sie den gesamten Stack in die Umsetzeinrichtung mit der Elektrode auf der linken Seite des Gerätes und platzieren Sie den Gel-Schwamm auf dem Stapel zu, so dass sie mit den entsprechenden elektrischen Kontakten auf dem Gerät ausgerichtet ist. Schließen Sie den Deckel, auswählen und starten Sie das entsprechende Programm (20 V 7 min ist eine empfohlene Ausgangspunkt).</li>
	<li>Wenn Sie fertig sind, lassen Sie den Deckel geschlossen für 2 min auf den Stapel abkühlen lassen und zu verhindern, dass die Membran austrocknen lassen. Nehmen Sie den Papierstapel Transfer und schneiden Sie die Membran auf die Gel-Größe. Waschen Sie die geschnittenen Membran schnell mit bidestilliertem Wasser bevor Sie mit der Gesamt-Protein-Fleck.</li>
</ol>4. Gesamt-Protein Färbung
Hinweis: Mit Fluoreszenz-Detektion bietet einen erheblichen Nutzen gegenüber traditionelleren Ansätzen (z. B. ECL-Erkennung), die linearen Bereich und Empfindlichkeit viel besser kontrollierte4sein können. Daher in die Schritte 4 und 5, eine fluoreszierende TPS und fluoreszierende Sekundärantikörper verwendet (siehe Tabelle der Materialien).
<ol><li>Rollen Sie die Membran in einen 50-mL-Tube mit der Protein-Seite nach innen. Wegen der Lichtempfindlichkeit der fluoreszierenden TPS und sekundäre Antikörper werden alle weiteren Schritte in der Dunkelheit durchgeführt.</li>
	<li>Geben Sie 5 mL Proteinlösung Fleck (siehe Tabelle der Materialien) und auf einer Walze für 5 min bei Raumtemperatur inkubieren. Da TPS und Waschpuffer Methanol enthalten, tragen diese Schritte heraus in einer Dampfhaube.</li>
	<li>Verwerfen Sie die Färbelösung zu und waschen Sie zweimal schnell mit 5 mL Waschlösung (6,3 % Essigsäure in 30 % Methanol). Setzen Sie das Rohr kurz wieder auf die Walze Schrittes, waschen. Spülen Sie die Membran mit Reinstwasser kurz, bevor Sie fortfahren.</li>
</ol>5. Sperrung, Antikörper Inkubationszeit und Erkennung
<ol><li>
Blockierung der Membran: Fügen Sie 3 mL des blockierenden Puffer (siehe Tabelle der Materialien), die 50 mL-Tube mit der Membran. Inkubieren Sie die Membran auf einer Walze für 30 min bei Raumtemperatur. Abhängig von der Wahl des Antikörpers die blockierende Puffer verwendet Optimierung benötigen möglicherweise.</li>
	<li>
Primärantikörper Inkubation
	<ol>
<li>Verwerfen der Sperrung Puffern und ersetzen Sie durch den primären Antikörper an den entsprechenden optimiert Konzentration (Abbildung 1 und Abbildung 2: Maus-Anti-SMN, bei 1: 1.000, in blocking-Puffer verdünnt). Hinweis: Angemessene Optimierung der primären Antikörper gehören Bestätigung, dass der Antikörper ein Proteinprodukt die richtige Größe, erkennt während zeigt keine oder nur minimale Bindung an andere, unspezifische Protein-Produkte. Wenn möglich, testen Sie und vergleichen Sie mehrere Antikörper gegen das Protein des Interesses.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Membran auf einer Walze über Nacht bei 4 ° c Am nächsten Tag entfernen Sie die Antikörperlösung und waschen Sie 6 Mal für 5 min mit 1 X PBS auf einer Walze bei Raumtemperatur (RT).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Sekundärantikörper Inkubation
	<ol>
<li>Bereiten Sie die spezifischen Sekundärantikörper bei 1:5,000 gegen die Gastgeber des primären Antikörpers in 5 mL blockierende Puffer. Andere sekundäre Antikörper erfordern andere Verdünnungen oder die Verwendung von alternativen blockierende Puffern.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Membran mit der Sekundärantikörper Lösung auf einer Walze für 1 h bei RT Waschen Sie nach der Inkubation die Membran dreimal 30 min mit 1 X PBS auf einer Walze.</li>
		<li>Trocknen Sie die Membran und halten Sie die Membran lichtgeschützt mit Alu-Folie bis Erkennung. Membranen können bei 4 ° C für langfristige Lagerung gehalten werden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Bildaufnahme
	<ol>
<li>Anmeldung auf dem Computer, an den Scanner angeschlossen. Legen Sie die Membran auf den Scanner mit der Protein-Seite nach unten und wählen Sie den Scanbereich in der Software.</li>
		<li>Optimieren Sie die Laserstärke für beide (700 nm und 800 nm) Kanäle, durch die Bestätigung keine Übersättigung Eintritt. Erwerben Sie die Bilder in beiden Kanälen zu und exportieren Sie die Bilder für weitere Analysen (Schritt 6).</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. Western-Blot Analyse und Quantifizierung
Hinweis: Diese Empfehlungen beruhen auf den frei verfügbaren Image Studio-Software. Vergleichbare Analysen können jedoch auch getan mit anderen Software-Paketen, wie ImageJ.
<ol><li>
Import der Datei: Erstellen Sie einen lokalen Arbeitsbereich auf dem Computer für die Analyse verwendet. Dies erzeugt eine Datenbank von Image-Dateien für erworbene western Blots. Importieren Sie Dateien, die auf den Scanner und wählen Sie das Bild für die Analyse.</li>
	<li>
TPS-Analyse
	<ol>
<li>Anzeige der 700 nm Kanal, der gesamte-Protein Färbung Ergebnis zu zeigen. Ein Beispiel für eine TPS-Bild ist in Abbildung 1 in welchen verschiedenen Geweben von Neugeborenen (P5) enthalten (Abbildung 1A-B) und 10 - Wochen alten Mäusen (Abbildung 1 C-D) sind direkt gegenüber. In ähnlicher Weise, Abbildung 2 zeigt ein Beispiel für einen direkten Vergleich von Hirngewebe von Mäusen verschiedener Altersstufen.</li>
		<li>Wählen Sie Registerkarte Analyse von rechts oben und wählen Sie Hinzufügen Rechteck um den gewünschten Bereich für die Normalisierung (Abbildung 1 b, D) zu definieren. Kopieren Sie und fügen Sie der ersten Rechteck auf jeder einzelnen Probe um sicherzustellen, dass die definierte Region in der gleichen Größe für alle analysierten Bahnen ist ein.</li>
		<li>Kopieren Sie das Ergebnis aus der Registerkarte " Formen " in der unteren linken Ecke der Software.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Quantifizierung Hinweis: Der optimale Ansatz zur Quantifizierung der Proben richtet sich nach der Versuchsanordnung. Wir bieten hier ein anschauliches Beispiel für die Erkennung des Survival Motor Neuron Proteins (Smn, einem wichtigen Protein beteiligt die neuromuskuläre Erkrankung spinale Muskelatrophie20,21), die bekannt ist, im Laufe der Zeit abnehmen 19 und wie Normalisierung der Smn Signalintensität, TPS zuverlässige Schätzungen der Protein-Expression-Entwicklung bietet.<ol>
<li>
Abbildung 2 zeigt einen Rückgang der Smn Ausdruck mit zunehmendem Alter des Tieres mit TPS als Protein Ladekontrolle. Wiederholen Sie Schritt 6.2.1-6.2.3 Quantifizierung Protein geladen (Abb. 2 b). Wiederholen Sie Schritt 6.2.1-6.2.3 in den 800 nm-Kanal (Abb. 2A), das Protein des Interesses zu analysieren.</li>
		<li>Kopieren Sie die Ergebnisse von TPS und Protein des Interesses an ein Tabellenkalkulationsprogramm. Auf dem Arbeitsblatt das Protein durch die Bestimmung der höchsten TPS Signals laden zuerst zu normalisieren und teilt jedem TPS signal Wert durch diesen Wert um das normalisierte Protein laden Wert zu erhalten.</li>
		<li>Teilen Sie die 800 nm Signalwert von jeder einzelnen Probe durch den entsprechenden normalisierten Proteinwert, die relative Protein Ausdruck Verhältnis in verschiedenen Proben zu berechnen.</li>
		<li>Vergleichen Sie nach der ersten Normalisierung verschiedene Zeitpunkte oder Gewebe auf den durchschnittlichen Wert des internen Standards um direkte Vergleiche über verschiedene Membranen und Experimente zu ermöglichen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>7. Statistik
<ol><li>Um statistisch signifikante Unterschiede in Protein-Expression auf komplexe und große Gruppen von Proben zu bestimmen, ist geeignete statistische Methode erforderlich. Obwohl eine ausführliche Diskussion der statistischen Hintergrund über den Rahmen dieses Dokuments hinausgeht, möchten wir markieren Sie mehrere Überlegungen und detail einen erfolgreichen Ansatz, den wir bereits19verwendet haben.</li>
	<li>Wie bei vielen Experimenten repräsentieren Protein Quantifizierung Messungen nicht völlig unabhängige Daten. Hier werden beispielsweise mehrere Gewebe in der Regel Einzeltiere Proteinmengen über mehrere Organe zu einem einzigen experimentellen Zeitpunkt bestimmen entnommen. Daher haben wir eine gemischte Effekte Modellen um Unterschiede in der Protein-Expression im Laufe der Zeit und zwischen Geweben zu analysieren.  Im Allgemeinen bieten gemischte Effekte Modelle ein wirksames Mittel zur Bewältigung-Unabhängigkeit und damit Vermeidung von Pseudo-Replikation22,23. Im vorliegenden Fall erhöhen gemischte Effekte Modelle statistische Aussagekraft von Buchhaltung für wiederholte Messungen unter Gewebe innerhalb von Individuen. Wir verwenden Statistiksoftware R diese Analysen durchführen, da dies frei verfügbar und vielseitig ist. Jedoch möglicherweise andere kommerziell verfügbaren Pakete in der Lage, ähnliche Analysen durchzuführen.</li>
	<li>Das aktuelle experimentelle Design beinhaltet eine "geteiltes Grundstück" Design, weil jede Maus nur eine Altersgruppe angehörten. Daher modelliert wir individuelle Mäuse (Maus-ID) als ein zufälliger Effekt mit einer eindeutigen Kennung; Wir machten auch Gewebe, Alter und ihre Interaktion als fixierte Effekte. Wir modelliert die Daten mithilfe der Funktion Lmer in der R-Bibliothek, lme4. Als Qualitätskontrolle Schritt wir visualisiert Residuen zu die Annahmen der gleicher Varianz und einer Normalverteilung zu beurteilen und die Daten umgewandelt, wo notwendig, diese Annahmen zu treffen. Um eine signifikante Wechselwirkung zwischen Gewebe und Alter testen, passen wir ein baugleiches Modell, das diese Interaktion fehlte, und die Modelle mit parametrischen bootstrapping (R-Funktion PBmodcomp in der Bibliothek, Pbkrtest) verglichen.  Wo signifikante Wechselwirkungen entstanden, haben wir die Funktion Emmeans (in der Emmeans R-Bibliothek) die Ursache der Interaktion zu ermitteln.  Zum Beispiel vergleichen wir mittlere Ausdruck unter Altersklassen innerhalb jedes Gewebe; eine signifikante Wechselwirkung zwischen Alter und Gewebe entstehen, wenn, sagen wir, zwei bestimmten Altersklassen deutlich für ein Gewebe unterschieden sich aber nicht eine andere. Zusammenfassend lässt sich sagen bieten diese Ansätze eine Möglichkeit, die Robustheit der Schlussfolgerungen aus western-Blot-Experimente zu verlängern, indem Sie statistische Unterstützung zu diesen Ergebnissen.</li>
</ol>

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<li>Fitzmaurice, G. M., Laird, N. M., Ware, J. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFitzmaurice%2C+GM+%22Applied+longitudinal+analysis%22">Applied longitudinal analysis</a>. , Wiley-Interscience. (2004).</li>
<li>Jordan, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Population+sampling+affects+pseudoreplication%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Population sampling affects pseudoreplication.</a> PLoS Biology. 16 (10), e2007054(2018).</li>
<li>LaFauci, G., Adayev, T., Kascsak, R., Brown, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+and+Quantification+of+the+Fragile+X+Mental+Retardation+Protein+1+%28FMRP%29%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">Detection and Quantification of the Fragile X Mental Retardation Protein 1 (FMRP).</a> Genes (Basel). 7 (12), (2016).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenskonflikte offenzulegen.

Mit der geeigneten Versuchsdesign, Kontrollmaßnahmen und statistische Analyse westliche Beflecken lässt sich verlässliche quantitative Schätzungen der Proteinexpression innerhalb und zwischen ein vielfältiges Angebot an biologischen Proben vornehmen. Das Protokoll, die, das wir im aktuellen Manuskript beschreiben, soll dienen als Richtlinien für Forscher auf der Suche nach Western blotting um Quantitative Analyse auf größeren und komplexeren Gruppen von Proben, verpflichten sich, durch eine Kombination von Fluoreszenz-ba...

Westliche Beflecken ist eine Technik, die häufig verwendet wird, zu erkennen und zu quantifizieren, Protein-Expression, einschließlich Gewebe Homogenates oder Extrakte. Im Laufe der Jahre hat diese Technik führte zu viele Fortschritte in der Grundlagenforschung und klinische Forschung, wo es als diagnostisches Werkzeug lässt sich das Vorhandensein der Krankheit1,2identifizieren. Westliche Beflecken wurde erstmals im Jahr 1979 als eine Methode, um Proteine von Polyacrylamid-Gele auf Nitrozellulose Blätter übertragen und anschließend visualisieren Proteine mit sekundären Antikörpern, die waren entweder radioaktiv gekennzeichnet oder konjugiert zu Fluorescein beschrieben oder Peroxidase-3. Durch die Entwicklung von kommerziell erhältlichen Kits und Ausrüstung wurden westliche befleckende Methoden zunehmend standardisiert und vereinfacht im Laufe der Jahre. Die Technik ist in der Tat, jetzt leicht von Wissenschaftlern mit unterschiedlichen Hintergründen und Ebenen der Erfahrung durchgeführt. Allerdings ist wie bei vielen ähnlichen experimentellen Techniken, die Ergebnis der Western-Blot Analysen leicht Entscheidungen bei der Gestaltung und Durchführung des Experiments beeinflusst. Es ist wichtig, daher, dass die Zugänglichkeit von standardisierten westliche befleckende Methoden nicht die Notwendigkeit sorgfältiger experimentelle Planung verdecken und design. Experimentelle Überlegungen gehören, jedoch nicht beschränkt auf, Probe Vorbereitung und Handhabung, Auswahl und Validierung von Antikörpern für die Proteindetektion und Gel-Membran Auftragswirkungsgrad von besonders klein oder groß (< 10 oder > 140 kDa) Proteine4,5,6,7,8,9. Protein-Qualität der ursprünglichen Probe spielt eine bedeutende Rolle bei der Bestimmung, des Ergebnis der anschließenden Western-Blot Analyse. Wie Protein aus einer Vielzahl von Proben und Quellen, einschließlich die Zelllinien, Gewebe aus Tiermodellen und Post-Mortem-menschlichen Geweben, extrahiert werden kann ist Konsistenz in Handhabung und Verarbeitung erforderlich, um reproduzierbare Ergebnisse zu erhalten. Zum Beispiel, wenn langfristige Lagerung von Proben zur Proteingewinnung erforderlich ist, ist es wichtig zu erkennen, dass obwohl Protein in der Regel stabil bei-80 ° C ist, Unterschiede in Proteinstabilität extrahierten Proteine und intakten Gewebe bei-80 ° C gewesen sein gemeldeten10. Darüber hinaus ist konsequente Homogenisierung der Proben um reproduzierbare Schätzungen der Proteinmengen zu erhalten, entscheidend. Optimierung der verschiedenen Lyse Puffer und Homogenisierung Methoden (z. B. manuelle Homogenisierung im Vergleich zu automatisierten Methoden) kann erforderlich sein, vor Beginn der quantitativen Großversuch.
Normalisierung Strategien für Protein be- und Quantifizierung Variabilität zu korrigieren sind wichtig, robuste, quantitative Ergebnisse der Proteinexpression erhalten. Housekeeping Proteine wie β-Aktin, haben α-Tubulin, β-Tubulin und Glyceraldehyde-3-Phosphat-Dehydrogenase (GAPDH) traditionell verwendet, um Protein-Ebene für die Quantifizierung zu normalisieren. Normierung auf spezifische Zimmermädchen Proteine Quantifizierung Zwecken wurde jedoch zunehmend über die letzten paar Jahre11,12kritisiert. Beispielsweise kann der Ausdruck Hauswirtschaft Proteine in unterschiedlichen Entwicklungsstadien13,14, über Gewebe aus dem gleichen Tier4und unter verschiedenen Krankheiten Bedingungen4,15 ändern. ,16,17. Daher schränkt die Verwendung von bestimmten Haushalt Proteine die Möglichkeiten der komplexere Vergleiche zwischen Proteinexpression aus verschiedenen Geweben, an verschiedenen Zeitpunkten und unter verschiedenen experimentelle Bedingungen. Eine Alternative zum Haushalt Proteine Steuern für Protein laden Variante ist die Verwendung des Fleckes Gesamt-Protein (TPS), Etiketten und visualisiert alle Proteine in einer Probe vorhanden. TPS ermöglicht Signal Normalisierung anhand der Gesamt-Protein Last anstatt ein spezifisches Protein und somit Quantifizierung der TPS Signal sollte vergleichbar und reproduzierbar unabhängig von Versuchsbedingung, Probentyp oder Entwicklungsstörungen timepoint . Beispiele für Gesamtprotein Flecken Ponceau S, fleckenfreie Gele Coomassie R-350, Sypro-Rubin, Epicocconone, Amydo Black und Cy5 (überarbeitet in Nr. 18). Jede dieser Methoden hat spezifische Vorteile und Beschränkungen und Auswahl richtet sich nach der Zeit und Werkzeuge zur Verfügung, sowie der Versuchsaufbau4,18.
Zusätzlich zur Verwendung einer TPS, um innerhalb der Membran be- und Quantifizierung Variabilität zu korrigieren, kann es notwendig, Proben zwischen verschiedenen Membranen, besonders bei großflächigen Proteinanalytik Ausdruck zu vergleichen sein. Variabilität in Faktoren wie Antikörper binden Effizienz und Total Protein Fleck Intensität kann jedoch weitere Variabilität zwischen Proteinproben, die analysiert werden auf separaten Gele und Membranen einführen. Für robuste Quantifizierung in dieser Situation ist es daher notwendig, einen weiteren Normalisierung Schritt um Variabilität zwischen Membran zu berücksichtigen. Dies kann erreicht werden durch die Einbeziehung eines internen laden Standards auf jedem der separat analysierten Membranen, die über Experimente konstant gehalten wird. Dieser Standard kann haben die Form von jedem Protein lysate, in ausreichenden Mengen verwendet werden, über alle Membranen enthalten im Experiment gewonnen werden können. Hier verwenden wir ein lysate Gehirn der Maus (5 Tage alten Kontroll-Mäusen entnommen), Gehirn wird leicht homogenisiert und das gewonnene lysate Protein enthält eine erhebliche Menge an Protein in einer hohen Konzentration. Laden eines internen Standards in dreifacher Ausfertigung kann Proben auf separaten Membranen normalisiert und direkt verglichen werden.
Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll, das wir entwickelt haben, um komplexe Vergleiche von Protein Ausdruck Variation in verschiedenen Geweben, Maus-Modellen (einschließlich Krankheitsmodelle) und Entwicklungsstörungen Zeitpunkte19auf höchstem Niveau zu ermöglichen. Durch die Kombination einer fluoreszierenden TPS mit dem Einsatz von einem internen standard laden, konnten wir zur Überwindung bestehender Einschränkungen in der Anzahl der Proben und experimentellen Bedingungen, die in einem einzigen Experiment verglichen werden kann. Dieser Ansatz erweitert die Verwendung von traditionellen Western-Blot-Techniken, so dass Forscher besser Proteinexpression in verschiedenen Geweben und Proben zu untersuchen.

Alpha <table><tbody><tr><td></td><td>Laboratories</td><td>GL20057SNTL</td><td></td></tr><tr><td>Halt Protease Inhibitor Cocktail, EDTA-frei 100x 5mL</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>78437</td><td></td></tr><tr><td>Handheld-Homogenisator&nbsp;</td><td>VWR Collection</td><td>431-0100</td><td></td></tr><tr><td>iBlot 2 Geltransfergerät</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>IB21001</td><td></td></tr><tr><td>iBlot Transfer Stack, PVDF, normale Größe</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>IB401031</td><td></td></tr><tr><td>Image Studio Lite</td><td>Licor</td><td>N/A</td><td>Kostenloser Download von https://www.licor.com/bio/products/software/image_studio_lite/</td></tr> <tr><td>IRDye 800CW Sekundärantikörper</td><td>Licor</td> <td>–</td> <td>Wählen Sie einen geeigneten Sekundärantikörper aus, der spezifisch gegen den Wirt des Primärantikörpers ist.</td></tr><tr><td>Micro BCA Protein Assay Kit</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>23235</td><td></td></tr><tr><td>Novex Sharp Vorgefärbtes Protein Standard</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>LC5800</td><td></td></tr><tr><td>NuPAGE 4-12% Bis-Tris Protein Gele, 1,0 mm, 15 Well</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>NP0323BOX</td><td></td></tr><tr><td>NuPAGE LDS Probenpuffer (4X)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>NP0007</td><td></td></tr><tr><td>NuPAGE MOPS SDS Running Puffer (20X)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>NP0001</td><td></td></tr><tr><td>Odyssey Blocking Buffer</td><td>Licor</td><td>927-40000</td><td></td></tr><tr><td>Gereinigter monoklonaler Anti-SMN (Survival Motor Neuron) Maus-Antikörper</td><td>BD Transduction Laboratories</td><td>610646</td><td>Wird häufig in der SMN/SMA-Literatur verwendet und liefert konsistente Ergebnisse, unabhängig von der Chargennummer</td></tr><tr><td>REVERT Total Protein Stain, 250 mL&nbsp;</td><td>Likör</td><td>926-11021&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>WASCHLÖSUNG ZURÜCKSETZEN&nbsp;</td><td>Likör</td><td>926-11012&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>RIPA Lyse- und Extraktionspuffer</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>89900</td><td></td></tr><tr><td>XCell&nbsp; SureLock Mini-Zelle</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>EI0001</td><td></td></tr></tbody></table>

robuste vergleich der proteingehalte in gewebe und in der gesamten entwicklung mit standardisierten quantitativen western blotting

Robust Comparison of Protein Levels Across Tissues and Throughout Development Using Standardized Quantitative Western Blotting

Westliche Beflecken ist eine Technik, die häufig verwendet wird, zu erkennen und zu quantifizieren, Protein-Expression. Im Laufe der Jahre führte diese Technik zu viele Fortschritte in der Grundlagenforschung und klinische Forschung. Allerdings ist wie bei vielen ähnlichen experimentellen Techniken, die Ergebnis der Western-Blot Analysen leicht Entscheidungen bei der Gestaltung und Durchführung des Experiments beeinflusst. Spezifische Zimmermädchen Proteine traditionell verwendet wurden, um Protein-Ebene für die Quantifizierung zu normalisieren, aber diese haben eine Reihe von Einschränkungen und sind daher in den letzten Jahren zunehmend kritisiert worden. Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll, das wir entwickelt haben, um komplexe Vergleiche von Protein Ausdruck Variation in verschiedenen Geweben, Maus-Modellen (einschließlich Krankheitsmodelle) und Entwicklungsstörungen Zeitpunkte auf höchstem Niveau zu ermöglichen. Durch die Verwendung eines fluoreszierenden Gesamtprotein Fleckes und Einführung in die Verwendung von einem internen standard laden, es ist möglich, bestehende Einschränkungen in der Anzahl der Stichproben zu überwinden, die in Experimenten verglichen werden können und systematisch vergleichen Proteingehalte in eine Reihe von experimentellen Bedingungen. Dieser Ansatz erweitert die Verwendung von traditionellen western-Blot-Techniken, so dass Forscher besser Proteinexpression in verschiedenen Geweben und Proben zu untersuchen.

Wir sind Beispiele für die Verwendung von TPS und internem Standard Vergleiche von Protein-Ebene über Gewebe und Zeitpunkte zu erleichtern. Abbildung 1 zeigt die Ergebnisse von Western blotting auf Protein extrahiert aus dem Gewebe von Neugeborenen (postnatale 5.Tag) im Vergleich zu Erwachsenen Mäusen (10 - Wochen alten) erhalten. TPS und Smn Immunoblot sind in Figur 1A, Cdargestellt. Quantifizierung der Fluoresz...

Diese Methode beschreibt, einen stabile und reproduzierbaren Ansatz für den Vergleich der Proteingehalte in verschiedenen Geweben und an verschiedenen Entwicklungsstörungen Zeitpunkten mit einem standardisierten quantitativen westlichen befleckenden Ansatz.

Robuste Vergleich der Proteingehalte in Gewebe und in der gesamten Entwicklung mit standardisierten quantitativen Western Blotting

Western blotting is a technique that is commonly used to detect and quantify protein expression. Over the years, this technique has led to many advances ...

Dieses Protokoll kann verwendet werden, um wichtige Fragen in der grundlagen- und klinischen Forschung zu behandeln, indem die Proteinexpression über verschiedene Gewebe und Zeitpunkte hinweg untersucht wird. Um eine zuverlässige quantitative Western-Blotting durchzuführen, kombinieren wir einen fluoreszierenden Gesamtproteinfleck mit einer internen Belastungskontrolle. Dadurch werden Die Grenzen überwunden, die beim Vergleich verschiedener Gewebe über experimentelle Bedingungen hinweg entstehen.Um Proteine aus snap-gefrorenen Zell- oder Gewebeproben zu extrahieren, tauen Sie die Minus-80-Grad-Proben auf Eis auf, bevor Sie die Proben entsprechend der Tabelle waschen. Mit einem handgeführten elektrischen Homogenisator mit einem Polypropylen-Stößel die gewaschenen Proben homogenisieren, den Stößel in doppelt destilliertem Wasser spülen und mit einem sauberen Gewebe zwischen den Proben trocknen. Lassen Sie die Proben 10 Minuten auf Eis, gefolgt von zentrifugieren.Dann übertragen Sie den proteinhaltigen Überstand in eine neue Röhre auf Eis, ohne das Pellet zu stören. Zur Quantifizierung der Proteinkonzentration sollten Rinderserumalbumin-Standards bei zunehmender Konzentration in Dreifacharbeit festgelegt und ein Mikroliter jeder Proteinprobe doppelt in die entsprechenden Brunnen einer 96-Well-Optikplatte gegeben werden. Inkubieren Sie das Protein auf einem 60-Grad-Celsius-Wärmeblock für 10 Minuten oder länger, wenn die Proteinkonzentration voraussichtlich niedrig ist, und messen Sie die Absorption bei 560 Nanometern auf einem Plattenleser.Exportieren Sie die Plattenlesermessungen und berechnen Sie die Proteinkonzentration, indem Sie die durchschnittlichen Absorptionswerte jeder Probe mit einer Standardkurve vergleichen, die mit dem Proteinstandard ermittelt wurde. Um die Menge an Protein zu normalisieren, bereiten Sie Verdünnungen der Proteinproben in Probenpuffer und reinem Reinstwasser vor und inkubieren Sie die Proben in einem 70-Grad-Celsius-Wärmeblock für 10 Minuten. Dann legen Sie die Proben auf Eis, bevor Sie wirbeln und kurz zentrieren.Für die Elektrophorese ein vorgefertigtes Vier- bis 12%Bis-Tris-Gradientengel im Gelelektrophorese-Kammersystem einrichten und 3,5 Mikroliter eines Proteinstandards in den Brunnen laden. Wenn Sie einen internen Standard für die Normalisierung zwischen der Membran verwenden, laden Sie eine Menge, die den anderen Proben entspricht, in die ersten drei Brunnen neben der Proteinleiter und laden Sie 30 Mikrogramm jeder Probe in die verbleibenden Bohrungen. Führen Sie dann die Proben bei 80 Volt für 10 Minuten durch das Stapelgel, gefolgt von 150 Volt für weitere 45 bis 60 Minuten.Legen Sie das Proteingel am Ende der Elektrophorese, um den Transferstapel zu montieren, auf den unteren Stapel, der die Polyvinyliden-Difluoridmembran gefolgt vom Filterpapier enthält. Verwenden Sie die Blottwalze, um Luftblasen zu entfernen und legen Sie den oberen Stapel auf der Oberseite des Filterpapiers, bevor Sie den Stapel wieder rollen, um Luftblasen zu entfernen. Übertragen Sie den gesamten Stapel mit der Elektrode auf der linken Seite des Geräts in die Übertragungsvorrichtung und legen Sie den Gelschwamm auf den Stapel, so dass der Schwamm an den entsprechenden elektrischen Kontakten am Gerät ausgerichtet ist.Nachdem Sie den Deckel geschlossen haben, wählen Sie das entsprechende Programm aus und starten Sie es. Am Ende des Programms die Membran auf die Gelgröße schneiden und die geschnittene Membran schnell mit doppelt destilliertem Wasser waschen, bevor Sie mit dem gesamten Proteinfleck fortfahren. Für die gesamte Proteinfärbung die Membran in ein 50-Milliliter-Rohr mit der nach innen gerichteten Proteinseite rollen und die Membran mit fünf Millilitern Proteinflecklösung auf einer Walze fünf Minuten lang bei Raumtemperatur in einer Dunstabzugshaube beschriften.Am Ende der Inkubation die Membran schnell mit fünf Millilitern Waschlösung waschen und das Rohr zwischen den Waschungen kurz auf die Walze zurückgeben, gefolgt von einer kurzen Spülung mit reinem Reinstwasser. Fügen Sie der Membran drei Milliliter Sperrpuffer hinzu und geben Sie die Membran bei Raumtemperatur für 30 Minuten an die Walze zurück. Ersetzen Sie den Sperrpuffer bei entsprechender optimierter Konzentration durch den primären, von Interesse, und brüten Sie die Membran über Nacht bei vier Grad Celsius auf die Walze.Am nächsten Tag die Membran sechsmal für fünf Minuten mit fünf Millilitern frischer PBS pro Wäsche auf der Walze bei Raumtemperatur waschen. Nach der letzten Wäsche die Membran mit der entsprechenden Sekundärantikörperlösung auf der Walze für eine Stunde bei Raumtemperatur bebrüten, gefolgt von drei Wäschen für 30 Minuten pro Wäsche. Trocknen Sie nach der letzten Wäsche die Membran und verwenden Sie Aluminiumfolie, um die Membran vor Licht zu schützen.Legen Sie zur Bildaufnahme die Membran auf den Scanner mit der Nachwärtsseite des Proteins und wählen Sie den Scanbereich in der Software aus. Erfassen Sie dann Bilder in beiden Kanälen, und exportieren Sie die Bilder in ein entsprechendes Bildanalyseprogramm. Zeigen Sie den 700-Nanometer-Kanal an, um das Gesamtergebnis der Proteinfärbung anzuzeigen, und wählen Sie Analyse und Rechteck zeichnen aus, um den Bereich von Interesse für die Normalisierung zu definieren.Kopieren Sie dann den ersten Rechteckbereich in jedes einzelne Beispiel, und fügen Sie ihn in jedes einzelne Beispiel ein, um sicherzustellen, dass der definierte Bereich für alle analysierten Bahnen die gleiche Größe hat. Um die Proteinkonzentration in jeder Spur zu quantifizieren, kopieren Sie die Ergebnisse sowohl aus dem gesamten Proteinfleck als auch aus dem Protein von Interesse in ein Tabellenkalkulationsprogramm und bestimmen Sie das höchste Proteinflecksignal insgesamt. Dividieren Sie dann jeden Gesamtwert des Proteinflecksignals durch diesen Wert, um den normalisierten Proteinbelastungswert zu erhalten, und dividieren Sie den 800-Nanometer-Signalwert von jeder einzelnen Probe durch den entsprechenden normalisierten Proteinwert, um das relative Proteinexpressionsverhältnis in verschiedenen Proben zu berechnen.In diesen repräsentativen westlichen Flecken werden Proteine, die aus Geweben gewonnen wurden, die aus postnatalen Fünf-Mäusen gewonnen wurden, mit Proteinen verglichen, die von 10 Wochen alten erwachsenen Mäusen extrahiert wurden. Die Quantifizierung der Fluoreszenzintensität des gesamten Proteinflecks wurde durch Messung der Fluoreszenzintensität innerhalb der Rechteckbox auf jeder Spur erreicht. Wenn ganze Bahnen analysiert werden, bleibt die Fluoreszenzintensität in den Proben relativ ähnlich, was darauf hindeutet, dass die Verwendung des gesamten Proteinflecks für die Normalisierung für diesen Zweck geeignet ist.Der fluoreszierende Gesamtproteinfleck kann auch verwendet werden, um Proteinspiegel zu verschiedenen Entwicklungszeitpunkten zu vergleichen. Zum Beispiel, obwohl überlebenmotorische Neuronenproteinspiegel deutlich mit dem Alter bei Mäusen abnehmen, bleibt die gesamte proteingefleckte Quantifizierung konstant. Die Verwendung interner Standards, fluoreszenzbasierte Normalisierung und angemessene Statistiken erhöhen die Robustheit komplexer Proteinexpressionsanalysen unter verschiedenen Bedingungen.Dieses Protokoll ergänzt die traditionellen westlichen Blot-Techniken, überwindet die Probleme geeigneter Ladekontrollen und Vergleiche über experimentelle Chargen hinweg und bietet Flexibilitäten für die Proteinexpressionsanalyse. Dieser Ansatz kann auf den Vergleich der Proteinexpression unter anderen experimentellen Bedingungen ausgedehnt werden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemie

Das Video zeigt eine auf der Normalisierung von Gesamtproteinen basierende Western-Blotting-Technik zur Quantifizierung der Zielproteinexpression in einer Probe. Unter Verwendung der Gesamtproteinfärbung der Probe wird eine ratiometrische Analyse durchgeführt, um das relative Expressionsniveau des Zielproteins zu bestimmen.

Quantitatives Western Blot zur Abschätzung der Proteinexpressionsniveaus

V3-Workflow ist ein Western-Blot-Verfahren mit fleckenfreien Gelen. Die fleckenfreie Technologie ermöglicht es Forschern, die Proteintrennungsqualität zu visualisieren, die Übertragungseffizienz zu überprüfen und vor allem die Veränderung des von Interesse interessierten Proteins mithilfe der gesamten Proteinquantifizierung als zuverlässige Belastungskontrolle zu validieren.

V3 Stain-free Workflow für eine praktische, bequeme und zuverlässige Total Protein Loading Control in Western Blotting

Eine gemeinsame Proteinextraktionsprotokoll unter Verwendung von Harnstoff / Thioharnstoff / SDS Puffer für Mensch und Maus Hirngewebe ermöglicht indentification von Proteinen mittels 2D-DIGE und ihre anschließende Charakterisierung von Mini 2DE Immunoblotting. Diese Methode ermöglicht es, mehr reproduzierbare und zuverlässige Ergebnisse aus menschlichen Biopsien und experimentellen Modellen zu erhalten.

Konsens Brain-derived Protein, Extraktionsprotokoll für das Studium der Human-und Maus-Gehirn-Proteome Mit Sowohl 2D-DIGE-und Mini-2DE Immunoblotting

Die Weiterentwicklung des Western Blotting mittels Fluoreszenz hat den Nachweis subtiler Veränderungen in der Proteinexpression ermöglicht, was quantitative Analysen ermöglicht. Hier beschreiben wir eine robuste Methodik zum Nachweis einer Reihe von Proteinen über eine Vielzahl von Spezies und Gewebetypen hinweg. Eine Strategie zur Überwindung häufiger technischer Probleme wird ebenfalls vorgestellt.

A Guide to Modern Quantitative Fluoreszenz Western Blot mit Strategien zur Fehlersuche

Wir präsentieren Ihnen ein Protokoll, um präzise quantitate Proteine mit Isobaren Kennzeichnung, umfangreiche Fraktionierung, Bioinformatik und Qualitätskontrolle Schritte in Kombination mit Flüssigkeitschromatographie eine Schnittstelle zu einem hochauflösenden Massenspektrometer.

Tiefen Proteom Profilierung durch isobare Kennzeichnung, umfangreiche Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie und softwaregestützte Quantifizierung

Ein standard Western Blot-Protokoll wurde für die Analyse möglichst wenige 500 Hämatopoetischen Stammzellen und Vorläuferzellen optimiert. Optimierung beinhaltet sorgfältige Handhabung von die Zellprobe, Begrenzung der Transfers zwischen Röhren und direkt Lyse der Zellen im Probenpuffer Laemmli.

Ein Western-Blot-Protokoll für eine kleine Zahl von Hämatopoetischen Stammzellen

Hier zeigen wir einen detaillierte Prozess der quantitativen Dot-Blot Analyse (QDB) durch die Bestimmung des absoluten Inhalts eines gezielten Proteins Deckelung Aktin Protein, Gelsolin erinnernden (CAPG), in drei verschiedenen Maus Geweben. Wir zeigen ein hoher Durchsatz, bequem, quantitative Immunoblot-Technik für die Validierung der Biomarker auf zelluläre und Gewebe.

Hoher Durchsatz, Absolute Bestimmung des Inhalts eines ausgewählten Proteins auf Gewebe Ebenen mit quantitativen Dot Blot Analyse (QDB)

Wir beschreiben die Verwendung von quantitativen Immunoblotting, Immunfluoreszenz Histologie gepaart mit Bildanalyse als Mittel zur Quantifizierung eines Proteins des Interesses in Formalin fixiert, Paraffin-eingebetteten (FFPE) Gewebeproben zu validieren. Unsere Ergebnisse zeigen den Nutzen der Immunfluoreszenz Histologie für die Ermittlung der relativen Menge Biomarker Proteine im Routine-Biopsie Proben.

Quantitative Immunoblotting Zelllinien als Standard, Immunfluoreszenz zur Quantifizierung der Biomarker Proteine in Routine Gewebeproben zu validieren

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Isolierung von RNA, DNA und Proteine aus der gleichen Probe in einer Bemühung zu reduzieren Variation, Verbesserung der Reproduzierbarkeit und Interpretationen zu erleichtern.

Kombinierte Nukleotid- und Protein Extraktionen in Caenorhabditis elegans

Dieser Artikel beschreibt ein Protokoll zur Analyse von Proteinen aus Xenopus-Eizellen und -Embryonen mittels Immunblotting. Die Entnahmeschritte werden beschrieben, gefolgt von Schritten, die der Probenverarbeitung, der SDS-PAGE, dem Transfer, der Antikörperfärbung und der Bildgebung entsprechen. Das Protokoll konzentriert sich auf die Untersuchung translationaler regulatorischer Proteinkomplexe mit endogenen Antikörpern und Antikörpern gegen Proteinaffinitätsmarkierungen.

Optimierte Analyse von Proteinen aus Xenopus-Eizellen und Embryonen durch Immunoblotting

Erfahren Sie standardisiertes quantitatives Western Blotting zum robusten Vergleich von Proteingehalten in verschiedenen Geweben und Entwicklungsstadien. Diese Methode verbessert die Reproduzierbarkeit in Grundlagen- und klinischer Forschung.

Robuste Vergleich der Proteingehalte in Gewebe und in der gesamten Entwicklung mit standardisierten quantitativen Western Blotting (Video) | JoVE Journal

Robuste Vergleich der Proteingehalte in Gewebe und in der gesamten Entwicklung mit standardisierten quantitativen Western Blotting

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