Name: In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injektionen für optogenetische Stimulation von Long-Range-Eingängen in Maus Gehirn Scheiben (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-09-20T13:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 7 s
Description: Erfahren Sie die optogenetische Stimulation von Langstrecken-Eingängen in Mäuse-Gehirnscheiben mittels stereotaktischer Injektion. Diese Methode ermöglicht präzise Untersuchungen funktionaler Konnektivität zwischen entfernten Hirnregionen.

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Wir danken Bertrand Mathon, Mérie Nassar, Li-Wen Huang und Jean Simonnet für ihre Hilfe bei der Entwicklung früherer Versionen des stereotaxic Injektionsprotokolls und Marin Manuel und Patrice Jegouzo für die technische Hilfe. Diese Arbeit wurde vom französischen Ministerium für Bildung und Forschung (L. R., L. S.), Centre National des Etudes Spatiales (M. B.) und Agence Nationale de la Recherche Grant <span lang="FR" style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">ANR-18-CE92-0051-01 (D. F.) unterstützt.

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</ol>

Die Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

In vivo virale Injektion, um lichtempfindliche Opsine in einem definierten Gehirnbereich auszudrücken, ist eine Wahlmethode für die optogenetische Analyse der langfristigen funktionellen Konnektivität10,11,17,18. Stereotaxie-Injektionen bieten die Möglichkeit, einen bestimmten Bereich des Gehirns genau anzusprechen. Die Koexpression eines Opsins mit einem fluoreszierenden Reporter ermöglicht be...

Die Definition der Konnektivität zwischen Hirnregionen ist notwendig, um neuronale Schaltkreise zu verstehen. Klassische anatomische Tracing-Methoden ermöglichen die Etablierung interregionaler Konnektivität, und Läsionsstudien helfen, die hierarchische Organisation des Informationsflusses zu verstehen. Zum Beispiel beinhalten Gehirnkreise für räumliche Orientierung und Kopfrichtungssignalisierung den Richtungsfluss von Informationen vom Thalamus zum Presubiculum. Dies wurde durch Läsionsstudien von antero-dorsalen thalamischen Kernen (ADN) nachgewiesen, die das Kopfrichtungssignal im nachgeschalteten dorsalen Presubiculum abbauen, sowie das parahippocampale Gitterzellsignal1,2.
Die funktionelle Konnektivität zwischen Hirnbereichen ist schwieriger auf zellulärer und subzellulärer Ebene zu etablieren. Im Hippocampus ermöglicht eine hochorganisierte Anatomie die Untersuchung von signalspezifischen synaptischen Verbindungen mittels elektrischer Simulation in der Scheibenpräparation. Stimulationselektroden, die in der Stratum radiatum von CA1 platziert werden, können gezielt verwendet werden, um den Schaffer-Kollateraleinsatz aus CA33gezielt zu stimulieren. Stimulierende Elektroden, die in Stratum lacunosum moleculare von CA1 platziert werden, aktivieren den perforanten Pfadeingang zu CA14,5. Elektrische Stimulation aktiviert Neurotransmitter Freisetzung von Axon-Terminals; es aktiviert jedoch Neuronen mit Somata in der Nähe der Stimulationsstelle sowie Axone der Passage. Es ist daher von begrenztem Nutzen für die Untersuchung von Afferents aus definierten Hirnregionen, wenn Fasern verschiedener Herkunftsregionen in der Zielstruktur verwechseln, wie es typischerweise im Neocortex der Fall ist.
Neuronen können auch mit Licht stimuliert werden. Optische Methoden umfassen die Photoaktivierung von Käfigglutamat, die mit ein- oder zweiphotonen Laserscanning kombiniert werden kann. Mehrere eng verteilte Stellen können sequenziell stimuliert werden, ohne mechanische Schäden am Gewebe6. Dies wurde erfolgreich verwendet, um synaptische Rezeptoren zu kartieren sowie einzelne Neuronen zu aktivieren7. Während Glutamat-Unkaging für die lokale Schaltungsanalyse verwendet werden kann, erlaubt es keine spezifische Aktivierung von Ferneingängen.
Eine Methode der Wahl für die Untersuchung der Langstreckenkonnektivität in neuronalen Schaltkreisen ist die Verwendung von virusvermittelter Kanalrhodopsin-Expression. Mit in vivo stereotaxic Injektionen, wie hier beschrieben, kann der Ausdruck von lichtgebundenen Ionenkanälen gezielt und räumlich auf eine gewünschte Hirnregion beschränkt werden. Auf diese Weise sind Kanalrhodopsine wirksam für die Kartierung erregender oder hemmender Konnektivität von einer Region zu ihrem Ziel. Transfizierte Axonklemmen können mit Licht in einer Gehirnscheibenpräparation stimuliert werden, und Patch-Clamp-Aufnahmen als Auslese ermöglichen die Untersuchung der Funktionen und Stärken bestimmter Schaltungskomponenten im Gehirn8. Der optogenetische Ansatz in Kombination mit der stereotaxic-Injektion eines Virus bietet eine beispiellose Spezifität und genetische Kontrolle9. Stimulieren mit Licht ermöglicht zusätzlich sowohl hohe zeitliche als auch räumliche Präzision10,11.
Das Presubiculum ist eine sechsschichtige kortikale Struktur am Übergang des Hippocampus und der Parahippocampusformation12,13. Es erhält wichtige synaptische Eingaben aus dem ADN11, aber auch aus mehreren anderen kortikalen und subkortikalen Regionen14. Somit ist die selektive Stimulation von thalamischen Axonklemmen innerhalb einer präsubikulären Scheibe weder mit elektrischer Stimulation noch mit Glutamat-Unkaging möglich. Beschrieben in diesem Protokoll sind Methoden zur Bestimmung der funktionellen Konnektivität zwischen Hirnregionen (ADN und Presubiculum) mithilfe präziser stereotaxic-Injektionen viraler Vektoren, die lichtgated Kanäle exdrücken. Ebenfalls beschrieben ist die Photostimulation von Axonen-Terminals von projizierten Neuronen in ihrer Zielregion, gekoppelt mit Ganzzell-Patch-Clamp-Aufnahmen von postsynaptischen Neuronen in der Hirnscheibenpräparation.

<table><tbody><tr><td>0,5 mm Fräser</td><td>Harvard Apparate</td><td>724962</td><td></td></tr><tr><td>10 &micro; L Hamilton Spritze</td><td>Hamilton</td><td>1701 RN - 7653-01</td><td></td></tr><tr><td>10X PBS Lösung</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>AM9624</td><td>&nbsp; Text</td></tr><tr><td>36% PFA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8775</td><td></td></tr><tr><td>470 nm LED&nbsp;</td><td>Steinhaufenforschung</td><td>P1105/470/LED&nbsp; Verwendung von DC/59022m</td><td>mit angepasstem Erregerfilter 470/40x&nbsp; und Emissionsfilter für GFP&nbsp;</td></tr><tr><td>AAV5. Syn.Chronos-GFP.WPRE.bGH</td><td>Penn Vector Core</td><td>AV-5-PV3446</td><td>los V6026R, qTiter GC/ml 4.912e12, ddTiter GC/ml 2.456e13&nbsp;</td></tr><tr><td>Alle Chemikalien</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Badtemperierer</td><td>Luigs & Neumann</td><td>SM7</td><td>Set bei 34°; C&nbsp;</td></tr><tr><td>abgeschrägte Metallnadel</td><td>Hamilton</td><td>7803-05</td><td>33 Gauge, 13mm, Spitze 4-20°;</td></tr><tr><td>Große Schere</td><td>Dahle Allround</td><td>50038</td><td></td></tr><tr><td>Biocytin</td><td>Sigma</td><td>B4261</td><td>final 1-3 mg/ml</td></tr><tr><td>Borosilikat-Kapillaren</td><td>Havard Apparatur</td><td>GC150-10</td><td>1,5 mm außen, 0,86 Innendurchmesser</td></tr><tr><td>Braun Flammender Elektrodenabzieher</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-87</td><td></td></tr><tr><td>BupH Phosphat gepufferte Kochsalzlösung Packung</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>28372</td><td></td></tr><tr><td>Schmetterlingsnadel für die Perfusion</td><td>Braun&nbsp;</td><td>Venofix A</td><td>24G</td></tr><tr><td>CCD Kamera</td><td>Andor</td><td>DL-604M</td><td></td></tr><tr><td>Konfokales Mikroskop</td><td>Zeiss</td><td>LSM710</td><td>20X</td></tr><tr><td>gekrümmte Pinzette</td><td>FST&nbsp;</td><td>11011-17</td><td></td></tr><tr><td>CY5 Konfiguration (konfokal)</td><td></td><td></td><td>Helium-Neon 633nm (5,0 mW) Laser; Spiegel: MBS 488/561/633&nbsp;</td></tr><tr><td>CY5-Konfiguration (epifluo)</td><td>Nikon/</td>Chroma-Leuchtstoffröhrenlicht <td></td><td>(Intensivlicht); Anregungsfilter: BP645/30; Dichroitischer Spiegel: 89100 BS ; Emissionsfilter: BP705/72</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma</td><td>D9542</td><td></td></tr><tr><td>DAPI-Konfiguration (epifluo)</td><td>Nikon/Chroma</td><td></td><td>Leuchtstoffröhrenlicht (Intensivlicht); Würfel: Semrock Set DAPI-5060C-000-ZERO (Anregung: BP 377/50; Spiegel: BS 409; Emission: BP 447/60)</td></tr><tr><td>Digidata 1440A</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Digitales optisches Handmessgerät</td><td>ThorLabs</td><td>PM100D</td><td>Parametriert auf 475 nm</td></tr><tr><td>Rasierklingen aus Edelstahl mit doppelter Kante</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>72000</td><td>Verwenden Sie die Hälfte der Klinge im Slicer</td></tr><tr><td>Dual Fluoreszierendes Protein Taschenlampe</td><td>Nightsea</td><td>DFP-1</td><td>Anregung, 440-460 nm; Emissionsfilter auf Gläsern, 500 nm Langpass.</td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma</td><td>E4368</td><td>final 0,2 mM</td></tr><tr><td>Epifluoreszenzmikroskop</td><td>Nikon</td><td>Eclipse TE-2000E</td><td>10 oder 20X</td></tr><tr><td>Filterpapier</td><td>Whatman</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluor-Ruby 10%</td><td>Millipore</td><td>AG335</td><td>10 mg in 100 & Mikro auflösen; l destilliertes Wasser ; Injektion von 150 bis 300 nl</td></tr><tr><td>GFP-Konfiguration (Epifluo)</td><td>Nikon/Chroma</td><td></td><td>Leuchtstoffröhrenlicht (Intensivlicht); Würfel: Filterset Nikon B-2E/C FITC (Anregung: BP 465-495; Spiegel: BS 505; Emission: BP 515-555)</td></tr><tr><td>Heizplatte</td><td>Physitemp</td><td>HP4M</td><td></td></tr><tr><td>Heparin choay 5000 U.I./ml</td><td>Sanofi</td><td></td><td>5 ml Fläschchen</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H3375</td><td>final 10 mM</td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeits-Rotations-Mikromotor-Kit</td><td>Foredom</td><td>K.1070</td><td>maximale Bohrdrehzahl 38.000 U/min</td></tr><tr><td><stark>Interne Lösungsverbindungen: </stark></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isolierter Pulsstimulator</td><td>A-M Systems</td><td>2100</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>P4504</td><td>final 1,2 mM</td></tr><tr><td>Ketamin 1000</td><td>Virbac</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketofen 10%</td><td>Merial</td><td></td><td>100 mg/ml : verdünnt 1 & Mikro; l in 1 ml gesamt (0,1%)</td></tr><tr><td>Laocain (Lidocain)</td><td>MSD</td><td></td><td>16,22 mg/ml : 1 ml in 4 ml gesamt verdünnen (ca. 4%)</td></tr><tr><td>LED Hi Power Spot für die Chirurgie</td><td>Photonic (via Phymep)</td><td>10044</td><td></td></tr><tr><td>LED Netzteil</td><td>Cairn Research</td><td>OptoLED Lichtquelle</td><td></td></tr><tr><td>Manipulatoren</td><td>Luigs & Neumann</td><td>SM-7</td><td></td></tr><tr><td>Mg-ATP 2H20</td><td>Sigma</td><td>A9187</td><td>final 4 mM</td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma</td><td>63069</td><td>final 2 mM</td></tr><tr><td>Micro Temperaturregler</td><td>Physitemp</td><td>MTC-1</td><td></td></tr><tr><td>Milchpulver</td><td>Carnation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MultiClamp 700B</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Na Phosphocreatine</td><td>Sigma</td><td>P7936</td><td>final 10 mM</td></tr><tr><td>Na3-GTP 2H20</td><td>Sigma</td><td>G9002</td><td>final 0,4 mM</td></tr><tr><td>Nadelhalter/Hämostat</td><td>FST</td><td>13005-14</td><td></td></tr><tr><td>pClamp Erfassungssoftware</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Peristaltic pump</td><td>Gilson</td><td>Minipuls 3</td><td>14-16 auf dem Display für 2-3 ml/min&nbsp;</td></tr><tr><td>Kaliumgluconat (K-Gluconat)</td><td>Sigma</td><td>G4500</td><td>Final 135 mM</td></tr><tr><td>ProLong Gold Antifading-Eindeckmedium</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>P36390</td><td></td></tr><tr><td>Rompun 2% (Xylazin)</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kleinschere</td><td>FST</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Natriumchlorid 0,9%&nbsp;</td><td>Virbac</td><td></td><td>verdünnt 8,5 mL in 10 ml Gesamt</td></tr><tr><td>Stereomikroskop VISISCOPE SZT</td><td>VWR</td><td>630-1584</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktischer Rahmen mit Digitalanzeige</td><td>Kopf</td><td>Modell 940</td><td>Stereotaktisches Instrument für Kleintiere</td></tr><tr><td>Streptavidin-Cy3 konjugiert</td><td>Lebenstechnologien&nbsp;</td><td></td><td></td>434315</tr><tr><td>Streptavidin-Cy5 Konjugat</td><td>Thermofisher</td><td>Scientific S32357</td><td></td></tr><tr><td>Sekundenkleber3 Loctite</td><td>Dutscher</td><td>999227</td><td>1 g Tube</td></tr><tr><td>Nahtfilament Ethilon II 4-0</td><td>Polyamid Ethicon</td><td>F3210</td><td></td></tr><tr><td>Spritzenpumpe</td><td>kdScientific</td><td>Legato 130 - 788130</td><td>Verwendungs- und Entnahmemodi</td></tr><tr><td>Tissue Slicer</td><td>Leica</td><td>VT1200S</td><td>Geschwindigkeit 0,07, Amplitude 1.</td></tr><tr><td>Schläuche</td><td>Gilson</td><td>F117942, F117946</td><td>Gelb/Schwarz, Lila/Schwarz</td></tr><tr><td>aufrechtes Mikroskop</td><td>Olympus</td><td>BX51W1</td><td></td></tr><tr><td>Versi-Trockenbank Absorptionspapier</td><td>Nalgene</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo intracerebral stereotaxic injektionen für optogenetische stimulation von long-range-eingängen in maus gehirn scheiben

In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices

Kenntnisse über zellspezifische synaptische Konnektivität sind eine entscheidende Voraussetzung für das Verständnis hirnbreiter neuronaler Schaltkreise. Die funktionelle Untersuchung von Fernverbindungen erfordert gezielte Aufnahmen einzelner Neuronen in Kombination mit der spezifischen Stimulation identifizierter entfernter Eingänge. Dies ist oft schwierig mit konventionellen und elektrischen Stimulationstechniken zu erreichen, da Axone aus konvergierenden vorgelagerten Hirnbereichen sich in der Zielregion vermischen können. Die stereotaxic-Targeting einer bestimmten Hirnregion für die virusvermittelte Expression lichtempfindlicher Ionenkanäle ermöglicht eine selektive Stimulation von Axonen aus dieser Region mit Licht. Intracerebrale stereotaxic Injektionen können in gut abgegrenzten Strukturen, wie die vorderen thalamic Kerne, zusätzlich zu anderen subkortikalen oder kortikalen Bereichen im gesamten Gehirn verwendet werden.
Beschrieben hier ist eine Reihe von Techniken für die präzise stereotaxic Injektion von viralen Vektoren, die Channelrhodopsin im Mausgehirn, gefolgt von Photostimulation von Axon-Terminals in der Gehirnscheibe Vorbereitung. Diese Protokolle sind einfach und weit verbreitet. In Kombination mit der Ganzzell-Patchklemmenaufzeichnung aus einem postsynaptisch verbundenen Neuron ermöglicht die Photostimulation von Axonen den Nachweis funktioneller synaptischer Verbindungen, die pharmakologische Charakterisierung und die Beurteilung ihrer Stärke. Darüber hinaus kann die Biozytinfüllung des aufgezeichneten Neurons zur post-hoc morphologischen Identifizierung des postsynaptischen Neurons verwendet werden.

Das hier vorgestellte Verfahren wurde verwendet, um ein blaues lichtempfindliches Kanalrhodopsin (Chronos) auszudrücken, das mit GFP im antero-dorsalen Kern des Thalamus (ADN) durch stereotaxic-Injektion des anterogradeaden Adeno-assoziierten Virus verschmolzen wird. Die stereotaxic-Koordinaten wurden nach einem Maus-Gehirnatlas ermittelt und durch Injektion von 200 nL fluoreszierendem Tracer Fluor-Rubin getestet. Das Tier wurde 10 min nach der Injektion geopfert, und das Gehirn wurde über Nacht extrahiert und fixiert. K...

Dieses Protokoll beschreibt eine Reihe von Methoden, um die zelltypspezifische funktionelle Konnektivität von Ferneingaben aus entfernten Hirnregionen mithilfe optogenetischer Stimulationen in ex vivo Gehirnscheiben zu identifizieren.

In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injektionen für optogenetische Stimulation von Long-Range-Eingängen in Maus Gehirn Scheiben

Knowledge of cell-type specific synaptic connectivity is a crucial prerequisite for understanding brain-wide neuronal circuits. The functional ...

Ziel dieser Methode ist es, die funktionelle Konnektivität von Ferneingaben aus entfernten Hirnregionen mithilfe von Photostimulation in Hirnscheiben zu identifizieren. Die stereotaxic-Targeting einer bestimmten Hirnregion für verschiedene vermittelte Expression von lichtempfindlichen Ionenkanälen ermöglicht die selektive Stimulation von Axonen aus dieser Region mit Licht. Demonstriert wird das Verfahren von Louis Richevaux, einem Doktoranden meiner Fraktion.Stellen Sie vor der Operation sicher, dass das Tier mit einer Zehenzange gut befruchtet ist. Ziehen Sie vorsichtig die Zunge heraus, um das Atmen zu erleichtern. Dann rasieren Sie das Schädelhaar.Injizieren Sie 20 Mikroliter Lidocainhydrochlorid unter die Haut des Kopfes für die lokale Anästhesie und warten Sie fünf Minuten. Um den Schädel zu belichten, machen Sie einen Schnitt auf der Kopfhaut. Dann legen Sie das Tier in einen stereotaxic Rahmen.Legen Sie die Ohrstangen und ruhen Sie sie auf den Knochen leicht rostral zu den Ohren und ziehen Sie die Haut nach unten, um einen guten Zugang zum Schädel zu schaffen. Ziehen Sie die Ohrbügel fest und installieren Sie das Nasenstück. Halten Sie den Körper des Tieres horizontal und au

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JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Das Video zeigt ein Protokoll zur Untersuchung synaptischer Interaktionen und neuronaler Reaktionen in einem transfizierten Hippocampus-Hirnschnitt der Maus. Dabei werden sensorische Neuronen mit großer Reichweite beleuchtet, um Aktionspotentiale auszulösen, und die daraus resultierenden exzitatorischen postsynaptischen Potentiale im aufgezeichneten Neuron unter Verwendung der Ganzzell-Patch-Clamp-Technik aufgezeichnet.

Photostimulation und Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnungen von Neuronen in Hippocampus-Schnitten der Maus

Dieses Video zeigt die microRNA-vermittelte Hemmung von exzitatorischen synaptischen Strömen in Hippocampus-Hirnschnitten von Mäusen. Die CA3-Neuronen wurden mit einem rekombinanten viralen Vektor infiziert, der ein Konstrukt zur Expression eines fluoreszierenden Reporters, einen lichtaktivierten Membrankanal und eine microRNA enthält, die die Expression von spannungsgesteuerten Kalziumkanälen herunterreguliert. Nach dem Platzieren einer Scheibe in einer Aufnahmekammer und dem Patchen eines...

MicroRNA-vermittelte Hemmung exzitatorischer postsynaptischer Ströme in Hippocampusschnitten der Maus

Dieses Video zeigt das Verfahren zur Untersuchung der synaptischen Effizienz im lateralen entorhinalen Kortex (LEC) durch optogenetische Stimulation der medialen präfrontalen Kortex (mPFC) Axone und Aufzeichnung der Reaktionen von Pyramidenneuronen im LEC. Diese Methode kombiniert Patch-Clamp-Aufzeichnungen mit synaptischer Aktivierung durch Lichtstimulation, um die synaptische Plastizität zu untersuchen.

Optogenetische Stimulation und elektrophysiologische Aufzeichnung synaptischer Ereignisse in Hirnschnitten von Ratten

Quelle: Fricano-Kugler, C. J., et al. Design, Verpackung und Verabreichung von CRISPR-Retro- und Lentiviren mit hohem Titer durch stereotaktische Injektion. J. Vis. Exp. (2016)Dieses Video zeigt die stereotaktische Virusinjektion zur präzisen neuronalen Geneditierung im Gehirn von Mäusen. Das Protokoll gewährleistet eine genaue Virusabgabe an den Gyrus dentatus und ermöglicht die Fluoreszenzmarkierung und den CRISPR-vermittelten Gen-Knockout, um neuronale Schaltkreise, Genfunktionen und...

Stereotaktische Virusinjektion zur gezielten neuronalen Geneditierung im Gehirn von Mäusen

Wir beschreiben eine Methode zur Charakterisierung der funktionellen Topographie und der synaptischen Eigenschaften von Vorderhirnschaltkreisen unter Verwendung eines optogenetischen Ansatzes zur Photostimulation neuronaler Populationen in vitro.

Laser-Scanning-Photostimulation von optogenetisch ausgerichteten Vorderhirn-Schaltkreisen

Dieses Video zeigt das Kraniotomieverfahren, das die chronische Bildgebung von Neuronen im retrosplenialen Kortex der Maus mittels in vivo Zwei-Photonen-Mikroskopie in der transgenen Thy1-GFP-Linie ermöglicht. Dieser Ansatz wird mit der Injektion von mCherry-exprimierenden Adeno-assoziierten Viren in den dorsalen Hippocampus kombiniert. Diese Techniken ermöglichen eine langfristige Überwachung der erfahrungsabhängigen strukturellen Plastizität bei RSC.

Die gleichzeitige Zwei-Photonen<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging der synaptischen Eingänge und Postsynaptische Targets in der Maus retrosplenialen Cortex

Ex-vivo-Gehirnschnitte können verwendet werden, um die Auswirkungen von flüchtigen Anästhetika auf evozierte Reaktionen auf afferente Inputs zu untersuchen. Optogenetik wird eingesetzt, um thalamokortikale und kortikokkortikale Afferenzen für nicht-primären Neokortex unabhängig zu aktivieren, und synaptische und Netzwerkantworten werden mit Isofluran moduliert.

Optogenetische Aktivierung afferenter Signalwege in Hirnschnitten und Modulation von Reaktionen durch flüchtige Anästhetika

Miniscope in vivo Calcium-Bildgebung ist eine leistungsstarke Technik zur Untersuchung neuronaler Dynamik und Mikroschaltkreise in sich frei verhaltenden Mäusen. Dieses Protokoll beschreibt die Durchführung von Gehirnoperationen, um eine gute In-vivo-Kalziumbildgebung mit einem Miniskop zu erreichen.

Stereotaktische virale Injektion und Gradientenindex-Linsenimplantation für Deep Brain In Vivo Calcium Imaging

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das die virale Transduktion diskreter Hirnregionen mit optogenetischen Konstrukten beschreibt, um eine synapsenspezifische elektrophysiologische Charakterisierung in akuten Nagetierhirnschnitten zu ermöglichen.

Ex vivo Optogenetische Befragung der synaptischen Übertragung und Plastizität über große Entfernungen vom medialen präfrontalen Kortex zum lateralen entohinalen Kortex

Hier stellen wir das Herstellungsverfahren eines Optrode-Systems mit optischen Fasern für die Lichtabgabe und einem Elektrodenarray für die neuronale Aufzeichnung vor. In-vivo-Experimente mit transgenen Mäusen, die Kanalrhodopsin-2 exprimieren, zeigen die Machbarkeit des Systems für die gleichzeitige optogenetische Stimulation und elektrophysiologische Aufzeichnung.

Optroden-Array zur simultanen optogenetischen Modulation und elektrischen neuronalen Aufzeichnung

Dieses Protokoll bietet eine integrierte Methode, die virale Abgabe, Optrodenimplantation, photothrombotische Induktion, gleichzeitige Aufzeichnung der Astrozyten- und neuronalen Aktivität sowie optogenetische Stimulation von Astrozyten umfasst. Diese integrierte Methode zielt darauf ab, eine parallele Untersuchung der Astrozyten-Neuron-Beziehung über die akuten bis chronischen Stadien des ischämischen Schlaganfalls zu ermöglichen.

Eine integrierte Methode zur photothrombotischen Schlaganfallmodellierung und zur in-vivo-Optrodenerfassung neuronaler und astrozytischer Aktivität bei sich wirkenden Mäusen

Erfahren Sie die optogenetische Stimulation von Langstrecken-Eingängen in Mäuse-Gehirnscheiben mittels stereotaktischer Injektion. Diese Methode ermöglicht präzise Untersuchungen funktionaler Konnektivität zwischen entfernten Hirnregionen.

In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injektionen für optogenetische Stimulation von Long-Range-Eingängen in Maus Gehirn Scheiben

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