Name: Murine Modell der zentralen venösen Stenose mit Aortocaval Fistel mit einem Abfluss Stenose (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 17 s
Description: Lernen Sie die Erstellung eines murinen Modells der zentralen venösen Stenose mit Aortocaval-Fistel. Diese reproduzierbare Technik ermöglicht die Untersuchung von AVF-Reifungsstörungen und therapeutischen Ansätzen.

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Diese Arbeit wurde vom US National Institute of Health (NIH) Grant R01-HL128406 unterstützt; das United States Department of Veterans Affairs Biomedical Laboratory Research and Development Program Merit Review Award I01-BX002336; sowie mit den Ressourcen und der Nutzung von Einrichtungen im VA Connecticut Healthcare System, West Haven, CT.

Alle Experimente wurden mit Genehmigung des Yale University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) durchgeführt.
1. Anästhesie und präoperative Verfahren
<ol><li>Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente und Materialien durch Autoklavieren. Schalten Sie die Wärmeunterstützungsvorrichtung ein, um sicher zu sein, dass es warm ist (40–42 °C).</li>
	<li>Legen Sie eine 9–11 Wochen alte C57BL/6-Maus in eine Acryl-Induktionskammer und befeuchten Sie sie mit verdampftem 2,5% Isofluran und 0,8 l/min Sauerstoff. Anästhesie Induktion dauert ca. 3 min.</li>
	<li>Entfernen Sie die Maus aus der Kammer. Bestätigen Sie eine tiefe Anästhesieebene durch eine Zehenklemme, eine Ohrzange und eine Schwanzprise. Legen Sie die Maus in Supine-Position auf den chirurgischen Bereich und liefern 2,5% Isofluran e mit Silikonmaske. Buprenorphin bei 0,1 mg/kg Schmerz anbringen und ophthalmologische Salbe auf die Augen auftragen.</li>
	<li>Entfernen Sie Fell von der ventralen Seite des Halses in den Unterbauch mit Nair, einem Haarentferner.</li>
	<li>Reinigen und desinfizieren Sie die chirurgische Stelle mit einem zweistufigen Peeling mit 10% Povidon-Jod und 70% Isopropanol. Tragen Sie einen chirurgischen Vorhang auf.</li>
</ol>2. Operative Verfahren
<ol><li>
Belichtung der Klemm- und Punktionsstellen
	<ol>
<li>Bereiten Sie sterile Instrumente vor und tragen Sie sterile Handschuhe, um die Sterilität während der gesamten Operation aufrechtzuerhalten.</li>
		<li>Machen Sie einen hauttiefen Mittellinien-Bauchschnitt mit einem Skalpell von der Ebene der unteren Leberkante bis knapp über dem Schambein. Schneiden Sie die Muskulatur mit einer Schere durch, um die Bauchhöhle zu öffnen.</li>
		<li>Setzen Sie einen Retraktor in den Bauch und ziehen Sie die Eingeweide auf die rechte Seite. Halten Sie sie feucht, indem Sie in eine salinegetränkte Gaze wickeln. Retreive die Blase und die Samenbläschen (bei männlichen Mäusen) und ziehen Sie sie auf die kaudale Seite. Sezieren Sie die Mesenterie zwischen Dem Rektum und Retroperitoneum mit einem Mikronadelhalter, um einen vollständigen Blick auf die Aorta und IVC zu erhalten.</li>
		<li>Sezieren Sie die infrarenale Aorta und IVC en bloc aus dem seitlichen und dorsalen umgebenden retroperitonealen Geweben mit einem Mikronadelhalter, um sie miteinander zu kreuzen.</li>
		<li>Sezieren Sie die umgebenden Gewebe, um die aortenförmige Punktionsstelle in etwa drei Vierteln des Abstands von der linken Nierenvene zur Aortenbifurkation freizulegen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
IVC-Sektion
	<ol>
<li>Sezieren Sie zwischen der infrarenalen IVC und Aorta sofort distal auf die linke Nierenvene. Dehnen Sie die Sezieren distal auf die Hälfte zwischen der linken Nierenvene und der aortenförmigen Bifurkation, so dass die infrarenale IVC, sowohl vor- als auch nachderhin der Stenose, postoperativ beobachtet werden kann. HINWEIS: Eine stumpfe Zerlegung zwischen IVC und Aorta sollte von der unmittelbar distalen zur linken Nierenvene durchgeführt werden, wobei das Bindegewebe zwischen DEM IVC und der Aorta relativ locker ist.</li>
		<li>Machen Sie ein Fenster, um das IVC von der Aorta auf dieser Ebene zu trennen und sezieren Sie das IVC vom umgebenden Gewebe. Platzieren Sie eine 8-0 Polyamid-Monofilament-Nähte zuerst unter der IVC und Aorta (Abbildung 1A), dann positionieren Sie die Naht unter nur der IVC (Abbildung 1B), indem Sie die Nahtende durch das Fenster ziehen. HINWEIS: Da das IVC zerbrechlich ist, ist das Sezieren entlang der aortenartigen Adventitia nützlich, um ein Fenster zu machen, um zu verhindern, dass die IVC sowie kleine IVC- oder Aortenzweige beschädigt werden. Wenn Blutungen auftreten, ist es wahrscheinlich unkontrollierbar. Wenn der IVC unterschiedliche Seitenzweige hat, legen Sie eine 8-0 Naht distally zu den Zweigen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
AVF-Erstellung
	<ol>
<li>Biegen Sie eine 25 G Nadel in einen 45-60°-Winkel an einem Punkt von 4 mm von der Nadelspitze.</li>
		<li>Klemmen Sie die infrarenale Aorta und IVC, indem Sie einen mikrochirurgischen Clip auftragen.</li>
		<li>Drehen Sie die Aorta medial und kauarisch, indem Sie das Bindegewebe, das die Bifurkation umgibt, erfassen, um die Punktionsstelle der Aorta freizulegen, die sie leicht auf die ventrale Seite streckte.</li>
		<li>Halten Sie die Aorta in einer geeigneten Position, punktieren Sie durch die Aorta in die IVC mit der vorbereiteten 25 G Nadel (Abbildung 1C).</li>
		<li>Lassen Sie die Aorta los und bedecken Sie die Punktionsstelle mit dem umgebenden Gewebe, das von der linken Seite der Aorta nach oben gezogen wird. Nehmen Sie die Nadel heraus und drücken Sie die Punktionsstelle vorsichtig mit einem Wattestäbchen für Hämostase.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Erstellung der IVC-Stenose
	<ol>
<li>Legen Sie eine Spitze eines 22 G IV Katheters (siehe Materialtabelle) längs auf das IVC. Ligate den IV-Katheter und IVC zusammen mit einem 8-0 (Abbildung1D) und entfernen Sie dann den IV-Katheter.</li>
		<li>Bestätigen Sie die primäre Hämostase (Abbildung1E) und entklemmen Sie dann die Aorta und IVC. Bedecken Sie die Punktionsstelle 1 min mehr, um die Hämostase zu gewährleisten. HINWEIS: Nicht zu lange klemmen, um IVC Thrombose distal zur Stenose zu vermeiden.</li>
		<li>Bringen Sie die Organe in ihre ursprüngliche Position zurück und schließen Sie den Bauch mit 6-0 Nähten.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Postoperative Verfahren
<ol><li>Nach Dem Endes der Bauchwunde, isoflurane Inhalation abbrechen. Legen Sie die Maus in einen individuellen, bettläktfreien Käfig und legen Sie den Käfig auf eine thermische Stützvorrichtung, um Unterkühlung zu verhindern. HINWEIS: Die Maus wird beobachtet, bis sie die Brustbehebung erreicht und aufrechterhält. Wenden Sie postoperative Versorgung einschließlich Analgesie und Wundversorgung gemäß den Empfehlungen des lokalen IACUC an. Für Analgesie verwenden wir Buprenorphin bei 0,1 mg/kg intramuskulär alle 12 h für 48 h nach den chirurgischen Eingriffen und danach nach Bedarf.</li>
	<li>Bestätigen Sie die AVF-Patenz postoperativ mit Doppler-Ultraschall (siehe Materialtabelle). Messen Sie außerdem je nach Bedarf andere Behälter- und Fließeigenschaften.</li>
</ol>

<ol><li>Dember, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+clopidogrel+on+early+failure+of+arteriovenous+fistulas+for+hemodialysis%3A+a+randomized+controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Effect of clopidogrel on early failure of arteriovenous fistulas for hemodialysis: a randomized controlled trial.</a> JAMA. 299 (18), 2164-2171 (2008).</li>
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<li>Ene-Iordache, B., Remuzzi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disturbed+flow+in+radial-cephalic+arteriovenous+fistulae+for+haemodialysis%3A+low+and+oscillating+shear+stress+locates+the+sites+of+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology%2C+Dialysis%2C+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Disturbed flow in radial-cephalic arteriovenous fistulae for haemodialysis: low and oscillating shear stress locates the sites of stenosis.</a> Nephrology, Dialysis, Transplantation. 27 (1), 358-368 (2012).</li>
<li>Yamamoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disturbed+shear+stress+reduces+Klf2+expression+in+arterial-venous+fistulae+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+reports%22%5BJournal%5D)">Disturbed shear stress reduces Klf2 expression in arterial-venous fistulae in vivo.</a> Physiological reports. 3, (2015).</li>
<li>Remuzzi, A., Ene-Iordache, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+paradigms+for+dialysis+vascular+access%3A+upstream+hemodynamics+and+vascular+remodeling+in+dialysis+access+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Novel paradigms for dialysis vascular access: upstream hemodynamics and vascular remodeling in dialysis access stenosis.</a> Clinical Journal of the American Society of Nephrology. 8 (12), 2186-2193 (2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Das murine AVF-Modell wurde verwendet, um die grundlegenden Mechanismen und molekularen Ereignisse zu untersuchen, die zur AVF-Reifung13,14führen. In dieser Studie modifizierten wir ein etabliertes murines AVF-Modell, um ein neuartiges murines aortokasvales Fistelmodell mit einer IVC-Stenose im Abflusstrakt der Fistel zu erstellen. Unser Ligationsmodell ähnelt mehreren zuvor beschriebenen murinen Modellen, die Gefäßligation verwenden. Ein murines Modell der tiefe...

Arteriovenöse Fisteln (AVF) sind die häufigsten Zugänge für Hämodialyse, mit überlegener Durchgängigkeit und reduzierter Infektion im Vergleich zu anderen Zugängen wie Transplantaten oder zentralen Venenkathetern. Jedoch, bis zu 60% der AVF nicht reifen1,2,3; eine kürzlich durchgeführte systematische Überprüfung hat berichtet, dass die Primärdurchgängigkeitsraten bei 1 Jahr nur 60%4betrugen. Stenose entlang des venösen Abflusses verursacht überwiegend das Versagen der AVF-Reifung5,6. Es gibt bestimmte charakteristische Stellen, die anfällig für Stenose proximal für die Fistel sind: das juxtaanastomotische Schwungsegment für die radiozephale Fistel, der cephalische Bogenbereich für die brachiocephale Fistel und die zentrale Vene für die Fistel mit platzierte ipsilaterale subklavische oder interne Jugularvenenkatheter7,8.
Zentrale venöse Stenose ist oft asymptomatisch bei Patienten ohne AVF, kann aber ipsilaterale Extremitätödem durch venöse Hypertonie sowie Versagen der Fistelreifung verursachen, wenn sie durch Fistelfluss herausgefordert wird9. Die Pathophysiologie der zentralen venösen Stenose hängt höchstwahrscheinlich mit Entzündungen und der aktivierten Gerinnungskaskade nach der Geräteplatzierung zusammen. Darüber hinaus können eine konstante Bewegung der Katheterspitze sowie ein erhöhter Durchfluss aus der Fistel die Scherspannung verändern, was zu Thrombozytenablagerungen und venöser Wandverdickung10führt. Um die grundlegenden Mechanismen zu verstehen, die aVF-Versagen durch zentrale venöse Stenose verursacht werden, ist ein Tiermodell erforderlich, das zentrale venöse Stenose mit einem AVF imitiert.
Wir haben ein murines aortokasvales Fistelnmodell etabliert, das leicht durchzuführen und den klinischen Verlauf der menschlichen AVF zu meistern und zu meistern und zu rekapitulieren. 11 Wir haben die Konzepte und die Technik mehrerer zuvor etablierter muriner Modelle angewendet, um ein neuartiges murinisches AVF-Modell mit venöser Stenose zu erstellen. Wir führen ein murines aortokasvales Fistelmodell mit einer IVC-Stenose in der Abflussfistel ein, die für die Untersuchung der zentralen venösen Stenose verwendet werden kann.

<table><tbody><tr><td>20-60 Mhz Scankopf</td><td>VisualSonics Inc.</td><td>RMV-704</td><td></td></tr><tr><td>8-0 Steriles Mikronaht, 6 mm (140 & Mikro;), 3/8 Kreis, TAP Point Nadel</td><td>AROSuture</td><td>T06A08N14-13</td><td>Polyamid Monofil Nahtmaterial</td></tr><tr><td>Induktionskammer, 2 Liter 3,75" B x 9,00" T x 3,75" H</td><td>VetEquip</td><td>941444</td><td></td></tr><tr><td>Isoflo, Isofluran flüssig</td><td>Zoetis</td><td>26675-46-7</td><td></td></tr><tr><td>Mäuse, C57BL/6J</td><td>Der Jackson Labor</td><td>664</td><td></td></tr><tr><td>Haustierbett Mikrowellen-Heizkissen</td><td>Snuggle Safe</td><td>6250</td><td></td></tr><tr><td>PrecisionGlide Nadel 25G</td><td>BD</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Surflo I.V. Katheter 22G</td><td>Terumo</td><td>SR-OX2225CA</td><td>0,85 mm Außendurchmesser</td></tr><tr><td>Gefäßklemme</td><td>Roboz Chirurgisches Instrument</td><td>RS-5424</td><td></td></tr><tr><td>Vevo770 Hochauflösendes Bildgebungssystem</td><td>VisualSonics Inc.</td><td>770</td><td></td></tr></tbody></table>

murine modell der zentralen venösen stenose mit aortocaval fistel mit einem abfluss stenose

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Zentrale venöse Stenose ist eine wichtige Einheit, die zum Versagen der arteriovenösen Fisteln (AVF) beiträgt. Ein murines AVF-Modell wurde modifiziert, um eine partielle Ligation der unteren Vena cava (IVC) im Abfluss der Fistel zu erzeugen, die zentrale venöse Stenose imitiert. Technische Aspekte dieses Modells werden eingeführt. Die Aorta und IVC sind nach einem Bauchschnitt exponiert. Die infrarenale Aorta und IVC werden für die proximale Klemmung seziert, und die distale Aorta wird für die Punktion ausgesetzt. Das IVC in der Mitte zwischen der linken Nierenvene und der Aortenverzweigung wird sorgfältig seziert, um eine 8-0 Unter dem IVC. Nach dem Spannen der Aorta und IVC entsteht ein AVF, indem die infrarenale Aorta durch beide Wände mit einer 25 G Nadel durch beide Wände in das IVC punktiert wird, gefolgt von der Zusammenligaung eines 22 G intravenösen (IV) Katheters und IVC. Der Katheter wird dann entfernt, wodurch eine reproduzierbare venöse Stenose ohne Okklusion entsteht. Die Aorta und IVC werden nach der Bestätigung der primären Hämostase nicht eingeklemmt. Dieses neuartige Modell der zentralen Venenstenose ist einfach durchzuführen, reproduzierbar und erleichtert Studien über AVF-Versagen.

Männliche Mäuse unterliefen der oben genannten Operation, um sowohl eine AVF- als auch eine IVC-Stenose zu erzeugen. Kontrollmäuse wurden nur laparotomie und Zerlegung des Gewebes rund um das IVC, z. B. ein Scheinverfahren, oder nur die Schaffung einer IVC-Stenose ohne gleichzeitige Schaffung einer AVF.
Das IVC wurde mit Doppler-Ultraschall am 7. Tag nach dem chirurgischen Eingriff beobachtet (Abbildung 2</s...

Eine aortocavale Fistel wurde durch Daspunktieren der murinen Infra-Nieren-Aorta durch beide Wände in die untere Vena cava geschaffen und es folgte die Schaffung einer Stenose in ihrem Abfluss durch partielle Ligation der unteren Vena cava. Dieses reproduzierbare Modell kann verwendet werden, um zentrale venöse Stenose zu studieren.

Murine Modell der zentralen venösen Stenose mit Aortocaval Fistel mit einem Abfluss Stenose

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

Zentrale venöse Stenose kann sowohl aortocaval Fistel, oder AVF, primäres Versagen der Reifung, sowie späteres Versagen in einer funktionierenden Fistel verursachen. Diese Technik verwendet eine modifizierte Version eines etablierten murinen AVF-Modells, das den klinischen Verlauf des menschlichen AVF rekapituliert und leicht durch mehrere kritische Schritte gemeistert werden kann. Bestätigen Sie vor Beginn des Eingriffs einen Mangel an Reaktion auf Zehenkniff in einer neun bis elf Wochen alten C57-Black/6-Maus und legen Sie die Maus in die Supine-Position im operationschirurgischen Bereich.Tragen Sie Salbe auf die Augen des Tieres auf, und entfernen Sie das Fell von der ventralen Seite des Halses auf den Unterbauch. Reinigen und desinfizieren Sie dann die chirurgische Stelle mit drei sequenziellen 10%povidon-jod und 70%isopropanol Peelings, und legen Sie einen chirurgischen Vorhang über das Tier. Für klemmende und punktionsstelle Exposition, legen Sie die Maus unter einem Sezieren Mikroskop und, mit steriler Technik und einem Skalpell, machen Sie einen hauttiefen, Mittellinie, Bauchschnitt von der unteren Leberkante bis knapp über dem Schambein.Schneiden Sie die Muskulatur mit einer Schere durch, um die Bauchhöhle zu öffnen, und legen Sie einen Retraktor in den Bauch. Bewegen Sie die Eingeweide auf die rechte Seite, und wickeln Sie sie in eine salinegetränkte Gaze. Bewegen Sie die Blase und die Samenbläschen auf die kaudale Seite des Tieres, und verwenden Sie einen Mikronadelhalter, um die Mesenterie zwischen dem Rektum und dem Retroperitoneum zu sezieren, um eine vollständige Sicht auf die Aorta und die minderwertige Vena cava oder IVC zu sichern.Dann verwenden Sie den Mikronadelhalter, um die Infrarotaorta und IVC en bloc von der seitlichen und dorsalen umgebenden retroperitonealen Gewebe zu sezieren, um das Gewebe zusammenzuklemmen, und sezieren Sie die umgebenden Gewebe, um die Aortenpunktionsstelle in etwa drei Vierteln des Abstands von der linken Nierenvene zur Aortenverzweigung freizulegen. Zur Isolierung des IVC, sezieren zwischen dem Infrarot IVC und der Aorta sofort distal auf die linke Nierenvene und erweitern die Sezieren distal auf halbem Weg zwischen der linken Nierenvene und der aortenbifurkation für postoperative infrarote IVC Beobachtung. Machen Sie ein Fenster, um das IVC von der Aorta zu trennen, und sezieren Sie das IVC vom umgebenden Gewebe.Dann sorgfältig eine 8-0 Polyamid-Monofilament-Nähte unter dem IVC und der Aorta, bevor das Nähtedes ende durch das Fenster gezogen wird, um die Naht nur unter dem IVC zu positionieren. Um den AVF zu erstellen, biegen Sie zunächst eine 25-Spur-Nadel auf einen 45-bis 60-Grad-Winkel vier Millimeter von der Nadelspitze und klemmen die Infrarot-Aorta und IVC mit einem mikrochirurgischen Clip. Greifen Sie das Bindegewebe, das die Bifurkation umgibt, drehen Sie die Aorta medial und kauarisch, um die Punktionsstelle der Aorta leicht bis zur ventralen Seite gestreckt zu belichten, und verwenden Sie die 25-Spur-Nadel, um durch die Aorta in die IVC zu punktieren.Wenn das Gewebe durchbohrt wurde, lassen Sie die Aorta los und ziehen Sie von der linken Seite der Aorta nach oben, um die Punktionsstelle mit dem umgebenden Gewebe zu bedecken. Entfernen Sie dann die Nadel, und drücken Sie die Punktionsstelle vorsichtig mit einem Wattestäbchen für Hämostase. Für die IVC-Stenose-Erstellung die Spitze eines 22-Spur-intravenösen Katheterlitudinalauf auf das IVC legen und den Katheter mit einem 8-0 an den IVC aufstellen. Naht.Wenn die Naht platziert wurde, entfernen Sie den Katheter und bestätigen Primäre Hämostase, bevor Sie die Aorta und das IVC aufheben. Bedecken Sie die Punktionsstelle für eine weitere Minute, um die Hämostase zu gewährleisten, und geben Sie die Organe in ihre Bauchhöhle zurück, bevor Sie den Bauch mit 6-0 Nähten schließen. Legen Sie die Maus dann in einen individuellen, einbettfreien Käfig auf einem thermischen Stützgerät mit Überwachung bis zur vollständigen Genesung und verwenden Sie Doppler-Ultraschall, um die Durchgängigkeit der Fistel zu bestätigen.Am siebten Tag nach dem chirurgischen Eingriff lassen sich die Fistel- und Stenosebereiche des IVC in der Längssicht leicht erkennen. Bei Mäusen, die eine Stenose ohne AVF tragen, weist das Stenosesegment eine venöse Wellenform mit einer spektralen Verbreiterung auf als scheinbetriebene Mäuse, aber ohne viel Pulsatilität. Bei Mäusen mit AVF sowie einer Stenose zeigt das Stenosesegment neben der spektralen Verbreiterung eine pulsatile Wellenform, und die zeitlich gemittelte maximale Geschwindigkeit des Flusses bei der Stenose bei Mäusen mit einer AVF mit Stenose ist signifikant höher als bei Mäusen mit Stenose allein.Der mittlere IVC-Durchmesser bei der Stenose bei Mäusen mit Stenose allein ist ähnlich wie bei Mäusen mit aVF und Stenose. Darüber hinaus ist die prozentuale Stenose bei Mäusen, die neben einer Stenose eine AVF haben, entweder das vor- oder nachgelagerte Segment als Referenz signifikant größer. Wenn Sie den IV-Katheter und den IVC zusammenbinden, ist es wichtig, sie fest zu binden, um eine reproduzierbare Stenose zu erzeugen.Die Anwendung dieses Verfahrens auf murinen venöse Transplantatplantation Modell könnte beantworten, wie die Okklusion der venösen Transplantatstenose zu überwinden.

murine-model-central-venous-stenosis-using-aortocaval-fistula-with-an

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Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Das Ziel ist es, eine arteriovenöse Fistel, die einfach und reproduzierbar herzustellen. Diese Methode verwendet keine Nähte oder Kleber. Daher können die Proben mit der geringsten Menge an Fremdmaterialien für die Analyse verwendet werden.

Technische Aspekte der Maus aortokavaler Fistel

Wir beschreiben ein Verfahren zum Erzeugen einer zuverlässigen Modell der zerebralen venöse Hypertonie in der adulten Maus. Dieses Modell ist vielfältig beschrieben und geprüft bei der Ratte ist. Diese neue Gegenstück in den Mäusen eröffnet die Möglichkeit der Verwendung von gentechnisch veränderten Tieren und verbreitert, wodurch die Anwendungen des Modells.

Erwachsene Maus venöse Bluthochdruckmodell: A. carotis communis, um äußere Jugularvene Anastomose.

Histologischen und biochemischen Modifikationen nach Aneurysma endograft Ausgrenzung sind noch unklar. Wir beschreiben ein neues Modell der endograft Implantation auf einem Maus-Aneurysma. Durch Thrombus Analyse mit und ohne persistant zirkulierenden Blutstrom Schnittstelle und neue endovaskuläre Biomaterialien Auswertung, wird dieses Modell zu einem besseren Verständnis endovaskuläre Aneurysma Ausschluss Pathobiologie.

Ein neues Mausmodell der endovaskuläre Aortenaneurysma Repair

Hier präsentieren wir ein Mausmodell des Versagens von arteriovenösen Fisteln (AVF), in das eine klinisch relevante Anastomosenkonfiguration integriert ist. Dieses Modell kann verwendet werden, um die Pathophysiologie zu untersuchen und mögliche therapeutische Interventionen zu testen.

A Novel Mausmodell der arteriovenöse Fistel Ausfall: Der chirurgische Eingriff im Detail

Wir beschreiben hier Stenose in der minderwertigen Vena Cava als ein Mausmodell der tiefen Venenthrombose. Dieses Modell rekapituliert Blut fließen Einschränkung, einer der wichtigsten Auslöser von venösen Thrombosen in den Menschen.

Stenose der minderwertigen Vena Cava: ein Mausmodell der tiefen Venenthrombose

Hier stellen wir ein Protokoll der heterotopischen Aortentransplantation bei Mäusen mit der Nicht-Naht-Manschettentechnik in einem zervikalen Murin-Modell vor. Dieses Modell kann verwendet werden, um die zugrunde liegende Pathologie der chronischen Allograft-Vaskulopathie (CAV) zu untersuchen und kann helfen, neue therapeutische Wirkstoffe zu bewerten, um ihre Bildung zu verhindern.

Murine Cervical Aortic Transplantation Modell mit einer modifizierten Non-Suture Manschettentechnik

Das vorliegende Protokoll zielt darauf ab, experimentell venöse Intimhyperplasie zu erzeugen, indem Venen arteriellen Blutdruck für die Entwicklung von Strategien zur Abschwächung venöser Intimhyperplasie nach Revaskularisationsoperationen mit Venentransplantaten ausgesetzt werden.

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arteriellen Blutdruck

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgischen Schritte der Bildung einer musinen gemeinen iliakalen arteriovenösen Fistel. Wir haben dieses Modell entwickelt, um die Pathophysiologie der Gliedmaßen zu untersuchen, die mit dem Zugang zur Hämodialyse zusammenhängt.

Ein murines Modell der Hämodialysezugangsbedingten Handfunktionsstörung

Dieses Protokoll stellt die Etablierung und Bestätigung eines postnatalen Modells der rechtsventrikulären Volumenüberlastung (VO) bei Mäusen mit abdominaler arteriovenöser Fistel (AVF) dar, das angewendet werden kann, um zu untersuchen, wie VO zur postnatalen Herzentwicklung beiträgt.

Etablierung und Bestätigung eines postnatalen Mausmodells mit rechtsventrikulärer Volumenüberlastung

Hier stellen wir ein Mausmodell für die Anastomose der Oberschenkelarterie vor, das den Forschern ein wertvolles Tiermodell zur Untersuchung und Simulation einer vaskulären Anastomosenstenose bietet. Diese Entwicklung ist entscheidend, um unser Verständnis der Pathophysiologie, die dieser Erkrankung zugrunde liegt, zu verbessern und eine genauere und effektivere Erforschung von Gefäßerkrankungen zu ermöglichen.

Entwicklung eines Mausmodells für die Anastomosenstenose der Arteria femoralis

Lernen Sie die Erstellung eines murinen Modells der zentralen venösen Stenose mit Aortocaval-Fistel. Diese reproduzierbare Technik ermöglicht die Untersuchung von AVF-Reifungsstörungen und therapeutischen Ansätzen.

Murine Modell der zentralen venösen Stenose mit Aortocaval Fistel mit einem Abfluss Stenose

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