Name: Tollwut-Nekropsie-Techniken bei großen und kleinen Tieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 56 s
Description: Lernen Sie sichere Nekropsietechniken zur Tollwutdiagnostik bei kleinen und großen Tieren. Diese manuellen Methoden minimieren Aerosolbildung und schützen Laborpersonal bei der Hirngewebeentnahme.

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Wir danken dem New York State Department of Health Wadsworth Center für die Unterstützung dieses Projekts. Wir möchten auch die Unterstützung von Amy Willsey und Frank Blaisdell vom Department of Health Wadsworth Center und LL Ranch, Altamont, NY, würdigen.

Alle beschriebenen Methoden wurden vom Wadsworth Center Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt.
1. Vorbereitung
<ol><li>Don PPE, bei minimalem Augenschutz (Brille oder Gesichtsschutz), chirurgische oder N-95-Maske und Nicht-Latex-Handschuhe.</li>
	<li>Vorbereiten des Arbeitsbereichs, idealerweise eines Biosicherheitsschranks (BSC), mit Einweg-Arbeitsflächenbelag (z. B. Kraftpapier oder saugfähige Pads) und sauberen Nekropsieinstrumenten (Abbildung1).</li>
	<li>Legen Sie die Probe auf die Arbeitsfläche und verwenden Sie Instrumente, um sie zu manipulieren, um den Zustand der Probe zu bewerten, einschließlich Desviduz, Schädelschädigung, potenzielle Gefahren (z. B. Stachelschweinfedern, Skalpellklingen) und die Qualität der Enthauptung.</li>
</ol>2. Ventral-Methode
HINWEIS: Wenn die Probe an der Kieferlinie ordnungsgemäß enthauptet wird, werden das Foramen magnum und die okzipitale Kondyle freigelegt. Die ventrale Methode ist weniger kompliziert für das Abrufen des Kleinhirns und des Hirnstamms.
<ol><li>Positionieren Sie die Probe mit der ventralen Seite nach oben und der Nase, die sich distally auf den Rücken von BSC richtet.</li>
	<li>Halten Sie einen orthopädischen Hammer/Mallet in der rechten Hand (wenn rechtshändig) und halten Sie gleichzeitig einen Ratsmeißel in der linken Hand.</li>
	<li>Positionieren Sie den Meißel in einem 45°-Winkel mit dem Eckpunkt des Meißels, der zwischen der rechten Seite des temporalen Knochens und dem okzipitalen Knochen eine "V"-Öffnung macht.</li>
	<li>Schlagen Sie die Oberseite des Meißels mit dem Hammer, bis sich die beiden Knochen trennen. Machen Sie den Schnitt neben dem BasisphenoidKnochen.</li>
	<li>Wiederholen Sie dies auf der linken Seite des temporalen Knochens/Okzipitalknochens (Abbildung 2A).</li>
	<li>Biegen Sie den "V" Bereich des Schädels nach unten mit dem Meißel. Belichten Sie den gesamten Rhombencephalonbereich des Gehirns (Kleinhirn und Hirnstamm) (Abbildung 2B).</li>
	<li>Aushöhlen Sie den Hirnstamm und Kleinhirn mit Schere und Zange. Entfernen Sie alle verbleibenden Stücke aus dem Schädel, wenn der Hirnstamm und das Kleinhirn nicht in einem Stück herauskamen.</li>
</ol>3. Dorsale Methode
HINWEIS: Wenn die Probe eine schlechte Enthauptung hat (foramen magnum nicht sichtbar) und der Hals während der Nekropsie nicht leicht entfernt werden kann oder wenn eine Schädigung des Kleinhirns vermutet wird, sollte die dorsale Methode verwendet werden.
<ol><li>Positionieren Sie die Probe dorsal mit der Nase, die distally auf den Rücken von BSC gerichtet ist.</li>
	<li>Mit Tumor tenacula, greifen Sie den linken zeitlichen Muskel mit Zähnen von Tenacula und sperren, indem Sie den Griff drücken.</li>
	<li>Schneiden Sie den zeitlichen Muskel bis auf den Knochen mit scharfen Schnitzmesser.</li>
	<li>Drehen Sie die Probe um 180° mit Tenacula und Messer (nicht Hand) und wiederholen Sie den Prozess auf dem gegenüberliegenden zeitlichen Muskel. Setzen Sie den Schädel aus.</li>
	<li>Positionieren Sie einen Meißel in einem 45°-Winkel mit dem Eckpunkt des Meißels in der Mitte des Schädels an der Stelle des parietalen und intraparietalen Knochens.</li>
	<li>Schlagen Sie die Oberseite des Meißels mit einem Hammer, bis eine horizontale Öffnung auf der oberen Hälfte des Schädels an parietalen Knochen gemacht wird.</li>
	<li>Drehen Sie die Probe um 180° und wiederholen Sie den Vorgang auf der gegenüberliegenden Seite.</li>
	<li>Setzen Sie den Punkt des Meißels in das Ende des Schnitts 1 (Abbildung 3A) und bei 90° der horizontalen Öffnung ein. Schlagen Sie mit dem Hammer, bis die Öffnung okzipitalen Knochen erreicht (ca. 10 cm je nach Größe der Probe).</li>
	<li>Die Probe rollen und auf der gegenüberliegenden Seite am Ende von Schnitt 2 wiederholen. HINWEIS: Mit Exemplar dorsal und Nase in Richtung der Rückseite von BSC positioniert, die Öffnungen im Schädel ähneln einem umgedrehten "U".</li>
	<li>Setzen Sie die Zähne der Tenacula in den Schädel an der Unterseite des "U" und hebeln Sie sich selbst an. Expose das kaudale Ende des Großhirns und des Kleinhirns (Abbildung 3B).</li>
	<li>Verwenden Sie die Schere als Schaufel und hebeln Sie das gesamte Kleinhirn aus dem Hohlraum heraus.</li>
	<li>Verwenden Sie Gewebezangen, um den Hirnstamm aus dem Foramen herauszukitzeln.</li>
</ol>4. Große Tiermethode
<ol><li>Positionieren Sie die Probe so, dass der dorsale Teil des Schädels mit der Nekropsieoberfläche in Kontakt mit dem kaudalen Teil des Schädels und Foramen magnum gegenüber dem Techniker steht.</li>
	<li>Setzen Sie das modifizierte Stilettomesser so weit wie möglich in das Foramenmagnum zwischen Rückenmark und Rückenmarksmeningen ein.</li>
	<li>Score um das Rückenmark, um das Kleinhirn und Gehirn Stamm von den Spinalmeningen zu trennen. Nachdem das Messer durch das Foramen magnum eingeführt wurde, winkeln Sie das Messer vorsichtig, um so weit wie möglich am Schädel entlang zu folgen.</li>
	<li>Legen Sie einen Chemiespachtel oder einen dünnen, lang gehandhabten Löffel in den Raum zwischen Dem Neuralgewebe und den Spinalmeningen ein.</li>
	<li>Sonde um das Rückenmark und Kleinhirn, um sicherzustellen, dass die Verbindung zu den Wirbelsäulenmeningen durchtrennt wurde.</li>
	<li>Halten Sie den Hirnstamm mit Zange. Mit der anderen Hand, den Löffel rostral dann dorsal vorrücken, um das Kleinhirn zu schöpfen. Ziehen Sie gleichzeitig mit der Zange auf den Hirnstamm zurück und schaufeln Sie das Kleinhirn mit dem Löffel aus. HINWEIS: Es kann mehr als einen Versuch dauern, um angemessenes Kleinhirn für Tollwuttests zurückzugewinnen.</li>
</ol>5. Postnekropsie
<ol><li>Entsorgen Sie alle Einwegmaterialien (Handschuhe, Pads, Arbeitsbereichsbeläge) und ungenutzte Gewebe in biogefährlichen Abfällen.</li>
	<li>Reinigen und desinfizieren Sie alle Instrumente mit dem verfügbaren Verfahren (z.B. industrielle Spülmaschine, Autoklav, chemisches Desinfektionsmittel, Kochen).</li>
	<li>Reinigen und desinfizieren Sie alle Arbeitsflächen mit 20% Bleichmittel und/oder 70% Ethanol.</li>
</ol>

<ol><li>Centers for Disease Control and Prevention (CDC). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((West+Nile+virus+activity+-+United+States%2C+2009%5BTitle%5D)+AND+%22MMWR+Morbidity+and+Mortality+Weekly+Report%22%5BJournal%5D)">West Nile virus activity - United States, 2009.</a> MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).</li>
<li>McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B. Jr, Gray, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humans+and+cattle%3A+A+review+of+bovine+zoonoses%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+and+Zoonotic+Diseases%22%5BJournal%5D)">Humans and cattle: A review of bovine zoonoses.</a> Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).</li>
<li>Spickler, A. R. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases">https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases</a> (2019).</li>
<li>Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aerosol+generation+during+bone-sawing+procedures+in+veterinary+autopsies%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology%22%5BJournal%5D)">Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies.</a> Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).</li>
<li>Green, F. H. Y., Yoshida, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristics+of+aerosols+generated+during+autopsy+procedures+and+their+potential+role+as+carriers+of+infectious+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Occupational+and+Environmental+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents.</a> Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).</li>
<li>Barrat, J. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarrat%2C+J+%22Laboratory+techniques+in+Rabies+4th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 4th Edition</a>. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. , World Health Organization. 425-427 (1996).</li>
<li>Ness, S. L., Bain, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+to+perform+an+equine+field+necropsy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Association+of+Equine+Practitioners%22%5BJournal%5D)">How to perform an equine field necropsy.</a> American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).</li>
<li>Animal & Plant Health Agency. Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance. , Available from:
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<li>New York State Department of Health, Wadsworth Center. Rabies reports. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports">https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports</a> (2019).</li>
<li>CDC. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf">https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf</a> (2019).</li>
<li>Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surveillance+for+lesions+of+bovine+spongiform+encephalopathy+in+U.S.+cattle%5BTitle%5D)+AND+%22Developments+in+Biological+Standardizations%22%5BJournal%5D)">Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle.</a> Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).</li>
<li>Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eastern+equine+encephalitis+in+puppies+in+Michigan+and+New+York+states%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Veterinary+Diagnostic+Investigation%22%5BJournal%5D)">Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states.</a> Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).</li>
<li>Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clarifying+indeterminate+results+on+the+rabies+direct+fluorescent+antibody+test+using+real-time+reverse+transcriptase+polymerase+chain+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Health+Reports%22%5BJournal%5D)">Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction.</a> Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).</li>
<li>Chapter 7. Brain removal. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+techniques+in+Rabies+5th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 5th Edition</a>. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. , World Health Organization. 67-72 (2018).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Proben, die für Tollwutnekropsie eingereicht werden, haben oft eine Vorgeschichte von klinischen Symptomen, die mit einer neurologischen Erkrankung vereinbar sind. Das Vorhandensein einer klinischen Erkrankung kann mit einer Vielzahl von Erkrankungen verbunden sein, einschließlich Zoonoseerkrankungen, was das Risiko für das Personal einer im Labor erworbenen Infektion erhöht. Um diese Risiken zu reduzieren, wurden Techniken implementiert, die den Umgang mit und die Manipulation von Proben verringern.
<p class="jove_c...

Die Arbeit am Nekropsieboden eines Tollwutlabors ist von Natur aus gefährlich. Manchmal kommen Proben mit eingebetteten Stachelschwein-Quills, Fremdkörpern wie Pfeilen/Bullets/Pellets oder freiliegenden Knochenscherben an, die in die schützende Versandfolie eindringen können. Unsachgemäße Verpackungen können zu Leckagen führen und Personen gefährden, die Proben auspacken. Neben körperlichen Verletzungen riskieren Nekropsietechniker die Exposition gegenüber unbekannten zoonotischen Infektionserregern aus dem ZNS und Körperflüssigkeiten der Proben. Darüber hinaus können Von der Probe getragene Ektoparasiten andere Zoonoseerkrankungen übertragen, da Flöhe und Zecken häufig bei eingereichten Tieren zu sehen sind. Je nach geographischer Lage und Arten betroffen die Krankheiten ausgesetzt variieren. Arboviren wie Eastern Equine Encephalitis Virus (EEEV) oder West-Nil-Virus (WNV), Zecken übertragene Krankheiten einschließlich Lyme-Borreliose oder Tularämie, Bakterien verursachen Q-Fieber oder Tuberkulose, und infektiöse Prionen nennen eine kleine Anzahl der möglichen Gefahren1 , 2 , 3.
Der Zweck dieser Methoden ist es, sichere und effiziente Nekropsie-Techniken mit Instrumenten zu demonstrieren, die das Potenzial für Aerosolisierung im Gegensatz zu Elektrowerkzeugen oder Sägen minimieren4,5. Üblicherweise erfordert die Nekropsie von Kleintieren im Tollwutlabor das Abschneiden der Schädelmuskeln und die Verwendung von Hammer und Meißel, um den kaudalen dorsalen Teil des Kalbs zu öffnen6. Entfernen dieses Bereichs von Calvarium setzt das Hinterhirn, einschließlich der gesamten Kleinhirn und Schädel Hirnstamm. Modifizierte Nekropsietechniken können auf dem ventralen Teil des Schädels durchgeführt werden, um die großen Schädelmuskeln und dickere Bereiche des Schädels zu vermeiden. Diese modifizierten Nekropsietechniken sind jedoch nur möglich, wenn die Probe ohne Halswirbel ist.
Ebenso kann Hirngewebe bei großen Tieren entfernt werden, indem die Schädelmuskeln getrennt und der kaudale dorsale Teil des Schädels geöffnet wird7. Erhebliche Anstrengungen sind erforderlich, um das Kleinhirn und den Hirnstamm freizulegen, da die Schädel größerer Tiere in der Regel dicker sind. Um ein Eindringen in den Schädel zu vermeiden, wird der Kopf eines großen Tieres so positioniert, dass der ventrokaudale Teil des Schädels dem Techniker zugewandt ist. Mit modifizierten Instrumenten werden Kleinhirn und Hirnstamm durch das Foramen magnum entfernt. Dies ähnelt der vom TSE-Referenzlabor der Europäischen Union für transmissible spongiforme Enzephalopathie (TSE)-Untersuchungen empfohlenen Methode zur Probenerfassung8. Cranial Wirbel sollten vorher entfernt werden, um den Zugang zum Foramen magnum zu ermöglichen.
Die Anwendung dieser Techniken ist für entsprechend ausgebildete Techniker in Tollwutlaboratorien von Vorteil. Da das Tollwutlabor Proben in verschiedenen Größen erhält, von Jungfledermäusen bis hin zu erwachsenen Zugpferden9, hat der Techniker mehrere Methoden zur Auswahl, die auf den individuellen Umständen basieren. Die Methode, die für ein großes Tier demonstriert wird, ist auch für Tierärzte geeignet, die Nekropsien auf dem Feld durchführen, da die Verschiffung eines ganzen großen Tierkopfes für Tollwuttests umständlich und kostspielig ist. Die Implementierung dieser Techniken wird die Sicherheit verbessern, indem das Potenzial der Aerosolproduktion verringert, der Umgang mit der Probe reduziert und Verarbeitungszeit gespart wird. Da das Feld jedoch nicht die gleichen Vorteile hat wie ein Labor, das speziell für Tollwuttests eingerichtet wurde, ist es von wesentlicher Bedeutung, dass sich alle Änderungen an diesen Verfahren auf die Sicherheit konzentrieren, insbesondere auf die Verwendung persönlicher Schutzausrüstungen (PSA).

<table><tbody><tr><td>Chemielöffel</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gebogene, scharf-stumpfe Mayo-Schere</td><td>Sklar</td><td>14-2055</td><td>Sklar Operationsschere 5-1/2 Zoll Premium OR Grade Edelstahl Fingerring Griff Gebogen Scharf/Stumpf</td></tr><tr><td>Großes, scharfes Tranchiermesser in Restaurantqualität</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>8" Gewelltes Allzweckmesser, weißer Griff</td></tr><tr><td>Verriegelung Tumor-Tenacula</td><td>Diamond Scientific und Surgicals</td><td>N/A</td><td>Czerny Tenaculum Forcep</td></tr><tr><td>Modifiziertes Stilettomesser (6,5 Zoll lange Klinge, Tranchiermesser geschliffen auf 0,5 Zoll Breite)</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>Modifiziertes 8" Scalloped Universalmesser, weißer Griff</td></tr><tr><td>Orthopädischer Schlägelhammer</td><td>Mortech</td><td>N/A</td><td>Postmortem Hammer mit Haken</td></tr><tr><td>Scharfer Ratsmann orthopädischer Knochenmeißel</td><td>Shandon</td><td>60-5</td><td>Ratsmeißelklinge: 2 Zoll x 2,25 Zoll Standard 7 Zoll</td></tr><tr><td>Geschärfter Esslöffel oder anderer Löffel mit langem Griff</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Verbandzange mit glatter Spitze ohne Zähne</td><td>Shandon</td><td>63-03</td><td>Shandon Broad Point Verband Daumenzange</td></tr><tr><td>Puderfreie latexfreie Handschuhe</td><td>Alle</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Schutzbrille, Schutzbrille oder Gesichtsschutz</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chirurgie oder N-95-Maske</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kraftpapier, Metzgerpapier, saugfähige Unterlage usw</td>. <td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

tollwut-nekropsie-techniken bei großen und kleinen tieren

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

Das Tollwutlabor des New York State Department of Health (NYSDOH) erhält jährlich zwischen 6.000 und 9.000 Exemplare und führt Tollwuttests für den gesamten Bundesstaat durch, mit Ausnahme von New York City. Das Tollwut-Labor nekroropisiert eine Vielzahl von Tieren von Fledermäusen bis zu Bovids. Die meisten dieser Exemplare sind Tiere, die neurologische Symptome aufweisen, jedoch testen weniger als 10% tatsächlich positiv auf Tollwut; Trauma, Läsionen oder andere Infektionserreger als Ursache dieser Symptome. Aufgrund des Risikos, nicht diagnostizierte Infektionserreger zu aerosolisieren, verwendet das Tollwutlabor keine Elektrowerkzeuge oder Sägen. Für Tiere, deren Schädel mit einer Schere undurchdringlich sind, werden drei Nekropsietechniken vorgestellt. Das Labor hat diese Techniken implementiert, um die potenzielle Exposition gegenüber Infektionserregern zu verringern, unnötige Manipulationen der Probe zu vermeiden und die Verarbeitungszeit zu verkürzen. Die Vorteile einer bevorzugten Technik im Gegensatz zu einer anderen unterliegen der geschulten Einzelverarbeitung der Probe.

Alle terrestrischen Proben, die zwischen dem 31. Januar 2019 und dem 28. Februar 2019 mit Schädeln eingereicht wurden, hatten Informationen über das Vorhandensein eines Halses und die Methode der Nekropsie gesammelt. In dieser Zeit wurden 170 Köpfe mit 18 vertretenen Arten verkropiert. 52% (89/170) wurden ordnungsgemäß enthauptet. Die übrigen hatten mindestens einen Wirbel, darunter drei Ganzkörperproben, angebracht. Die ventrale Methode wurde 75% (128/170) der Zeit verwendet, davon waren...

Ziel dieses Protokolls ist es, sichere Nekropsietechniken bei kleinen und großen Tieren zu demonstrieren, um zufriedenstellende Gewebeproben für Tollwuttests zu erhalten.

Tollwut-Nekropsie-Techniken bei großen und kleinen Tieren

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

Gewebesammlung für Tollwuttests hat sowohl offensichtliche als auch unoffensichtliche Gefahren. Der Techniker muss die sichersten verfügbaren Methoden anwenden und die richtige persönliche Schutzausrüstung tragen. Diese Protokolle bieten sichere Nekropsietechniken ohne Verwendung von Elektrowerkzeugen oder Sägen, wodurch die Produktion von Aerosolen minimiert wird.Das große Tierprotokoll kann auch vor Ort durchgeführt werden. Die Verwendung der Methode zur Entnahme von Großtieren im Feld eliminiert die Herausforderung, einen tierkopf mit einem Gewicht von bis zu 45 Kilogramm ins Labor zu transportieren. Die Methode des großen Tieres ähnelt dem europäischen Protokoll für die rücksende Probeentnahme bei der übertragbaren spongiformen Enzephalopathie und kann für jede Untersuchung mit Dem Hirnstamm und Kleinhirn verwendet werden.Um das Kleinhirn und den Hirnstamm nach der ventralen Methode abzurufen, positionieren Sie die Proben-Ventralseite mit der Nase, die distal zur Rückseite des Biosicherheitsschranks gerichtet ist. Mit einem orthopädischen Schlägel in der dominanten Hand und einem Ratsmeißel in der anderen Hand positionieren Sie den Meißel in einem 45-Grad-Winkel mit dem Eckpunkt zum Meißel in der V-förmigen Öffnung zwischen der rechten Seite der temporalen und okzipitalen Knochen. Schlagen Sie die Oberseite des Meißels mit dem Schlägel, bis sich die beiden Knochen trennen.Und machen Sie einen Schnitt neben dem Basisphenoid Knochen. Trennen Sie die zeitlichen und okzipitalen Knochen auf der linken Seite der Probe, wie gerade gezeigt. Und verwenden Sie den Meißel, um den V-Bereich des Schädels nach unten zu biegen, um den gesamten Rhombencephalonbereich des Gehirns freizulegen.Verwenden Sie dann Schere und Zange, um das Hirnstamm und Kleinhirn auszuhöhlen, und entfernen Sie bei Bedarf alle verbleibenden Gewebeteile aus dem Schädel. Wenn die Probe die ventrale Retrievalposition nicht zulässt, wird die Probe dorsal positioniert, wobei die Nase distal auf die Rückseite des Biosicherheitsschranks gerichtet ist. Und verwenden Sie eine Tumor-Tenacula, um den linken zeitlichen Muskel mit den Zähnen der Tenacula zu erfassen.Drücken Sie den Griff, um die Zähne um das Gewebe zu verriegeln und verwenden Sie ein scharfes Schnitzmesser, um den zeitlichen Muskel bis auf den Knochen zu schneiden. Drehen Sie die Probe um 180 Grad mit dem Tenacula und dem Messer und wiederholen Sie den Schnitt auf dem gegenüberliegenden temporalen Muskel, um den Schädel freizulegen. Bringen Sie den Kopf in seine ursprüngliche Ausrichtung zurück und platzieren Sie den Meißel in einem 45-Grad-Winkel mit dem Eckpunkt zum Meißel in der Mitte des Schädels an der Stelle der parietalen und intraparietalen Knochen.Und schlagen Sie die Spitze des Meißels mit dem Schlägel, bis eine horizontale Öffnung auf der oberen Hälfte des Schädels am parietalen Knochen gemacht wird. Drehen Sie die Probe um 180 Grad und machen Sie eine Öffnung auf der gegenüberliegenden Seite des Schädels, wie gerade gezeigt. Positionieren Sie den Kopf nach Bedarf, um den Punkt des Meißels in das Ende des ersten Schnitts in einem 90-Grad-Winkel zur horizontalen Öffnung einzufügen, und schlagen Sie den Meißel, bis die Öffnung den Okzipitalknochen erreicht.Rollen Sie die Probe, um eine Öffnung auf dem gegenüberliegenden okzipitalen Knochen in der gleichen Weise zu machen. Die Öffnungen im Schädel sollten einem auf den Kopf stehenden U.Insert die Zähne des Tenacula in den Schädel an der Unterseite des Sie ähneln und den Knochen nach hinten ziehen, um das kaudale Ende des Großhirns und des Kleinhirns freizulegen. Verwenden Sie dann die Schere als Schaufel, um das gesamte Kleinhirn aus dem Hohlraum herauszuhebeln.Und verwenden Sie Gewebezangen, um das Hirnstamm aus dem Foramen herauszukitzeln. Positionieren Sie die Probe bei großem Tierkleinhirn und Hirnstammsokso, so dass der dorsale Teil des Schädels mit der Nekropsieoberfläche in Berührung kommt. Mit dem kaudalen Teil des Schädels und Foramen Magnum mit Blick auf die Vorderseite des Biosicherheitsschranks.Greifen Sie den Hirnstamm mit Zangen. Legen Sie ein modifiziertes Stilettomesser so weit wie möglich in das Foramenmagnum zwischen Rückenmark und Rückenmarksmeningen ein und durchforsten Sie das Rückenmark, um das Kleinhirn und das Hirnstamm von den Wirbelsäulenhirnen zu trennen. Ziehen Sie dann den Stiel mit Einer Zange aus dem Foramen.Wenn das Messer durch das Foramen magnum eingeführt wurde, winkeln Sie die Klinge vorsichtig so weit wie möglich entlang des Schädels und legen Sie einen Metallspachtel oder Messer mit einem langen ausreichenden Griff ein, um unter dem Gehirn in den Raum zwischen dem Neuralgewebe und den Wirbelsäulenhirnen zu gelangen. Sonde um das Kleinhirn, um sicherzustellen, dass Verbindungen zu den Wirbelsäulenhirnen getrennt wurden. Wenn die Meningen vollständig abgetrennt wurden, rücken die Spachtel rostral und dorsal vor, um das Kleinhirn zu schöpfen.Dann das Kleinhirn mit dem Spachtel aushöhlen. Alle terrestrischen Proben, die zwischen dem 31. Januar 2019 und dem 28. Februar 2019 mit Schädeln eingereicht wurden, hatten Informationen über das Vorhandensein eines Halses und die Methode der Nekropsie gesammelt. In dieser Zeit wurden 170 Köpfe mit 18 vertretenen Arten verkropiert.52 % wurden ordnungsgemäß enthauptet. Die übrigen hatten mindestens einen Wirbel, darunter drei Ganzkörperproben, angebracht. Die ventrale Methode wurde 75% der Zeit verwendet.Davon waren die Hälse auf 49 vorhanden. Drei große Tiere wurden eingereicht, und in zwei Fällen wurde das große Tierprotokoll verwendet. Ein Eichhörnchen wurde mit einem zerquetschten Schädel eingereicht und einfach die Haut wegschneiden, das Gehirngewebe freigelegt, so dass keine der gezeigten Methoden verwendet wurde.Die Gewebe, die zur Herstellung von Mikroskopie-Dias verwendet werden und aus molekularen Methoden extrahiert werden, wenn mehrere Tiere verarbeitet werden, vermeiden Kreuzkontaminationen mit neuen Handschuhen und einem sauberen Arbeitsbereich. Seien Sie vorsichtig bei der Durchführung dieser Protokolle, da die Proben mit Tollwutvirus oder anderen Zoonoseerkrankungen infiziert sein können. Beachten Sie, dass auch scharfe Objekte innerhalb der Proben vorhanden sein können.

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Forschung

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Neurowissenschaften

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Hochauflösende 3D-Bildgebung der Tollwut-Virusinfektion im lösungsmittelfreien Hirngewebe

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Ein Pan-Lysavirus verschachtete Umkehr-Transkription Polymerase-Kettenreaktion wurde entwickelt, um speziell alle bekannten Lyssaviren zu erkennen. Die Validierung mit Tollwut-Hörnproben verschiedener Tierarten ergab, dass diese Methode eine Empfindlichkeit und Spezifität hat, die dem Gold-Standard-Fluoreszenz-Antikörper-Test entspricht und für die routinemäßige Tollwutdiagnostik verwendet werden könnte.

Bewertung einer universellen, veralteten Transcription Polymerase Chain Reaction zur Erkennung von Lyssaviren

Wir präsentieren ein vollständiges Protokoll zur postmortalen Diagnose von Tiertollwut unter Feldbedingungen mit Hilfe eines schnellen immunchromatographischen diagnostischen Tests (RIDT), von der Probenahme der Hirnbiopsie bis zur endgültigen Interpretation. Wir beschreiben auch weitere Anwendungen mit dem Gerät für molekulare Analyse und virale Genotypisierung.

Field Postmortem Rabies Rapid Immunochromatographischer Diagnostischer Test für ressourcenbegrenzte Einstellungen mit weiteren molekularen Anwendungen

Dieses Protokoll stellt einen qRT-PCR-basierten Ansatz zur Bestimmung der Virus-Nukleoprotein (N)-Genkopienummer innerhalb verschiedener anatomischer Rinderhirnstrukturen unter Verwendung von In-vitro-Transkription dar.

Quantifizierung des Tollwutvirus in verschiedenen Rinderhirnstrukturen

Dieses Protokoll demonstriert den Echtzeit-Assay für die Reverse-Transkriptase-Polymerase-Kettenreaktion (RT-PCR) des Pan-Lyssavirus LN34 von der Gewebeentnahme bis zur Ergebnisinterpretation, einschließlich Aktualisierungen von Primersequenzen und Formulierungen zur Verbesserung der Assay-Leistung für einige Nicht-Tollwut-Lyssaviren und Hasentiere. Wir demonstrieren auch den Assay-Aufbau für ein Single-Well-LN34-Multiplexformat (LN34M).

Postmortale Diagnose von Tollwut bei Tieren mit dem aktualisierten, multiplexierten LN34 Echtzeit-Reverse-Transkriptase-Polymerase-Kettenreaktionsassay

Lernen Sie sichere Nekropsietechniken zur Tollwutdiagnostik bei kleinen und großen Tieren. Diese manuellen Methoden minimieren Aerosolbildung und schützen Laborpersonal bei der Hirngewebeentnahme.

Tollwut-Nekropsie-Techniken bei großen und kleinen Tieren

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