Name: Ein Mausmodell der Vaskularisierten Heterotopischen Spleen-Transplantation für das Studium der Zauberzellen und der Transplantation von Transplantationen in der Lagen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-06-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 4 s
Description: Erfahren Sie die vaskularisierte heterotope Milztransplantation bei Mäusen zur Untersuchung von Milzzelldynamik und Transplantationsimmunität. Dieses Modell ermöglicht präzise Analysen immunologischer Mechanismen.

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Die Autoren danken dem Comprehensive Transplant Center der Northwestern University und dem Programm der Feinberg School of Medicine Research Cores für die Ressourcen-und Förderförderung. Insbesondere wurden die Flow-Cytometrie und Histologie von der Nordwestuniversität Flow Cytometry Core Facility und Mouse Histology und Phenotyping Laboratory erbracht, die beide von NCI P30-CA060553 unterstützt werden, die an den Robert H verliehen wurden. Lurie Comprehensive Cancer Center. Wir danken Herrn Nate Esparza für die Lektüre dieses Manuskripts.

Alle Verfahren und die Verwendung von Tieren wurden nach Protokollen durchgeführt, die vom Ausschuss für Tierpflege und-nutzung der Northwestern Universität (IACUC) genehmigt wurden. In dieser Studie wurden 8 bis 10 Wochen alte männliche CD45.2 und CD45.1-Mäuse (beide auf BALB/Hintergrund, aus dem Jackson-Labor) als Milzspender und-empfänger verwendet, um syngenice Milztransplantationsmodelle zu erstellen. Alle Tiere wurden in der sterilen Umgebung in den Tieranlagen der Northwestern University untergebracht. Das Augenschmiermittel wurde auf alle Mäuse nach der Betäubung aufgetragen, um Trockenheit zu verhindern.
1. Chirurgische Zubereitung, Anästhesie und Analgesie Regimen
<ol><li>Legen Sie einen sterilen Einwegdrape (45,7 cm x 66 cm) auf die OP-Plattform. Günstig greifen Sie die Maus, injizieren Sie Ketamin (50 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg) intraperitoneal (i.p) für die Anästhesie, und injizieren 0,05 mg/kg Buprenorphin subkutan für die Analgesie.</li>
	<li>Stellen Sie die Tiefe der Anästhesie durch Zehenspinke, rasieren Sie das Haar im gesamten Bauchbereich mit einem Rasiermesser und platzieren Sie die Maus auf der sterilen chirurgischen Plattform unter dem Operationsmikroskop bei 6-10x Vergrößerung.</li>
</ol>2. Donor Spleen Harvest
<ol><li>Sterilisieren Sie den Bauch mit einem Alkohol-Prep-Pad, sichern Sie die Gliedmaßen mit chirurgischem Klebeband, und machen Sie einen 3-4 cm mittleren Mittelzeige-vertikalen Hautschnitt von den Pubis zum Xiphoid-Prozess mit einer Schere.</li>
	<li>Die Bauchwand mit sterilen Retraktoren aus Papierklammern zurückziehen. Bewegen Sie den Darm auf die rechte Flanke des Bauches (Chirurge links) Seite mit einem sterilen Baumwollschwab, um die Milz zu entlarven. Die kurze Magenvene, die an der Milz befestigt ist, mit einer sterilen Niedertemperaturkammtion(Abbildung 1A) vorsichtig. Ein Stück sterile Gaze mit 37 ° C Salz über die Milz eingeweicht, damit sie feucht bleibt (Abbildung 1B).</li>
	<li>Die Portalvene vom Bauchspeicheldrüsengewebe trennen und mobilisieren (Abbildung 1C), indem die Portalvene (überlegene Bauchspeicheldrüsen-und rechte Magenvene) ligiert wird; Platzium eine Naht um die Portalvene distal von der prächtigen Vene (Abbildung 1D).</li>
	<li>Drehen Sie die Milz nach rechts, um den Aorta und den Zöliakie-Stamm mit der prächtigen Arterie(Abbildung 1E) zu entlarven. Die asortisch-zeliakult-prächtige Arterie zu zerkleinern und zu mobilisieren, indem die Leber-und Magenarterie ligiert wird; Eine Naht um die Aorta in der Nähe der Zöliakie-Arterie (Abbildung 1F-G) legen.</li>
	<li>Injektieren Sie 100 internationale Einheiten (IU), die in die untere vena cava (IVC) hepariniert werden, um den ganzen Körper zu heparinieren und 3 Minuten zu warten, um sicherzustellen, dass die Heparin-Wirkung wirkt. Ligieren Sie die Aorta in der Nähe der Zöliakie, transect die Portalvene, und dann parfümieren Sie den ganzen Körper mit 10 mL heparinierter Kälte (4 ° C) Salz (10 mL/20 s) von der abdominalen Aorta distal bis Zöliakie (Abbildung 1H).</li>
	<li>Sammeln Sie die Milz graft en bloc mit dem zugehörigen Aortic-Zöliak-Sechn-Segment und die Portalvene zusammen mit einem Segment von prächtige Vene und einem kleinen Teil der Bauchspeicheldrüsengewebe. Vor der Transplantation in 5 mL von 4 ° C Salz aufbewahren. Sterbegedanke der Maus durch zervikale Dislokation.</li>
</ol>3. Rekzeppient Splenektomie und Spleen Graft Implantation
<ol><li>Legen Sie ein Heizpolster auf die OP-Plattform und stellen Sie die Temperatur auf 37 ° C ein. Legen Sie einen sterilen Drahter (45,7 cm x 66 cm) auf das Heizungspolster, um eine sterile OP-Plattform zu schaffen. Wiederholen Sie die Schritte 2.1 und 2.2 für die chirurgische Vorbereitung und Betäubung. Machen Sie einen 3-4 cm mittleren Schnitt und ziehen Sie die Bauchwand zurück, wie in Schritt 2.1 und Schritt 2.2 beschrieben.</li>
	<li>Begetucht den Darm mit einem sterilen Wattestäbchen auf die rechte Seite der Maus, um die Milz des Empfängers zu entlarven. Die prächtigen Ader und die Arterie abspülen und die Milz entfernen.</li>
	<li>Den Darm vorsichtig auf die linke Seite der Maus bewegen und den Darm mit feuchter Gaze bedecken (mit sterilen 37 ° C Salz getränkt). Die Lendenwirbelsäule der Infrarandaorta und des IVC zerlegen und einordnen; Die Infrarenaorta und das IVC mit zwei 4-mm-Mikrovaskulationsklemmen verkrießen.</li>
	<li>Legen Sie eine 11-0 Nylon-Nylonnaht durch die Infrarenaorta (eine volle Dicke) und ziehen Sie sich zurück, um eine elliptische Aortotomie durch einen einzigen Schnitt mit Mikroscheren zu erstellen (die Länge sollte dem Durchmesser der Spenderaorta entsprechen, Abbildung 2A). Durchstechen Sie das IVC mit einer 30-G-Nadel, um eine elliptische Venotomie zu erstellen und die Öffnung zum Spenderportal mit Hilfe der Mikroschere mit einer Venenlänge zu verlängern.</li>
	<li>Reinigen Sie das intraluminale Blut oder Blutgerinnsel (in der Aorta und IVC) mit 500 μL heelisierter Saline (10 Units/ml).</li>
	<li>Legen Sie die Milz Graft in die rechte Flanke des Empfängers Maus Bauch; Die Aortenmanschette des Spenders und die Portalvene des Spenders sorgfältig identifizieren. Nachdem Sie darauf geachtet haben, dass die Gefäße nicht verdreht sind, bedecken Sie die Milz mit einer mit kalten (4 ° C) getränkten Sorte.</li>
	<li>Verbinden Sie die Aortenmanschette des Spenders mit der proximalen und distalen Spitze der Aortaotomie des Empfängers mit zwei Aufenthaltsnähten (11-0 Nylonnähte, wie unten) (Abbildung 2B, C). Machen Sie eine Anastomose mit 2-3 Bissen von ununterbrochenen 11-0 Nylonnahten zwischen der Aortenmanschette des Spenders und der Aortaotomie des Empfängers(Vorderwand) (Abbildung 2D). Drehen Sie die Milz auf die linke Seite des Empfängers umdrehen; Machen Sie die Anastomose zwischen der Aortenmanschette des Spenders und der Aortotomie des Empfängers (hintere Wand) (Abbildung 2E).</li>
	<li>Führen Sie eine Anastomose durch, um die Portalvene des Spenders mit der hinteren Wand des IVC des Empfängers zu verbinden, wobei 4 bis 5 Bisse durchgängige Nähte auf der Innenseite des IVC verwendet werden und dann die Naht auf der Außenseite des IVC geschlossen wird (Abbildung 2F, G).</li>
	<li>Lassen Sie die Gefäßklemmen und verwenden Sie sterile Baumwollschweine zu Tamponade Blutungen, bis die Milzfarbe wiederhergestellt ist (Abbildung 2H).</li>
	<li>Schließen Sie den Bauch mit einer 5-0 synthetisch absorbierbaren Vicryl-Naht in einem durchgehenden Muster. Schließen Sie die Hautschicht mit einer 5-0 Nylonnaht in einem unterbrochenen Muster. NOTE: Für die Schritte 4.7-4.8, alternativ, eine Anastomose zwischen der Portalvene des Spenders und dem IVC des Empfängers zuerst (Schritt 4.8); Machen Sie dann eine Anastomose zwischen der Aortenmanschette des Spenders und der hinteren Wand der Aortotomie des Empfängers, mit 2 bis 3 kontinuierlichen Nähten im Inneren der Aorta und schließen Sie die Naht an der Außenseite der Aorta.</li>
</ol>4. Tiererholung
<ol><li>Nach dem Schließen des Bauches 1 ml warme Saline subkutan über 4 verschiedene Stellen (0,25 mL/Lage) einspritzen.</li>
	<li>Halten Sie die Maus in einem temperaturgesteuerten Inkubator (30 ° C) für die ersten Stunden nach der Operation, überwachen Sie die Maus, bis sie genügend Bewusstsein zurückgewonnen hat, und dann übertragen Sie die Maus in einen neuen sauberen Käfig mit regelmäßigem Essen und Wasser, mit einem Heizkissen (30 ° C ) unter dem Käfig. Halten Sie die Maus nach der Operation in einem separaten Käfig.</li>
</ol>5. Postchirurgisches Schmerzmanagement
<ol><li>Injektieren Sie 0,05 mg/kg Buprenorphin subkutan 24 h und 48 h nach der Operation, um Schmerzmittel zu erhalten.</li>
</ol>

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<li>Robbins, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extramedullary+hematopoiesis+generates+Ly-6C%28high%29+monocytes+that+infiltrate+atherosclerotic+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Extramedullary hematopoiesis generates Ly-6C(high) monocytes that infiltrate atherosclerotic lesions.</a> Circulation. 125 (2), 364-374 (2012).</li>
<li>Kim, E., Yang, J., Beltran, C. D., Cho, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+spleen-derived+monocytes%2Fmacrophages+in+acute+ischemic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Role of spleen-derived monocytes/macrophages in acute ischemic brain injury.</a> Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 34 (8), 1411-1419 (2014).</li>
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<li>Tian, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spleen+contributes+importantly+to+myocardial+infarct+exacerbation+during+post-ischemic+reperfusion+in+mice+via+signaling+between+cardiac+HMGB1+and+splenic+RAGE%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Research+in+Cardiology%22%5BJournal%5D)">The spleen contributes importantly to myocardial infarct exacerbation during post-ischemic reperfusion in mice via signaling between cardiac HMGB1 and splenic RAGE.</a> Basic Research in Cardiology. 111 (6), 62(2016).</li>
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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Begabende Hinweise deuten darauf hin, dass lärm abgeleitete Monozyten eine wichtige Rolle bei sterilen Entzündungsprozessenwie Atherosklerose 19, akuter ischämischer Hirn-20 oder Lungenverletzung18sowie Myokardverletzungen bei I/R spielen und Umbau21,22,23. In diesen Berichten wird die Rolle der Milz bei vielen chronischen Krankheiten hervorgehoben, von dene...

Die Milz ist das größte sekundäre Lymphorgan im Körper und ist im Immunsystem und in der hämatopoetischen Systemen entscheidend. Seine Funktionen werden in erster Linie von zwei morphologisch ausgeprägten Fächern, dem roten Fruchtfleisch und dem weißen Fruchtfleisch1, ausgeführt. Das rote Fruchtfleisch ist ein dreidimensionales Geflecht aus venösen Nasennebenhöhlen und splenischen Schnüren, die aus Netzfasern, Netzzellen und zugehörigen Makrophagen bestehen. Diese einzigartige Struktur ermöglicht es dem roten Fruchtfleisch, als effektiver Blutfilter zu wirken, der fremde Materialien und alte oder beschädigte Erythrozyten entfernt. Das weiße Fruchtfleisch umfasst Follikel, Randzone und die periarteriolaren Lymphhüllen (PALS) und ist ein wichtiger Ort für Antigen-Fang und-verarbeitung, Lymphozyten-Homing, Transformation, Proliferation und Reifung2. Dennoch wurde die Milz allgemein als entbehrliches Organ angesehen, da auch andere lymphatische Organe, wie Lymphknoten, einige ihrer Funktionen erfüllen können und der Milzverlust in der Regel nicht zum Tod führt. Die Splenektomie wurde daher als therapeutische Methode für Patienten mit prächtiger Verletzung oder gutartigen hämatologischen Erkrankungen3 durchgeführt. Patienten mit einer Splenektomie sehen sich jedoch einer Reihe von Langzeitkomplikationen gegenüber. Bakterielle Infektionen sind die am besten erkannten Komplikationen der Splenektomie4,5. In jüngster Zeit wurde die überwältigende postsplenektomische Sepsis als intensive Komplikation der Splenektomie mit einer hohen Sterblichkeit assoziiert erkannt 6. Darüber hinaus deuten jüngste epidemiologische Studien darauf hin, dass die Splenektomie mit dem Auftreten von Herz-Kreislauf-Erkrankungen in Verbindung gebracht werden kann,was darauf hindeutet, dass weitere physiologische Funktionen der Milz noch 7,8erforscht werden müssen.
Sowohl Milbenautotransplantation als auch Milzallotransplantation wurden in der Klinik eingesetzt. Derzeit wird die Milz Autotransplantation durch die Implantation von Teilen des prächtigen Gewebes in Beutel,dieim größeren Omanumerzeugtwerden, als die einzige Möglichkeit, die prächtige Funktion nach der traumatischen Splenektomie 9,10zuerhalten. Die Wirksamkeit dieser Operation ist jedoch umstritten, da nach der Operation Komplikationen wie aseptische Nekrose des Splenengewebes und kleine Darm-Obstruktion durch postoperative Haftung auftreten könnten11. Die Milletransplantation ist an der multiviszeralen Transplantation12beteiligt. Klinische Erkenntnisse aus der multiviszeralen Transplantation deuten darauf hin, dass die Milbenallotransplantation eine schützende Rolle bei der Abstoßung von Kleindarm spielen kann, ohne dass eine Graft-versus-Wirst-Erkrankung (GVHD) 12 verursacht wird. Dennoch ist die Literatur über die positive Wirkung der Milzlegierung als Bestandteil der multiviszeralen Transplantation noch begrenzt und die zugrunde liegenden Mechanismen müssen noch definiert werden. Im Jahr 2006 berichtete Yair Reisner et al., dass die Transplantation von embryonalem Milbengewebe Schwein, das keine T-Zellen an Mäuse hat, die Hemophilie A heilen könnte, eine genetische Erkrankung, ohne GVHD13zu verursachen, und die Unterstützung der Milztransplantation, die therapeutische Versprechen in Bestimmte Krankheiten. Daher seien weitere Untersuchungen zum therapeutischen Potenzial der Milztransplantation notwendig.
Tierische Modelle der Milztransplantation sind wertvoll, um die nicht geschätzte Funktion der von Milz abgeleiteten Immunzellen im Krankheitsverlauf zu erforschen und die mögliche therapeutische Wirkung der Milztransplantation zu testen. Experimentelle Vollmilgentransplantationsmodelle sind seit Anfang des 20. Jahrhunderts dokumentiert, wie Cohen14. 1969 beschrieben Coburn Richard J. und Lee et al. die Technik der Milztransplantation in Ratten15,16. In jüngerer Zeit beschrieb Swirski FK et al. ein Mausmodell der Milz Transplantation 17. Im Vergleich zu Rattenmodellen sind Mausmodelle der Milztransplantation aufgrund mehrerer Vorteile attraktiver. Zum Beispiel, indem wir ein Mausmodell verwenden, können wir auf eine große Vielfalt von Reagenzien zugreifen, die nicht verfügbar sind, um die von Rattenmodellen. Darüber hinaus ermöglicht eine syngenförmige Milztransplantation durch den Einsatz von kongenen Mäusen (z.B. Mäuse mit CD45.MP3-Hintergrund), das Schicksal, die Langlebigkeit und die Funktion von Splenozyten 18 zu verfolgen. Auf der Grundlage der Arbeit von Swirski FK et al. 17 haben wir dieses vereinfachte und erweiterte Protokoll der Milztransplantation bei Mäusen weiter etabliert. Das unten beschriebene Protokoll vereint sowohl Zuverlässigkeit als auch Machbarkeit in standardisierter Weise und kann als Werkzeug zur Untersuchung von Milzbiologie und Transplantationsimmunität genutzt werden.

<table><tbody><tr><td>Ketamin</td><td>Wyeth</td><td>206205-01</td><td></td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>139-236</td><td></td></tr><tr><td>Heparinlösung</td><td>Abraxis Pharmaceutical Products</td><td>504031</td><td></td></tr><tr><td>Injektionsqualität normale Kochsalzlösung</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-20</td><td></td></tr><tr><td>70 % Ethanol</td><td>Pharmco Products Inc.</td><td></td><td></td>111000140</tr><tr><td>ThermoCare Intensivstation für Kleintiere</td><td>Thermocare, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adson Pinzette</td><td>Roboz Chirurgische Instrumente</td><td>RS-5230</td><td></td></tr><tr><td>Derf Nadelhalter</td><td>Roboz Chirurgische Instrumente</td><td>RS-7822</td><td></td></tr><tr><td>Extra feine Mikro-Präparierschere</td><td>Roboz Chirurgische Instrumente</td><td>RS-5881</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Clip</td><td>Roboz Chirurgische Instrumente</td><td>RS-5420</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Seide</td><td>Braintree Scientific</td><td>SUT-S 103</td><td></td></tr><tr><td>11-0 Nylon auf 4 mm (3/8) Nadel</td><td>Sharpoint DR4</td><td>AK-2119</td><td></td></tr><tr><td>Ms CD45.2 Antikörper</td><td>BD Bioscience</td><td>553772</td><td></td></tr><tr><td>Ms CD45.1 Antikörper</td><td>BD Bioscience</td><td>553776</td><td></td></tr><tr><td>Ms CD11b Antikörper</td><td>BD Bioscience</td><td>557657</td><td></td></tr><tr><td>Ms B220 Antikörper</td><td>BD Bioscience</td><td>553089</td><td></td></tr><tr><td>Ms Ly6C Antikörper</td><td>eBioscience</td><td>48-5932-80</td><td></td></tr><tr><td>Ms Ly6G Antikörper</td><td>BD Bioscience</td><td>561236</td><td></td></tr><tr><td>Ms F4/80 Antikörper</td><td>BD Bioscience</td><td>565614</td><td></td></tr><tr><td>Ms CD11c Antikörper</td><td>BD Bioscience</td><td>558079</td><td></td></tr><tr><td>Ms CD3 Antikörper</td><td>eBioscience</td><td>48-0032-82</td><td></td></tr><tr><td>Ms CD4 Antikörper</td><td>BD Bioscience</td><td>552051</td><td></td></tr><tr><td>Ms CD8 Antikörper</td><td>BD Bioscience</td><td>563786</td><td></td></tr><tr><td>LIVE/DEAD&trade; Fixierbares violettes Fleckenset</td><td>Thermo Fisher</td><td>L34955</td><td></td></tr></tbody></table>

ein mausmodell der vaskularisierten heterotopischen spleen-transplantation für das studium der zauberzellen und der transplantation von transplantationen in der lagen

A Mouse Model of Vascularized Heterotopic Spleen Transplantation for Studying Spleen Cell Biology and Transplant Immunity

Die Milz ist ein einzigartiges Lymphorgan, das bei der Homöostase des Immunsystems und des hämatopoetischen Systems eine entscheidende Rolle spielt. Patienten, die sich einer Splenektomie unterzogen haben, unabhängig von den Ursachen, die sich daraus ergeben, neigen dazu, eine überwältigende Infektion nach der Splenektomie zu entwickeln und ein erhöhtes Risiko einer tiefen venösen Thrombose und bösartigen Erkrankungen zu erleben. In jüngster Zeit haben epidemiologische Studien darauf hingewiesen, dass die Splenektomie mit dem Auftreten von Herz-Kreislauf-Erkrankungen in Verbindung gebracht werden könnte, was darauf hindeutet, dass die physiologischen Funktionen der Milz noch nicht vollständig erkannt wurden. Hier führen wir ein Mausmodell der vaskularisierten heterotopischen Milztransplantation ein, das nicht nur zur Untersuchung der Funktion und Verhaltensaktivität von prächtigen Immunzellen-Untergruppen in verschiedenen biologischen Prozessen genutzt werden kann, sondern auch ein leistungsfähiges Werkzeug zum Testen sein kann. Das therapeutische Potenzial der Milztransplantation bei bestimmten Krankheiten. Die wichtigsten chirurgischen Schritte dieses Modells sind die Spenderspitzenernte, die Entfernung der Empfängerspendenz und die Revaskularisierung der Milz. Mit kongenen Mausstämmen (z.B. Mäuse mit CD45.Pyhale-CD5.2-Hintergründen) beobachteten wir, dass nach syngeneischer Transplantation sowohl von Gebern abgeleitete Splene-Lymphozyten als auch Myeloidzellen bereits nach dem operativen Tag 1 aus dem Transplantation abwanderten, was mit dem Der Zustrom mehrerer Arten von Empfängerzellen, wodurch eine einzigartige Chimäre entsteht.  Trotz relativ anspruchsvoller Techniken kann dieses Verfahren mit einer Erfolgsquote von gt;90% durchgeführt werden. Dieses Modell ermöglicht es, das Schicksal, die Langlebigkeit und die Funktion von Splenozyten während des gleichmäßigen Zustandes und in einer Krankheitssituation nach einer Milztransplantation zu verfolgen und bietet somit eine großartige Gelegenheit, die besondere Rolle der von Leben abgeleiteten Immunzellen in der Verschiedene Krankheitsprozesse.

Die gesamte Prozedur der Maus-Milse-Transplantation kann innerhalb von 90 Minuten von erfahrenen Mikrochirurgen abgeschlossen werden. Unser Labor hat mehr als 100 Milztransplantationen in Mäusen durchgeführt. Die Erfolgsrate liegt bei über 90%, wie sie durch das Überleben der Rezipient-Maus und der Milzveredelung bis zum postoperativen Tag (POD) 1 oder POD 7 (unser Studiendendpunkt) definiert wird. Das Überleben der Milzveredelung wurde durch die makroskopische Erläustellungs-und Strömung...

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgischen Schritte eines Mausmodells der vaskularisierten heterotopischen Milztransplantation, ein technisch anspruchsvolles Modell, das als mächtiges Werkzeug bei der Untersuchung des Schicksals und der Langlebigkeit von Milzzellen dienen kann, die Mechanismen der unterschiedlichen Milz Zellpopulationen in Krankheitsverlauf und Transplantationsimmunität.

Ein Mausmodell der Vaskularisierten Heterotopischen Spleen-Transplantation für das Studium der Zauberzellen und der Transplantation von Transplantationen in der Lagen

The spleen is a unique lymphoid organ that plays a critical role in the homeostasis of the immune and hematopoietic systems. Patients that have undergone ...

Das Mausmodell der Milztransplantation bietet eine großartige Gelegenheit, die Rolle von Milzzellen bei der Regulierung lokaler und systemischer Immunreaktionen bei entzündlichen Erkrankungen aufzudecken. Der Hauptvorteil dieses Protokolls besteht darin, dass die Milztransplantation durch den Einsatz von kongenen Mäusen die Möglichkeit macht, das Schicksal, die Langlebigkeit und die Funktion von Milzzellen zu überprüfen. Bevor Sie mit dem Eingriff beginnen, legen Sie einen sterilen Einweg-Drap über die chirurgische Plattform und bestätigen Sie die fehlende Reaktion auf Zehenkneifen in der anästhesierten Spendermaus.Rasieren Sie das Haar aus dem gesamten Bauchbereich und legen Sie die Maus auf eine sterile chirurgische Plattform unter einem Operationsmikroskop mit einer 6- bis 10-fachen Vergrößerung. Sterilisieren Sie die exponierte Haut mit einem Alkohol-Prep-Pad und sichern Sie die Gliedmaßen mit chirurgischem Klebeband. Geben Sie den Bauch über einen drei bis vier Zentimeter großen vertikalen Hautschnitt von der Schambein- bis zum Xyphoid-Prozess ein.Kauterisieren Sie die Hautgefäße und erweitern Sie den Schnitt auf den seitlichen Bauch auf beiden Seiten, um eine bessere Exposition zu erreichen. Mit einem sterilen Wattestäbchen bewegen Sie den Darm auf die rechte Flanke des Bauches, um die Milz freizulegen, und verwenden Sie eine sterile Niedertemperaturkautery, um die kurze Magenvene, die an der Milz befestigt ist, zu kauterisieren. Legen Sie ein Stück sterile Gaze mit 37 Grad Celsius-Saline über die Milz, um es feucht zu halten und trennen und mobilisieren Sie die Portalvene aus dem Bauchspeicheldrüsengewebe.Ligate die Zweige der Portalvene, wie gezeigt. Legen Sie eine Naht um die Portalvene distal aus der Milz Vene und drehen Sie die Milz auf die rechte Seite, um die Aorta und die Milzarterie auf dem Zöliakie-Stamm zu entlarven. Sezieren und mobilisieren Sie die aortenzöliellen Pleznebenaderarterien und legen Sie eine Naht um die Aorta proximal an die Selleriearterie.Injizieren Sie 100 internationale Einheiten von Heparin in die untere Vena cava oder IVC, um den ganzen Körper zu heparinisieren. Nach drei Minuten die Leber- und Magenarterien in der Aorta proximal zur Zöliakiearterie ligan. Transect die Portalvene und durchdringen den ganzen Körper mit 10 Milliliter von vier Grad Celsius heparinisierte Saline von der Abdominal Aorta distal zu Zöliakie Stamm.Sammeln Sie die Milz transplantat und Block mit dem zugehörigen Aorten Zöliakie Milzsegment in der Portalvene zusammen mit dem Segment der Milzvene und einem kleinen Teil des Bauchspeicheldrüsengewebes. Dann bewahren Sie das Transplantat in fünf Milliliter n.G. vier Grad Celsius Saline auf. Geben Sie den Empfängerbauch über Mittellinienschnitt ein, nachdem der Operationsbereich wie für den Spender vorbereitet wurde, und entfernen Sie die native Milz des Empfängers, indem Sie die Milzvene und arterielle Arterie auflösen.Bedecken Sie das Darmgewebe mit einer 37 Grad Celsius eingeweichten Gaze und bewegen Sie den Darm vorsichtig auf die linke Seite. Sezieren und ligieren Sie die Lendenzweige der Infrarotaorta im IVC und kreuzen Sie die Infrarotaorta im IVC mit zwei vierMilliliter mikrovaskulären Klemmen. Legen Sie eine 11-0 Nylon-Nähte durch die Infrarot-Aorta und ziehen Sie das Gefäß zurück, um die Bildung einer elliptischen Aortotomie mit Mikroschere zu ermöglichen.Verwenden Sie eine 30-Spur-Nadel, um das IVC zu durchbohren, um eine elliptische Venotomie zu erstellen und die Öffnung auf die Länge der Spenderportalvene zu verlängern. Spülen Sie die Aorta und IVC mit 500 Mikroliterheparinisierter Saline, um das intraluminale Blut oder Blutgerinnsel aus den Gefäßen zu löschen und das Spendermilztransplantat in die rechte Flanke des Empfängerbauchs zu legen. Identifizieren Sie sorgfältig die Spender-Aortenmanschette und Portalvene.Nach der Bestätigung, dass die Gefäße nicht verdreht sind, bedecken Sie das Milztransplantat mit vier Grad Celsius saline getränkte Gaze. Verbinden Sie mit zwei 11-0-Aufenthaltsnähten die Spenderaortenmanschette mit der proximalen und distalen Spitze des Empfängers Aortotomie und machen Sie eine Anastomose mit zwei bis drei Bissen kontinuierlicher 11-0 Nylonnähte zwischen der Spenderaortenmanschette und der vorderen Wand der Empfängeraortotomie. Drehen Sie das Milztransplantat auf die linke Seite des Empfängers und machen Sie die Anastomose zwischen der Spenderaortenmanschette und der hinteren Wand der Empfängeraortotomie.Führen Sie die venöse Anastomose zwischen der Spenderportalvene und dem Empfänger IVC mit vier bis fünf Bissen kontinuierlicher Nähte auf jeder Seite durch. Dicht die hintere Wand innerhalb des Gefäßlumens zuerst und dann die vordere Wand mit der gleichen Naht schließen. Vervollständigen Sie die Anastomose mit einem Knoten, der an der unteren Ecke außerhalb des IVC platziert wird.Lassen Sie nun die Gefäßklemmen los und verwenden Sie einen sterilen Wattestäbchen, um die Blutung zu tamponieren, bis die Milzfarbe wiederhergestellt ist. Schließen Sie den Bauch mit einer 5-0 synthetischen resorbierbaren Vicryl Naht in einem kontinuierlichen Muster und schließen Sie die Hautschicht mit einer 5-0 Nylon Naht in einem unterbrochenen Muster. Dann injizieren Sie 250 Mikroliter warme Saline subkutan in vier separate Orte und wärmen Sie die Maus in einem 30 Grad Celsius temperaturgeregelten Inkubator für die ersten Stunden nach der Operation mit Überwachung, bis das Tier genügend Bewusstsein für den Transfer in den heimischen Käfig wiedererlangt hat.Hämatoxylin und Eosin der Milzisografts Tage eins und sieben nach der Transplantation zeigt, dass die Architektur der Milzisograften während der ersten postoperativen Woche intakt bleibt. Die zytometrische Analyse des Flusses zur Untersuchung der Milzzellmigration von Spendern nach der Transplantation zeigt, dass etwa 50 % der Milzzellen an einem Tag nach der Transplantation spendergebunden sind und etwa 46 % Empfänger. Sieben Tage nach der Transplantation machen die vom Spender abgeleiteten Leukozyten etwa 32 % der gesamten Milzzellen aus, während die vom Empfänger abgeleiteten Zellen bis zu etwa 53% der Milzleuzyten der Spender zugenommen haben, die bereits am ersten Tag in die Lymphknoten, blut und knochenmark eingewandert sind und bis mindestens Tag sieben gehalten werden, wodurch eine einzigartige Chimera, die für die Forschung zum Splenozytenhandel wertvoll ist, eine einzigartige Chimera erzeugt.Die Verwendung genetisch veränderter Knock-in-Mäuse als Milzspender wird die Untersuchung der Rolle von Milzzell-abgeleiteten Mediatoren oder wichtigen Signalwegen in Krankheitsprozessen ermöglichen. Dieses Modell könnte ein leistungsfähiges Werkzeug zur Erforschung der Mechanismen von Milzzellpopulationen als Reaktion auf Krankheitserreger, Verletzungen, Entzündungen oder Transplantationsabstoßung sein.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Die Maus heterotope Herztransplantation Modell wurde von vielen Forschern nachgewiesen worden, eine wichtige Methode zur Untersuchung von Mechanismen der Abstoßung und Immunantwort werden. Allerdings sind die eingesetzten Techniken erforderlich noch eine Herausforderung. Durch die Modifikation Standard-Techniken haben wir Erfolg mit mehr als 1000 Transplantationen.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

Das Video zeigt eine chirurgische Methode zur Erstellung eines Mausmodells einer vaskularisierten heterotopen Milztransplantation. Bei einer anästhesierten Spendermaus wird die Bauchhöhle operativ geöffnet, um die Milz zu entfernen. Die untere Hohlvene und die infrarenale Aorta werden identifiziert, ihre Lendenäste ligiert und Öffnungen für die heterotope Transplantation einer Milz einer kongenen Spendermaus hergestellt. Nach Abschluss der Gefäßanastomose und der Wiederherstellung des...

Ein Mausmodell der vaskularisierten heterotopen Milztransplantation

Dieses Video demonstriert eine Methode zur Generierung eines dualen humanisierten Mausmodells mit einem menschlichen Immunsystem und Leberzellen. Dabei werden menschliche Leberzellen und hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen durch intrasplenische Injektion in eine transgene immundefiziente Maus transplantiert, was zur Transplantation von Leberzellen und zur Entwicklung menschlicher Immunzellen führt.

Entwicklung eines humanisierten Mausmodells mit menschlichen Leberzellen und Immunzellen

Eine präklinische, Mausmodell der Lebermetastasen über eine hemispleen Injektionstechnik durchgeführt.

Einer präklinischen Mausmodell der Lebermetastasen

Wir beschreiben ein Protokoll für die Aorteninterpositionstransplantation bei Mäusen. Ziel des Protokolls ist es, ein Modell zur Verfügung zu stellen, mit dem pathologische Prozesse und therapeutische Strategien, die für alloimmune Reaktionen in den Arterien relevant sind, und die daraus resultierenden arteriellen Veränderungen, die zum Versagen von Organtransplantaten beitragen, untersucht werden können.

Maus-Modell der Alloimmune-induzierte Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose

Um die kombinierte Allotransplantation von soliden Organen und vaskularisierten Kompositen zu untersuchen, beschreiben wir ein neuartiges heterotopes En-bloc-Modell für Brustwand-, Thymus- und Herztransplantationen bei Mäusen unter Verwendung einer zervikalen Non-Sewure-Manschettentechnik.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Dieses neuartige Modell für orthotoper hinteren Gliedmaßen Transplantation in der Maus, eine nicht-Naht Manschette Technik für supermikrovaskulären Anastomose Anwendung bietet ein leistungsstarkes Werkzeug für die in-vivo-mechanistisch zu vaskularisiert Verbund Allotransplantationen bezogene immunologische Forschung (VCA).

Orthotopische Hind Gliedmaßen Transplantation in der Maus

Maus-Herztransplantationsmodelle stellen wertvolle Forschungswerkzeuge für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie dar. Das vorliegende Protokoll beschreibt die heterotope zervikale Herztransplantation der Maus, bei der Manschetten auf die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und den Lungenarterienstamm des Spenders gelegt werden, um einen laminaren Blutfluss zu ermöglichen.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Dieser Artikel beschreibt ein Protokoll zur Aggregation und Verkapselung von Milzzellen in einer halbfesten Basalmembranmatrix. Basalmembranmatrix-Konstrukte können in dreidimensionalen Kulturen zur Untersuchung der Organoidentwicklung oder für In-vivo-Transplantations - und Geweberegenerationsstudien verwendet werden.

Basalmembranmatrix Verkapselte Zellaggregation zur Untersuchung der Milzgewebebildung von Mäusen

Wir präsentieren ein reproduzierbares Mausmodell der heterotopischen Becken-zu-Hals-vaskularisierten Komposit-Allotransplantation. Dieses supermikrochirurgische Protokoll, das 0,3–0,5 mm Gefäßanastomosen umfasst, integriert Nylon-Filamentführung und venöse Manschetten. Es bietet eine verlässliche Plattform für translationale Studien zu Toleranz, Ischämie-Reperfusionsverletzungen und immunologischen Mechanismen bei der vaskularisierten Kompositenallotransplantation.

Heterotopische Hintergliedmaßen-zu-Hals-Transplantation bei der Maus: Ein supermikrochirurgisches Modell der vaskularisierten zusammengesetzten Allotransplantation

Dieses Protokoll präsentiert eine vereinfachte, end-zu-seitige Nahtanastomose-Technik für die Zervikalherztransplantation der Maus und bietet ein robustes und reproduzierbares Modell zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie.

Zervikale heterotopische Mausherztransplantation mit End-to-Side-Anastomose-Technik zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie

Erfahren Sie die vaskularisierte heterotope Milztransplantation bei Mäusen zur Untersuchung von Milzzelldynamik und Transplantationsimmunität. Dieses Modell ermöglicht präzise Analysen immunologischer Mechanismen.

Ein Mausmodell der Vaskularisierten Heterotopischen Spleen-Transplantation für das Studium der Zauberzellen und der Transplantation von Transplantationen in der Lagen (Video) | JoVE Journal

Ein Mausmodell der Vaskularisierten Heterotopischen Spleen-Transplantation für das Studium der Zauberzellen und der Transplantation von Transplantationen in der Lagen

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