Name: Vorbereitung von graphengestützten Microwell Liquid Cells für die In Situ Transmission Electron Microscopy (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-15T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 30 s
Description: Erfahren Sie die Herstellung graphengestützter Microwell-Liquid-Cells für die in situ Transmissionselektronenmikroskopie. Diese Methode ermöglicht die Echtzeitbeobachtung von Gold-Nanokristallen und deren Ätz- und Wachstumsdynamik.

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Wir danken Tilo Schmutzler für die Vorbereitung der HAuCl4 Lösung. Darüber hinaus danken wir R. Christian Martens für die Beweislektüre. Finanzielle Unterstützung durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) über das Graduiertenkolleg GRK 1896 "Insitu-Mikroskopie mit Elektronen, Röntgen- und Scansonden" und über den Exzellenzcluster EXC 315/2 EAM "Engineering of Advanced Materials" dankbar anerkannt.

1. Herstellung von Mikrobrunnen-basierten Flüssigzellvorlagen
<ol><li>Entfernen Sie organische Rückstände und native Oxidschichten von einem 175 m dicken, einkristallinen, bordotierten (1 – 30) cm, 100 mm Durchmesser (100) Siliziumwafer. Tragen Sie einenOxidationsschritt mit H2 O2 und TMAH auf, gefolgt von einem HF-Dip in 1 – 5% HF-Lösung.</li>
	<li>Thermisch oxidieren Sie den Wafer in einer trockenen Sauerstoffatmosphäre bei 800 °C, um eine Oxidschicht mit einer Dicke von 11 nm zu züchten (Abbildung 2a). 3% Dichlorethene (DCE) wird verwendet, um metallische Verunreinigungen zu binden.</li>
	<li>Legen Sie eine stöchiometrische Si3N4 Schicht über niederdruckige chemische Dampfabscheidung (LPCVD) ab. Die Schichtdicke Si3N4 definiert die Brunnentiefe. Wählen Sie einen Wert aus, der für das geplante Experiment geeignet ist (z. B. 500 nm) (Abbildung 2b).</li>
	<li>Definieren Sie die seitliche Brunnengeometrie, indem Sie die Vorderseite über Photolithographie und reaktive Ionenätzung (RIE) strukturieren (Abbildung 2c). Geeignete Abmessungen sind z.B. kreisförmige Strukturen mit einem Radius von 2,5 m in sechseckigen Arrays angeordnet. Wählen Sie den Guten Abstand sorgfältig (z. B. 5 m), um Instabilitäten in der Struktur zu vermeiden.</li>
	<li>Hinterlegen Sie weitere 20 nm stoichiometrisches Si3N4 von LPCVD, das die untere Membran der flüssigen Zelle bildet (Abbildung 2d). Befolgen Sie das oben beschriebene Verfahren (siehe Schritt 1.3).</li>
	<li>Verwenden Sie einen zweiten Photolithographie-/RIE-Schritt, um die Rückseite zu strukturieren, die später die geometrischen Abmessungen des LC-Rahmens und seiner TEM-Fenster definiert (Abbildung 2e) (Rahmendurchmesser: 3 mm).</li>
	<li>Durch Bulk-Mikrobearbeitung in 20% KOH bei 60 °C entfernen Sie die Si im vordefinierten Bereich und erstellen Sie eine freistehende Si3N4 Membran (Abbildung 2f).</li>
	<li>Entfernen Sie Restmetallionen in einem Endreinigungsschritt mit 10% HCl-Lösung und deionisiertem (DI) Wasser.</li>
</ol>2. Übertragung von Graphen auf TEM-Gitter
<ol><li>Befeuchten Sie das Gewebe, auf dem das kommerziell erworbene wenige Schicht (6 – 8) CVD-Graphen auf PMMA platziert wird. Tauchen Sie das PMMA-beschichtete Graphen in eine Mit DI-Wasser gefüllte Petrischale ein (Abbildung 3a). HINWEIS: Die Anzahl der Graphenschichten kann mit praktikablen Techniken bestimmt werden32,33.</li>
	<li>Legen Sie die Graphenschicht auf ein Filterpapier und schneiden Sie sie in Stücke, die geeignet sind, alle hergestellten Brunnen (z. B. 4 mm2) abzudecken (Abbildung 3b).</li>
	<li>Tauchen Sie die geschnittenen Stücke wieder in die Petrischale ein (Abbildung 3c).</li>
	<li>Verwenden Sie ein TEM-Gitter, das mit einer Stützschicht aus löchrigem Kohlenstoff beschichtet ist, um die produzierten Teile aus dem DI-Wasser zu fischen. Tauchen Sie dazu vorsichtig das Gitter ins Wasser und fangen Sie das auf der Oberfläche schwimmende Graphen ein. Halten Sie das Gitter mit einer Antikapillarpinzette (Abbildung3d,e). HINWEIS: Achten Sie darauf, dass die Graphen-Site des Graphen-PMMA-Stacks während des gesamten Vorgangs oben bleibt. Andernfalls hebt die nachfolgende PMMA-Entfernung die Graphenschicht ab.</li>
	<li>Lassen Sie die Blätter für ein paar Stunden trocknen.</li>
	<li>Entfernen Sie die PMMA-Schutzschicht 30 min in einem Acetonbad und fügen Sie nacheinander weitere Reinigungsschritte hinzu, indem Sie in Ethanol- und DI-Wasser eintauchen, ohne die Probe dazwischen zu trocknen. Verwenden Sie ein flaches Gefäß (z. B. eine Petrischale), um den Probentransfer anschließend zu vereinfachen.</li>
	<li>Trocknen Sie die Probe anschließend 30 min bei Umgebungsbedingungen.</li>
</ol>3. Probenvorbereitung
<ol><li>Bereiten Sie die Probe für die Aufnahme in das GSMLC vor. Bereiten Sie dazu eine 1 mM Stofflösung vor, indem Sie 196,915 mg HAuCl 4-3H2O-Kristalle in 0,5 l DI-Wasser lösen.</li>
	<li>Nehmen Sie die gewünschte Menge an Proben aus der Lagerlösung. Hier beiuns wird 0,5 l angewendet. Dies kann mit einer Spritze oder einer Eppendorfpipette erfolgen.</li>
</ol>4. GSMLC-Beladung
<ol><li>Spülen Sie die hergestellte flüssige Zellschablone mit Aceton und Ethanol.</li>
	<li>Anwenden einer Umgebung O2/N2 (20%/80%) Plasma für 5 min, um die Benetzbarkeit der Membran zu verbessern.</li>
	<li>Geben Sie 0,5 l Probenlösung auf die Schablone oder die Graphenschicht. Sorgen Sie für ein reibungsloses Arbeitsverfahren, um Konzentrationsänderungen durch Verdunstung zu minimieren.</li>
	<li>Platzieren Sie das TEM-Raster auf der mikrogemusterten Si3N 4-Schicht mit dem Graphen, das auf die Vorlage zeigt. Drücken Sie das graphenbeschichtete TEM-Raster auf die Vorlage. Achten Sie darauf, die untere Si3N4 Membran nicht zu zerstören.</li>
	<li>Entfernen Sie überschüssige Lösung mit einem Gewebe, um die Zelltrocknung zu beschleunigen und damit Konzentrationsänderungen zu mildern (Abbildung 4a). Nach ca. 2 – 3 min versiegeln die Graphen-Si3N4 van-der-Waals-Wechselwirkungdien ausreichend die flüssige Zelle (Abbildung 4b). Alternativ können Sie die Zelle vollständig austrocknen lassen, ohne die überschüssige Lösung zu entfernen. Letzteres bietet eine höhere Erfolgsquote in der Zellverarbeitung. Es wird jedoch erwartet, dass die auf Verdunstung endenen Konzentrationsänderungen in der Probenlösung bei verwendung dieses Ansatzes schwerwiegender sein werden. HINWEIS: Der erfolgreiche Trocknungsprozess kann mit einer Kontraständerung in der Peripherie überprüft werden (siehe Abbildung 4a,b).</li>
	<li>Entfernen Sie das TEM-Gitter vorsichtig mit einer Pinzette, indem Sie eine Pinzette zwischen das Netz und den GSMLC-Rahmen drücken. HINWEIS: Rash-Bewegungen können die darunter liegende Membran brechen. Um den Scherkraftschaden zu reduzieren, beginnen Sie vom Gitterstandort parallel zur kleineren Fensterkante.</li>
	<li>Prüfen Sie, ob mindestens eine Membran des GSMLC noch intakt ist, über die optische Mikroskopie (Abbildung 4c). Wenn alle Membranen gebrochen wären, wäre LCTEM unmöglich.</li>
</ol>5. TEM Imaging und Videoanalyse
<ol><li>Laden Sie die Probe direkt nach der Vorbereitung mit einem Standard-TEM-Halter in ein (S)TEM. HINWEIS: Wie es für GLCs19gemeldet wird, können GSMLCs im Laufe der Zeit austrocknen. Daher sollte die Zeit zwischen Laden und Bildgebung minimiert werden.</li>
	<li>Bildner die Probe mit einer geeigneten bildgebenden Technik, abhängig von der Probe und dem Mikroskop. Hierbei wird ein (S)TEM-Gerät mit einer Beschleunigungsspannung von 300 kV eingesetzt. Verwenden Sie eine niedrige Dosis, um strahlinduzierte Artefakte zu minimieren, und eine kurze Belichtungszeit, um bewegungsbedingte Unschärfen zu vermeiden34. Blockieren Sie bei Langzeitexperimenten den Strahl, um Strahlenschäden zu reduzieren. HINWEIS: Aufgrund einer besseren zeitlichen Auflösung ist TEM gegenüber MINT für kinetische Analysen34 und reduzierte Ionenreduktion35zu bevorzugen. STEM wird jedoch aufgrund seiner höheren räumlichen Auflösung in dicken Proben34,35für die Untersuchung dicker Flüssigkeitsschichten und High-Z-Elemente bevorzugt.</li>
	<li>
Bildsegmentierungsmethode
	<ol>
<li>Verwenden Sie eine geeignete Bildverarbeitungsplattform, um Sehenswürdigkeiten zu extrahieren. Für die Partikelverfolgung und -analyse verwenden Sie die Open Source ImageJ-Distribution FIJI36.</li>
		<li>Nutzen Sie die Funktion Partikel analysieren, um präzise Informationen (projizierter Bereich, Barycenter) jedes Partikels in jedem Frame zu erhalten. HINWEIS: Diese Funktion erfordert binäre Bilder.</li>
		<li>Verbinden Sie die Partikel zwischen den Frames mit Hilfe des Plugins TrackMate37. Standardmäßig sucht TrackMate nach hellen Partikeln auf einem dunklen Hintergrund, sodass Sie die Bilder (im Fall von BF-TEM) invertieren, bevor Sie TrackMate starten.</li>
		<li>Kombinieren Sie die Ergebnisse von TrackMate und Analysieren von Partikeln mit einem geeigneten Skript, das das Python-basierte Open-Source-Ökosystem SciPy38,39verwendet.</li>
		<li>Verwenden Sie FIJI, um die präzisen Konturen komplexerer Strukturen wie Dendriten zu extrahieren. Hier können auch Partikel analysieren angewendet werden (siehe Einset von Abbildung 6a). HINWEIS: Es ist möglicherweise möglich, Funktionen von Interesse manuell zu analysieren.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Wir haben nichts zu verraten.

Im Gegensatz zu handelsüblichen Flüssigzellen haben maßgeschneiderte GSMLCs den Vorteil, dass sie so konzipiert werden können, dass sie in leicht verfügbare TEM-Halter passen und keinen teuren, dedizierten Flüssigzellen-TEM-Halter benötigen.
Die hier gezeigte GSMLC-Architektur kombiniert Aspekte von SiLCs und GLCs, die potenziell zu einzigartigen Vorteilen führen könnten. Einerseits ermöglichen SiLCs eine präzise Bestimmung der Zellposition und -form, benötigen aber relativ dicke Si3N4 Membranen, um wölbende Effekte zu reduzieren und letztlich die erreichbare Auflösung zu reduzieren. GLCs hingegen weisen außergewöhnlich dünne Membranwände aus Graphen auf, leiden aber unter zufälligen Taschengrößen und -positionen. Durch die Kombination dieser beiden Membranansätze über GSMLCs kann die auflösungsbegrenzung, die durch die Zellgrenzen35 verursacht wird, umgangen werden. Da die Brunnenstruktur direkt in die Schicht Si3N4 eingebracht wird, kann die eigentliche Si3N4 Membran noch kleiner konstruiert werden als in SiLCs, was HRTEM-Analysen vereinfacht, die bereits in GSMLCs 6 nachgewiesen wurden. . Dennoch ist zu beachten, dass HRTEM im Allgemeinen auch mit SiLCs möglich ist48. Darüber hinaus können große Sichtbereiche ohne starke Fensterbeulen durch die kleinen Membranbereiche der einzelnen Probenkammern realisiert werden. Dadurch kann eine wölbende Dickenerhöhungum 35 weitgehend ausgeschlossen werden, wie Dukes et al.49zeigen. Dies wird in Abbildung 7gezeigt, wo ein repräsentatives Hochwinkel-Ringdunkelfeld(HAADF) MINT-Bild von al geladenem GSMLC angezeigt wird. Dieses Bild wurde mit einem Dual-Beam-System aufgenommen. Da die in diesem Setup erfasste Bildhelligkeit direkt mit der Probendicke zusammenhängt, ist deutlich erkennbar, dass die versiegelten Mikrobrunnen nur eine geringe negative Wölbung aufweisen. Kelly et al.24 haben gezeigt, dass die negative Wölbung und teilweise Brunnentrocknung, die in Abbildung 7 sichtbar ist, vom Brunnendurchmesser abhängt. Die Reduzierung des Brunnendurchmessers ist daher ein machbarer Ansatz, um die Flüssigkeitsdicke noch weiter zu homogenisieren.
Durch die Gleichgewichtstaschenform von GLCs ist die Flüssigkeitsdicke auch stark standortabhängig35. SiLCs folgen dem Design von zwei Membranen, die aus verschiedenen Si-Wafern stammen. Durch den Austausch der oberen Si3N4 Membran durch Graphen wird die Herstellung von Flüssigzellen vereinfacht. Dies bedeutet, dass eine mögliche Delamination von zwei gebundenen Si-Wafern während der nachfolgenden Nassätzschritte vermieden werden kann und die Ausrichtung von zwei Waferstücken während der Zellbelastung entfallen wird. Die flache Oberfläche auf einer Seite dieser Zellarchitektur ermöglicht komplementäre In-situ-Analysemethoden wie die EDXS-Analyse der Probe6, die in konventionellen SiLC-Architekturen durch Schatteneffekte an steilen Si-Kanten eingeschränkt ist50 .
Die Versiegelung vorgemusterter Mikrobrunnen mit Graphen sowohl am unteren als auch am oberen Brunnenstandort wurde vor24,25demonstriert. Die Anwendung von zwei Graphenmembranen kann die erreichbare Auflösung verbessern. Ein zweifacher Graphentransfer würde jedoch den Vorbereitungsprozess weiter erschweren; zumal sich dies als der sensibelste Vorbereitungsschritt erwiesen hat (siehe unten). Darüber hinaus wird erwartet, dass die oben diskutierte Membranwölbung bei zwei Graphenmembranen noch kritischer sein wird, da Graphen viel flexibler ist als eine Si3N 4-Schicht. In diesen Architekturen wurden die Mikrobrunnen mit sequenziellem Fokusstrahlfräsen (FIB) konstruiert. Während sich dieser Ansatz als qualitativ hochwertige Ergebnisse erwiesen hat, ist das FIB-Fräsen eine komplizierte und teure Zellproduktionstechnik. Der Einsatz massiv paralleler Single-Shot-Mustertechniken, die in der heutigen Halbleiterindustrie bereits Standard sind, wie Nanoimprint- oder Photolithographie, hat jedoch den großen Vorteil, schnell, kostengünstig und skalierbar für die Massenproduktion zu sein.
Es sei darauf hingewiesen, dass der hier vorgestellte Ansatz keinen Flüssigkeitsflussbetrieb zulässt, der durch andere Ausführungen28erreichbar ist. Da das Lade- und Flüssigkeitsvolumen für GSMLCs und GLCs vergleichbar sind, kann eine Kontamination des Hochvakuums durch Bruch der Membran vermieden werden19. Dadurch entfällt eine umständliche Robbenprüfung. Obwohl die Vorteile von SiLCs und GLCs kombiniert wurden, sind die Nachteile beider Ansätze in GSMLCs nach wie vor vorhanden. Die Herstellung der Zellen erfordert eine Reinrauminfrastruktur für die Siliziumtechnologie, die nicht unbedingt in TEM-Laboren vorhanden ist. Darüber hinaus ist die Flüssigkeitsbelastung nicht trivial. Es erfordert eine spezielle Ausbildung, ähnlich wie Graphenzellen. Dies gilt aber auch für kommerziell erhältliche Systeme. Hier ist der empfindlichste Vorbereitungsschritt die TEM-Gitterentfernung nach der Graphenübertragung, da Ausschlagbewegungen oder Zittern die Si3N 4-Schicht brechen können. Die redundanten Membranfenster erhöhen jedoch die Chancen, mindestens einen Membranbereich zu erhalten. Infolgedessen beträgt die Ausbeute (Menge an bedienbaren GSMLC-Chips), die von einem ausgebildeten Experimentator erzielt wird, drei von vier6und übertrifft damit die ausbeuterische Ausbeute (ein bis zwei von vier)19.
Wie bei GLCs basiert die Flüssigkeitsverkapselung in GSMLCs auf van-der-Waals-Wechselwirkungen18. Folglich könnte die Schnittstellenkontamination die Erfolgsrate bei der Verarbeitung von GSMLCs19senken. Je nach Hamaker-Konstante der zu kapselnden Flüssigkeitsphase können die Benetzungseigenschaften während des Ladevorgangs (und damit die erreichbare Ausbeute) 51 abweichen und somit die Zubereitung kompliziert sein. Unsere Erfahrung zeigt, dass dies der Fall ist, wenn zum Beispiel amphiphile Arten vorhanden sind.
Die GSMLC-Architektur ermöglicht eine flexible Konfiguration von Well-Tiefen und ermöglicht die Anpassung an verschiedene experimentelle Voraussetzungen. Darüber hinaus eignet sich die Architektur für Elektronentomographieuntersuchungen über einen breiten Neigungswinkelbereich von 75 °, was auch eine In-situ-Elektronentomographie ermöglichen würde52. Daher konnte auch eine In-situ- und Post-mortem-Tomographie von Proben in Flüssigkeit mit GSMLCs erstellt werden.

Moderne Materialwissenschaft, Chemie und Zellbiologie erfordern ein tiefes Verständnis der zugrunde liegenden dynamischen Prozesse und Effekte auf der Submikron-Skala. Trotz der Leistungsfähigkeit fortschrittlicher optischer Mikroskopietechniken wie der stimulierten Fluoreszenzmikroskopie1erfordern direkte bildgebende Verfahren für den Zugang zu detaillierten Morphologien eine Elektronenmikroskopie. Insbesondere dieIn-situ-Transmissionselektronenmikroskopie (S)TEM hat gezeigt, dass sie wertvolle Erkenntnisse in die Prozessdynamik durch Dasinkapseln von Flüssigkeiten in dedizierten, vakuumdichten Zellen 2 beleuchtet. Verschiedene Experimente wie quantitative Untersuchungen der Nanostrukturbildung Kinetik und Thermodynamik3,4,5,6, Bildgebung biologischer Proben7, 8 , 9 , 10 und Studien zu energiespeicherbezogenen Mechanismen11,12 zusammen mit umfassenden Studien zur Korrosionsprozessdynamik13 oder Nanobubble-Physik14,15, 16 haben viele Phänomene mit (S)TEM entwirrt, die mit Standardmikroskopienicht zugänglich waren.
In den letzten zehn Jahren wurden zwei wichtige Ansätze zur Realisierung von In-situ-Flüssigzellen TEM (LCTEM) etabliert. Im ersten Anflug wird die Flüssigkeit in einem Hohlraum zwischen zwei Si3N4 Membranen eingekapselt, die über die Si-Prozesstechnologie17hergestellt werden, während im zweiten zwischen zwei Graphen- oder Graphenoxidplatten kleine flüssige Taschen gebildet werden. 10,18. Der Umgang mit Silizium-basierten Flüssigzellen (SiLCs) und Graphen-basierten Flüssigzellen (GLCs) wurde19,20,21gezeigt. Obwohl beide Ansätze signifikante Verbesserungen unterzogen wurden22,23,24,25, fehlt es ihnen noch in der Kombination der jeweiligen Vorteile. Im Allgemeinen besteht ein Kompromiss zwischen der Verkapselung der Probe in oft nicht definierten Graphentaschen mit einem kleinen Flüssigkeitsvolumen, das eine hochauflösende Bildgebung18ermöglicht, und gut definierten Zellvolumina, die zu dickeren Membranen und flüssigen Schichten führen, die eine Umgebung näher an der natürlichen Situation in Bulk-Flüssigkeit26 auf Kosten der Auflösung2. Darüber hinaus hängen einige Experimente von einem Flüssigkeitsfluss26,27 ab, der nur in SiLC-Architekturen realisiert wurde und einen dedizierten TEM-Halter28erfordert.
Hier stellen wir die Herstellung und Handhabung eines Flüssigzellenansatzes für Hochleistungs-IN-situ-LCTEM über statische Graphen-unterstützte Mikrowell-Flüssigkeitszellen (GSMLCs) für TEM-Analysen vor. Eine Skizze des GSMLC ist in Abbildung 1dargestellt. GSMLCs haben sich als in situ in situ high-resolution Transmission Electron Microscopy (HRTEM) Ergebnisse6 bewährt und sind auch für in situ Scanning Electron Mikroskopie29möglich. Ihr Si-Technologie-basierter Rahmen ermöglicht die Massenproduktion von reproduzierbar geformten Zellen mit maßgeschneiderter Flüssigkeitsdicke und extradünnen Membranen aus einem einzigen Wafer. Die Graphenmembran, die diese Zellen bedeckt, mildert auch Elektronenstrahl-induzierte Störungen8,30,31, da der Elektronenstrahl zuerst durch die obere Graphenmembran geht. Die flache Topographie der Zellen ermöglicht komplementäre Analysemethoden wie die energiedispersive Röntgenspektroskopie (EDXS)6 ohne Schatteneffekte aus der Flüssigzelle selbst, was eine Vielzahl hochwertiger in situ ermöglicht. Flüssigzellelektronenmikroskopie-Experimente.

<table><tbody><tr><td>Aceton</td><td>VWR Chemicals</td><td>50488858</td><td>VLSI</td></tr><tr><td>Deionisiertes Wasser</td><td></td><td></td><td>eigene Produktion</td></tr><tr><td>Dumont Anti-Kapillarpinzette</td><td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td><td>LH72.1</td><td>0203-N5AC-PO Dumoxel legiertes</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>VWR Chemicals</td><td>85651.360</td><td>VLSI</td></tr><tr><td>FIJI ist nur ImageJ</td><td>FIJI.sc</td><td>Version 1.51</td><td></td></tr><tr><td>Gold Quantifoil, Amorph Carbon TEM Grids</td><td>Plano GmbH</td><td>S173-8</td><td>R 2/2 Au 300 mesh</td></tr><tr><td>HAuCl4 &middot; 3 H2O Kristall</td><td>Alfa Aesar</td><td>36400.06</td><td>5 g</td></tr><tr><td>Jupyter Notebook</td><td>Project Jupyter</td><td>Version 5.7.2</td><td></td></tr><tr><td>Matplotlib-Package</td><td>John Hunter, Darren Dale, Eric Firing, Michael Droettboom und das Matplotlib Entwicklungsteam</td><td>Version 3.0.2</td><td></td></tr><tr><td>NumPy-Paket</td><td>NumPy Entwickler</td><td>Version 1.15.4</td><td></td></tr><tr><td>Pandas-Paket</td><td>AQR Capital Management, LLC, Lambda Foundry, Inc. und PyData Entwicklungsteam</td><td>Version 0.23.4</td><td></td></tr><tr><td>Python</td><td>Python Software Foundation</td><td>Version 3.7</td><td></td></tr><tr><td>Scipy-Paket</td><td>SciPy Entwickler</td><td>Version 1.1.0</td><td></td></tr><tr><td>Seaborn-Package</td><td>Michael Waskom</td><td>Version 0.9.0</td><td></td></tr><tr><td>Si Wafer</td><td>Siegert Wafer GmbH</td><td></td><td>Dünnes Silizium (100) Wafer 175 +/-5 &micro; m, 4", p-Typ, bordotiert (1-30 Ohm cm), beidseitig poliert</td></tr><tr><td>einfach kippbar TEM-Halter</td><td>Philips</td><td></td><td>Stellen Sie sicher, dass die Zelle passt</td></tr><tr><td>Transmissionselektronenmikroskop</td><td>Philips</td><td>CM 30 (S)TEM</td><td>300 kV</td></tr><tr><td>Trivial Transfer Graphen</td><td>ACS Material</td><td>TTG60011</td><td>PMMA-beschichtet, 6 -- 8 MLs</td></tr></tbody></table>

vorbereitung von graphengestützten microwell liquid cells für die in situ transmission electron microscopy

Preparation of Graphene-Supported Microwell Liquid Cells for In Situ Transmission Electron Microscopy

Die Herstellung und Aufbereitung graphengestützter Mikrobrunnen-Flüssigkeitszellen (GSMLCs) für die In-situ-Elektronenmikroskopie wird in einem stufenweisen Protokoll dargestellt. Die Vielseitigkeit der GSMLCs wird im Rahmen einer Studie über Ätzen und Wachstumsdynamik von Gold-Nanostrukturen aus einer HAuCl 4-Vorläuferlösung demonstriert. GSMLCs kombinieren die Vorteile herkömmlicher flüssiger Zellen auf Silizium- und Graphenbasis, indem sie reproduzierbare Brunnentiefen zusammen mit der einfachen Zellherstellung und Handhabung der untersuchten Probe anbieten. Die GSMLCs werden auf einem einzigen Siliziumsubstrat hergestellt, was die Komplexität des Herstellungsprozesses im Vergleich zu Flüssigzellendesigns auf Zwei-Wafer-Basis drastisch reduziert. Hier sind keine Bindungs- oder Ausrichtungsschritte erforderlich. Darüber hinaus kann das beiliegende Flüssigkeitsvolumen durch einfache Einstellung der Dicke einer Siliziumnitridschicht an die jeweiligen experimentellen Anforderungen angepasst werden. Dies ermöglicht eine signifikante Reduzierung der Fensterwölbung im Elektronenmikroskopvakuum. Schließlich wird eine hochmoderne quantitative Auswertung der Einzelpartikelverfolgung und Dendritenbildung in Flüssigzellexperimenten nur mit Open-Source-Software vorgestellt.

Nach dem Beladen der Zelle wird eine erfolgreiche Graphenübertragung durch ein anders schattiertes Erscheinungsbild an den Brunnen unter einem optischen Mikroskop angezeigt. Dies ist z.B. in der rechten Membran von Abbildung 3csichtbar. Wie bereits erwähnt, ist es wichtig, das TEM-Gitter sorgfältig zu entfernen, um die dünne Si3N4 Schicht nicht zu brechen. Bei einer gebrochenen Membran sind lucent und gekrümmte Residuen im optischen Mikroskop deutlich sichtbar, wie in der linken zwei Membranen von Abbildung 3cdargestellt. Aufgrund der vielfältigen Sichtbereiche im verwendeten GSMLC-Design kann die Zelle so lange genutzt werden, wie mindestens eine Membran intakt ist. Gebrochene Membranen können für die TEM-Ausrichtung verwendet werden, ohne die Probe dem Elektronenstrahl auszusetzen.
Eine erfolgreiche Verkapselung der Probenlösung kann während der Elektronenmikroskopie überprüft werden. Abbildung 5 zeigt einzelne Mikrographien von Ergänzendem Video 1, in dem die Auflösung eines Ensembles von Nanopartikeln und das Wachstum einer dendritischen Struktur in einem GSMLC statistisch ausgewertet werden. Neben der driftinduzierten Bewegung des Bildes sind kleinere individuelle orthogonale Partikelbewegungen sichtbar, was darauf hinweist, dass Inlösungsteilchen vorhanden sind. Darüber hinaus beweist die Prävalenz der Partikelauflösung, dass eine nasschemische Reaktion vorliegt, die ohne eine erfolgreiche Flüssigkeitseinschließung nicht möglich wäre. Andere typische Indikationen für geschlossene Flüssigkeiten sind strahlinduzierte Blasenbildung19 oder Partikelbewegung. Das Vorhandensein von Au-Partikeln in Graphen-gekennzeichneten Zellen allein weist nicht schlüssig auf eine flüssige Umgebung hin, da die Partikel auch aus der grapheninduzierten Reduktion von HAuCl440stammen könnten. Eine Quantifizierung der Sauerstoffspitzen der geschlossenen Flüssigkeit mittels Elektronenenergieverlustspektroskopie (EELS) kann auch durchgeführt werden, um eine flüssige Umgebung zu überprüfen41.
Um Einblicke in das Partikelwachstum und die Auflösungskinetik zu gewinnen, ist es wichtig, jedes Teilchen einzeln zu untersuchen, anstatt die Entwicklung von Durchschnittsparametern zu analysieren42. Es ist auch wichtig, Partikel an den Rahmenkanten auszuschließen, die nur teilweise von der Kamera erfasst werden, da Drifteffekt-bezogene Positionsänderungen solcher Teilchen als Wachstums- oder Auflösungsprozesse verwechselt werden können. Es wird angenommen, dass die Radierung durch oxidative Arten verursachtwird, die durch elektronenstrahlinduzierte Radiolyse 43 erzeugt werden. Um ausreichende Statistiken liefern zu können, ist eine rechnerische Einzelpartikelverfolgung erforderlich. Durch die Schätzung des Wachstumsexponenten der äquivalenten Radiusvariation einzelner Teilchen im Zeitverlauf können Informationen über die zugrunde liegende Reaktionskinetik gewonnen werden. Dazu ist es möglich, einen äquivalenten Radius basierend auf der projizierten Partikelfläche einzuführen, auch wenn nicht alle Teilchen vollständig kugelförmig sind6,44. Abbildung 5b zeigt die Verfolgung äquivalenter Radien im Laufe der Zeit für sechs repräsentative Partikel, die in Abbildung 5ahervorgehoben sind. Abbildung 5c zeigt die Verteilung von , basierend auf 73 auflösenden Teilchen aus dieser Studie. Betrachtet werden nur Teilchen, bei denen ein allometrisches Modell den Radiusrückgang auf mindestens 50 % (bereinigter Bestimmungskoeffizient) erklärt.
Darüber hinaus entsteht schnell eine Dendritenstruktur nach etwa 42 s in dem gleichen Brunnen, der in Abbildung 6adargestellt ist. Dendritenbildung ist ein weiterer typischer, gut dokumentierter Prozess in flüssigen Zellen45,46. Zur Quantifizierung des Dendritenwachstums werden die strukturellen Umrisse analysiert (siehe Einset in Abbildung 6a). Die Entwicklung des Spitzenradius und der Geschwindigkeit im Laufe der Zeit (siehe Abbildung 6b,c) zeigt die erwartete hyperbolische Beziehung47 (Abbildung 6d). Das Dendritenwachstum wird durch lokale Übersättigung von Au-Ionen aufgrund der oben genannten Partikelätzung verursacht. In Abbildung 5aist deutlich zu erkennen, dass sich Partikel noch auflösen, während sich das übersättigte System in dendritenwachstum entspannt. Dies kann durch lokale Konzentrationsschwankungen sowohl in den Au-ionen als auch bei den oxidativen Arten als Folge der hohen Viskosität der Flüssigkeit im GSMLC verursacht werden, die vor6beobachtet wurde. Eine ausführliche Diskussion dieses Phänomens geht jedoch über den Rahmen dieser Arbeit hinaus.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59751/59751fig1.jpg"> Abbildung 1: Skizze eines GSMLC: Schemata der Struktur einer graphengestützten Mikrowell-Flüssigkeitszelle. Nachdruck ab https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/acs.nanolett.8b03388 6. Weitere Genehmigungen sind an die American Chemical Society (ACS) zu richten. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59751/59751fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59751/59751fig2.jpg"> Abbildung 2: Herstellung von GSMLC-Rahmen. Der Herstellungsprozess von GSMLC-Frames ist schematisch skizziert. a) Oxidation des Si-Wafers nach der Reinigung. b) LPCVD von Si3N4. c) Vorderseite Si3N4 Musterung durch Photolithographie und RIE zur Definition des Zellvolumens. d) Ablagerung von Si3N4 zur Bildung des unteren Zellenfensters. (e) Back-Side-Lithographie und RIE. f) Massenmikrobearbeitung mit KOH zur Herstellung einer freistehenden Si3N4 Membran, die Mikrowells enthält. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59751/59751fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59751/59751fig3.jpg"> Abbildung 3: Übertragung von einschichtiges CVD-Graphen mit PMMA-Schutzschicht auf ein TEM-Gitter. Die Übertragung von mehrschichtigem CVD-Graphen auf PMMA auf die Oberseite eines löchrigen kohlenstoffbeschichteten TEM-Gitters wird angezeigt. a) Eintauchen des einschichtigen CVD-Graphens auf PMMA in eine mit DI-Wasser gefüllte Petrischale. b) Der übertragene Graphen-/PMMA-Stack auf einem Filterpapier wird in Stücke geschnitten, die für die GSMLC-Rahmen geeignet sind. c) Wiedertauchen eines geschnittenen Graphens/PMMA-Stücks. d) Übertragung der Graphen/PMMA-Schicht auf ein löchriges kohlenstoffbeschichtetes TEM-Gitter (e) Graphen/PMMA-Stack nach erfolgreicher Übertragung. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59751/59751fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59751/59751fig4.jpg"> Abbildung 4: Entfernen des oberen TEM-Rasters. Der Trocknungsprozess eines geladenen GSMLC wird mit Hilfe eines optischen Mikroskops dokumentiert. a) Direkt nach dem Beladen wird ein graphenbeschichtetes TEM-Gitter auf dem GSMLC platziert. Die Graphenschicht ist als türkisfarbenes Rechteck sichtbar, das alle drei Betrachtungsbereiche abdeckt. Seine Umrisse werden grob durch das schwarze Rechteck skizziert. (b) Eine fast vollständig aufhaftende Membran ist durch den Kontrastwechsel zwischen dem Nass (dunkel, vergleiche mit (a)) und dem haftenden Bereich (türkis) nach etwa zwei Minuten sichtbar. (c) Ein GSMLC nach dem Abheben des TEM-Gitters wird gezeigt, das zwei gebrochene Membranen (links und mitte) und eine Membran mit erfolgreich geladenen und versiegelten Mikrobrunnen (rechts) zeigt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59751/59751fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59751/59751fig5v2.jpg"> Abbildung 5: Repräsentative Entwicklung von Nanopartikelradien. Die Radiusentwicklung von 183 Einzelteilchen wurde verfolgt. (a) Bildsequenz aus Ergänzendem Video 1. Sechs repräsentative Partikel werden hervorgehoben. Die farbigen Kreise entsprechen dem erhaltenen Äquivalentradius. b) Logarithmische Darstellung der Teilchenradien. c) Das Histogramm von 73 Partikeln, bei denen ein negativer allometrischer Exponent mit einer automatisierten Routine bestimmt wurde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59751/59751fig5v2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59751/59751fig6.jpg"> Abbildung 6: Dendritendynamik: Die Spitzenradius von fünf Dendritenzweigen analysiert. Fehlerbalken berücksichtigen die jeweilige Standardabweichung. (a) Bildsequenz aus Ergänzendem Video 1, das den entstehenden Dendrit zeigt, der nach ca. 42 s sichtbar ist. Der Einset im rechten Bild zeigt die sich entwickelnden Dendritenkonturen. Hier entsprechen die rosa umrissen 42,09 s, rot bis 42,7 s und lila 43,3 s. (b) Entwicklung des (durchschnittlichen) Spitzenradius im Laufe der Zeit. c) Die mittlere Spitzengeschwindigkeit, die im Laufe der Zeit dargestellt wird. d) Der gemittelte Spitzenradius logarithmisch gegen die gemittelte Spitzengeschwindigkeit dargestellt, die eine hyperbolische Abhängigkeit (orange Kurve) offenbart. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59751/59751fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59751/59751fig7.jpg"> Abbildung 7: SEM-Bild eines geladenen GSMLC: Ein repräsentatives SEM-Bild, das im HAADF-MINT-Modus in einem SEM eines geladenen GSMLC bei niedriger Beschleunigungsspannung (29 kV) aufgenommen wurde, wird angezeigt. Neben den markanten, 5 m breiten Mikrobrunnen sind zwei teilweise überlappende kreisförmige, löchrige Kohlenstoffgitter (2 m Durchmesser) sichtbar, die sich aus dem oben erläuterten Graphentransfer ergeben. Das erste Kohlenstoffgitter stammt aus einem erfolglosen Graphentransfer. Es ist deutlich sichtbar, dass die Membranschattierung über der Brunnenregion weitgehend konstant bleibt, sich aber leicht in Richtung Brunnenmitte verdunkelt. Dies ist für schwache, negative Wölbungen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59751/59751fig7large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Ergänzendes Video 1: In-situ-Video zeigt repräsentative Ergebnisse einer flüssigzelligen Bright-Field-TEM-Studie zur Ätzung von Au-Nanopartikeln und anschließendem Wachstum einer Dendritenstruktur, die durch Übersättigung der umgebenden Probenlösung verursacht wird. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59751/Supplementary_Video_1.avi">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.</a>

Ein Protokoll zur Herstellung von graphengestützten Mikrowell-Flüssigkeitszellen für die In-situ-Elektronenmikroskopie von Gold-Nanokristallen aus der HAuCl 4-Vorläuferlösung wird vorgestellt. Darüber hinaus wird eine Analyseroutine zur Quantifizierung der beobachteten Radierung und Wachstumsdynamik vorgestellt.

Vorbereitung von graphengestützten Microwell Liquid Cells für die In Situ Transmission Electron Microscopy

The fabrication and preparation of graphene-supported microwell liquid cells (GSMLCs) for in situ electron microscopy is presented in a stepwise protocol. ...

Die Flüssigzellelektronenmikroskopie ist eine leistungsstarke Technik zur Untersuchung von Nano-Features in C2 in flüssigen Medien mit hoher Auflösung und bietet einzigartige Echtzeit-Einblicke in dynamische Prozesse im Nanomaßstab. Die graphengestützte Mikrowell-Flüssigkeitszelle kombiniert die Vorteile von Graphen- und Siliziumtechnologie-basierten Zellarchitekturen. Es ermöglicht eine Korrelation mit analytischen Methoden, wie EDX-Spektroskopie, auf Sicht.Die Technik ermöglicht es uns, die Prozesse eines Materials in Flüssigkeiten direkt zu verfolgen, während sie geschehen. Diese In-situ-Beobachtung steht im Mittelpunkt unserer Forschungsarbeitsgruppe. In-situ-Mikroskopie mit Elektronen, Röntgenstrahlen und Scan-Sonden, die von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert werden.Der Diplom-Chemiker Robert Branscheid, ein Mitarbeiter meines Labors, wird das Verfahren demonstrieren. Um zu beginnen, übertragen Sie das Graphen auf TEM-Gitter, zuerst benetzen das Gewebe, das die sechs bis acht Schichten von CVD-Graphen auf PMMA unterstützt. Achten Sie darauf, dass das Wasser nicht direkt auf die PMMA-Membran aufgebracht wird.Tauchen Sie das PMMA-beschichtete Graphen vollständig in eine mit DI-Wasser gefüllte Petrischale ein, und verwenden Sie dann Filterpapier, um die Graphenschicht aufzusammeln. Achten Sie darauf, dass die Graphenseite des Graphen-PMMA-Stacks während des gesamten Verfahrens oben bleibt. Schneiden Sie die Graphenschicht in Stücke, die groß genug sind, um alle hergestellten Brunnen zu bedecken.Dann tauchen Sie die geschnittenen Stücke wieder in die Petrischale ein. Als nächstes, mit einem Paar Anti-Kapillar-Pinzette, nehmen Sie ein TEM-Gitter mit einer Stützschicht aus Holey-Carbon beschichtet. Tauchen Sie das Gitter vorsichtig ins Wasser und fangen Sie das auf der Oberfläche schwimmende Graphen ein.Lassen Sie die Blätter für ein paar Stunden trocknen. Entfernen Sie dann die PMMA-Schutzschicht, indem Sie sie 30 Minuten lang in ein Acetonbad übertragen. Nach dem Acetonbad sofort in Ethanol und DI-Wasser eintauchen, ohne die Probe zwischen den Lösungen zu trocknen.Verwenden Sie ein flaches Gefäß, um die Probe anschließend leicht zu entfernen. Wenn Sie fertig sind, entfernen Sie die Probe aus dem DI-Wasser und trocknen Sie sie anschließend 30 Minuten lang unter Umgebungsbedingungen. Erstellen Sie eine Flüssigzellenschablone mit mikrogemusterten Mikrobrunnen, indem Sie das Textprotokoll mitverfolgen.Spülen Sie die hergestellte flüssige Zellschablone mit Aceton, gefolgt von Ethanol. Dann wenden Sie eine Umgebung 20%Sauerstoff, 80%Stickstoff-Plasma für fünf Minuten, um die Benetzbarkeit der Membran zu verbessern. 0,5 Mikroliter der Probenlösung auf die Schablone oder die Graphenschicht geben.Sorgen Sie für ein reibungsloses Arbeitsverfahren, um Konzentrationsänderungen durch Verdunstung zu minimieren. Legen Sie als Nächstes das TEM-Raster auf die mikrogemusterte Siliziumnitridschicht mit dem Graphen, das der Vorlage zugewandt ist. Drücken Sie vorsichtig das graphenbeschichtete TEM-Raster auf die Schablone, um sicherzustellen, dass die untere Siliziumnitridmembran nicht zerstört wird.Entfernen Sie überschüssige Lösung mit einem Gewebe, um die Zelltrocknung zu beschleunigen und Konzentrationsänderungen zu mildern. Beobachten Sie nach etwa zwei bis drei Minuten eine Kontraständerung, da die Wechselwirkungen mit Graphensilizium-Nitrid Van der Waals die flüssige Zelle versiegeln. Legen Sie die Probe dann unter ein optisches Mikroskop.Verwenden Sie eine Pinzette, um das TEM-Raster sorgfältig zu entfernen, indem Sie die Spitze zwischen das Gitter und den graphengestützten Mikrobrunnen-Flüssigkeitszellenrahmen drücken. Um den Reinheitsschaden zu reduzieren, beginnen Sie vom Rasterstandort parallel zur kleineren Fensterkante. Stellen Sie sicher, dass mindestens eine Membran der graphengestützten Mikrowell-Flüssigkeitszellen noch intakt ist.Laden Sie die Probe mit einem Standard-TEM-Halter in den Halter. Laden Sie den Halter und die Probe direkt nach der Vorbereitung in das Rasterübertragungselektronenmikroskop. Bildnis die Probe sowohl hinsichtlich der Proben- als auch der Mikroskopeigenschaften.Verwenden Sie eine niedrige Dosis, um vorinduzierte Artefakte zu minimieren, und eine kurze Belichtungszeit, um bewegungsbedingte Unschärfen zu vermeiden. Für lange Zeit Experimente, blockieren Sie den Strahl, um Strahlungsschäden zu reduzieren. Verwenden Sie nach dem Erfassen von Bildern eine geeignete Bildverarbeitungsplattform, um Von Interesse sindde Funktionen zu extrahieren.Für Partikelverfolgung und -analyse verwenden Sie die Open Source ImageJ-Distribution, Fidschi. Nachdem Sie ein Bild geladen und in ein binäres Bild konvertiert haben, nutzen Sie die Analysepartikelfunktion, um präzise Informationen über die projizierte Fläche und das Barycenter des Teilchens für jedes Teilchen in jedem Frame zu erhalten. Invertieren Sie das Originalbild, damit die Partikel als helle Flecken erscheinen.Verbinden Sie dann die Partikel zwischen den Frames mit Hilfe des Plugins TrackMate. Standardmäßig sucht TrackMate nach hellen Partikeln auf einem dunklen Hintergrund. Kombinieren Sie schließlich die Ergebnisse von TrackMate und analysieren Sie Partikel mit einem geeigneten Skript, das das Python-basierte Open-Source-Ökosystem SciPy verwendet.Eine erfolgreiche Verkapselung der Probenlösung kann während der Elektronenmikroskopie überprüft werden. Dieses Video zeigt die Auflösung eines Ensembles von Nanopartikeln und das Wachstum einer dendritischen Struktur. Um Einblicke in das Partikelwachstum und die Auflösungskinetik zu gewinnen, ist es wichtig, jedes Teilchen einzeln zu untersuchen, anstatt die Entwicklung von Durchschnittsparametern zu analysieren.Durch die Schätzung des Wachstumsexponenten Alpha der äquivalenten Radiusvariation einzelner Teilchen im Zeitverlauf können Informationen über die zugrunde liegende Reaktionskinetik erhalten werden. Hier wird die Verteilung von Alpha, basierend auf 73 sich auflösenden Teilchen, angezeigt. Nur Partikel, bei denen ein allometrisches Modell den Radiusrückgang auf mindestens 50 % erklärt, werden betrachtet.Am Ende des Videos entsteht eine Dendritenstruktur. Die Dendritenbildung ist ein weiterer typischer, gut dokumentierter Prozess in flüssigen Zellen. Um das Dendritenwachstum zu quantifizieren, werden die strukturellen Umrisse analysiert.Die Entwicklung des Spitzenradius und die Geschwindigkeit im Laufe der Zeit zeigt die erwartete hyperbolische Beziehung. Das Dendritenwachstum wird durch die lokale Supersättigung von Goldionen durch die oben erwähnte Partikelätzung verursacht. An diesem Teil des Videos ist deutlich zu erkennen, dass sich Partikel noch auflösen, während sich das übersättigte System in dendritenwachstum entspannt.Dies kann durch lokale Konzentrationsschwankungen sowohl bei den Goldionen als auch bei den oxidativen Arten verursacht werden. Die Flüssigkeitsbelastung und suhrf ist stark von der Probe von Interesse abhängig, da die Graphenhaftung und die erforderlichen Trocknungszeiten variieren können, wenn unterschiedliche Probenlösungen angewendet werden. Die graphengestützte Mikrowell-Flüssigzellarchitektur ermöglicht auch komplementäre In-situ-Methoden wie Erträge in EDSX.Darüber hinaus wurden SEM im Übertragungsmodus und Tomographieexperimente erfolgreich durchgeführt. Nach der Entwicklung dieser Technik wurde es möglich, den Wachstumsmechanismus von Gold, Silber, Kawsh-en und anderen Teilchen bis hin zur atomaren Auflösung zu entwirren. Die Ergebnisse sind eine hervorragende Übereinstimmung mit den Plasmaresonanzmessungen, die von unseren Kollegen in der Physikabteilung, die auch an der Forschungsarbeitsgruppe teilnehmen, erworben wurden.Obwohl hier nicht gezeigt, verwendet die Trägerrahmenproduktion korrosive und giftige Arten. Bitte seien Sie während des Betriebs vorsichtig und treffen Sie die erforderlichen Vorsichtsmaßnahmen.

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Research

Forschung

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Chemistry

Chemie

Instrument und Verfahren zur Herstellung von Nanoliter große Probenvolumina für Transmissions-Elektronenmikroskopie wird vorgestellt. Papier-Blot-Schritte sind nicht erforderlich, wodurch die nachteiligen Folgen, die dies für Proteine, deutlich reduziert Probenverlust und ermöglicht die Analyse der einzelnen Zelle lysate für visuelle Proteomics haben kann.

Miniaturisierte Probenvorbereitung für Transmissions-Elektronenmikroskopie

Graphen flüssige Zelle Elektronenmikroskopie kann verwendet werden, um Nanocrystal Dynamik in einer flüssigen Umgebung mit größeren räumlichen Auflösung als andere flüssige Zelle Elektronen-Mikroskopie-Techniken zu beobachten. Radierung vorgefertigten Nanokristallen und im Anschluss an ihre Form mit Graphen flüssige Zelle Transmission Electron Microscopy nachgeben kann wichtige mechanistischen Informationen über Nanopartikel Transformationen.

Verwendung von Graphen Flüssigkeit Cell Transmissions-Elektronenmikroskopie in Situ Nanocrystal Ätzen zu studieren

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll für die Herstellung und Vorbereitung einer Graphen flüssige Zelle in Situ Übertragung Elektronenmikroskopie Beobachtung, zusammen mit einer Synthese aus Elektrodenmaterialien und elektrochemische Zelle Batterietests.

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Erfahren Sie die Herstellung graphengestützter Microwell-Liquid-Cells für die in situ Transmissionselektronenmikroskopie. Diese Methode ermöglicht die Echtzeitbeobachtung von Gold-Nanokristallen und deren Ätz- und Wachstumsdynamik.

Vorbereitung von graphengestützten Microwell Liquid Cells für die In Situ Transmission Electron Microscopy

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