Name: Panmyeloische Differenzierung von humanem Cordblood abgeleitet CD34+ hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-08-09T14:45:00.000+00:00
Duration: 10 min 25 s
Description: Lernen Sie die panmyeloische Differenzierung von CD34+ hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen aus Nabelschnurblut kennen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung aller vier myeloischen Linien für hämatopoetische Forschung.

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Die Autoren danken Wendy Barrett, Rachel Caballero und Gabriella Ruiz von Maricopa Integrated Health Systems für die entidentifizierten und gespendeten Nabelschnurbluteinheiten, Mrinalini Kala für die Unterstützung bei der Durchflusszytometrie und Gay Crooks und Christopher Seet für Beratung zur ex-vivo-Myeloiddifferenzierung. Diese Arbeit wurde durch Mittel unterstützt, die S.S. von den National Institutes of Health (R21CA170786 und R01GM127464) und der American Cancer Society (Institutional Research Grant 74-001-34-IRG) erhielten. Der Inhalt liegt allein in der Verantwortung der Autoren und stellt nicht unbedingt die offizielle Meinung der National Institutes of Health dar.

Menschliches Nabelschnurblut zum Experimentieren wurde von gesunden Personen nach informierter Zustimmung zu Maricopa Integrated Health Systems (MIHS), Phoenix gespendet. Die identifizierten Einheiten wurden durch eine Materialtransfer-Vereinbarung zwischen MIHS und der University of Arizona erhalten.
1. Reagenzien und Puffer
HINWEIS: Bereiten Sie alle Reagenzien und Puffer unter sterilen Bedingungen in einem biologischen Sicherheitsschrank vor.
<ol><li>Bereiten Sie sterilen PBS-BSA-EDTA (PBE) Puffer vor, indem Sie 7,2 ml steriles 35% Rinderserumalbumin (BSA; sterile Gewebekultur grade 35% BSA) und 5 ml steriles 0,5 M Ethylendin-Tetra-Essigsäure (EDTA) zu 487,8 ml steriler Dulbecco-Phosphatgepufferung hinzufügen. Saline (DPBS). Filter sterilisieren und entgasen den Puffer, indem er den Filter mindestens 2 h in einem biologischen Sicherheitsschrank am Vakuum befestigt lässt. Aliquot den entgaseten Puffer in kleineren Mengen (250 ml) und bei 4 °C lagern.</li>
	<li>Bereiten Sie 1x Hanks ausgewogene Salzlösung (1x HBSS) vor. 100 ml 10x HBSS-Lager in 900 ml sterilem destilliertem Wasser verdünnen, um 1 L 1x HBSS herzustellen und pH auf 7,2 einzustellen. Filter sterilisieren Sie den 1x HBSS vor der Verwendung.</li>
	<li>Bereiten Sie 2% Essigsäurelösung vor, indem man 2 ml Eisessigsäure zu 98 ml destilliertem Wasser hinzufügt.</li>
	<li>Bereiten Sie 20 ng/ml rekombinante humane Fibronectin-Fragmentlösung in 1x PBS vor. Machen Sie 10 ml pro 48-Well-Platte.</li>
	<li>Bereiten Sie 2% BSA vor. Auf 100 ml 1x PBS, fügen Sie 2 Gramm BSA Fraktion V. Filter sterilisieren vor der Verwendung.</li>
	<li>Machen Sie das komplette Dulbecco Modified Eagle Medium (DMEM) durch Zugabe des DMEM-Pulvers, 3,7 g Natriumbicarbonat, 100 ml fetalem Rinderserum (FBS) und 5 ml Penicillin-Streptomycin (PS) zu 800 ml sterilem destilliertem Wasser. Mischen und machen Sie das Volumen auf 1 L, und Filter sterilisieren vor der Verwendung.</li>
	<li>Gefriermedium durch Mischen von 90 ml FBS und 10 ml sterilem Dimethylsulfoxid (DMSO) vorbereiten.</li>
	<li>Bereiten Sie Stimulationsmedium vor. Um das serumfreie Medium zu serumfreies Medium hinzuzufügen, l-Glutamin auf 2 mM und Zytokine zu einer Endkonzentration von 50 ng/ml für Stammzellfaktor (SCF), Thrombopoietin (TPO) und Fms-ähnliche Tyrosinkinase 3 Liganden (Flt3L) und 20 ng/ml für Interleukin-3 (IL3) (siehe Tabelle der Materialien) zur Herstellung von Zytokin-Lagerlösungen). Machen Sie 5 ml pro 48-Well-Platte.</li>
	<li>Bereiten Sie 1x myeloische Differenzierungsmedium. Um DMEM abzuschließen, fügen Sie Zytokine zu einer Endkonzentration von 5 ng/ml für SCF, Flt3L und IL3, 50 ng/ml für TPO und 4 Einheiten/ml für Erythropoietin (EPO) hinzu. Machen Sie 5 ml pro 48-Well-Platte.</li>
	<li>Bereiten Sie 2x myeloische Differenzierungsmedium. Um DMEM abzuschließen, fügen Sie Zytokine zu einer Endkonzentration von 10 ng/ml für SCF, Flt3L und IL3, 100 ng/ml für TPO und 8 Einheiten/ml für EPO hinzu. Machen Sie 5 ml pro 48-Well-Platte.</li>
	<li>Bereiten Sie den Flow-Zytometriepuffer vor. Zu 1 L 1x 1x PBS 10 g BSA-Fraktion V hinzufügen.</li>
	<li>1% Paraformaldehyd in 1x PBS vorbereiten (Details finden Sie in der Materialtabelle).</li>
	<li>Bereiten Sie die Poly-L-Lysin-Lösung vor, indem Sie 500 l 10 mg/ml Poly-L-Lysin zu 49,5 ml 1x PBS hinzufügen.</li>
</ol>2. Isolierung mononukleischer Zellen aus Nabelschnurblut
HINWEIS: Für das unten beschriebene Protokoll wurden Nabelschnurblutvolumen von 90 bis 100 ml verwendet. Die Isolierung von CD34+ Zellen muss unter sterilen Bedingungen in einem biologischen Sicherheitsschrank durchgeführt werden.
<ol><li>Sprühen Sie den Beutel mit UCB mit 70% Ethanol, um die Außenfläche zu sterilisieren, bevor Sie ihn in den biologischen Sicherheitsschrank einführen. Übertragen Sie den UCB in eine sterile 250 ml Kunststoffflasche und verdünnen Sie sie 1:1 durch Zugabe eines gleichen Volumens der Raumtemperatur (RT) 1x HBSS.</li>
	<li>15 ml MNC-Fraktionierungsmedium (MFM; siehe Materialtabelle)pro Rohr in ca. sechs sterile 50 ml konische Rohre geben. Neigen Sie das Rohr mit MFM und gießen Sie 30 ml verdünntes UCB vorsichtig auf die MFM-Schicht, ohne sie zu stören.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Rohre bei 400 x g für 30 min bei RT mit langsamer Beschleunigung und ohne Bremse.</li>
	<li>Nach der Zentrifugation zwischen 15-20 ml des Plasmas über der MNC-Schicht aspirieren. Sammeln Sie die MNCs vorsichtig mit einer Pipette und übertragen Sie sie auf ein neues 50 ml kegelförmiges Rohr. HINWEIS: MNCs legen sich als weiße Buffy-Schicht an der Schnittstelle von Plasma und MFM ab, und die roten Blutkörperchen (RBCs) Sediment am Boden des konischen Rohres.</li>
	<li>Pool MNCs gesammelt aus 2-3 Röhren zusammen. Machen Sie das Volumen jedes Rohres auf 50 ml mit kaltem PBE-Puffer.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Rohre bei 300 x g für 10 min bei 4 °C, wobei die Bremse niedrig ist.</li>
	<li>Aspirieren Sie den Überstand und tippen Sie sanft auf das Rohr, um das Zellpellet zu lösen.</li>
	<li>Setzen Sie die pelletierten Zellen in 5 ml eiskaltem PBE-Puffer wieder aus. Verwenden Sie die gleichen 5 ml resuspendierten Zellen, um Zellen aus anderen Röhren zu sammeln. Kombinieren Sie Zellen von 3 bis 4 Röhren in einem 50 ml konischen Rohr.</li>
	<li>Um die verbleibenden Zellen zu sammeln, waschen Sie alle Rohre mit 5 ml kaltem PBE-Puffer und fügen Sie das 50 ml konische Rohr hinzu.</li>
	<li>Zählen Sie die MNCs, indem Sie 10 l Zellsuspension in eine Essigsäurelösung von 490 l verdünnen. HINWEIS: Essigsäure lysiert alle kontaminierenden RBCs, um eine einfachere Zählung von MNCs zu ermöglichen.</li>
	<li>Machen Sie das Volumen der Zellsuspension mit eiskaltem PBE-Puffer auf 50 ml auf. Zentrifugieren Sie die Zellen bei 300 x g für 10 min bei 4 °C, mit Bremse auf niedrig. HINWEIS: Die MNC-Suspension kann sofort zur Isolierung von CD34+ Zellen verarbeitet oder für spätere Anwendungen eingefroren werden.</li>
	<li>Um die MNCs einzufrieren, entfernen Sie den Überstand und setzen Sie bei einer Dichte von 2 x 107 Zellen/ml im Gefriermedium bei RT erneut auf.</li>
	<li>Die Zellen über Nacht bei -80 °C in einem Zellgefrierbehälter einfrieren und dann in flüssigen Stickstoff geben.</li>
</ol>3. Isolierung von CD34+ Zellen aus mononukleären Zellen
<ol><li>Wenn Sie frisch isolierte MNCs verwenden, fahren Sie direkt mit Schritt 3.3 fort.</li>
	<li>Wenn Sie gefrorene MNCs verwenden, die gefrorenen Zellen in einem 37 °C-Wasserbad schnell auftauen und in ein 50 ml konisches Rohr übertragen. Sammeln Sie alle verbleibenden Zellen in den Durchstechflaschen mit 1 ml eiskaltem PBE-Puffer und übertragen Sie sie in das 50 ml konische Rohr.</li>
	<li>Das Volumen der MNC-Aufhängung auf 50 ml mit kaltem PBE-Puffer und Zentrifuge bei 600 x g für 5 min bei 4 °C aufstellen.</li>
	<li>Entfernen Sie den Überstand und tippen Sie vorsichtig auf das Rohr, um das Zellpellet zu lösen. Setzen Sie die MNCs auf 1 x 108 Zellen in 300 l eiskalten PBE-Puffer aus.</li>
	<li>Fügen Sie 100 L FcR-Blockierreagenz aus der magnetisch aktivierten Zellsortierung (MACS) human CD34 Microbead Kit pro 1 x 108 MNCs hinzu und mischen Sie vorsichtig. HINWEIS: Dies blockiert die unspezifische Bindung an die CD34-Mikroperlen.</li>
	<li>Fügen Sie 100 l der CD34 Mikroperlen pro 1 x 108 Zellen hinzu. Sanft mischen und bei 4 °C 30 min im Kühlschrank inkubieren. Nicht auf Eis brüten.</li>
	<li>Während die Zellen inkubieren, legen Sie eine LS-Säule und einen Vortrennfilter in das Magnetfeld des MACS-Trennzeichens. Ausgleichder der Säule mit eiskaltem PBE-Puffer, indem 2 ml direkt in die Spalte und 1 ml im Vortrennfilter eingefügt werden. Lassen Sie die Spalte in ein 15 ml konisches Rohr entleeren und den Durchfluss durchwerfen.</li>
	<li>Entfernen Sie die MNCs von 4 °C, fügen Sie eiskalten PBE-Puffer hinzu, um das Volumen auf 15 ml zu erhöhen, und zentrifugieren Sie die Zellen bei 300 x g für 10 min bei 4 °C, wobei die Bremse niedrig ist.</li>
	<li>Aspirieren Sie den Überstand und setzen Sie die Zellen in 1 ml eiskalten PBE-Puffer wieder auf.</li>
	<li>Fügen Sie die Zellsuspension dem Aufspaltungsfilter hinzu, der auf der LS-Spalte platziert ist. HINWEIS: Der Vortrennfilter entfernt alle großen Zellaggregate, die die Spalte blockieren können.</li>
	<li>Spülen Sie das Rohr mit 3 ml eiskaltem PBE-Puffer ab und fügen Sie es dem Aufscheidungsfilter auf der LS-Säule hinzu. Verwerfen Sie anschließend den Vortrennfilter.</li>
	<li>Waschen Sie die LS-Säule viermal, indem Sie 3 ml eiskalten PBE-Puffer hinzufügen, sodass die Säule jedes Mal abfließen kann. HINWEIS: Die CD34+ Zellen bleiben an die Spalte gebunden, und die nicht beschrifteten Zellen fließen durch die Spalte.</li>
	<li>Nach der letzten Wäsche die Säule aus dem MACS-Trennzeichen-Magnetfeld entfernen und in ein neues 15 ml konisches Rohr legen, weg vom Magneten.</li>
	<li>Fügen Sie der Säule 5 ml eiskalten PBE-Puffer hinzu und vertreiben Sie die gebundenen CD34+ Zellen, indem Sie den Kolben fest einschieben.</li>
	<li>Optional können Sie CD34+ Zellen, die von der ersten Spalte isoliert sind, mit dem oben beschriebenen Vortrennfilter (Schritte 3.10-3.13) über eine andere LS-Spalte übergeben.</li>
	<li>Zählen Sie die isolierten CD34+ Zellen mit Trypanblau (10 L Zellen und 10 L Trypanblau), um die Gesamtzahl der lebenden Zellen zu bestimmen. HINWEIS: In diesem Stadium können die isolierten CD34+ Zellen für die spätere Verwendung eingefroren oder direkt zur Analyse von HSPCs mittels Durchflusszytometrie (Abschnitt 4) oder zur Differenzierung zu myeloiden Linienzellen (Abschnitt 5) verarbeitet werden.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Zellaufhängung bei 600 x g für 5 min bei RT, mit Bremse auf niedrig.</li>
	<li>Um die CD34+ Zellen einzufrieren, den Überstand ansaugen und bis zu 5 x 106 Zellen in 1 ml Gefriermedium wieder aussetzen und wie oben beschrieben einfrieren (Schritt 2.13). Fahren Sie andernfalls mit Abschnitt 4 oder 5 fort.</li>
</ol>4. Bestimmung von Stamm- und Vorläuferpopulationen durch Durchflusszytometrie
<ol><li>Um die Fraktionen von Stamm- und Vorläuferpopulationen in den frisch isolierten CD34+ HSPCs zu bestimmen, zentrifugieren Sie sie bei 600 x g für 5 min und setzen 1 x 106 Zellen in 50 l Durchflusszytometriepuffer wieder auf.</li>
	<li>Um 1 x 106 CD34+ Zellen Antikörper (siehe Materialtabelle für Verdünnungen) zu Lineage-Markern (CD3, CD7, CD10, CD11b, CD19 und CD235a — alle FITC-gekennzeichnet), CD34 (APC-Cy7), CD38 (PE), CD45RA (PE-Cy7), CD123 (APC) und 7- Aminoactinomycin D (7-AAD; als lebender/toter Fleck) und machen das Gesamtvolumen bis 100 l aus. 20 min auf Eis im Dunkeln bebrüten. HINWEIS: Für die Analyse können weniger als 1 x 106 CD34+ Zellen verwendet werden. Wenn weniger Zellen färben, sollten das Gesamtvolumen und das Volumen der hinzugefügten Antikörper entsprechend reduziert werden. Für die Analyse der Durchflusszytometrie sollten ungefärbte und einzelne gebeizte MNCs als Steuerungen für die Einstellung positiver und negativer Tore für jedes Fluorophor verwendet werden.</li>
	<li>Nach der Inkubation die Zellen mit 1 ml Durchflusszytometriepuffer und Zentrifuge bei 600 x g für 5 min waschen.</li>
	<li>Optional die gebeizten Zellen in 0,5 ml 1% Paraformaldehydlösung für 10 min im Dunkeln bei RT fixieren.</li>
	<li>Zentrifuge bei 600 x g für 5 min und aspirieren Sie den Überstand.</li>
	<li>Waschen Sie die fixierten/gefärbten Zellen mit 1 ml Durchflusszytometriepuffer und Zentrifuge bei 600 x g für 5 min bei 4 °C.</li>
	<li>Aspirieren Sie den Überstand, setzen Sie die Zellen in 500 L Durchflusszytometriepuffer wieder auf und analysieren Sie sie mit einem Durchflusszytometer (Materialtabelle).</li>
</ol>5. Myeloische Differenzierung der CD34+ hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen
HINWEIS: Um die CD34+ HSPCs von den myeloiden Linienzellen zu unterscheiden, werden sie zunächst in rekombinanten menschlichen Fibronectin-Fragment-beschichteten Platten stimuliert und dann auf einer Schicht von MS-5-Stromalzellen im myeloischen Differenzierungsmedium gesät. Die Differenzierung kann jede Woche für 3 Wochen überwacht werden, basierend auf der Expression von Zelloberflächenmarkern, die für die vier myeloischen Linien spezifisch sind. Während der Stimulation und Differenzierung werden alle Inkubationen bei 37 °C und 5% CO2 in einer befeuchteten Kammer durchgeführt. Alle Schritte sollten in einem biologischen Sicherheitsschrank durchgeführt werden.
<ol><li>Beschichten Sie die Brunnen einer sterilen unbeschichteten 48-Well-Platte, indem Sie 200 L/Well der rekombinanten menschlichen Fibronectin-Lösung in 1x PBS für 2 h bei RT hinzufügen.</li>
	<li>Nach 2 h die rekombinante menschliche Fibronectinlösung vorsichtig entfernen und entsorgen.</li>
	<li>Blockieren Sie die Bohrungen mit 200 l/Well von 2% BSA für 30 min bei RT.</li>
	<li>Saugen Sie die BSA-Lösung und waschen Sie die Brunnen zweimal mit 500 l sterilen 1x PBS. HINWEIS: Fibronectin-Fragmentbeschichtete Platten können bis zu 2 Wochen bei 4 °C gelagert werden.</li>
	<li>Um die CD34+ HSPCs zu stimulieren, setzen Sie die frisch isolierten Zellen (ab Schritt 3.17) mit einer Dichte von 1 x 105 Zellen/200 l oder 5 x 105 Zellen/ml warmem 1x Stimulationsmedium wieder auf.</li>
	<li>Wenn Sie gefrorene CD34+ Zellen verwenden, tauen Sie schnell auf und übertragen Sie die Zellen in ein 15 ml konisches Rohr, das warmes komplettes DMEM enthält. Zentrifuge bei 600 x g für 5 min und re-suspendieren die Zellen wie in Schritt 5.5 beschrieben.</li>
	<li>Platte 200 l der CD34+ Zellsuspension pro Bohrung des Fibronectin-Fragments beschichtet 48-Well-Platte und inkubieren für 48 h.</li>
	<li>Am nächsten Tag säen Sie 15.000 MS-5 Stromalzellen in 200 l vollständiger DMEM pro Bohrung einer 48-Well-Gewebekultur behandelten Platte und brüten bei 37 °C für 24 h.</li>
	<li>Nach 48 h Stimulation, sammeln Sie die CD34+ Zellen durch sanfte Pipetten. Waschen Sie die Brunnen mit 500 l warmen DMEM und Pool mit der Zellsuspension.</li>
	<li>Zählen Sie die Zellen mit Trypanblau. Zentrifugieren Sie die Suspension bei 600 x g für 5 min und setzen Sie sie bei einer Dichte von 5.000 Zellen/200 l des 1x myeloiden Differenzierungsmediums wieder auf.</li>
	<li>Aus der 48-Well-Gewebekulturplatte, die mit MS-5 Stromalzellen gesät ist, saugen Sie das Medium sanft an, ohne die Zellen zu stören. Schicht 200 l (5.000 Zellen) der CD34+ Zellsuspension pro Bohrloch der Platte und inkubieren bei 37 °C. HINWEIS: Die Kultur von MS-5-Zellen kann in vollständiger DMEM beibehalten werden. Am Tag der Aussaat der CD34+ Zellen müssen die MS-5-Zellen in einer einheitlichen Schicht (80-90% Zusammenfluss) liegen. Es wird empfohlen, die MS-5-Zellen mindestens 24 Stunden vor dem Aussaat der CD34+ Zellen zu plattieren.  Sollen MS-5-Zellen vor dem Aussaat der CD34+ Zellen 48 h oder 72 h plattiert werden, sollte die Zelldichte entsprechend angepasst werden. Es wird auch empfohlen, die peripheren Brunnen der 48-Well-Platte leer zu lassen oder mit 200 l sterilem Wasser zu füllen, um Kanteneffekte zu vermeiden.</li>
	<li>Führen Sie halb-mittlere Veränderungen alle 3 bis 4 Tage durch, indem Sie 100 l des Mediums vorsichtig von der Oberseite jedes Brunnens entfernen und es durch 100 l 2x myeloides Differenzierungsmedium pro Brunnen ersetzen.</li>
	<li>Ernten Sie am 21. Tag die Zellen zur Analyse der myeloischen Linienmarkerexpression durch Durchflusszytometrie. Ohne die MS-5-Schicht zu stören, pipette das Medium vorsichtig und überträgt Zellen in ein 5 ml Rohr. HINWEIS: Für die Färbung und Durchflusszytometrie-Analyse sind Zellen aus 1-2 Brunnen ausreichend. Die Differenzierung kann auch an den Tagen 1, 7 und 14 überwacht werden. Wenn Sie an mehreren Tagen eine Immunophenotypisierung durchführen, sollte die Anzahl der für die Analyse benötigten Brunnen entsprechend berechnet werden.</li>
	<li>Stain 5 x 105 Zellen mit Antikörpern gegen CD34 (APC-Cy7), CD66b (PE-Cy7), CD14 (PE), CD41 (PerCP-Cy5.5) und CD235a (APC) in einem Gesamtvolumen von 50 l. Inkubieren auf Eis im Dunkeln für 20 min. Ungefärbte und einzelne gebeizte MNCs als Kontrollen zur Einstellung positive und negative Tore für jedes Fluorophor und 7-AAD als lebender/toter Fleck, um abgestorbene Zellen aus der Analyse zu entfernen.</li>
	<li>Waschen und fixieren (optional) die gefärbten Zellen wie oben beschrieben (Schritte 4.3-4.6).</li>
	<li>Setzen Sie die Zellen in 500 L Durchflusszytometriepuffer wieder auf und analysieren Sie sie mit einem Durchflusszytometer.</li>
</ol>6. Bewertung der Zellmorphologie
<ol><li>Reinigen Sie das Mikroskop durch Sprühen von Ethanol und Wischen bis quietschen.</li>
	<li>Saubere Dias in Poly-L-Lysin-Lösung für 5 min bei RT und trocken für 1 h bei RT.</li>
	<li>Setzen Sie die HSPCs aus Schritt 3.14 wieder auf und differenzieren Sie Zellen von Schritt 5.13 in 10 L Durchflusszytometriepuffer.</li>
	<li>Übertragen Sie die Zellsuspension auf die beschichteten Schlitten und lassen Sie sie lufttrocken. HINWEIS: Dias ab Tag 1 und 21 können bei RT gelagert und gleichzeitig gebeizt werden.</li>
	<li>Gießen Sie 0,5 ml des Wright-Giemsa Flecks auf der Rutsche und lassen Sie für 3 min bei RT stehen.</li>
	<li>Fügen Sie gleiche Menge an entionisiertem Wasser hinzu und lassen Sie zusätzliche 10 min bei RT stehen.</li>
	<li>Waschen Sie die Rutsche in entionisiertem Wasser.</li>
	<li>Visualisieren Sie gefärbte Zellen bei einer Vergrößerung von 60x oder 100x durch ein Mikroskop.</li>
</ol>

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<li>Ambrosini, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IL-1beta+inhibits+ILC3+while+favoring+NK-cell+maturation+of+umbilical+cord+blood+CD34%28%2B%29+precursors%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">IL-1beta inhibits ILC3 while favoring NK-cell maturation of umbilical cord blood CD34(+) precursors.</a> European Journal of Immunology. 45 (7), 2061-2071 (2015).</li>
<li>Batard, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TGF-%28beta%291+maintains+hematopoietic+immaturity+by+a+reversible+negative+control+of+cell+cycle+and+induces+CD34+antigen+up-modulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">TGF-(beta)1 maintains hematopoietic immaturity by a reversible negative control of cell cycle and induces CD34 antigen up-modulation.</a> Journal of Cell Science. 113, Pt 3 383-390 (2000).</li>
<li>Huang, N., Lou, M., Liu, H., Avila, C., Ma, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+potent+small+molecule+capable+of+regulating+polyploidization%2C+megakaryocyte+maturation%2C+and+platelet+production%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Hematology+%26+Oncology%22%5BJournal%5D)">Identification of a potent small molecule capable of regulating polyploidization, megakaryocyte maturation, and platelet production.</a> Journal of Hematology & Oncology. 9 (1), 136(2016).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Das hier beschriebene Protokoll eignet sich zur ex vivo-Differenzierung von UCB-abgeleiteten CD34+ HSPCs zu den vier myeloischen Linien. Die anfängliche Inkubation mit einem Zytokin-Mix bestehend aus SCF, TPO, Flt3L und IL3 stimuliert die CD34+ Zellen. Anschließend wird die Differenzierung mit einem Cocktail aus SCF, IL3, Flt3L, EPO und TPO erreicht. In diesem Mix sind SCF, IL3 und Flt3L wichtig für das Überleben und die Proliferation von CD34+ HSCs. EPO und TPO fördern die Differenzierun...

Die normale Differenzierung hämatopoetischer Stammzellen (HSCs) ist entscheidend für die Aufrechterhaltung der physiologischen Werte aller Blutkörperchen. Während der Differenzierung, in einer koordinierten Reaktion auf extrazelluläre Hinweise einschließlich Wachstumsfaktoren und Zytokine, HSCs zuerst entstehen multipotente Vorläuferzellen (MPP) Zellen, die lympho-myeloides Potenzialhaben 1,2,3 ,4 (Abbildung 1). MPPs führen zu gemeinsamen myeloischen Vorläufern (CMPs) und gemeinsamen lymphoiden Vorläufern (CLPs), die Abstammungsbeschränkungen sind. CLPs unterscheiden sich in die lymphoiden Linien, die aus B, T und natürlichen Killerzellen bestehen. CMPs erzeugen die myeloischen Abstammungen durch zwei eingeschränkte Vorläuferpopulationen, MegakaryozytenerErythroid-Vorläufer (MEP) und Granulozytenmonozytenvorläufer (GMPs). Die MdEP führen zu Megakaryozyten und Erythrozyten, während GSP Granulozyten und Monozyten hervorrufen. Zusätzlich zu den Durchgängen durch CMPs, Megakaryozyten wurden berichtet, dass auch direkt aus HSCs oder frühen MPPs über nicht-kanonische Wege5,6.
Hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen (HSPCs) zeichnen sich durch den Oberflächenmarker CD34 und das Fehlen von linienspezifischen Markern (Lin-) aus. Andere Oberflächenmarker, die häufig zur Unterscheidung von HSCs und myeloiden Vorläuferpopulationen verwendet werden, sind CD38, CD45RA und CD1232 (Abbildung 1). HSCs und MPPs sind Lin-/CD34+/CD38- und Lin-/CD34+/CD38+, bzw. Myeloide engagierte Vorläuferpopulationen zeichnen sich durch das Vorhandensein oder Fehlen von CD45RA und CD123 aus. CMPs sind Lin-/CD34+/CD38+/CD45RA-/CD123lo, GMPs sind Lin-/CD34+/CD38+/CD45RA+/CD123lo, und MePs sind Lin-/CD34+ /CD38+/CD45RA-/CD123-.
Die Gesamtpopulation von CD34+ Stamm- und Vorläuferzellen kann aus menschlichem Nabelschnurblut (UCB), Knochenmark und peripherem Blut gewonnen werden. CD34+ Zellen machen 0,02 % bis 1,46 % der gesamten mononukleären Zellen (MNCs) im menschlichen UCB aus, während ihr Anteil zwischen 0,5 % und 5,3 % im Knochenmark schwankt und im peripherenBlutmit 0,01 % viel niedriger ist 7,8,9 . Die proliferative Kapazität und das Differenzierungspotenzial von UCB-abgeleiteten CD34+ Zellen ist signifikant höher als die der Knochenmark- oder peripheren Blutkörperchen1,10, wodurch ein deutlicher Vorteil für die ausreichendes Material für molekulare Analysen in Kombination mit der durchführung immunophenotypic und morphologischen Charakterisierung der Zellen während der Differenzierung.
Ex-vivo-Differenzierung von Nabelschnurblut abgeleitet CD34+ HSPCs ist ein weit verbreitetes Modell für die Untersuchung der normalen Hämatopoese und hämatopoetischen Krankheit Mechanismen. Bei Kultur mit den entsprechenden Zytokinen können die UCB CD34+ HSPCs induziert werden, um entlang der myeloischen oder lymphoiden Linien11,12,13,14,15 zu unterscheiden , 16. Hier beschreiben wir Protokolle zur Isolierung und immunphänotypischen Charakterisierung der CD34+ HSPCs aus humanem UCB und für deren Differenzierung zu myeloischen Abstammungszellen. Dieses Kultursystem basiert auf der zytokininduzierten Differenzierung von HSPCs in Gegenwart von MS-5-Stromalzellen, um die Mikroumgebung im Knochenmark nachzuahmen. Die Kulturbedingungen führen zu einer anfänglichen Ausdehnung der CD34+ Zellen, gefolgt von deren Differenzierung zu Zellen, die Marker für die vier myeloischen Abstammungszellen ausdrücken, nämlich Granulozyten (CD66b), Monozyten (CD14), Megakaryozyten (CD41) und Erythrozyten (CD235a). Anwendungen des CD34+ Zelldifferenzierungsprotokolls umfassen Studien über molekulare Mechanismen zur Regulierung der Hämatopoese und Untersuchungen der Auswirkungen von myeloiden Krankheitsmutationen und kleinen Molekülen auf die Selbsterneuerung und Differenzierung von HSPCs.

<table><tbody><tr><td>0,4 % Trypanblau-Lösung</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15250-061</td><td>Verdünnen Sie das Arbeitsmaterial auf 0,2 % in sterilem 1x PBS</td></tr><tr><td>0,5 M Ultrareines Ethylendiamin-Tetraessigsäure, pH 8,0</td><td>Gibco&nbsp;</td><td>15575-038</td><td></td></tr><tr><td>10x Hanks Balanced Salt Solution (HBSS)</td><td>Invitrogen</td><td>14185052</td><td>1x mit sterilem destilliertem Wasser & pH auf 7,2 verdünnen</td></tr><tr><td>2,5% Trypsin, kein Phenolrot</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15090046</td><td>Arbeitsmaterial auf 1x verdünnen mit sterilem 1x PBS</td></tr><tr><td>30 & Mikro; m Vorabscheidungsfilter</td><td>Miltenyi biotech</td><td>130-041-407</td><td></td></tr><tr><td>35 % steriles Rinderserumalbumin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7979</td><td></td></tr><tr><td>7-AAD</td><td>Biolegend</td><td>420404</td><td>Wird als Lebend-/Totfärbung verwendet, um abgestorbene Zellen aus der FACS-Analyse zu eliminieren</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD10-FITC-Antikörper (Klon HI10a)</td><td>Biolegend</td><td>312207</td><td>Verwendung einer Verdünnung</td></tr> <tr><td>von 1:20Anti-humaner CD11b-FITC-Antikörper (aktiviert) (Klon CBRM1/5)</td><td>Biolegend</td><td>301403</td><td>Use 1:5 Verdünnung</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD123-APC-Antikörper (Klon 6H6)</td><td>Biolegend</td><td>306012</td><td>Use 1:20 Verdünnung</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD14-PE-Antikörper (Klon M5E2)</td><td>Biolegend</td><td>301806</td><td>Use 1:20 Verdünnung</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD19-FITC-Antikörper (Klon 4G7)</td><td>BD Biosciences</td><td>347543</td><td>Use 1:5 Verdünnung</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD235a-APC-Antikörper (Klon GA-R2 (HIR2))</td><td>BD Biosciences</td><td>551336</td><td>Verwendung 1:20 Verdünnung</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD235a-FITC-Antikörper (Klon HIR2)</td><td>Biolegend</td><td>306609</td><td>Verwendung 1:50 Verdünnung</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD34-APC-Cy7-Antikörper (Klon 581)</td><td>Biolegend</td><td>343514</td><td>Verwendung 1:20 Verdünnung</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD38-PE-Antikörper (Klon HIT2)</td><td>Biolegend</td><td>303506</td><td>Verwenden Sie eine Verdünnung von 1:20</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD3-FITC-Antikörper (Klon UCHT1)</td><td>Biolegend</td><td>300405</td><td>Verwendung 1:20 Verdünnung</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD41a-PerCP-Cy5.5-Antikörper (Klon HIP8)</td><td>Biolegend</td><td>303720</td><td>Verwendung 1:20 Verdünnung</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD45Ra-PE-Cy7-Antikörper (Klon HI100)</td><td>Biolegend</td><td>304126</td><td>Verwendung 1:20 Verdünnung</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD66b-PE-Cy7-Antikörper (Klon G10F5)</td><td>Biolegend</td><td>305116</td><td>Verwendung 1:20 Verdünnung</td></tr><tr><td>Anti-humaner CD7-FITC Antikörper (Klon CD7-6B7)</td><td>Biolegend</td><td>343103</td><td>Verwendung 1:20 Verdünnung</td></tr><tr><td>Dimethylsulfoxid (DMSO)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP231-100</td><td>Filter vor Gebrauch sterilisieren</td></tr><tr><td>Dulbecco' s Modified Eagle Medium (DMEM) Pulver mit L-Glutamin&nbsp;</td><td>Gibco</td><td>12100046</td><td>Rekonstituieren Sie 1 Packung zur Herstellung von 1 l DMEM-Medien mit Natriumbicarbonat, 10 % FBS und 1 % Penicillin und Streptomycin.</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum, australische Quelle, hitzeinaktiviertes</td><td>Omega Scientific</td><td>FB-22 Los #609716</td><td></td></tr><tr><td>Humanes CD34-Mikrokügelchen-Kit&nbsp;</td><td>Miltenyi biotech</td><td>130-046-702</td><td></td></tr><tr><td>Humanes Thrombopoietin (TPO), Forschungsqualität</td><td>Miltenyi biotech</td><td>130-094-011</td><td>Machen Sie einen Vorrat von 100 &micro; g/ml in 1x PBS + 0,1% BSA. Verwenden Sie 50 ng/ml sowohl für die myeloische Differenzierung als auch für die Stimulationsmedium</td></tr><tr><td>L-Glutamin</td><td>Omega Scientific</td><td>GS-60</td><td>2 mM Konzentration im Stimulationsmedium</td></tr><tr><td>LS Säulen</td><td>Miltenyi biotech</td><td>130-042-401</td><td></td></tr><tr><td>MACS Multiständer</td><td>Miltenyi biotech</td><td>130-042-303</td><td></td></tr><tr><td>MidiMACS Magnetseparator</td><td>Miltenyi biotech</td><td>130-042-302</td><td></td></tr><tr><td>MNC Fraktionierungsmedien (Ficol-Paque PLUS)</td><td>GE Healthcare Biosciences</td><td>17-1440-03</td><td></td></tr><tr><td>MS-5 Zellen</td><td></td><td></td><td>Geschenk aus dem Labor von Gay Crooks, UCLA</td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td>800 mL 1x PBS in einem Becherglas auf einer Rührplatte in einer chemischen Haube auf ~65 & C erhitzen. 10 g Paraformaldehydpulver hinzufügen. Um das Paraformaldehyd vollständig aufzulösen, erhöhen Sie den pH-Wert durch Zugabe von 1 N NaOH. Die Lösung abkühlen und filtrieren und das Volumen mit 1x PBS auf 1 l auffüllen. Stellen Sie den pH-Wert auf 7,2 ein.</td></tr><tr><td>Penicillin & Streptomycin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4458-100ml</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L Lysin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2636</td><td>Stellen Sie eine 10 mg/ml Brühe in 1x PBS</td></tr><tr><td>Rekombinantes humanes Erythropoietin-alpha (rHu EPO-&alpha;)</td><td>BioBasic</td><td>RC213-15</td><td>Machen Sie einen Bestand von 2.000 Einheiten/ml in 1x PBS + 0,1% BSA. Verwenden Sie 4 Einheiten/ml für die myeloische Differenzierung</td></tr><tr><td>Rekombinantes humanes Fibronektin-Fragment (RetroNectin)</td><td>Takara&nbsp;</td><td>T100B</td><td>Use 20 & Micro; g/ml, verdünnt in sterilem 1x PBS, um die Vertiefungen vor der Stimulation von CD34+ HSCs zu beschichten.</td></tr><tr><td>Rekombinanter humaner Flt-3-Ligand (rHu Flt-3L)</td><td>BioBasic</td><td>RC214-16</td><td>Machen Sie einen Vorrat von 100 & Mikro; g/ml in 1x PBS + 0,1% BSA. Verwenden Sie 5 ng/ml für die myeloische Differenzierung & 50 ng/mL im Stimulationsmedium</td></tr><tr><td>Rekombinantes humanes Interleukin-3 (rHu IL-3)</td><td>BioBasic</td><td>RC212-14</td><td>Machen Sie einen Vorrat von 100 & Mikro; g/ml in 1x PBS + 0,1% BSA. Verwenden Sie 5 ng/ml für die myeloische Differenzierung & 20 ng/mL im Stimulationsmedium</td></tr><tr><td>Rekombinanter humaner Stammzellfaktor (rHu SCF)</td><td>BioBasic</td><td>RC213-12</td><td>Machen Sie einen Vorrat von 100 &; Mikro; g/ml in 1x PBS + 0,1% BSA. Verwenden Sie 5 ng/ml für die myeloische Differenzierung & 50 ng/mL im Stimulationsmedium</td></tr><tr><td>Serum freies Medium (X-Vivo-15)</td><td>Lonza&nbsp;</td><td>04-418Q</td><td></td></tr><tr><td>Natriumbicarbonat</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP328-500</td><td></td></tr><tr><td>Wright-Giemsa Färbung, modifiziert</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>WG16-500</td><td>Gemäß den Anweisungen des Herstellers verwenden</td></tr><tr><td>Ausrüstung&nbsp; </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>BD LSR II Durchflusszytometer</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zentrifuge</td><td>Sorvall Legend RT</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lichtmikroskop</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

panmyeloische differenzierung von humanem cordblood abgeleitet cd34+ hämatopoetische stamm- und vorläuferzellen

Pan-myeloid Differentiation of Human Cord Blood Derived CD34+ Hematopoietic Stem and Progenitor Cells

Die Ex-vivo-Differenzierung menschlicher hämatopoetischer Stammzellen ist ein weit verbreitetes Modell zur Untersuchung der Hämatopoese. Das hier beschriebene Protokoll ist für die zytokininduzierte Differenzierung von CD34+ hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen zu den vier myeloischen Abstammungszellen. CD34+ Zellen werden aus menschlichem Nabelschnurblut isoliert und in Gegenwart von Zytokinen mit MS-5 Stromalzellen kokultiviert. Die immunotypische Charakterisierung der Stamm- und Vorläuferzellen sowie der differenzierten myeloischen Abstammungszellen werden beschrieben. Mit diesem Protokoll können CD34+ Zellen mit kleinen Molekülen inkubiert oder mit Lentiviren transduziert werden, um myeloische Krankheitsmutationen auszudrücken, um ihre Auswirkungen auf die myeloische Differenzierung zu untersuchen.

Die Anwendung der oben genannten Protokolle ergibt 5,6 (ca. 0,5) x 108 MNCs und 1 (ca. 0,3) x 106 CD34+ Zellen aus einer Nabelschnurbluteinheit von 100 ml. Der Prozentsatz der gesamten CD34+ Zellen liegt zwischen 80-90% (Abbildung 2A,B). Die immunotypische Analyse nach dem von Manz et al.5 beschriebenen Schema zeigt, dass die CD34+ Zellen in der Regel aus 20 % HSCs und 72 % MPPs bestehen, die Lin<...

Hier stellen wir ein Protokoll zur immunphenotypischen Charakterisierung und Zytokin-induzierten Differenzierung von Nabelschnurblut abgeleitet CD34+ hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen zu den vier myeloischen Linien vor. Die Anwendungen dieses Protokolls umfassen Untersuchungen über die Wirkung von myeloischen Krankheitsmutationen oder kleinen Molekülen auf die myeloische Differenzierung der CD34+ Zellen.

Panmyeloische Differenzierung von humanem Cordblood abgeleitet CD34+ hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen

Ex vivo differentiation of human hematopoietic stem cells is a widely used model for studying hematopoiesis. The protocol described here is for cytokine ...

Dieses Protokoll kann verwendet werden, um die molekularen und zellulären Veränderungen zu untersuchen, die während der normalen myeloischen Differenzierung von humanen CD34-positiven hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen auftreten. Der Hauptvorteil dieses Protokolls ist, dass es die Differenzierung von CD34-positiven Zellen entlang aller vier myeloischen Linien einschließlich Megakaryozyten, Erythrozyten, Granulozyten und Monozyten ermöglicht. Demonstriert wird das Verfahren aditi Bapat, ein Post-Doc aus meinem Labor.Zur mononukleären Zellisolierung aus einer menschlichen Nabelschnurblutprobe sterilisieren Sie die Außenfläche eines Beutels nabel schnurblut mit 70 % Ethanol, bevor Sie den Beutelinhalt in eine sterile 250 Milliliter Plastikflasche innerhalb eines biologischen Sicherheitsschranks übertragen. Verdünnen Sie das Blut mit einem gleichen Volumen der Raumtemperatur Hanks gepufferte Saline-Lösung, und fügen Sie 15 Milliliter mononukleäre Zellfraktionierung Medium zu jeder von fünf sterilen 50 Milliliter konischen Röhren. Gießen Sie nach sanftem Mischen vorsichtig 30 Milliliter des verdünnten Nabelschnurblutes auf das mononukleare Fraktionierungsmedium in jedem Rohr, wobei die 50 Milliliter-Röhren in einem Winkel gehalten werden, um das Mischen der Schichten zu vermeiden.Trennen Sie die Zellen durch Dichtegradientenzentrifugation, und entfernen Sie die oberen 15 bis 20 Milliliter Plasma über der mononukleären Zellschicht. Verwenden Sie eine Pipette, um die exponierte mononukleäre Zellschicht sorgfältig in ein neues 50-Milliliter-Rohr zu übertragen, wobei die mononukleären Zellen von zwei bis drei Röhren zusammengepoolt werden, und bringen Sie das Endvolumen in jedem Rohr bis zu 50 Milliliter mit kaltem PBE-Puffer. Pellet die mononukleären Zellproben durch Zentrifugation, und aspirieren die Überstand.Tippen Sie vorsichtig auf jedes Rohr, um die Zellpellets zu lockern, und verdünnen Sie die Pellets in fünf Milliliter eiskalten PBE-Puffer. Kombinieren Sie die Zellen von drei bis vier Röhren zu einem 50 Milliliter konischen Rohr und waschen Sie alle Rohre mit fünf Millilitern frischen PBE-Puffer, um alle verbleibenden Zellen zu sammeln. Nach dem Zählen das Endvolumen in die Röhre bis zu 50 Milliliter mit frischem eiskaltem PBE-Puffer bringen und die Zellen per Zentrifugation sammeln.Um die CD34-positiven mononukleären Zellen zu isolieren, setzen Sie das Pellet in 50 Milliliter n. PBE-Puffer wieder auf, bevor Sie die Zellen mit einer weiteren Zentrifugation sammeln. Nachdem Sie den Überstand entsorgt haben, tippen Sie vorsichtig, um das Pellet zu lösen, und setzen Sie die Zellen einmal 10 zu den acht mononukleären Zellen pro 300 Mikroliter eiskalter PBE-Pufferkonzentration wieder auf. Blockieren Sie jede unspezifische Bindung mit 100 Mikroliter fc-Rezeptor-BlockierungReagenz, mischen Sie vorsichtig, und fügen Sie dann 100 Mikroliter CD34 Mikroperlen aus einem magnetisch aktivierten Zell-Sortierung menschlichen CD34 Mikroperlen-Kit pro mal 10 zu den acht Zellen mit sanfter Mischung, und inkubieren die Zellen für 30 Minuten bei vier Grad Celsius.Während die Zellen inkubieren, legen Sie eine LS-Säule und einen Vortrennfilter in ein MACS-Trennfeld. Die Säule mit zwei Millilitern eiskalten PBE-Puffer und dem Vortrennfilter mit einem Milliliter Puffer ausstatten. Lassen Sie die Spalte in ein 15 Milliliter konisches Rohr entleeren und den Durchfluss entsorgen.Am Ende der Inkubation das Endvolumen der mononukleären Zellprobe bis zu 15 Milliliter mit frischem eiskaltem PBE-Puffer bringen und die Zellen durch Zentrifugation sedimentieren. Setzen Sie das Pellet in einem Milliliter eiskalten PBE-Puffer wieder auf und laden Sie die Zellen auf den Vortrennfilter auf der Säule. Spülen Sie das Rohr mit drei Millilitern frischer eiskalter PBE-Puffer und fügen Sie den Puffer dem Vortrennfilter hinzu.Waschen Sie die Säule viermal mit einem zusätzlichen drei Milliliter eiskalten PBE-Puffer pro Wäsche ohne Filter, so dass die Säule zwischen jedem Waschen vollständig abfließen kann. Nach der letzten Wäsche die Säule in ein neues 15-Milliliter-Rohr bewegen und fünf Milliliter frische eiskalte PBE durch die Säule in die Röhre stürzen. Um die Fraktionen von Stamm- und Vorläuferpopulationen in den frisch isolierten CD34-positiven hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen zu bestimmen, sammeln Sie die Zellen durch Zentrifugation und setzen Sie das Pellet um ein mal 10 bis zu den sechs Zellen pro 50 Mikroliter Durchflusszytometriepufferkonzentration wieder auf.Als nächstes übertragen Sie die Zellen in 50 Mikroliter Aliquots pro fünf Milliliter Fluoreszenz aktivierte Zellsortierröhre nach dem experimentellen Durchflusszytometrie-Färbungsprotokoll. Fügen Sie den entsprechenden Antikörpercocktail und lebende/tote Färbung zu den Zellen hinzu, indem Sie das Volumen auf 100 Mikroliter insgesamt einstellen. Nach 20 Minuten im Dunkeln vor Licht geschützt, waschen Sie die Zellen mit einem Milliliter frischer Durchflusszytometriepuffer pro Rohr, und setzen Sie die Zellen in 500 Mikroliter Frischflusszytometriepuffer pro Tube wieder auf.Analysieren Sie dann die Zellen auf einem Durchflusszytometer nach standardzytometrischen Standardprotokollen. Um die mikroperlenisolierten CD34-positiven Stamm- und Vorläuferzellen in myeloische Abstammungszellen zu differenzieren, beschichten Sie zunächst die Brunnen einer sterilen, unbeschichteten 48-Well-Platte mit 200 Mikrolitern pro Brunnen rekombinanter humaner Fibronectinlösung in PBS für zwei Stunden bei Raumtemperatur. Am Ende der Inkubation die Fibronectin-Lösung aus jedem Brunnen entsorgen und die Brunnen mit 200 Mikrolitern 2%Rinderserumalbumin blockieren.Nach 30 Minuten bei Raumtemperatur die Brunnen zweimal mit 500 Mikrolitern sterilem PBS pro Waschgang waschen. Setzen Sie die frisch isolierten CD34-positiven Zellen bei fünf mal 10 der fünf Zellen pro Milliliter warmer Stimulationsmediumkonzentration wieder auf. Als nächstes säen Sie 200 Mikroliter Zellen in jeden Brunnen der Fibronectin-Fragment beschichteten Platte und legen Sie die Platte in den Zellkultur-Inkubator für 48 Stunden.Am Ende der Inkubation sammeln Sie die Zellen mit sanfter Pipettierung und waschen Sie die Brunnen mit 500 Mikrolitern des modifizierten Dulbecco-modifizierten Eagle-Mediums, wobei die Waschungen mit der Zellsuspension gebündelt werden. Nach dem Zählen, setzen Sie die Zellen bei einer 2,5 mal 10 zu den vier Zellen pro milliliter myeloiden Differenzierung mittlere Konzentration. Schicht 200 Mikroliter CD34-positive Zellen pro Brunnen in einer MS-5-Stromzelle gesät 48 Brunnengewebe Kulturplatte.Dann legen Sie die Platte in den Zellkultur-Inkubator und ersetzen Sie sanft 100 Mikroliter des Überstandes in jedem Brunnen durch 100 Mikroliter frisches 2X Myeloid-Differenzierungsmedium alle drei bis vier Tage. Ernten Sie am 21. Tag die Zellen zur Analyse des myeloischen Linienmarker-Ausdrucks durch Durchflusszytometrie, wie gerade gezeigt. Der typische Prozentsatz der gesamten CD34-positiven Zellen, die durch Mikroperlentrennung aus Nabelschnurblut isoliert wurden, liegt zwischen 80 und 90% Immunophenotypic-Analyse und zeigt, dass diese CD34-positiven Zellen typischerweise aus einer etwa 20%igen negativen CD34-positiven CD34-positiven cd38-positiven hämatopoetischen Stammzellpopulation und einer 72%igen negativen CD34-positiven CD34-positiven CD38-positiven CD34-positiven CD34-positiven CD34-positiven Cd38-positiven Cd38-positiven Cd38-positiven Progenitor-Zellpopulation bestehen.Innerhalb der multipotenten Vorläuferzellpopulation exprimieren etwa 25% der Zellen gemeinsame myeloische Vorläufermarker, etwa 15% Granulozytenmonozyten-Vorläufermarker und etwa 56% Megakaryozyten-Erythroid-Vorläufermarker. Die Immunophenotypisierung zeigt auch, dass der Anteil der CD34-positiven Zellen von etwa 90 % bei Isolation auf weniger als 25 % am 21. Tag sinkt. Die Analyse der CD34-Negativpopulation zeigt einen gleichzeitigen Anstieg des Prozentsatzes der Zellen, die reife myeloische Abstammungsmarker exdrücken.Darüber hinaus zeigen Die gefärbten Wright-Giemsa-Zellen an den Tagen eins und 21 unterschiedliche morphologische Eigenschaften, wobei die undifferenzierten Kulturen große, runde Kerne und sehr wenig Zytoplasma aufweisen und die differenzierten Kulturen morphologische Eigenschaften von Linienzellen aufweisen, einschließlich der Monozyten, Granulozyten und Erythroblasten. Denken Sie daran, das verdünnte Nabelschnurblut auf das mononukleäre Zellfraktionierungsmedium zu gießen, ohne die Schichten zu mischen, und stören Sie die MS-5- und CD34-positiven Zellen nicht, wenn Sie das Medium wechseln. Nach diesem Differenzierungsprotokoll können die CD34-positiven Zellkulturen auf morphologische Veränderungen, apoptotische Effekte, Veränderungen der Zellzyklusmuster und den Grad der Differenzierung analysiert werden.

pan-myeloid-differentiation-human-cord-blood-derived-cd34

Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Verfahren, um die Verteilung von Knochenmark hämatopoietischen Vorläuferzellen in Durchflusszytometrie sowie effizient zu isolieren hochgereinigten hämatopoetischen Stammzellen (HSC) Analyse beschrieben. Die Isolierung Verfahren im wesentlichen auf magnetische Anreicherung von c-Kit +-Zellen und Zell-Sortierung, um HSK für zelluläre und molekulare Studien zu reinigen bezogen.

Phänotypische Analyse und Isolierung von murinen hämatopoetischen Stammzellen und Lineage-festgelegte Vorläuferzellen

Dieses Video zeigt eine Technik zur Differenzierung von Megakaryozyten und zur Bildung von Blutplättchen. Hämatopoetische Stammvorläuferzellen – isoliert aus menschlichem Nabelschnurblut – differenzieren sich in Gegenwart von Thrombopoietin zu reifen Megakaryozyten. Die reifen Megakaryozyten produzieren zytoplasmatische Fortsätze, die als Proplättchen bezeichnet werden und aus denen einzelne Blutplättchen hervorgehen.

Eine in vitro Methode zur Differenzierung von Megakaryozyten und zur Thrombozytenbildung

Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Isolierung Teilmengen von Vorläufer-B-Zellen aus Nabelschnurblut. Ein ausreichender Menge und Qualität von Nukleinsäuren können aus den Zellen extrahiert werden und in nachfolgenden Assays DNA oder RNA.

Isolierung von Precursor B-Zell-Subsets aus Nabelschnurblut

Es wurde eine Methode entwickelt, um direkt abzuleiten humanen neuralen Stammzellen aus hämatopoetischen Vorläuferzellen aus peripherem Blut Zellen angereichert.

Direkte Induktion von humanen neuralen Stammzellen aus peripherem Blut hämatopoetischen Vorläuferzellen

Hier präsentieren wir menschlicher pluripotenter Stammzellen (hPSC) Kultur Protokolle verwendet, um hPSCs in CD34 unterscheiden+ hämatopoetischen Vorläuferzellen. Diese Methode nutzt Bühne-spezifische Manipulation von kanonischer WNT signalisieren Zellen ausschließlich entweder die definitive oder primitive hämatopoetischen Programm angeben.

Differenzierung der Primitive und Definitive hämatopoetischen Vorläuferzellen aus menschlichen pluripotente Stammzellen gerichtet

Eine hochreine Bevölkerung von Megakaryozyten erhalten Sie bei Kabel Blut stammenden CD34+ Zellen. Eine Methode für die CD34+ Isolation und Megakaryocyte Zelldifferenzierung wird hier beschrieben.

Megakaryocyte Differenzierung und Thrombozyten-Formation von Human Cord Blood abgeleitet CD34 Zellen+

Wir zeigen, wie zu identifizieren und zu isolieren 6 Teilmengen der myeloischen Vorläuferzellen aus murinen Knochenmark mit einer Kombination von magnetischen und Fluoreszenz (MACS und FACS) sortieren. Dieses Protokoll kann für in-vitro- Kultur-Assays (Methylcellulose oder Flüssigkeit Kulturen), in Vivo Adoptiv Transfer Experimente und RNS/Protein-Analysen verwendet werden.

Identifizierung und Isolierung von Oligopotent und Lineage-committed myeloischen Vorläuferzellen aus Maus Knochenmark

Hier beschreiben wir die Ex Vivo Expansion von hämatopoetischen Stammzellen CD34+ Zellen aus Nabelschnurblut behandelt mit einer Kombination aus einem Zytokin-cocktail und VPA. Diese Methode führt zu einem bedeutenden Grad von ex-Vivo Expansion der primitiven HSCs entweder für klinische oder Laboranwendungen.

Ex-Vivo Expansion von hämatopoetischen Stammzellen aus menschlichen Nabelschnur Blut abgeleitet CD34+ Zellen mit Valproinsäure

Hier stellen wir ein Protokoll zur präzisen Bildung hämogenen Endothelaus aus menschlichen pluripotenten Stammzellen in einem feeder- und xenofreien Zustand vor. Diese Methode wird breite Anwendungen bei der Modellierung von Krankheiten und beim Screening auf therapeutische Verbindungen haben.

Hämogene Endotheldifferenzierung von humanen pluripotenten Stammzellen in einem feeder- und xenofreien definierten Zustand

Hier wird eine auf Durchflusszytometrie basierende Technik vorgestellt, die es ermöglicht, gleichzeitig die Anzahl der Zellteilungen, den Phänotyp der Oberflächenzellen und die zelluläre Verwandtschaft zu messen. Diese Eigenschaften können statistisch mit einem auf Permutation basierenden Framework getestet werden.

Simultane Beurteilung von Verwandtschaft, Teilungszahl und Phänotyp mittels Durchflusszytometrie für hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen

Die Modellierung der Erythropoese bietet eine wertvolle Möglichkeit, die biologische Bedeutung der Akteure in diesem Prozess zu verstehen und neue therapeutische Ansätze zu evaluieren, die Differenzierungsdefekte lindern können. Hier beschreiben wir eine einfache und zuverlässige Methode, um CD34+ hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen ex vivo effizient zu differenzieren.

Eine umfassende Pipeline zur Bewertung der Effizienz der menschlichen Erythropoese in vitro und ex vivo

Lernen Sie die panmyeloische Differenzierung von CD34+ hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen aus Nabelschnurblut kennen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung aller vier myeloischen Linien für hämatopoetische Forschung.

Panmyeloische Differenzierung von humanem Cordblood abgeleitet CD34⁺ hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen

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