Name: Analyse des Lipidtröpfchengehalts in Spalt- und Budding-Hefen mittels automatisierter Bildverarbeitung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 43 s
Description: Erfahren Sie eine automatisierte Bildverarbeitungsmethode zur quantitativen Analyse von Lipidtröpfchen in Hefezellen. Dieses standardisierte Protokoll ermöglicht Hochdurchsatzstudien zum Lipidstoffwechsel in Saccharomyces cerevisiae und anderen Hefearten.

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Diese Arbeit wurde durch die Stipendien der Karlsuniversität PRIMUS/MED/26, GAUK 1308217 und SVV 260310 unterstützt. Wir danken Ond'ej ebesta für die Hilfe bei der Mikroskopie und der Entwicklung der Bildanalyse-Pipeline. Wir danken dem ReGenEx-Labor für S. cerevisiae-Stämme und JapoNet und Hironori Nikis Labor für S. japonicus-Stämme. Der ppc1-88 Stamm wurde vom Yeast Genetic Resource Center Japan bereitgestellt. Die Mikroskopie wurde im Labor für Konfokal- und Fluoreszenzmikroskopie durchgeführt, das vom Europäischen Fonds für regionale Entwicklung und dem Staatshaushalt der Tschechischen Republik kofinanziert wurde (Projekt Nr. CZ.1.05/4.1.00/16.0347 und CZ.2.16/3.1.00/21515).

1. Vorbereitung von Lösungen und Medien
<ol><li>
Bereiten Sie Lipid-Färbunglösung.
	<ol>
<li>Zur Herstellung von Lagerlipid-Färbunglösung lösen 10 mg BODIPY 493/503 in 10 ml wasserfreien DMSO (Endkonzentration 1 mg/ml). Lösen Sie den gesamten Gehalt einer 10 mg BODIPY 493/503 Durchstechflasche auf, um Materialverluste beim Wiegen zu verhindern. ACHTUNG: DMSO kann durch die Haut passieren. Tragen Sie eine geeignete persönliche Schutzausrüstung.</li>
		<li>Bereiten Sie die arbeitsfähige Lipid-Färbungslösung vor, indem Sie 100 l der 1 mg/ml BODIPY 493/503-Stammlösung und 900 l wasserfreien DMSO (Endkonzentration 0,1 mg/ml) mischen.</li>
		<li>Aliquot die Lager- und Arbeitslösungen, und lagern Bei -20 °C. HINWEIS: Gelöste BODIPY 493/503 ist für mehrere Jahre bei -20 °C stabil. Die Lösung muss jedoch vor Feuchtigkeit und Licht geschützt werden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Um eine Stammlösung für die Visualisierung der Zellgrenze vorzubereiten, lösen Sie 25 mg Cascade Blue dextran (ganze Durchstechflasche) in 2,5 ml entionisiertem Wasser (Endkonzentration 10 mg/ml). Aliquot die Lagerlösung und lagern Sie bei -20 °C vor Licht geschützt.</li>
	<li>Zur Herstellung der Mikroskop-Diabeschichtungslösung 5 mg Sojalectin in 5 ml entionisiertem Wasser (Endkonzentration 1 mg/ml) auflösen. Aliquot die Lektinlösung und lagern Sie bei -80 °C. HINWEIS: Die Lektinlösung ist bei -80 °C mehrere Jahre stabil. Aliquots, die derzeit verwendet werden, können bei -20 °C gelagert werden.</li>
	<li>
Bereiten Sie Kultivierungsmedien vor.
	<ol>
<li>Um 400 ml komplexes JA-Anbaumedium für S. Pombe und S. japonicus zuzubereiten, 2 g Hefeextrakt und 0,1 g SP-Ergänzungen (falls für auxotrophe Mutanten erforderlich) in 340 ml entionisiertem Wasser in einer 500 ml Flasche und Autoklaven auflösen. Fügen Sie 60 ml 20% (w/v) separat autoklavte oder filtersterilisierte Glukose unter aseptischen Bedingungen hinzu.</li>
		<li>Um 400 ml definiertes EMM-Anbaumedium für S. pombe und S. japonicus vorzubereiten, 4,9 g EMM-Brühe ohne Dextrose in 360 ml entionisiertem Wasser in einer 500 ml Flasche und einem Autoklaven auflösen. 40 ml 20 % (w/v) separat autoklavte oder filtersterilisierte Glukose unter aseptischen Bedingungen hinzufügen. HINWEIS: Allgemeine Richtlinien zur Kultivierung von S. pombe und S. japonicus finden Sie unter25 bzw.26.</li>
		<li>Um 300 ml komplexes YPAD-Anbaumedium für Saccharomyces cerevisiaevorzubereiten, lösen Sie 3 g Hefeextrakt, 6 g Pepton und 30 mg Adeninsulfat in 270 ml entionisiertem Wasser in einer 500 ml Flasche und Einem Autoklaven auf. Fügen Sie 30 ml 20% (w/v) separat autoklavte oder filtersterilisierte Glukose unter aseptischen Bedingungen hinzu.</li>
		<li>Um 300 ml definiertes Minimalmedium für S. cerevisiae vorzubereiten, lösen Sie 2 g Hefestickstoffbasis (ohne Aminosäuren) in 270 ml entionisiertem Wasser in einer 500 ml Flasche und einem Autoklaven auf. Fügen Sie 30 ml 20% (w/v) separat autoklavte oder filtersterilisierte Glukose unter aseptischen Bedingungen hinzu. HINWEIS: Allgemeine Richtlinien zum Anbau von S. cerevisiae finden Sie unter27.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Zellkultivierung
<ol><li>
Wachsende S. pombe oder S. japonicus zu exponentiellen oder frühen stationären Phase.
	<ol>
<li>Am Morgen 5 ml YES-Medium mit frischer Spalthefe-Biomasse impfen. Bei 32 °C mit Schütteln (180 Rpm) mehrere Stunden bebrüten. HINWEIS: Verwenden Sie für alle Kultivierungen Erlenmeyerkolben mit dem 10-fachen Kulturvolumen, um eine ordnungsgemäße Belüftung zu gewährleisten. Einige Laboratorien ziehen es vor, Spalthefen bei 30 °C anzubauen, aber die Kultivierungstemperatur von 32 °C führt zu kürzeren Verdoppelungszeiten ohne nachteilige Auswirkungen auf die Zellen, wodurch die Gesamtzeit für die Durchführung eines Experiments verringert wird25,28 .</li>
		<li>Am späten Nachmittag desselben Tages (nach mindestens 6 Stunden Kultivierung) die Kultur mit frischem JA-Medium auf ein 10 ml Endkulturvolumen verdünnen, so dass sie am nächsten Morgen die gewünschte optische Dichte (OD) (oder Anzahl der Zellen/ml) erreicht, und bei 32 °C mit s Haking (180 Rpm). Es ist von Vorteil, die Verdoppelungszeit jedes verwendeten Stammes zu kennen, um den Verdünnungsfaktor genau zu bestimmen (Verwenden Sie Gleichung 1). <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/59889/59889eq01v3.jpg"> Wenn V-Kultur das für die Verdünnung benötigte Präkulturvolumen ist, ist Vfinal das Gesamtvolumen der neuen Kultur (10 ml für Standardkulturen), ODfinal ist das gewünschte OD, das erreicht wird, am nächsten Morgen ist DEROD-Strom die derzeit gemessene OD der Präkultur, t ist die Zeit des Zellwachstums bis zur Ernte, tVerzögerung ist Die Dauer der Verzögerungsphase (abhängig von den Laborbedingungen, muss empirisch definiert werden) und tDT ist die Verdoppelungszeit der Sorte. HINWEIS: Wenn exponentielle Phasenzellen analysiert werden sollen, lassen Sie die Präkulturen nicht in die stationäre Phase gelangen, da dies die Zellphysiologie (einschließlich LD-Gehalt) für mehrere nachfolgende Generationen dramatisch verändert.</li>
		<li>Am Morgen des Bildtages, wenn die Kultur etwas höher OD als erforderlich erreicht (im Falle von exponentiellen Phasenzellen), verdünnen Sie es mit frischem JA und setzen Sie die Inkubation für mindestens zwei weitere Verdoppelungszeiten vor der Färbung von LDs fort. Färbung (Abschnitt 3).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Wachsende S. cerevisiae zu exponentiellen und stationären Phase.
	<ol>
<li>Am Nachmittag 10 ml YPAD-Medium mit einer kleinen Menge an frisch aufkeimender Hefebiomasse impfen und über Nacht bei 30 °C mit Schütteln (180 U/min) inkubieren.</li>
		<li>Am Morgen des Bildtages, verdünnen Sie die Kultur auf OD 0,1 in 10 ml YPAD Medium und wachsen auf die erforderliche OD (z.B. OD 1 für exponentielle Phase). Führen Sie alle Kulturverdünnungen durch, wie in Schritt 2.1.2 beschrieben. Fahren Sie mit der Färbung fort (Abschnitt 3).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Lipid Droplet Färbung
<ol><li>Bereiten Sie einen Mikroskop-Abdeckungsschlupf für jede zu bebilderte Probe vor. Mit der langen Seite einer horizontal positionierten Pipettenspitze 1 L Gleitbeschichtungslösung auf einen sauberen Deckelschlupf verteilen. Lassen Sie die Beschichtungslösung vollständig trocknen und lagern Sie die Abdeckschlupf in einer staubfreien Umgebung. HINWEIS: Glasschlitten und Abdeckungen können bei Bedarf vor dem Gebrauch gereinigt werden. Das Reinigungsverfahren besteht aus dem Waschen mit Geschirrspülmittel, dem Spülen mit Wasser, dem Einweichen von 3% Salzsäure über Nacht und dem Waschen mit destilliertem Wasser. Gereinigte Dias und Abdeckungen werden bis zur Verwendung in reinem Ethanol gelagert.</li>
	<li>Messen Sie die OD der Zellkultur oder die Anzahl der Zellen/ml, je nach Bedarf. Versuchen Sie, ähnliche Werte unter allen getesteten Stämmen zu erreichen, um vergleichbare experimentelle Bedingungen zu gewährleisten.</li>
	<li>Pipette 1 ml jeder Zellkultur zu einem 1,5 ml Mikrozentrifugenrohr. Nur für S. cerevisiae 5 l der Gleitbeschichtungslösung hinzufügen, kurz wirbeln und bei 30 °C mit Schütteln für 5 min inkubieren.</li>
	<li>Fügen Sie jeder Kultur-Aliquot und Wirbel kurz 1 l der Lipid-Färbungslösung hinzu. Fügen Sie dann kurz 10 L der Zellgrenzvisualisierungslösung und wirbeln sie hinzu. HINWEIS: Bereiten Sie keine vorgemischten Lösungen beider Flecken vor, da dies zu einer Fluoreszenzabschreckung von BODIPY 493/503 führt.</li>
	<li>Sammeln Sie die Zellen durch Zentrifugation (1.000 x g, 3 min, RT) und entfernen Sie fast alle Überstand (ca. 950 l). Setzen Sie die Zellen im verbleibenden Überstand wieder aus.</li>
	<li>Pipette 2 l der dichten Zellsuspension auf einem mit Lektin beschichteten Deckel schlupf und auf ein sauberes Mikroskopschlitten legen. Die Zellen sollten eine Monoschicht bilden. Fahren Sie so schnell wie möglich mit der Mikroskopie (Abschnitt 4) fort, um Artefakte in der Bildgebung zu minimieren; maximal zwei Proben gleichzeitig verarbeiten.</li>
</ol>4. Einrichten des Mikroskops und der Bildgebung
<ol><li>
Optimieren Sie die Bildgebungsbedingungen. HINWEIS: Das Einrichten des Mikroskops erfordert lange Expositionen gegenüber starken Lichtquellen, die Schäden an der Probe und schiefe Ergebnisse verursachen können. Richten Sie daher die Bildbedingungen mithilfe eines dedizierten Beispieldias ein, das nicht weiter für die LD-Quantifizierung verwendet wird.<ol>
<li>Konzentrieren Sie sich auf die Zellen mit Phasenkontrast oder Differential interferenzkontrast (DIC). HINWEIS: Phasenkontrast- oder DIC-Bilder können als Referenz verwendet werden, werden jedoch während des automatischen Bildanalyseschritts nicht verwendet.</li>
		<li>Legen Sie die Z-Stack-Einstellungen so fest, dass sie das gesamte Zellenvolumen umfassen. Die gesamte vertikale Entfernung hängt von der Zellengröße ab. die Anzahl der optischen Scheiben hängt von der numerischen Blende des Objektivs ab (Punktstreufunktion in z-Achse). Legen Sie den Fokus so fest, dass er relativ zur zentralen Fokusebene verschoben wird. HINWEIS: Die optimale Anzahl von Scheiben wird oft von der Mikroskopsteuerungssoftware eingestellt und muss nicht manuell berechnet werden. Die typischen Zellbreiten sind 3-5 m für S. pombe,4-7 m für S. japonicusund 3-7 m für S. cerevisiae.</li>
		<li>Um LDs abzubilden, stellen Sie Lichtintensität und Belichtungszeit im grünen Kanal ein (Erregungs- und Emissionsmaxima von BODIPY sind 493 bzw. 503 nm). HINWEIS: BODIPY 493/503 ist ein sehr helles Fluorchrom; jedoch kann es schnell mit zu starker Lichtintensität gebleicht werden. Darüber hinaus sind LDs in live Zellen mobil, minimieren so die Belichtungszeit und erfassen zuerst den vollständigen Grünen-Kanal-Z-Stack (vor dem Wechsel zum blauen Kanal), um unschärfende Artefakte zu verhindern. Berücksichtigen Sie auch den linearen Bereich der Kamera für die Signalintensität, um gesättigte Pixel zu vermeiden.</li>
		<li>Um Zellgrenzen abzubilden, legen Sie Lichtintensität und Belichtungszeit im blauen Kanal fest (Erregungs- und Emissionsmaxima von Cascade Blue dextran sind 400 bzw. 420 nm). HINWEIS: Die Signalintensität im blauen Kanal ist für die Bildsegmentierung erforderlich, wird aber nicht für die LD-Quantifizierung selbst verwendet. Daher sind optimale Einstellungen in diesem Kanal für die Analyse nicht entscheidend.</li>
		<li>Erstellen Sie nach Möglichkeit einen automatisierten experimentellen Workflow in der Mikroskopsteuerungssoftware, um die Bildgebung mehrerer Proben unter standardisierten Bedingungen zu erleichtern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sobald die Bildbedingungen optimiert wurden, werden Bildproben für die Quantifizierung verwendet. Konzentrieren Sie sich auf die Zellen und stellen Sie sie in grünen und blauen Kanälen ab, wie in Schritt 4.1 beschrieben. HINWEIS: Alle Bilder müssen mit den gleichen Einstellungen erfasst werden, um einen Vergleich zwischen Samples zu ermöglichen. Bildner mehrere Sichtfelder pro Beispiel, um robuste, repräsentative Daten zu erhalten.</li>
	<li>Speichern Sie die z-Stack-Bilder mit blauem und grünem Kanal als 16-Bit-Mehrschicht-TIFF-Dateien (d. h. zwei Dateien pro Sichtfeld). Fügen Sie die Wörter "grün" oder "blau" in die entsprechenden Dateinamen ein. Fahren Sie mit der Bildanalyse fort (Abschnitt 5).</li>
</ol>5. Bildanalyse
<ol><li>
Überprüfen Sie visuell die Qualität der aufgenommenen Bilder.
	<ol>
<li>Öffnen Sie mikroskopische Bilder in ImageJ29,30 oder einer anderen geeigneten Bildanalysesoftware.</li>
		<li>Entfernen Sie alle Bildstapel, die eine beträchtliche Anzahl von Zellen enthalten, die während der Erfassung verschoben wurden (und dadurch unscharfe Artefakte erzeugt enden).</li>
		<li>Entfernen Sie alle Bildstapel, die hochfluoreszierende nichtzellige Partikel im blauen Kanal enthalten (z. B. Schmutz auf Mikroskopschlitten oder Deckschlupf, Verunreinigungen im Anbaumedium). HINWEIS: Sehr helle Nicht-Zell-Objekte im blauen Kanal können Zellerkennungsartefakte erzeugen oder die Erkennung von Zellen in ihrer Nähe beeinträchtigen.</li>
		<li>Entfernen Sie alle Bildstapel, die einen großen Anteil abgestorbener Zellen enthalten (d. h. Zellen mit erhöhter blauer Fluoreszenz im Vergleich zu lebenden Zellen). HINWEIS: Während das Vorhandensein eines kleinen Anteils abgestorbener Zellen in der Probe in der Regel kein Problem darstellt und diese Zellen während der Analyse automatisch verworfen werden, können einige abgestorbene oder absterbende Zellen gelegentlich vom Segmentierungsalgorithmus als lebende Zellen erkannt werden und somit die gemeldeten Ergebnisse verzerren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Analysieren Sie Bilder in der MATLAB-Software.
	<ol>
<li>Erstellen Sie einen Hauptordner, und kopieren Sie alle MATLAB-Skripts an diesen Speicherort.</li>
		<li>Erstellen Sie einen Unterordner ("pombe", "cerevisiae" oder "japonicus") und kopieren Sie Eingabe-TIFF-Bilddateien an diesen Speicherort.</li>
		<li>Starten Sie MATLAB, öffnen Sie das Skript MAIN.m und führen Sie es aus. Wählen Sie im Menü die zu analysierende Hefeart aus und starten Sie die Bildverarbeitung. HINWEIS: Einige der für die Zell- und LD-Erkennung erforderlichen Parameter sind für die jeweilige Art voreingestellt, andere werden bei der Bildverarbeitung automatisch ermittelt. Die voreingestellten Werte wurden empirisch ermittelt und hängen von mehreren Faktoren wie objektiver Vergrößerung, Kameratyp und Empfindlichkeit sowie Bildgebungseinstellungen ab. Bei Bedarf können Benutzer die Skriptdateien bearbeiten, um die organismusspezifischen Voreinstellungen zu ändern, um ihre experimentellen Einstellungen besser widerzuspiegeln. Nämlich werden bei der Zellerkennung akzeptable Objektgrößen durch die Parameter "minArea" und "maxArea" angegeben, und der minimale Anteil des gefüllten Volumens innerhalb der Objektgrenzen wird durch den Parameter "Solidity" angegeben. Für die LD-Erkennung wird der Helligkeitsschwellenwert durch den Parameter "th" angegeben (sein Wert wird hauptsächlich durch die Bildbittiefe und die Fluoreszenzsignalintensität beeinflusst), und die maximal akzeptable LD-Größe wird durch den Parameter "MaxArea" angegeben.</li>
		<li>Überprüfen und verarbeiten Sie die Ausgabedateien nach Bedarf mit einem Tabelleneditor oder einem statistischen Paket; Der Workflow erzeugt semikolongetrennte CSV-Dateien und segmentierte TIFF-Dateien mit erkannten Zellobjekten und LDs. HINWEIS: Der Workflow segmentiert Bilder in Hintergrund- und Zellobjekte, wobei jedes Zellobjekt aus mehreren benachbarten Zellen bestehen kann. Daher stellt die Ausgabe in "xxxx_cells.csv"-Dateien keine Einzelzellendaten dar und sollte nur zur Berechnung von Metriken pro Einheit des Zellenvolumens verwendet werden.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Das Verständnis des Fettstoffwechsels und seiner Regulierung ist sowohl für die Grundbiologie als auch für klinische und biotechnologische Anwendungen wichtig. Der LD-Gehalt stellt eine bequeme Auslesung des Lipidstoffwechselzustands der Zelle dar, wobei die Fluoreszenzmikroskopie eine der wichtigsten Methoden zur Bestimmung des LD-Gehalts ist. Das vorgestellte Protokoll ermöglicht die automatisierte Detektion und quantitative Beschreibung einzelner LDs in drei verschiedenen und morphologisch unterschiedlichen Hefearten....

Lipide spielen eine entscheidende Rolle im Zellenergie- und Kohlenstoffstoffwechsel, bei der Synthese von Membrankomponenten und bei der Produktion bioaktiver Substanzen. Der Fettstoffwechsel wird entsprechend den Umweltbedingungen, der Nährstoffverfügbarkeit und der Zellzyklusphase1abgestimmt. Beim Menschen ist der Fettstoffwechsel mit Krankheiten wie Fettleibigkeit, Typ-II-Diabetes und Krebs verbunden2. In der Industrie stellen Lipide, die von Mikroorganismen wie Hefen hergestellt werden, eine vielversprechende Quelle für erneuerbare Dieselkraftstoffedar 3. Zellen speichern neutrale Lipide in sogenannten Lipidtröpfchen (LDs). Diese evolutionär konservierten Körper bestehen aus Triacylglycerolen, Sterylestern, einer äußeren Phospholipid-Monoschicht und assoziierten Proteinen1. LDs stammen aus dem endoplasmatischen Retikulum, üben zellzyklus- oder Wachstumsphasendynamik aus und sind wichtig für die zelluläre Lipidhomöostase1. LD-Nummer und Morphologie können als bequemer Proxy verwendet werden, wenn sie den Fettstoffwechsel unter verschiedenen Wachstumsbedingungen untersuchen oder eine Gruppe von Mutanten untersuchen. Aufgrund ihrer dynamischen Natur sind Techniken, die in der Lage sind, die Eigenschaften einzelner LDs zu analysieren, von besonderem Interesse in Studien des Fettstoffwechsels.
Verschiedene Hefearten wurden verwendet, um lipidbedingte Stoffwechselwege und ihre Regulierung zu beschreiben, oder in der Biotechnologie verwendet, um interessante Verbindungen oder Brennstoffe zu produzieren1. Darüber hinaus stehen für Modellhefen, wie die angehende Hefe Saccharomyces cerevisiae oder die entfernt verwandte Spalthefe Schizosaccharomyces pombe,genomweite Deletionsstammbibliotheken zur Verfügung, die für Hochdurchsatz verwendet werden können. Bildschirme4,5. Kürzlich wurden LD-Zusammensetzung und -Dynamik in S. pombe6,7,8,9beschrieben und Mutanten im Zusammenhang mit dem Fettstoffwechsel wurden in der entstehenden Modellhefe isoliert Schizosaccharomyces japonicus10.
Es stehen zahlreiche Techniken zur Verfügung, um LD-Inhalte und -Dynamiken zu untersuchen. Die meisten verwenden eine Art von Färbung von LDs mit lipophilen Farbstoffen wie Nile Red oder BODIPY 493/503. Letzteres zeigt engere Anregungs- und Emissionsspektren und eine erhöhte Spezifität gegenüber neutralen Lipiden (LDs) im Gegensatz zu Phospholipiden (Membranen)11. Fluorimetrische und Strömungszytometrie-Methoden wurden erfolgreich in verschiedenen Pilzarten verwendet, um Gene und Wachstumsbedingungen aufzudecken, die den Speicherfettgehalt12,13,14,15beeinflussen. Obwohl diese Methoden für Anwendungen mit hohem Durchsatz geeignet sind, können sie die Anzahl und Morphologie einzelner LDs in Zellen nicht messen, die sich zwischen Wachstumsbedingungen und Genotypen dramatisch unterscheiden können. Kohärente Raman-Streuung oder digitale holographische Mikroskopie sind etikettenfreie Methoden, die Daten auf LD-Ebene liefern, aber spezielle teure Geräte erfordern16,17,18. Die Fluoreszenzmikroskopie hingegen kann detaillierte Daten zu LD-Inhalten liefern und gleichzeitig allgemein verfügbare Instrumente und Softwaretools zur Bildanalyse verwenden. Es gibt mehrere Analyse-Workflows, die unterschiedliche Raffinesse und Automatisierung in der Zell-/LD-Erkennung aus Bilddaten aufweisen und für verschiedene Zelltypen optimiert sind, z. B. metazoanische Zellen mit großen LDs19,20 , 21, oder angehende Hefen17,22,23. Einige dieser Ansätze funktionieren nur in 2D (z. B. bei maximalen Projektionsbildern), die den zellulären LD-Inhalt möglicherweise nicht zuverlässig beschreiben. Unserer Kenntnis nach gibt es keine Werkzeuge zur Bestimmung des LD-Gehalts und der Morphologie aus mikroskopischen Spalthefedaten. Die Entwicklung automatisierter und robuster Analysen auf LD-Ebene würde eine erhöhte Empfindlichkeit und erhöhte statistische Leistung bringen und umfassende Informationen über neutralen Lipidgehalt liefern, idealerweise bei mehreren Hefearten.
Wir haben einen Workflow für die LD-Inhaltsanalyse aus 3D-Fluoreszenzmikroskopiebildern von Hefezellen entwickelt. Lebende Zellen werden mit BODIPY 493/503 und Cascade Blue dextran gebeizt, um LDs zu visualisieren bzw. Zellgrenzen zu bestimmen. Zellen werden auf Glasdias immobilisiert und mit einem Standard-Epifluoreszenzmikroskop einer Z-Stack-Bildgebung unterzogen. Die Bilder werden dann von einer automatisierten Pipeline verarbeitet, die in MATLAB, einem weit verbreiteten (kommerziellen) Paket für statistische Analysen, implementiert ist. Die Pipeline führt Bildvorverarbeitung, Segmentierung (Zellen vs. Hintergrund, Entfernen abgestorbener Zellen) und LD-Identifikation durch. Umfangreiche Daten auf LD-Ebene, wie LD-Größe und Fluoreszenzintensität, werden dann in einem tabellarischen Format bereitgestellt, das mit wichtigen Tabellenkalkulationssoftware-Tools kompatibel ist. Der Workflow wurde erfolgreich eingesetzt, um die Auswirkungen der Stickstoffquellenverfügbarkeit auf den Fettstoffwechsel in S. pombe24zu bestimmen. Wir demonstrieren nun die Funktionalität des Workflows in S. pombe, S. japonicus und S. cerevisiae, mit Wachstumsbedingungen oder Mutanten, die zellulären LD-Gehalt beeinflussen.

<table><tbody><tr><td>12-Bit-monochrome CCD-Kamera Hamamatsu ORCA C4742-80-12AG</td><td>Hamamatsu</td><td>&nbsp;</td><td>oder gleichwertig</td></tr><tr><td>Adenin-Hemisulfat-Salz, &ge; 99%</td><td>Merck</td><td>A9126-25G</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>BODIPY 493/503 (4,4-Difluor-1,3,5,7,8-Pentamethyl-4-Bora-3a,4a-Diaza-s-Indacen)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>D3922</td><td>für die neutrale Lipidfärbung</td></tr><tr><td>D-(+) - Glukose, &ge; 99,5%</td><td>Merck</td><td>G7021</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Dextran, Cascade Blue, 10.000 MW, anionisch, Lysin fixierbar</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>D1976</td><td>für die Negativfärbung von Zellen</td></tr><tr><td>Dimethylsulfoxid, &ge; 99,5 %</td><td>Merck</td><td>D4540</td><td>oder höhere Reinheit, auf Molekularsieben wasserfrei halten</td></tr><tr><td>EMM-Brühe ohne Dextrose</td><td>Formedium</td><td>PMD0405</td><td>Medium kann auch aus einzelnen Komponenten hergestellt werden</td></tr><tr><td>Fiji/ImageJ Software</td><td>NIH&</td><td>nbsp;</td><td>oder gleichwertig; für die visuelle Inspektion mikroskopischer Daten</td></tr><tr><td>Hochpräzises Deckglas, 22 mm x 22 mm, Nr. 1.5</td><td>VWR</td><td>630-2186</td><td>beliebig # 1.5 Deckglas Image</td></tr><tr><td>Processing Toolbox für MATLAB, Version 10.0</td><td>Mathworks</td><td>&nbsp;</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Lektin aus Glycin max (Sojabohne)</td><td>Merck</td><td>L1395</td><td>zur Zellimmobilisierung auf Objektträgern</td></tr><tr><td>MATLAB Software, Version 9.2</td><td>Mathworks</td><td>&nbsp;</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Objektträger, 26 mm x 76 mm, 1 mm Dicke</td><td>Knittel Glass</td><td>L762601.2</td><td>Verwenden Sie einen Objektträger, der zu Ihrem Mikroskoptisch passt, und reinigen Sie ihn gründlich, bevor Sie die Zellen belasten</td></tr><tr><td>Olympus CellR Mikroskop mit automatischer z-Achsen-Objektivbewegung</td><td>Olympus</td><td>&nbsp;</td><td>oder gleichwertig</td></tr><tr><td>Pentaband Filterset</td><td>Semrock</td><td>F66-985</td><td>Hellfeld, grüne und blaue Kanäle sind ausreichend</td></tr><tr><td>Signal Processing Toolbox für MATLAB, Version 7.4</td><td>Mathworks</td><td>&nbsp;</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>SP Nahrungsergänzungsmittel</td><td>Formedium</td><td>PSU0101</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Standard-Bürocomputer, auf dem MATLAB ausgeführt werden kann</td><td>&nbsp;</td><td>&nbsp;</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Statistik und maschinelles Lernen Toolbox für MATLAB, Version 11.1</td><td>Mathworks</td><td>&nbsp;</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Universal-Pepton M66 für die Mikrobiologie</td><td>Merck</td><td>1070431000</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>UPLSAPO 60XO Objektiv</td><td>Olympus</td><td>&nbsp;</td><td>oder gleichwertig</td></tr><tr><td>Hefeextrakt</td><td></td><td>Formedium YEA03</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Hefestickstoffbase ohne Aminosäuren</td><td>Formedium</td><td>CYN0405</td><td>&nbsp;</td></tr></tbody></table>

analyse des lipidtröpfchengehalts in spalt- und budding-hefen mittels automatisierter bildverarbeitung

Analysis of Lipid Droplet Content in Fission and Budding Yeasts using Automated Image Processing

Der Fettstoffwechsel und seine Regulierung sind sowohl für die Grundlagen- als auch für die angewandten Biowissenschaften und die Biotechnologie von Interesse. In dieser Hinsicht werden verschiedene Hefearten als Modelle in der Fettstoffwechselforschung oder für die industrielle Lipidproduktion verwendet. Lipidtröpfchen sind hochdynamische Speicherkörper und ihr zellulärer Inhalt stellt eine bequeme Auslesung des Fettstoffwechselzustands dar. Die Fluoreszenzmikroskopie ist eine Methode der Wahl für die quantitative Analyse zellulärer Lipidtröpfchen, da sie auf weit verbreitete Geräte angewiesen ist und die Analyse einzelner Lipidtröpfchen ermöglicht. Darüber hinaus kann die mikroskopische Bildanalyse automatisiert werden, was den Gesamtanalysedurchsatz erheblich erhöht. Hier beschreiben wir einen experimentellen und analytischen Workflow zur automatisierten Detektion und quantitativen Beschreibung einzelner Lipidtröpfchen in drei verschiedenen Modellhefearten: den Spalthefen Schizosaccharomyces pombe und Schizosaccharomyces japonicus, und die aufkeimende Hefe Saccharomyces cerevisiae. Lipidtröpfchen werden mit BODIPY 493/503 visualisiert, und zellunpermeablefluoreszierende Dextran wird den Kulturmedien hinzugefügt, um Zellgrenzen zu identifizieren. Zellen werden in grünen und blauen Kanälen der 3D-Epifluoreszenzmikroskopie unterzogen und die resultierenden Z-Stack-Bilder werden automatisch von einer MATLAB-Pipeline verarbeitet. Das Verfahren gibt umfangreiche quantitative Daten über den zellulären Lipidtröpfchengehalt und die individuellen Lipidtröpfcheneigenschaften in einem tabellarischen Format aus, das für nachgelagerte Analysen in großen Tabellen- oder statistischen Paketen geeignet ist. Wir bieten Beispielanalysen des Fetttröpfchengehalts unter verschiedenen Bedingungen, die den zellulären Fettstoffwechsel beeinflussen.

Das gesamte Verfahren ist in Abbildung 1 für die Spalthefen zusammengefasst (der angehende Hefe-Workflow ist analog), und unten finden Sie Beispiele dafür, wie der Workflow verwendet werden kann, um LD-Inhalte in drei verschiedenen Hefearten unter verschiedenen bekannten Bedingungen zu untersuchen. um den Zell-LD-Inhalt zu beeinflussen. Jedes Beispiel stellt ein einziges biologisches Experiment dar.
<img alt="Figure 1" class="xfigi...

Hier stellen wir eine MATLAB-Implementierung des automatisierten Nachweises und der quantitativen Beschreibung von Lipidtröpfchen in Fluoreszenzmikroskopiebildern von Spalt- und angehenden Hefezellen vor.

Analyse des Lipidtröpfchengehalts in Spalt- und Budding-Hefen mittels automatisierter Bildverarbeitung

Lipid metabolism and its regulation are of interest to both basic and applied life sciences and biotechnology. In this regard, various yeast species are ...

Dieses Protokoll ermöglicht quantitative klein- bis großflächige Analysen des Zellspeicherfettgehalts in einer Vielzahl von Hefearten und dies in unvoreingenommener und standardisierter Weise. Die Technik ermöglicht die schnelle Verarbeitung mikroskopischer Bilder und liefert detaillierte quantitative Ergebnisse, um Proben wie verschiedene Mutanten und Zellen, die unter verschiedenen Bedingungen angebaut werden, einfach zu vergleichen. Zunächst folgen Sie dem begleitenden Textprotokoll, um die Färbelösungen, Kulturmedien und Zellen vorzubereiten.Stellen Sie sicher, dass die Zellen gesund sind und sich in der gewünschten Wachstumsphase befinden, bevor Sie das Experiment ausführen. Als Nächstes bereiten Sie einen Mikroskop-Coverslip für jede zu bebilderte Probe vor. Einen Mikroliter Gleitbeschichtungslösung mit der langen Seite einer horizontal positionierten Pipettenspitze auf einen sauberen Deckelschieben verteilen.Lassen Sie die Beschichtungslösung vollständig trocknen und lagern Sie die Abdeckungen dann in einer staubfreien Umgebung. Als nächstes messen Sie die optischen Dichten der Zellkulturen und für Kulturen, die in der gleichen Wachstumsphase analysiert werden sollen, versuchen Sie, ähnliche Werte unter allen getesteten Kulturen zu erreichen, um vergleichbare experimentelle Bedingungen zu gewährleisten. Dann pipette einen Milliliter der Zellkultur in ein 1,5-Milliliter Mikrozentrifugenrohr.Nur für die S.cerevisiae-Zellen fünf Mikroliter der Gleitbeschichtungslösung in das Rohr geben. Dann wirbeln Sie alle Mikrozentrifugenrohre kurz aus und bebrüten sie bei 30 Grad Celsius mit Schütteln für fünf Minuten. Als nächstes fügen Sie jedem Kulturaliquot einen Mikroliter der Lipidfärbelösung hinzu und wirbeln Sie sie kurz aus.Fügen Sie dann 10 Mikroliter der Zellgrenzvisualisierungslösung hinzu, und wirbeln Sie sie ein zweites Mal kurz aus. Sammeln Sie die Zellen, indem Sie sie bei 1.000-facher Schwerkraft drei Minuten lang bei Raumtemperatur zentrieren. Wenn sie mit dem Spinnen fertig sind, entfernen Sie 950 Mikroliter aus dem Überstand und setzen Sie die Zellen im verbleibenden Überstand mit einer Pipette wieder auf.Als nächstes pipette zwei Mikroliter der dichten Zellsuspension auf einen mit Lektin beschichteten Deckelschlupf. Legen Sie dann den Deckelrutsch auf ein sauberes Mikroskopschlitten, um eine Zellmonoschicht zu bilden, und gehen Sie so schnell wie möglich zur Mikroskopie über, um Artefakte in der Bildgebung zu minimieren. Die Einrichtung des Mikroskops erfordert lange Expositionen gegenüber starken Lichtquellen, die Schäden an der Probe und schiefe Ergebnisse verursachen können.Richten Sie daher die bildgebenden Bedingungen mithilfe eines speziellen Probenschlittens ein, der nicht weiter für die Lipidtropfenquantifizierung verwendet wird. Platzieren Sie die dedizierte Probe auf der Stufe eines Phasenkontrast- oder Differentialinterferenzkontrastmikroskops, und konzentrieren Sie sich auf die Zellen. Legen Sie in der Software des Mikroskops die Z-Stack-Einstellungen so fest, dass sie das gesamte Zellvolumen überspannen.Die gesamte vertikale Entfernung hängt von der Zellgröße ab, und die Anzahl der optischen Slices hängt von der numerischen Öffnung des Objektivs ab. Legen Sie als Nächstes den Fokus fest, um sich relativ zur zentralen Fokusebene zu bewegen. Um Lipidtröpfchen abzubilden, legen Sie experimentell die Lichtintensität und Belichtungszeit im grünen Kanal fest.Seien Sie vorsichtig bei der Bildgebung, da BODIPY ein sehr helles Fluorchrom ist, das schnell photobleached werden kann. Minimieren Sie außerdem die Belichtungszeit, um eine Übersättigung zu vermeiden. Erfassen Sie zuerst den vollen grünen Kanal Z-Stack, bevor Sie zum blauen Kanal wechseln, um zu verhindern, dass die mobilen Lipidtröpfchen verschwimmen.Um Zellgrenzen abzubilden, legen Sie experimentell die Lichtintensität und Belichtungszeit im blauen Kanal fest. Stellen Sie nach Möglichkeit einen automatisierten experimentellen Workflow in der Mikroskopsteuerungssoftware ein, um die Bildgebung mehrerer Proben unter standardisierten Bedingungen zu erleichtern. Wichtig ist, dass alle Bilder mit den gleichen Einstellungen erfasst werden müssen, um einen angemessenen Vergleich zwischen Denbbildern zu ermöglichen.Sobald die bildgebenden Bedingungen optimiert wurden, konzentrieren Sie sich auf die Zellen und stellen Sie sie sowohl im grünen als auch im blauen Kanal ab. Bildner mehrere Sichtfelder pro Beispiel, um robuste, repräsentative Daten zu erhalten. Speichern Sie die blauen und grünen Kanal-Z-Stack-Bilder als 16-Bit-, mehrschichtige TIFF-Dateien.Achten Sie darauf, die Wörter grün oder blau in die entsprechenden Dateinamen aufzunehmen. Öffnen Sie mikroskopische Bilder in ImageJ, und entfernen Sie alle Bildstapel, die eine beträchtliche Anzahl von Zellen enthalten, die sich während der Erfassung bewegt haben. Diese erscheinen an unterschiedlichen Positionen in einzelnen Z-Abschnitten.Entfernen Sie als Nächstes alle Bildstapel, die hochfluoreszierende Nichtzellpartikel im blauen Kanal enthalten. Dies wird oft durch Schmutz auf der bildgebenden Oberfläche oder Verunreinigungen im Kultivierungsmedium verursacht und kann den Nachweis von Zellen in ihrer Nähe beeinträchtigen. Entfernen Sie außerdem alle Bildstapel, die einen großen Teil abgestorbener Zellen enthalten.Diese Bilder zeigen Zellen mit erhöhter blauer Fluoreszenz im Vergleich zu den lebenden Zellen. Während das Vorhandensein einiger abgestorbener Zellen in der Stichprobe in der Regel kein Problem darstellt und diese Zellen während der Analyse automatisch verworfen werden, können einige abgestorbene oder absterbende Zellen gelegentlich vom Segmentierungsalgorithmus als lebende Zellen erkannt werden und somit die gemeldeten Ergebnisse verzerren. Um mit der Analyse in MATLAB zu beginnen, erstellen Sie zunächst einen Hauptordner und kopieren Sie alle MATLAB-Skripts an diesen Speicherort.Erstellen Sie als Nächstes Unterordner mit den Namen der verschiedenen Hefearten, und kopieren Sie die entsprechenden TIFF-Bilder an diese Speicherorte. Starten Sie nun MATLAB, öffnen Sie das Skript MAIN. m, und führen Sie das Skript aus.Wählen Sie im Menü die zu analysierende Hefeart aus und starten Sie die Bildverarbeitung. Überprüfen und verarbeiten Sie die Ausgabedateien nach Bedarf mit einem Tabelleneditor oder einem statistischen Paket. Der Workflow erzeugt semikolongetrennte CSV-Dateien und segmentierte TIFF-Dateien mit erkannten Zellobjekten und Lipidtröpfchen.Hier sind wildtypisierte S.pombe-Zellen zu sehen, die entweder im komplexen JA-Medium oder im definierten EMM-Medium angebaut wurden. Im Vergleich zu Zellen, die im JA-Medium angebaut wurden, wurden im EMM-Medium weniger Lipidtröpfchen und eine höhere Färbeintensität pro Zellvolumeneinheit nachgewiesen. Darüber hinaus waren einzelne Lipidtröpfchen, die im EMM-Medium gebildet wurden, größer und zeigten eine erhöhte Gesamtfärbeintensität.Dies stimmt mit früheren Erkenntnissen über einen erhöhten gespeicherten Lipidgehalt in Zellen überein, die in EMM angebaut werden. Als nächstes zeigen diese Bilder S.japonicus Zellen aus exponentiellen und frühstationären Kulturen, die in JA-Medium angebaut werden. Zellen, die in die stationäre Phase eintraten, zeigten eine deutlich verringerte Anzahl von Lipidtröpfchen pro Einheit des Zellvolumens, während die volumennormalisierte Lipidtröpfchenfluoreszenzintensität zwischen den beiden Bedingungen leicht abnahm.Die frühen stationären Lipidtröpfchen waren in der Regel mäßig größer und hatten eine mäßig höhere Gesamtfluoreszenzintensität im Vergleich zu Tröpfchen aus exponentiell wachsenden Zellen. In S.cerevisiae-Zellen, die exponentiell im Vergleich zur stationären Phase herangewachsen sind, enthielten stationäre Zellen etwas weniger Lipidtröpfchen pro Volumeneinheit im Vergleich zu exponentiell wachsenden Zellen. Ihre volumennormalisierte Tröpfchenfluoreszenzintensität verdoppelte sich jedoch fast.Dieser starke Anstieg des Gesamtfetttröpfchengehalts war auf die viel höhere Fluoreszenzintensität und das Volumen einzelner Lipidtröpfchen in stationärer Phase zurückzuführen. Nach diesem Verfahren können Ausgabedaten in einem statistischen Paket wie R aggregiert werden, um Diagramme mit zusammengefassten Ergebnissen zu erstellen und statistische Tests zu allen beobachteten Unterschieden im Fetttropfengehalt durchzuführen. Grundsätzlich kann die Bildverarbeitungspipeline zur Analyse des Lipidtröpfchengehalts in anderen Mikroorganismen oder zur Analyse anderer punktähnlicher subzellulärer Strukturen genutzt werden.

analysis-lipid-droplet-content-fission-budding-yeasts-using-automated

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Wir beschreiben eine neue quantitative Lipidomik Methode zur Identifizierung zahlreicher Lipidspezies in Hefe mit Umfrage-scan Elektrospray Massenspektrometrie (ESI / MS). Diese Methode überschreitet derzeit verfügbaren Methoden für die Lipid-Identifizierung und Quantifizierung in der Fähigkeit, verschiedene molekulare Formen von Lipiden, Empfindlichkeit und Geschwindigkeit zu lösen.

Eine quantitative Bewertung der Hefe Lipidome mit Elektrospray-Ionisation-Massenspektrometrie

Zwei Techniken zur Isolierung zellulärer Lipidtröpfchen von 1) Hefe-Zellen und 2) menschlichen Plazenten werden vorgestellt. Das Herzstück der beiden Verfahren ist die Dichte-Zentrifugation, wobei die resultierende Schwimmschicht, die die Tröpfchen leicht mit dem Auge sichtbar gemacht werden, extrahiert und mittels Western-Blot-Analyse für Reinheit quantifiziert.

Isolierung von Cellular Lipid Droplets: Zwei Reinigungstechniken Ausgehend von Hefezellen und menschlichen Plazenten

Hier beschreiben wir ein Protokoll, um der Lipid-Tröpfchen (LD Index) erreichen, um die Dynamik der Triacylglyzerole in Zellen im Hochdurchsatz-Experimente zu studieren. Die LD-Index-Assay ist eine einfache und zuverlässige Methode, die BODIPY 493/503 verwendet. Dieser Assay benötigt keine Dispendious Lipid-Extraktion oder Mikroskopie-Analyse.

Lipid-Index Bestimmung von flüssigen Fluoreszenz Erholung der pilzliche Erreger Ustilago Maydis

Dieses Protokoll beschreibt die Analyse von fluoreszierend markierten intrazellulären Kompartimenten in angehender Hefe mittels mehrfarbiger 4D-Konfokalmikroskopie (Zeitraffer-3D). Die bildgebenden Parameter werden ausgewählt, um geeignete Signale zu erfassen und gleichzeitig Photoschäden zu begrenzen. Benutzerdefinierte ImageJ-Plugins ermöglichen es, beschriftete Strukturen nachzuverfolgen und quantitativ zu analysieren.

4D-Mikroskopie der Hefe

Hier präsentieren wir Live-Zell-Bildgebung, eine ungiftige Mikroskopiemethode, die es Forschern ermöglicht, das Proteinverhalten und die Kerndynamik in lebenden Spalthefezellen während Derose und Meiose zu untersuchen.

Untersuchung der Mitotic and Meiotic Fission Yeast Nuclear Dynamics durch Fluoreszenz-Livezellmikroskopie

Wir präsentieren ein Protokoll mit Flüssigchromatographie gekoppelt mit Tandem-Massenspektrometrie, um wichtige zelluläre Lipide in Saccharomyces cerevisiaezu identifizieren und zu quantifizieren. Die beschriebene Methode zur quantitativen Bewertung wichtiger Lipidklassen innerhalb einer Hefezelle ist vielseitig, robust und empfindlich.

Quantitative Analyse des Zelllipidoms von Saccharomyces Cerevisiae mit Flüssigchromatographie gekoppelt mit Tandem-Massenspektrometrie

In dieser Arbeit demonstrieren wir ein optimiertes BODIPY 493/503 Fluoreszenz-basiertes Protokoll zur Charakterisierung von Lipidtröpfchen in Lebergewebe. Durch die Verwendung von orthogonalen Projektionen und 3D-Rekonstruktionen ermöglicht der Fluorophor eine erfolgreiche Unterscheidung zwischen mikrovesikulärer und makrovesikulärer Steatose und kann einen komplementären Ansatz zu den klassischen histologischen Protokollen zur Beurteilung der hepatischen Steatose darstellen.

Analyse fluoreszenzgefärbter Lipidtröpfchen mit 3D-Rekonstruktion zur Beurteilung der Lebersteatose

Die vorliegende Studie beschreibt dezellularisierungsbasierte Methoden zur Visualisierung und Quantifizierung der Ablagerung von intramuskulärem Fettgewebe (IMAT) durch intaktes Muskelvolumen sowie zur Quantifizierung von Metriken einzelner Adipozyten, aus denen IMAT besteht.

Dezellularisierungsbasierte Quantifizierung der Fettinfiltration der Skelettmuskulatur

Spalthefe wird hier als heterologer Wirt verwendet, um bakterielle Zytoskelettproteine wie FtsZ und MreB als translationale Fusionsproteine mit GFP zu exprimieren, um deren Polymerisation sichtbar zu machen. Auch Verbindungen, die die Polymerisation beeinflussen, werden durch Bildgebung mit einem Fluoreszenzmikroskop identifiziert.

Spalthefe als Plattform für antibakterielle Wirkstoffscreenings, die auf bakterielle Zytoskelettproteine abzielen

Lipophagie ist eine selektive Form der Autophagie, bei der Lipidtröpfchen abgebaut werden. Funktionsstörungen in diesem Prozess werden mit der Entstehung von Krebs in Verbindung gebracht. Die genauen Mechanismen sind jedoch noch nicht vollständig verstanden. Dieses Protokoll beschreibt quantitative Bildgebungsansätze, um das Zusammenspiel zwischen Autophagie, Fettstoffwechsel und Krebsprogression besser zu verstehen.

Erforschung der Regulation des Lipidtröpfchen-Katabolismus durch Lipophagie

Dieses Protokoll beschreibt zwei Methoden des Hefezellzyklus-Arrests und der optionalen Freisetzung und erläutert den Einsatz von Fluoreszenzmikroskopie zur Untersuchung von zellzyklusabhängigen Prozessen in S. cerevisiae.

Manipulation und Analyse von zellzyklusabhängigen Prozessen in knospenden Hefen

Erfahren Sie eine automatisierte Bildverarbeitungsmethode zur quantitativen Analyse von Lipidtröpfchen in Hefezellen. Dieses standardisierte Protokoll ermöglicht Hochdurchsatzstudien zum Lipidstoffwechsel in Saccharomyces cerevisiae und anderen Hefearten.

Analyse des Lipidtröpfchengehalts in Spalt- und Budding-Hefen mittels automatisierter Bildverarbeitung

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