Name: Ein Cryoinjury-Modell zur Untersuchung des Myokardinfarkts in der Maus (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-09-19T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 29 s
Description: Erfahren Sie das Kryoinjurie-Modell zur Untersuchung von Myokardinfarkten bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare, gleichmäßige Infarktgrößen für kardiale Regenerationsforschung und therapeutische Strategien.

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Wir danken Christiane Pahrmann für ihre technische Unterstützung. D.W. wurde von der Max Kade Foundation unterstützt. T.D. erhielt Stipendien der Else Kröner Fondation (2012_EKES.04) und der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1_. S. S. erhielt Forschungsstipendien der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3- 1, SCHR992/4-1).

Tiere wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Prinzipien von Labortieren, der vom Institut für Labortierressourcen erstellt und von den National Institutes of Health veröffentlicht wurde, humane Pflege erhalten. Alle Tierprotokolle wurden von der zuständigen lokalen Behörde (Dem Institutionellen Tierpflege- und Nutzungsausschuss der University of California San Francisco (UCSF) genehmigt.
1. Tierpflege
<ol><li>Erhalten Sie Mäuse im Alter von 14 Wochen mit einem Gewicht von ca. 27 g (z. B. vom Institut für Labortiere). HINWEIS: FÜR diesen Artikel werden BALB/c-Mäuse verwendet.</li>
	<li>Halten Sie Mäuse unter konventionellen Bedingungen in belüfteten Schränken, füttern sie Standard-Mäuse Chow und autoklaviertes Wasser ad libitum.</li>
</ol>2. Mausvorbereitung
<ol><li>Verwenden Sie eine Induktionskammer, um die Maus mit Isofluran (3,5%) zu beästhesieren.</li>
	<li>Entfernen Sie das Haar über Brust und Hals mit einem Haarschneider.</li>
	<li>Legen Sie die Maus in supine Position auf einem beheizten Pad und halten Sie Anästhesie mit einer Gesichtsmaske, die Mund und Nase der Maus bedeckt.</li>
	<li>Überprüfen Sie die ausreichende Tiefe der Anästhesie, indem Sie die Hinterfüße und den Schwanz kneifen, um das Fehlen von Reflexen zu überprüfen.</li>
	<li>Subkutanes Buprenorphin (0,03 mg/kg) zur Analgesie injizieren.</li>
	<li>Verteilen Sie die Hinter- und Vorderbeine und fixieren Sie ihre Position mit Klebeband.</li>
	<li>Mit Povidon-Jod, desinfizieren Sie den rasierten Bereich, gefolgt von Schrubben mit 80% Ethanol. Wiederholen Sie diesen Schritt zweimal.</li>
	<li>Verwenden Sie eine kleine Schere, um einen Mittellinien-Hautschnitt vom unteren Drittel des Brustbeins bis zum Kinn zu machen.</li>
	<li>Verwenden Sie gekrümmte Zangen und trennen Sie vorsichtig die Muskeln um den Hals, um die Luftröhre freizulegen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Mikroschere, um eine Tracheotomie zwischen dem zweiten und dritten Knorpelringen durchzuführen.</li>
	<li>Stellen Sie das Beatmungsgerät auf eine Belüftungsfrequenz von 110/min bei einem Gezeitenvolumen von 0,5 ml ein.</li>
	<li>Entfernen Sie die Gesichtsmaske und legen Sie eine Mitschleifkanüle (20 G), die mit dem Beatmungsgerät verbunden ist, in die Luftröhre ein. Belüften Sie das Tier. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Lüftungskanüle nicht zu tief eingesetzt wird, indem Sie die bilaterale Lungenbelüftung bestätigen.</li>
	<li>Verwenden Sie Kautery, um den rechten Pectoralis-Muskel von seinem sternalen Ursprung zwischen der dritten und siebten Rippe zu lösen.</li>
	<li>Verwenden Sie seitlich abgewinkelte Federschere, um die vierte bis sechste Rippe so nah wie möglich am Brustbein zu schneiden.</li>
	<li>Cauterize dieBrustarterie, wenn Blutungen sichtbar sind.</li>
	<li>Isofluran auf 2,5% verringern.</li>
	<li>Sezieren Sie das zugrunde liegende Bindegewebe, um einen klaren Blick in die Brusthöhle zu erhalten.</li>
	<li>Verwenden Sie stumpfe Zange, um das Perikard zu öffnen und das Herz freizulegen.</li>
	<li>Verwenden Sie einen Mini Goldstein Retraktor, um die Rippen zu verteilen und halten Sie die Brusthöhle offen.</li>
	<li>Heben Sie das Herz aus der Brusthöhle mit einer stumpfen Stange.</li>
	<li>Verringern Sie die Spannung des Retraktors, um die Brustöffnung zu reduzieren und das Herz vor dem Zurückfallen zu bewahren.</li>
	<li>Die Kryoprobe (3 mm Durchmesser) für 10 s vorkühlen.</li>
	<li>Tragen Sie die Kryoprobe auf die vordere linke Ventrikelwand auf und frieren Sie 10 s ein, um einen linksventrikulären Kryoverletzungsinfarkt zu erzeugen. HINWEIS: Die Kryoprobe kann je nach wissenschaftlicher Frage und Bedarf auf verschiedene Herzwände aufgebracht werden.</li>
	<li>Bewässern Sie die Kryosonde mit Raumtemperatur-Salin, um die Sonde von der linken ventrikulären Wand zu lösen.</li>
	<li>Verwenden Sie den Retraktor, um die Brustöffnung zu vergrößern.</li>
	<li>Bringen Sie das Herz vorsichtig mit einer stumpfen Stange in die Brusthöhle zurück.</li>
	<li>Entfernen Sie den Retraktor und verbinden Sie die Sternotomie mit einem einzigen Knoten mit 6-0 Naht.</li>
	<li>Schließen Sie die Brusthöhle mit 6-0 Laufnaht. Verwenden Sie eine 10 ml Spritze, um die verbleibende Luft aus der Brust zu evakuieren, bevor Sie den Knoten binden.</li>
	<li>Passen Sie die Haut an der kaudalen Kante an und verschließen Sie sie bis zur Stelle der Trachealöffnung mit laufender Naht (5-0).</li>
	<li>Set Isoflurane auf 1,5% und warten, bis das Tier spontane Atmung erhält.</li>
	<li>Entfernen Sie den Luftröhrenkatheter und tragen Sie die Gesichtsmaske erneut auf den Mund und die Nase des Tieres auf, um die Anästhesie aufrechtzuerhalten.</li>
	<li>Schließen Sie den Trachealschnitt mit einem 8-0 naht.</li>
	<li>Positionieren Sie die ventralen Nackenmuskeln wieder in ihre Position, um die Luftröhre zu bedecken.</li>
	<li>Vervollständigen Sie die Hautnaht.</li>
	<li>Fügen Sie Metamizol in das Trinkwasser (50 mg Metamizol pro 100 ml) für Schmerzanalgesie für 3 Tage und überwachen Sie das Tier täglich. HINWEIS: Der Beobachtungszeitraum für dieses Modell beträgt 8 Wochen. Achten Sie darauf, die Richtlinien Ihrer Institution in Bezug auf Analgesie-Regime zu befolgen.</li>
</ol>

<ol><li>Writing Group. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Disease+and+Stroke+Statistics-2016+Update%3A+A+Report+From+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 133 (4), 38-360 (2016).</li>
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<li>Ciulla, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+remodeling+after+experimental+myocardial+cryoinjury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Left ventricular remodeling after experimental myocardial cryoinjury in rats.</a> Journal of Surgical Research. 116 (1), 91-97 (2004).</li>
<li>Grisel, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+MRL+mouse+repairs+both+cryogenic+and+ischemic+myocardial+infarcts+with+scar%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">The MRL mouse repairs both cryogenic and ischemic myocardial infarcts with scar.</a> Cardiovascular Pathology. 17 (1), 14-22 (2008).</li>
<li>Duerr, G. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+myocardial+remodeling+between+cryoinfarction+and+reperfused+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Comparison of myocardial remodeling between cryoinfarction and reperfused infarction in mice.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 961298(2011).</li>
<li>Ma, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intramyocardial+delivery+of+human+CD133%2B+cells+in+a+SCID+mouse+cryoinjury+model%3A+Bone+marrow+vs.+cord+blood-derived+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Intramyocardial delivery of human CD133+ cells in a SCID mouse cryoinjury model: Bone marrow vs. cord blood-derived cells.</a> Cardiovascular Research. 71 (1), 158-169 (2006).</li>
<li>Takagawa, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+infarct+size+measurement+in+the+mouse+chronic+infarction+model%3A+comparison+of+area-+and+length-based+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches.</a> Journal of Applied Physiology (1985). 102 (6), 2104-2111 (2007).</li>
<li>van den Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+cryoinjury-induced+myocardial+infarction+in+the+mouse%3A+a+comparison+with+coronary+artery+ligation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: a comparison with coronary artery ligation.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Dieser Artikel beschreibt ein Maus-Kryoverletzungsmodell zur Untersuchung von ACS und verwandten pharmakologischen und therapeutischen Optionen.
Der wichtigste Schritt ist die Anwendung der Kryoprobe auf das Herzgewebe. Die Kontaktdauer muss streng kontrolliert werden, um die optimale Infarktgröße zu erhalten und reproduzierbare Ergebnisse zu gewährleisten. Eine längere Abkühlung des Myokards führt zu übergroßen Infarkten oder ventrikulärer Senforation. Im Gegensatz dazu erzeugt verkürzte Abkü...

Akutes Koronarsyndrom (ACS) ist die häufigste Todesursache in der westlichen Welt1,2. Akute Okklusion der Herzkranzgefäße führt zur Aktivierung der ischämischen Kaskade und Nekrose des betroffenen Herzgewebes3. Beschädigtes Myokard wird nach und nach durch nicht-kontraktiles Narbengewebe ersetzt, das sich klinisch als Herzinsuffizienzmanifestiert 4,5. Trotz der jüngsten Fortschritte in der Behandlung von ACS, die Prävalenz von ACS und ACS-bedingte Herzinsuffizienz steigt, und therapeutische Optionen sind begrenzt6,7. Daher ist die Entwicklung von Tiermodellen zur Untersuchung von ACS und seinen Komplikationen von immensem Interesse.
Bis heute ist das am weitesten verbreitete Tiermodell zur Untersuchung von ACS- und ACS-induziertem Myokardumbau die Ligation der linken absteigenden Herzkranzgefäße (LAD). Ligation des LAD führt zu akuter Ischämie des Myokards, ähnlich wie beim menschlichen Myokardgewebe während ACS.  Inkonsistente Infarktgrößen bleiben jedoch die Achillesferse der LAD-Liga. Chirurgische Variation und anatomische Variabilität des LAD führen zu inkonsistenten Infarktgrößen und behindern die Reproduzierbarkeit und Reproduzierbarkeit dieses Verfahrens8,9,10. Darüber hinaus hat die LAD-Ligation eine hohe intra- und postchirurgische Sterblichkeit. Trotz der jüngsten Bemühungen, die Reproduzierbarkeit zu verbessern und die Sterblichkeit zu senken11,12, sind immer noch eine große Anzahl von Tieren erforderlich, um Anti-Remodeling-Therapien richtig zu bewerten.
Alternative Modelle von ACS wurden in den letzten Jahren vorgeschlagen und untersucht, einschließlich Hochfrequenz13, thermische14 oder kryogene Verletzungen15,16,17,18. Aktuelle Kryoverletzungsmethoden wenden einen metallenen Stab vorgekühlt in flüssigem Stickstoff an, um das Herzgewebe des Subjekts zu schädigen15,16. Dieses Verfahren muss jedoch mehrmals wiederholt werden, um eine ausreichende Infarktgröße zu erzeugen. Durch die hohe Leitfähigkeit und geringe Wärmekapazität der Stange im Vergleich zum Gewebe erwärmt sich die Sonde schnell und das Gewebe wird heterogen gekühlt (und damit infarktiert). Um diese Einschränkungen zu überwinden, beschreiben wir hier in einem Kryoinfarktmodell unter Verwendung eines handgehaltenen flüssigen Stickstoffabgabesystems. Dieses Modell ist reproduzierbar, einfach durchzuführen und lässt sich schnell und zuverlässig etablieren. Es entsteht eine reproduzierbare transmurale Infarktläsion unabhängig von der koronaren Anatomie, die schließlich zu Herzinsuffizienz führt. Diese Methode eignet sich besonders zur Untersuchung des Umbauprozesses zur Bewertung neuartiger therapeutischer pharmakologischer und gewebetechnischer Strategien.

<table><tbody><tr><td>10 ml Spritze</td><td>Thermo Scientific</td><td>03-377-23</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Nahtmaterial</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Nahtmaterial</td><td>Ethicon</td><td>8706H</td><td></td></tr><tr><td>8-0 Ethilon Nahtmaterial</td><td>Ethicon</td><td>2808G</td><td></td></tr><tr><td>Absorption Spears</td><td>Fine Science Tools</td><td>18105-01</td><td></td></tr><tr><td>BALB/c</td><td>Das Jackson Laboratory</td><td>Lagernummer 000651</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Augen- und Nasensalbe</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Augensalbe</td></tr><tr><td>Betadine Solution</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>Blunt Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>18025-10</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>NDC Codes:&nbsp; 12496-0757-1, 12496-0757-5</td><td>Buprenorphin</td></tr><tr><td>Kryosonde 3mm</td><td>Brymill Cryogenic Systems</td><td>Cry-AC-3 B-800</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette gebogen</td><td>S& T</td><td>00284</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette fein</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette Standard</td><td>Fine Science Tools</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>Gross Anatomy Probe</td><td>Fine Science Tools</td><td>10088-15</td><td></td></tr><tr><td>Haarschneider</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Hochtemperatur-Kauter-Set</td><td>Bovie</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>ISOFLURAN</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>029405</td><td></td></tr><tr><td>IV Katheter 20G</td><td>B. Braun</td><td>603028</td><td></td></tr><tr><td>Mini-Goldstein Retraktor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17002-02</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0,9%</td> <td>B.Braun</td><td>PZN 06063042&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Kunst. Nr.: 3570160</td><td>Kochsalzlösung</td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>Fine Science Tools</td><td>12075-14</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter, gebogen</td><td>Harvard Apparatur</td><td>72-0146</td><td></td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizol</td></tr><tr><td>Operationsplatte&nbsp;</td><td>Braintree Scientific</td><td>39OP</td><td></td></tr><tr><td>Austauschbare feine Spitze</td><td>Bovie</td><td>H101</td><td></td></tr><tr><td>Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Beatmungsgerät für Kleintiere</td><td>Kent Scientific</td><td>RV-01</td><td></td></tr><tr><td>Federschere - zur Seite abgewinkelt</td><td>Fine Science Tools</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>Operationsmikroskop</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Transpore Chirurgisches Klebeband</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Federschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15400-12</td><td></td></tr><tr><td>Verdampfer&nbsp;</td><td>Kent Scientific</td><td>VetFlo-1205S</td><td></td></tr></tbody></table>

ein cryoinjury-modell zur untersuchung des myokardinfarkts in der maus

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

Die Verwendung von Tiermodellen ist für die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien für das akute Koronarsyndrom und seine Komplikationen unerlässlich. In diesem Artikel zeigen wir ein murines Kryoverletzungsinfarktmodell, das präzise Infarktgrößen mit hoher Reproduzierbarkeit und Reproduzierbarkeit erzeugt. Kurz gesagt, nach Intubation und Sternotomie des Tieres wird das Herz aus dem Thorax gehoben. Die Sonde eines handgeführten flüssigen Stickstoffzufuhrsystems wird auf die Myokardwand aufgetragen, um Kryoverletzungen auszulösen. Beeinträchtigte ventrikuläre Funktion und elektrische Leitung können mit Echokardiographie oder optischer Kartierung überwacht werden. Die transmuraale myokardiale Umgestaltung des Infarktbereichs ist durch Kollagenablagerung und den Verlust von Kardiomyozyten gekennzeichnet. Im Vergleich zu anderen Modellen (z.B. LAD-Ligation) nutzt dieses Modell ein handgehaltenes Flüssigstickstoff-Liefersystem, um einheitlichere Infarktgrößen zu erzeugen.

Das Kryoverletzungsinfarktmodell eignet sich zur Untersuchung von ACS und seinen Komplikationen. Niedrige Sterblichkeitsraten und effiziente postoperative Genesung sind in diesem Modell zu sehen. Kryoverletzung induzierte Myokardschäden führen zu reduzierter Herzfunktion, elektrischer Entkopplung und transmuraalem Umbau.
Echokardiographie kann verwendet werden, um die Herzfunktion nicht invivo zu überwachen. In kryoverletzten Herzen zeigt die Echokardiographie eine signifikant reduzierte Auswu...

Dieser Artikel zeigt ein Modell zur Untersuchung des Herzumbaus nach Myokard-Kryoverletzung bei Mäusen.

Ein Cryoinjury-Modell zur Untersuchung des Myokardinfarkts in der Maus

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Diese Methode ist zuverlässig, um die Erzeugung von Myokardinfarkt zu studieren und eine ausgezeichnete Plattform für die Untersuchung der Herzerholung nach, zum Beispiel, Stammzelltransplantation. Der Hauptvorteil dieses Verfahrens ist, dass es verwendet werden kann, um einheitliche Infarktgrößen auf eine schnelle, einfache und reproduzierbare Weise zu erzeugen. In diesem Modell können neuartige experimentelle Interventionen wie pharmakologische oder gewebebasierte Strategien getestet werden.Und erfolgreich testen, dass Optionen in großen Tiermodellen weiter bestätigt werden können. Nach der Bestätigung einer mangelnden Reaktion auf Schmerzreflex in einer anästhesierten 27 Gramm, 14 Wochen alte Maus, verwenden Sie einen Haarschneider, um das Fell der Brust und Hals des Tieres zu entfernen und legen Sie die Maus in eine Supine-Position auf einem beheizten Pad. Verkleben Sie die Hinter- und Vorderbeine in einer ausgebreiteten Adlerposition und verwenden Sie sequenzielle Povidon-Jod- und 80%Ethanol-Peelings, um die exponierte Haut zu desinfizieren.Machen Sie einen Mittellinien-Hautschnitt vom unteren Drittel des Brustbeins bis zum Kinn, und verwenden Sie gekrümmte Zangen, um die Muskeln um den Hals vorsichtig zu trennen, um die Luftröhre freizulegen. Verwenden Sie eine Mikroschere, um eine Tracheotomie zwischen dem zweiten und dritten Knorpelringen durchzuführen. Und stellen Sie das Beatmungsgerät auf eine Belüftungsfrequenz von 110 pro Minute bei einem Gezeitenvolumen von 0,5 Millilitern ein.Legen Sie dann eine an das Beatmungsgerät angeschlossene Kanüle aus Kunststoff und 20 Gauge in die Luftröhre ein. Als nächstes verwenden Sie Kautery, um den rechten Pectoralis-Muskel von seinem sternalen Ursprung zwischen der dritten und siebten Rippe zu lösen. Und verwenden Sie seitlich abgewinkelte Federschere, um die vierte bis sechs Rippen so nah wie möglich am Brustbein zu schneiden.Sezieren Sie das darunter liegende Bindegewebe, um einen klaren Blick in die Brusthöhle zu erhalten, indem Sie die Brustarterie kauterisieren, um Blutungen bei Bedarf einzudämmen. Legen Sie einen Mini-Goldfleck-Retraktor ein, um die Rippen zu verteilen und die Brusthöhle offen zu halten. Und verwenden Sie stumpfe Zange, um das Perikard zu öffnen, um das Herz zu entblößen.Verwenden Sie eine stumpfe Stange, um das Herz aus der Brusthöhle zu heben und die Spannung des Retraktors zu verringern, um die Brustöffnung zu reduzieren und das Herz davon abzuhalten, in die Bauchhöhle zurückzufallen. Eine Kryoprobe mit einem Durchmesser von drei Millimetern für 10 Sekunden vorkühlen und die Kryoprobe 10 Sekunden lang auf die innere linke Ventrikelwand auftragen, um einen linksventrikulären Kryoverletzungsinfarkt zu erzeugen. Lösen Sie die Kryoprobe von der linken ventrikulären Wand mit Raumtemperatur-Salinenbewässerung und vergrößern Sie die Brustöffnung mit dem Retraktor.Verwenden Sie die Stange, um das Herz sanft in die Brusthöhle zurückundlassen und den Retraktor zu entfernen. Verwenden Sie eine 6-0 Naht, um die Sternotomie mit einem einzigen Knoten zu verbinden. Und verwenden Sie eine laufende 6-0 Naht, um die Brusthöhle zu schließen.Verwenden Sie eine 10 Milliliter Spritze, um die verbleibende Luft aus der Brust zu evakuieren, bevor Sie den Knoten binden und die Haut an der kaudalen Kante anpassen, bevor Sie eine laufende 5-0 Naht verwenden, um das Gewebe bis zum Punkt der Luftröhre zu schließen. Nach der Reduktion des Isoflurans und des tierischen Zufalls wird die Atempause den Luftröhrenkatheter entfernt und der Trachealschnitt mit einem 8-0 Naht. Ersetzen Sie die ventralen Nackenmuskeln wieder in ihre anatomische Position über die Luftröhre und vervollständigen Sie die Hautnaht.Dann fügen Sie Metamizol in das Trinkwasser für Schmerzanalgesie für drei Tage mit täglicher Tierüberwachung für acht Wochen. Bei kryoverletzten Herzen zeigt die Echokardiographie eine signifikant reduzierte Auswurffraktion und bruchstückhafte Veränderung des Bereichs, wobei funktionelle Beeinträchtigungen vom siebten Tag nach der Operation bis zum experimentellen Endpunkt bei 56 Tagen beobachtet wurden. Wie durch die Druck-Volumen-Loop-Analyse beurteilt, führt die Kryoinfraktion zu einer beeinträchtigten linken Ventrikelfunktion, die als Abnahme des Hubvolumens, der Hubarbeit, der Herzleistung und der vorlastangepassten maximalen Leistung reflektiert wird.Die optische Ex-vivo-Kartierung fluoreszierender spannungsempfindlicher gefärbter Herzen zeigt eine Blockade der elektrischen Leitung an der Grenze der Verletzung, was auf eine lokale elektrische Entkopplung hindeutet. Die histologische Färbung mit Massons Trichrom zeigt die transmuraale fibrotische Gewebebildung an der Stelle der Verletzung. Die Infarktgröße kann durch Messung der Infarktnarbenfläche oder mittelliniennarbenlangen Länge berechnet werden.Darüber hinaus bestätigen immunfluoreszierende Färbung enthäuerst gegen einen Kardiomyozytenmarker und Kollagen-I das Vorhandensein von fibrotischem Umbau und den Verlust von Kardiomyozyten an der Unfallstelle. Es ist wichtig, die gleiche Kontaktdauer des Kryoproblems zu halten, da eine unterschiedliche Dauer zu inkongruenten Infarktgrößen führen kann. Einmal gemeistert kann diese Technik in 20 Minuten durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird.Nachdem Sie sich dieses Video angeschaut haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie das Kryoverletzungsmodell ausführen. Viel Glück mit Ihren Experimenten.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Video zeigt, wie eine schnelle und zuverlässige Modell nutzen, um pathobiologischen und pathophysiologischen Prozessen der Myokardischämie zu studieren.

LAD-Ligation: einem Mausmodell der Myokardinfarkt

Zahlreiche genetische Manipulationen und / oder intramyokardialen Injektionen von Genen, Proteinen, Zellen und / oder Biomaterialien basieren auf die Dimension der Zeit in Studien zur akuten Ischämie / Reperfusion und chronischer Umbau in Mäusen überlagert. Dieses Video zeigt die mikrochirurgische Verfahren für die Ischämie / Reperfusion, permanent koronare Ligation und intramyokardialen Injektion Studien.

Koronare Ligation und intramyokardialen Injection in einem Mausmodell der Infarkt

Chirurgisches Trauma eine entzündliche Reaktion induziert. Zytokine und endogene Liganden bekannt zu modulieren Myokardinfarkt Größe nach Ischämie und Reperfusion. Wir präsentieren eine modifizierte geschlossener Brust Modell der murinen Ischämie und Reperfusion mit hängenden Gewichte zu Auswirkungen der Thorakotomie zu minimieren.

Ein Maus-Closed-Brust-Modell von Myokardischämie und Reperfusion

Wir stellen ein chirurgisches Verfahren, experimentelle Ischämie / Reperfusions (I / R) Schädigung induzieren Myokardinfarkt (MI) in Mausmodellen, die für mehr Klarheit in der Positionierung der Ligation an der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) simulieren können, um die Reproduzierbarkeit zu erhöhen MI Experimente in Mäusen.

Einem Mausmodell der myokardialen Ischämie-Reperfusion Injury durch Ligation des linken vorderen absteigenden Arterie

Dieses Protokoll beschreibt ein hochgradig reproduzierbares Modell der kardiologischen Regeneration durch chirurgische Induktion eines Myokardinfarkts im linken Ventrikel von Mäusen nach der Geburt am Tag 1. Die Methode beinhaltet die Induktion einer hypothermischen Anästhesie und Ligatur der linken vorderen absteigenden Koronararterie.

Myokardinfarkts bei neugeborenen Mäusen, ein Modell von Cardiac Regeneration

Während der murinen myokardialen Ischämie/Reperfusionsoperation wird die korrekte Platzierung der okkludierenden Ligatur typischerweise durch sichtbare Beobachtung der Myokardblässe bestätigt. Hierin wird ein Verfahren zur elektrokardiographischen Bestätigung von Ischämie und Reperfusion zur Ergänzung der beobachteten Myokardblässe an männlichen C57Bl/6-Mäusen demonstriert.

Die Bestätigung der myokardialen Ischämie und Reperfusion Injury in Mäusen Oberflächen Pad Elektrokardiographie

Hierin beschreiben wir ein chirurgisches Verfahren, das zeigt, wie eine dauerhafte Ligation der links-vorderen absteigenden Herzkranzgefäße bei Mäusen erreicht werden kann. Dieses Modell ist von hoher Relevanz für die Untersuchung der Pathophysiologie des Myokardinfarkts und der damit einhergehenden biologischen Prozesse.

Murine Myokardinfarkt Modell mit permanenten Ligation der linken Anterior absteigende Koronararterie

Unter angemessener Anästhesie wurde das Mäuseherz durch den Interkostalraum externalisiert, und der Myokardinfarkt wurde erfolgreich durch Ligatur der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) unter Verwendung von Materialien induziert, die in den meisten Labors leicht verfügbar sind.

Eine modifizierte einfache Methode zur Induktion von Myokardinfarkt bei Mäusen

Hier beschreiben wir eine einfache und reproduzierbare Methode, die bei Mäusen durch Präzisionsligation der linken vorderen absteigenden Koronararterie durch Mikromanipulation einen Myokardinfarkt oder eine myokardiale Ischämie-Reperfusionsverletzung induzieren kann.

Induktion von Myokardinfarkt und myokardialer Ischämie-Reperfusionsschädigung bei Mäusen

Hier wird ein chirurgisches Verfahren zur permanenten Ligatur der linken Koronararterie bei Mäusen vorgestellt. Mit diesem Modell kann die Pathophysiologie und die damit verbundene Entzündungsreaktion nach Myokardinfarkt untersucht werden.

Linke Koronararterienligatur: Ein chirurgisches Mausmodell des Myokardinfarkts

Erfahren Sie das Kryoinjurie-Modell zur Untersuchung von Myokardinfarkten bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare, gleichmäßige Infarktgrößen für kardiale Regenerationsforschung und therapeutische Strategien.

Ein Cryoinjury-Modell zur Untersuchung des Myokardinfarkts in der Maus

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