Murine Cervical Aortic Transplantation Modell mit einer modifizierten Non-Suture Manschettentechnik
2. November 2019
Hier stellen wir ein Protokoll der heterotopischen Aortentransplantation bei Mäusen mit der Nicht-Naht-Manschettentechnik in einem zervikalen Murin-Modell vor. Dieses Modell kann verwendet werden, um die zugrunde liegende Pathologie der chronischen Allograft-Vaskulopathie (CAV) zu untersuchen und kann helfen, neue therapeutische Wirkstoffe zu bewerten, um ihre Bildung zu verhindern.
Ich bin Martin Ryll von den Forschungslabors der Abteilung für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie der LMU münchen. Heute zeigen wir Ihnen ein murines heterotopisches aortenhaftes Transplantationsmodell mit einer modifizierten Nicht-Naht-Manschettentechnik. Zuerst beanten Das Empfängertier mit einer intraperitonealen Injektion von Midazolam, Medetomidin und Fentanyl.
Schneiden Sie alle Haare des zervikalen Seitenbereichs mit einem elektrischen Haarschneider für Kleintiere ab und tragen Sie eine ophthalmologische Salbe mit Wattestäbchen auf, um zu verhindern, dass die Augen während des Eingriffs austrocknen. Legen Sie das Tier in der Supine-Position auf ein Heizkissen unter dem Mikroskop und verkleben Sie seine Beine vorsichtig mit hautempfindlichen Gipsstreifen an den Operationstisch. Neigen Sie den Kopf zurück und schrubben Sie das Operative Feld mehrmals mit Alkohol.
Machen Sie einen Hautschnitt vom Jugularschnitt nach rechts unter dem Kiefer mit einer kleinen Schere. Entfernen Sie den rechten unteren Lappen der submandibulären Drüse über bipolare Kautery des Gefäßpedikles und anschließende Exzision mit Mikroschere. Entfernen Sie den rechten Sternocleidomastoidmuskel über bipolare Kautery des oberen und unteren Teils und anschließende Exzision mit Mikroschere, um Zugang zur gemeinsamen Halsschlagader zu erhalten.
Mobilisieren Sie die gemeinsame Halsschlagader so weit wie möglich distal und proximal, indem Sie das umgebende Bindegewebe mit feinen Zangen auseinanderziehen. Binden Sie zwei 7-0 Seidenligaturen mit minimalem Abstand zwischen einander um die Mitte der gemeinsamen Halsschlagader und transsektieren Sie die gemeinsame Halsschlagader mit feiner Mikroschere zwischen den Ligaturen. Passieren Sie das proximale ligated Ende durch die Manschette und fixieren Sie es mit einer kleinen Arterienklemme.
Entfernen Sie die Ligatur mit feiner Mikroschere so nah wie möglich an der Ligatur und spülen Sie das Lumen mit heparinisierter Saline mit einer 30-Spur-Nadel, wobei darauf geachtet wird, die Gefäßwände nicht zu beschädigen. Entbessern Sie das offene Lumen mit feinen Gefäßdilatatoren und invertieren Sie den Karotisstumpf über die Manschette, indem Sie es sanft über das Polyamidrohr ziehen. Beheben Sie das invertierte Karotis sofort mit einer lose vorgebundenen 7-0 Seidenschlaufe.
Führen Sie das gleiche Verfahren am anderen Ende der Halsschlagader mit der anderen Manschette durch. Passieren Sie das distale ligattierte Ende durch die Manschette und fixieren Sie es mit einer kleinen Arterienklemme. Entfernen Sie die Ligatur mit feiner Mikroschere so nah wie möglich an der Ligatur und spülen Sie das Lumen mit heparinisierter Saline mit einer 30-Spur-Nadel, wobei darauf geachtet wird, die Gefäßwände nicht zu beschädigen.
Entbessern Sie das offene Lumen mit feinen Gefäßdilatatoren und invertieren Sie den Karotisstumpf über die Manschette, indem Sie es sanft über das Polyamidrohr ziehen. Beheben Sie das invertierte Karotis sofort mit einer lose vorgebundenen 7-0 Seidenschlaufe. Stellen Sie das Empfängertier beiseite und befeuchten Sie das obere Zweidrittel mit Derinlinie, bis das Aortensegment explantiert wird.
Anästhetisieren Sie die Spendermaus auf die gleiche Weise wie das Empfängertier. Schneiden Sie alle Haare der Bauch- und Brustbereich mit einem elektrischen Haarschneider für kleine Tiere und wenden Sie ophthalmologische Salbe mit Wattestäbchen, um zu verhindern, dass die Augen während des Eingriffs austrocknen. Legen Sie das Tier in der Supine-Position auf ein Heizkissen unter dem Mikroskop und verkleben Sie seine Beine vorsichtig mit hautempfindlichen Gipsstreifen an den Operationstisch.
Das Operative Feld mehrmals mit Alkohol zu beschrubben. Führen Sie eine Mittellinien-Bauchlaparotomie mit einer kleinen Schere durch und schieben Sie den Darm leicht nach oben, um die unterlegene Vena cava freizulegen. Injizieren Sie das IVC mit einem cc von heparinisierter Saline mit einer 30-Messgerät-Nadel.
Schneiden Sie die Bauchaorta und IVC unterhalb der Nierenarterien mit einer kleinen Schere, um das Spendertier zu exsanguinate. Legen Sie eine Kompresse locker in den Bauch, um das Blut zu absorbieren. Führen Sie eine Thorakotomie über bilaterale Ablenkung der Rippen mit der Schere und kippen Sie die vordere Brustwand kranially mit einer chirurgischen Klemme, um das Mediastinum freizulegen.
IVC und Speiseröhre direkt über der Membran mit Mikroschere schneiden. Entfernen Sie das Herz und die Lunge, indem Sie sie mit Zangen, die den Schnitt IVC und Speiseröhre halten, nach oben titeln und sie dann mit einer Mikroschere von der Basis ausziehen, um Zugang zur Thoraxaorta und dem dorsalen Mediastinum zu erhalten. Mobilisieren Sie die thorakale Aorta aus ihrem umgebenden Gewebe, indem Sie das umgebende Bindegewebe und Fett mit feiner Zange auseinanderziehen und dabei darauf achten, keine interkostalen Arterien zu beschädigen.
Kauterisieren Sie alle Zweige aus der thorakalen Aorta mit bipolaren Kauzangenzangen und verbrauchen Sie das Aortensegment zwischen dem Zwerchfell und dem Aortenbogen mit einer Mikroschere. Spülen Sie das ausgeschnittene Aortensegment mit einer halbsäurebemessenen Linie mit einer 30-Spur-Nadel, wobei darauf zu achten ist, dass die Gefäßwände nicht beschädigt werden, um restliches Blut oder Gerinnsel zu entfernen und das Transplantat an das Empfängertier zu übertragen. Ziehen Sie das proximale Ende des Spenderaortensegments über die proximale Manschette auf der invertierten Halsschlagader mit feiner Zange und fixieren Sie es sofort mit einer lose vorgebundenen 7-0 Seidenschlaufe.
Schneiden Sie das distalfreie Ende des Aortentransplantats mit einer Mikroschere, so dass die Transplantatlänge dem Abstand zwischen den beiden Manschetten entspricht. Ziehen Sie das distale Ende des Spenderaortensegments über die distale Manschette auf der invertierten Halsschlagader mit feiner Zange und fixieren Sie es sofort mit einer lose vorgebundenen 7-0 Seidenschlaufe. Entfernen Sie zuerst die distale Klemme, um eine retrograde Perfusion zu ermöglichen.
Nach Erreichen der Hämostase entfernen Sie die proximale Klemme, um die Anastomose zu vervollständigen. Schließen Sie schließlich die Wunde mit 6-0 kontinuierliche Naht. Nach 28 Tagen werden die Tiere geopfert und die Transplantate für die histologische Färbung konserviert.
Wie in diesen Van-Gieson-Färbungen von Aortenschnitten gezeigt wird, entwickelten vollständig MHC-nicht übereinstimmende allografierte Aortas von Balb/c-Spendern bis zu schwarzen sechs Empfängern eine signifikante neointimale Hyperplasie, die zu einer luminalen Verengung führte. Auf der anderen Seite entwickelten syngene Aortentransplantationen von schwarzen sechs Spendern bis zu schwarzen sechs Empfängern nur wenig neointimale Hyperplasie. Die Immunfluoreszenzfärbung gegen SM22, einen Marker für vaskuläre glatte Muskelzellen, wie in diesem Bild in grüner Fluoreszenz gezeigt, zeigt, dass die Neointima hauptsächlich aus vaskulären glatten Muskelzellen besteht.
Die murine Aortentransplantation dient als Modell für chronische Transplantationsvaskulopathie, die die häufigste Ursache für spätes Transplantatversagen ist. Im Vergleich zum orthotopischen Bauchmodell ist unsere modifizierte Manschettentechnik weniger mikrochirurgisch anspruchsvoll, was zu einer hohen Erfolgsrate führt. Darüber hinaus können aufgrund des konstanten Durchmessers der Manschette Variationen der vaskulären Anastomose, wie sie in anderen mikrochirurgischen Transplantationsmodellen zu sehen sind, vernachlässigt werden.
Darüber hinaus wird die warme ischämische Zeit in allen Versuchsgruppen konstant gehalten, da das Empfängertier zuerst vorbereitet wird, bevor das Aortensegment explantiert wird. Unser modifiziertes Modell soll anderen Laboratorien helfen, eine murine Aortentransplantation zu etablieren.
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Übersicht
Dieser Artikel präsentiert ein Protokoll für heterotope aortische Transplantation bei Mäusen unter Verwendung einer Nahtfreien Manschettentechnik. Dieses zervikale murine Modell ist entwickelt worden, um chronische Allograft-Vaskulopatie (CAV) zu untersuchen und neue therapeutische Wirkstoffe zur Verhinderung ihrer Entstehung zu evaluieren.
Wichtige Studienkomponenten
Wissenschaftsbereich
- Transplantationsbiologie
- Gefäßbiologie
- Experimentelle Chirurgie
Hintergrund
- Chronische Allograft-Vaskulopatie (CAV) ist eine bedeutende Komplikation bei Transplantationen.
- Das Verständnis von CAV kann zu besseren therapeutischen Strategien führen.
- Tiermodelle sind essentiell für die Untersuchung von transplantationsbedingten Pathologien.
- Die Nahtfreie Manschettentechnik bietet einen neuartigen Ansatz für die aortische Transplantation.
Zweck der Studie
- Präsentation eines zuverlässigen murinen Modells für die Untersuchung von CAV.
- Evaluierung der Wirksamkeit neuer therapeutischer Wirkstoffe zur Verhinderung von CAV.
- Verfeinerung chirurgischer Techniken in der Transplantationsforschung.
Verwendete Methoden
- Anästhesie der Empfängermäuse unter Verwendung von Midazolam, Medetomidin und Fentanyl.
- Vorbereitung der Operationsstelle durch Rasieren und Auftragen von Augensalbe.
- Positionierung des Tieres auf einem Heizkissen für optimale chirurgische Bedingungen.
- Nutzung einer Nahtfreien Manschettentechnik für die aortische Transplantation.
Hauptergebnisse
- Die Nahtfreie Manschettentechnik erleichtert erfolgreich die aortische Transplantation.
- Dieses Modell ermöglicht die Beurteilung der CAV-Entwicklung.
- Potenzielle therapeutische Wirkstoffe können mit diesem Modell evaluiert werden.
- Ein verbessertes Verständnis der CAV-Pathophysiologie ist durch diesen Ansatz erreichbar.
Schlussfolgerungen
- Das vorgestellte Modell ist ein wertvolles Werkzeug für die Untersuchung von CAV.
- Es kann zu Fortschritten bei therapeutischen Strategien für Transplantatempfänger führen.
- Weitere Forschung unter Verwendung dieses Modells kann unser Verständnis der Transplantationsbiologie verbessern.
Häufig gestellte Fragen
Executive Industry Relevance
Chronic allograft vasculopathy (CAV) remains a leading cause of long-term graft failure in solid organ transplantation, with limited therapeutic options due to incomplete understanding of its pathophysiology. This murine cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique provides a reproducible, minimally microsurgical platform to study CAV mechanisms and evaluate potential interventions. By enabling consistent vascular anastomosis and controlled warm ischemic time, the model supports preclinical de-risking of therapeutic strategies targeting vascular remodeling in transplantation.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses in vascular pathology by modeling human-relevant neointimal hyperplasia and luminal narrowing in allografted aortas.
- Operational Value: Offers a standardized, suture-free anastomosis that reduces technical variability and supports high success rates across experimental groups.
- Predictive Value: Facilitates biological de-risking of targets involved in smooth muscle cell-mediated vascular remodeling, as demonstrated by SM22-positive neointima formation.
Screening & Assay Development
- Scientific Value: Provides a quantifiable output—neointimal hyperplasia and luminal stenosis—enabling dose-response assessment of candidate compounds in a disease-relevant system.
- Operational Value: Ensures assay readiness through constant cuff diameter and standardized surgical timing, minimizing anastomosis-related confounding variables.
- Translational Value: Supports screening readiness by using fully MHC-mismatched allografts to mimic human alloimmune responses in vascular graft failure.
Translational & Preclinical Research
- Scientific Value: Models chronic allograft vasculopathy as a progressive pathology, allowing longitudinal assessment of graft changes up to 28 days post-transplant.
- Operational Value: Enables histological and immunofluorescence analysis (e.g., Van-Gieson’s staining, SM22 detection) to validate target engagement and mechanism of action.
- Predictive Value: Supports risk-adjusted advancement decisions by distinguishing between syngeneic (minimal hyperplasia) and allogeneic (significant hyperplasia) graft responses.
Pipeline & Workflow Integration
The model fits within the discovery continuum from target validation through preclinical evaluation, particularly for therapies aimed at inhibiting vascular smooth muscle proliferation or modulating immune-mediated vascular injury in transplantation.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing on pathways driving neointima formation, enabling mechanistic de-risking before lead optimization.
- Screening: Delivers reproducible, quantitative vascular outcomes suitable for compound library screening in a standardized surgical model.
- Analytics: Generates measurable endpoints—luminal area, neointimal thickness, smooth muscle marker expression—enabling comparative analysis across treatment groups.
- Translational Research: Mirrors human CAV pathophysiology, supporting continuity from discovery to preclinical validation of vascular-protective agents.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable surgical platform for multiple therapeutic modalities (small molecules, biologics, gene therapies) targeting vascular remodeling in transplant settings.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Enhances predictive confidence in target validation by modeling a clinically relevant cause of late graft loss with defined histological and functional readouts.
- Operational Value: Improves reproducibility and reduces inter-animal variability through standardized non-suture cuff technique and controlled operative conditions.
- Strategic Value: Informs go/no-go decisions by providing early evidence of efficacy in preventing pathological vascular remodeling, reducing late-stage failure risk.
- Portfolio Impact: Enables risk-stratified prioritization of vascular-targeted candidates based on their ability to suppress neointimal hyperplasia in an immunocompetent allograft model.
Implementation Considerations
- Requires expertise in microsurgical techniques, including vessel isolation, ligation, and inversion using fine forceps and micro scissors.
- Depends on specialized instrumentation such as vascular dilatators, heparinized saline flush systems, and stereomicroscopes for precise anastomosis.
- Necessitates standardized postoperative care and timed sacrifice (e.g., 28 days) to ensure consistent assessment of chronic vasculopathy development.
- Involves adaptation considerations when extending to different mouse strains or graft sizes, though cuff dimensions help maintain anastomotic consistency.
- Limited to modeling arterial vasculopathy; venous thrombosis or cardiac-specific pathologies require complementary models.
