Name: Ein präklinisches Modell zur Beurteilung der Gehirnerholung nach akutem Schlaganfall bei Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
Description: Erfahren Sie ein validiertes Rattenmodell zur Untersuchung der Gehirnerholung nach ischämischem Schlaganfall mittels MCAO/R. Diese Methode ermöglicht Langzeitbeobachtungen von Infarktvolumen und sensomotorischen Funktionen bis zu 90 Tagen.

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Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (81603315, 81603316), Schlüssel F & E-Plan der Provinz Jiangxi in China (20171ACH80001), industrielle und akademische Kooperationsprojekte in Hochschulen und Universitäten der Provinz Fujian in China (2018Y41010011).

Das Verfahren und die Verwendung von Tierkörpern wurden vom Nationalen Institut für Gesundheit für die Pflege und Verwendung von Labortieren genehmigt. Dieses Protokoll ist speziell für die Tests der mittleren Zerebralen Arterienverschluss/-reperfusion (MCAO/R) und der sensorimotorischen Funktion angepasst.
1. Experimentelles Design und Gruppierung
<ol><li>Verwenden Sie ein Mratten-MCAO/R-Modell, um eine ischämische Methode des Rattengehirns mit schwereren Hirnverletzungen und einem höheren Modellerfolgsverhältnis mithilfe von Longas Punktzahl und TTC-Färbung zu überprüfen.<ol>
<li>Führen Sie das Experiment an männlichen Sprague-Dawley-Ratten mit einem Gewicht von 260 bis 330 g durch, die 7 bis 9 Wochen alt sind. Das reale Rattengewicht beträgt 275 x 15 g für 275 g, 300 x 10 g für 300 g und 320 x 10 g für 320 g.</li>
		<li>Verwenden Sie die folgenden sieben Gruppierungen (Gewicht, Gewindeschraubentyp, Infarktzeit): Gruppe 1 mit 15 Ratten (275 g, 2636, 2 h); Gruppe 2 mit 15 Ratten (275 g, 2636, 3 h); Gruppe 3 mit 15 Ratten (275 g, 2838, 2 h); Gruppe 4 mit 15 Ratten (275 g, 2838, 3 h); Gruppe 5 mit 13 Ratten (300 g, 3040, 3 h); Gruppe 6 mit 10 Ratten (320 g, 3040, 3 h); Gruppe 7 mit 13 Ratten (300 g, 3043, 3 h).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Untersuchen Sie den Erholungsstatus des Gehirns durch TTC-Färbung und verwenden Sie geeignete sensorimotorische Funktionstests, um die langfristigen funktionellen Defizite durch den bilateralen Asymmetrietest, den Grid-Walking-Test, den Rotarod-Test und den Hebeseiltest nach 1, 35, 60, 90 Tagen MCAO/R anzuzeigen.<ol>
<li>Verwenden Sie männliche Sprague-Dawley-Ratten mit einem Gewicht von 300 x 10 g, die 8 bis 9 Wochen alt sind.</li>
		<li>Verwenden Sie die folgenden fünf Gruppierungen: eine Kontrollgruppe (normale) Gruppe mit 20 Ratten; eine 1-Tages-Gruppe mit 16 Ratten; eine 35-Tage-Gruppe mit 16 Ratten; eine 60-Tage-Gruppe mit 17 Ratten; und eine 90-Tage-Gruppe mit 19 Ratten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Nach der Longa-Punktzahl in Schritt 1.1 oder sensorimotorischen Funktionstests in Schritt 1.2 alle Ratten für die TTC-Färbung zu beanstanden und zu enthaupten.</li>
</ol>2. Einführung eines einseitigen MCAO/R-Modells bei Ratten9
HINWEIS: Verwenden Sie während der Operation die Mikrozange vorsichtig, um einen Bruch des Blutgefäßes zu verhindern. Vermeiden Sie Schäden an den Nerven und anderen Blutgefäßen im Hals der Ratte, wenn das Gefäß isoliert ist. Es muss darauf geachtet werden, dass für alle chirurgischen Überlebensoperationen eine geeignete aseptische Technik vorliegt. Die später im Video dargestellte Technik sollte während des gesamten Verfahrens geübt werden.
<ol><li>Während der gesamten Operation die Körpertemperatur der Ratten in einem Kleintierthermostat bei 37,0 °C bei 0,5 °C halten. Bereiten Sie vier 6 cm 5-0 Nähte.</li>
	<li>Stellen Sie die Sauerstoffdurchflussrate einer Kleintieranästhesiemaschine (mit einer Abgasbehandlungsvorrichtung) auf 0,4,6 l/min und die Konzentration von Isofluran auf 5 % fest. Legen Sie die Ratte in die Anästhesiemaschine.</li>
	<li>Nachdem das Tier ohnmächtig geworden ist, legen Sie die Ratte auf einen chirurgischen Fixiertisch. Verbinden Sie den Mund der Ratte mit der Maske der Anästhesiemaschine (die Sauerstoffdurchflussrate bleibt unverändert; stellen Sie die Konzentration von Isofluran auf 3%) ein. Bestätigen Sie, dass das Tier in tiefe Anästhesie eingetreten ist, indem es einen Mangel an Extremitätsspannung, Hornhautreflexen und Schmerzen beobachtet hat.</li>
	<li>Befestigen Sie die Gliedmaßen, um mit Papierverbänden (oder anderen Werkzeugen) auf dem Operationstisch zu liegen.</li>
	<li>Entfernen Sie den Nackenmantel mit einem elektrischen Rasierer und sterilisieren Sie mit 75% Alkohol (Iodophor ist besser). Fixieren Sie den Mund der Ratte mit einem Haken.</li>
	<li>Mit einer Augenschere 2 x 3 cm entlang der zentralen Längsform des Halses schneiden.</li>
	<li>Trennen Sie die gemeinsame Halsschlagader. Trennen Sie den subkutanen Muskel mit ophthalmologischen Zangen. Verwenden Sie hausgemachte Retraktor, um das Feld der Vision vollständig zu entlarven. Nach der Trennung des vorderen Muskels der Luftröhre mit ophthalmologischen Zangen, trennen Sie entlang der rechten sternocleidomastoiden Sehne, bis die gemeinsame Karotisarterie sichtbar ist.</li>
	<li>Isolieren Sie die gemeinsame Halsschlagader, die äußere Halsschlagader und die innere Halsschlagader mit ophthalmologischen Zangen. Ligate die gemeinsame Halsschlagader (harter Knoten), externe Halsschlagader weit vom Herzende (harter Knoten) und innere Halsschlagader (lockerer Knoten) mit 5-0 Nähten. Die äußere Halsschlagader in der Nähe des Herzendes mit 5:0 Nähten aussanlassen.</li>
	<li>Legen Sie eine Gewindeschraube ein. Schneiden Sie eine kleine Öffnung in der äußeren Halsschlagader mit einer Augenschere und legen Sie vorsichtig eine Gewindeschraube ein. Ligate die Naht der äußeren Halsschlagader, die in losem Knoten gewesen ist und schneiden Sie die äußere Halsschlagader.<ol>
<li>Lösen Sie den losen Knoten der inneren Halsschlagader und setzen Sie den Fadenbolzen am Anfang der mittleren Hirnarterie (Nähte markiert) ein. Schneiden Sie dann die freiliegende Gewindeschraube ab.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Nachdem die ischämische Zeit erreicht ist (2-3 h), fixieren Sie den Bruch der äußeren Halsschlagader mit einem Mikrozange, und ziehen Sie den Fadenbolzen vorsichtig mit einem anderen Mikrozange heraus. Wenn das vordere Ende der Gewindeschraube vollständig aus der inneren Halsschlagader entfernt wird, ligate die externe Halsschlagader, die mit 5-0 Nähten ausgekleidet war, und ziehen Sie dann die Gewindeschraube vollständig heraus.</li>
	<li>Lösen Sie die gemeinsame Halsschlagader, und daub 50.000 U Penicillin Natriumpulver auf der Oberfläche der Wunde, um eine Infektion zu verhindern. Suture subkutane Muskeln und Haut mit 4 Nähten.</li>
	<li>Geben Sie der Ratte mit einer 1 ml Spritze (SQ-PEN-Injektion ist besser) 0,2 ml sterile Salzine, um postoperative Wasserknappheit zu verhindern, nachdem sie die Ratte wieder in den Käfig gebracht hat.</li>
	<li>Wählen Sie die Tiere nach 24 Stunden Reperfusion nach der Longa-Punktzahl10. Wählen Sie Tiere mit einer Longa-Punktzahl von 1-3 für die nächste TTC-Färbung in Schritt 1.1 und Tiere mit einer Longa-Punktzahl von 2 x 3 für die 1, 35, 60, 90-Tage-Studie in Schritt 1.2 aus. HINWEIS: Longas Punktzahl10: 0 Punktzahl, kein neurologisches Defizit; 1 Punktzahl, Nichtverlängerung links foreclaw; 2 Partitur, kreist nach links; 3 Punktzahl, fallen deiner seite, nach links; 4 Punktzahl, kann nicht spontan gehen und hat ein deprimiertes Bewusstsein.</li>
	<li>Analysieren Sie die Longa-Punktzahl per one-way ANOVA. Die dargestellten Werte sind mittelwert s.D. P < 0,05 geben die Differenz an.</li>
</ol>3. TTC Färbung
HINWEIS: Die Mratten-Gehirnscheibe Form und Klinge muss in einem -20 °C Kühlschrank vor dem Gebrauch vorgekühlt werden, um Haftung durch einen großen Temperaturunterschied verursacht zu verhindern. Während der Färbung, verhindern Haftung zwischen den Gehirnscheiben und der Kulturplatte, die zu unzureichender Färbung führen kann.
<ol><li>Anästhesisieren Sie die Ratte durch intraperitoneale Injektion von 400 mg/kg Chlorhydrat nach dem Longa-Score in Schritt 1.1 oder sensorimotorischen Funktionstests in Schritt 1.2.</li>
	<li>Enthaupten Sie die Ratte mit einer chirurgischen Schere oder mit einem Rattenenthauptungsapparat. Entfernen Sie das Gehirn mit chirurgischer Schere und hämostatischen Zangen.</li>
	<li>Legen Sie das Gehirn bei -20 °C für 30 min in den Kühlschrank, um das Schneiden zu erleichtern.</li>
	<li>Entfernen Sie das Gehirn aus dem Kühlschrank und legen Sie es in vorgekühlte Ratte Gehirn Scheibe Schimmel. Schneiden Sie das Gehirn in sechs 2-mm-dicke aufeinanderfolgende Abschnitte mit einer vorgekühlten Klinge.</li>
	<li>Die Abschnitte mit 2% 5-Triphenyl-2H-Tetrazoliumchlorid (TTC) in einer 6-Well-Kulturplatte färben.</li>
	<li>Die Abschnitte für 30 bis 60 min bei 37 °C in einem Schüttelbett beskulturen. Drehen Sie die Abschnitte alle 10 min, bis der Gehirn Ischämiebereich und der normale Bereich sind deutlich weiß und rot.</li>
	<li>Line das Gehirn schneidet vertikal in der Reihenfolge von hinten nach vorne des Gehirns. Verwenden Sie ein Lineal, um sicherzustellen, dass die Gesamtlänge jeder Zeile gleich ist. Nehmen Sie Bilder mit Digitalkamera.</li>
	<li>Analysieren Sie das Infarktvolumen.<ol>
<li>Vorbehandlung des Fotos mit Photoshop-Software<ol>
<li>Importieren Sie das Foto mit Photoshop CS6. 00:00-00:14</li>
			<li>Klicken Sie auf Auswählen, um die Gehirn-Slices auszuwählen, klicken Sie auf Auswählen | Inverse. 00:15-00:36</li>
			<li>Klicken Sie auf Vordergrund, um Schwarz auszuwählen, und klicken Sie auf OK. 00:37-00:42</li>
			<li>Drücken Sie Alt +Löschen, um die Hintergrundfarbe auszufüllen, und STRG +D, um die Auswahl aufzuheben. 00:43-00:46</li>
			<li>Klicken Sie auf Datei | Auf dem Desktop speichern. 00:47-01:08</li>
		</ol>
</li>
		<li>Vorbehandlung des Fotos mit DerImage Pro Plus Software.<ol>
<li>Öffnen Sie die Image Pro Plus 6.0-Software und importieren Sie das Foto. 01:09-01:24</li>
			<li>Passen Sie die Helligkeit für die Änderung von Fehlern mit dem Werkzeug Kontrastverbesserung an, sodass der Hintergrund schwarz ist. 01:25-01:37</li>
			<li>Verwenden Sie das Werkzeug Median im Filter, um die Hervorhebungen zu entfernen. 01:38-01:46</li>
		</ol>
</li>
		<li>Berechnen Sie den linken (normalen) Hirnbereich mit der Image Pro Plus Software<ol>
<li>Wählen Sie Farbe mit Segmentierung aus, und passen Sie den Wert von H/S/Ian, sodass die Gehirnscheiben vom schwarzen Hintergrund getrennt werden. 01:47-02:12</li>
			<li>Zurück zur Anzahl | Größe. 02:13-02:16</li>
			<li>Klicken Sie auf Zählen | Teilen Sie Objekte in Bearbeiten, um das Gehirn von der Mittellinie zu trennen. Die Software unterscheidet automatisch den linken und rechten Hirnbereich. 02:17-02:49</li>
		</ol>
</li>
		<li>Berechnen Sie den richtigen Infarkt-Hirnbereich mit der Image Pro Plus-Software<ol>
<li>Implementieren Sie Schritt 3.8.1-3.8.2. 02:50-03:14</li>
			<li>Wählen Sie Anzahl | Größe. 03:15-03:21</li>
			<li>Klicken Sie auf Zeichnen | Werkzeug "Objekte zusammenführen" in Bearbeiten. Wählen Sie manuell den ischämischen Bereich aus und klicken Sie auf Zählen, um das ischämische Gebiet zu berechnen. 03:16-05:31</li>
		</ol>
</li>
		<li>Berechnen Sie den Gesundheits-Gehirnbereich mit Image Pro Plus Software<ol>
<li>Implementieren Sie Schritt 3.8.1-3.8.2. 05:32-06:44</li>
			<li>Wählen Sie Farbe mit Segmentierung aus, und passen Sie den Wert von H/S/Ian, sodass der normale Teil der Gehirnscheiben vom schwarzen Hintergrund getrennt wird. 06:45-07:10</li>
			<li>Zurück zur Anzahl | Größe und klicken Sie auf Zählen, um diesen Bereich zu berechnen. 07:11-07:21</li>
			<li>Klicken Sie in Bearbeiten auf Objekte teilen, um das Gehirn von der Mittellinie zu trennen. Die Software unterscheidet automatisch den linken und rechten Hirnbereich. 07:22-08:08</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Berechnen des Infarktvolumens (%) infarkt und verkleinert Volumen (%): Infarktvolumen (%) = [rechter Infarktbereich/(2 x linker Hirnbereich)] x 100. Infarkt- und Schrumpfvolumen (%) = [(linker Hirnbereich - rechter Gesundheitshirnbereich) / (2 x linker Hirnbereich)] x 100. HINWEIS: Das rechte Gehirn ist der verletzte Teil. Die Daten wurden von der einwegigen ANOVA analysiert. Die dargestellten Werte sind mittelwert s.D. P < 0,05 geben die Differenz an.</li>
</ol>4. Bewertung der sensorimotorischen Funktion
HINWEIS: Ratten (300 g, 3040 Gewindebolzen, 3 h Hirninfarktzeit) mit einem Longa-Score von 2 bis 3 wurden ausgewählt, um die sensorimotorischen Funktionsexperimente von 1-90 Tagen durchzuführen. Schweigen und die Tiere während dieser Studienzeit nicht stören. Die Daten wurden von zweiseitigen ANOVA analysiert. Die dargestellten Werte sind mittelwert s.D. P < 0,05 geben die Differenz an.
<ol><li>Bilateraler Asymmetrietest11<ol>
<li>Papierband (5 cm lang, 0,8 cm breit) dreimal mit gleichem Druck auf den saftigen Teil jedes Foreclaw einer Ratte wickeln.</li>
		<li>Zeichnen Sie für jede Ratte auf, wie oft jeder Foreclaw kontaktiert und das Band in 5 min mit der Kamera entfernt wird, einschließlich nicht beeinflusster Pfotenzeiten und betroffener Pfotenzeiten.</li>
		<li>Nach 30 min wiederholen Sie die Schritte 4.1.1 und 4.1.2 erneut.</li>
		<li>Berechnen Sie den Durchschnittswert der sensorimotorischen Verzerrung (%): Sensorimotorische Verzerrung (%) = (unbeeinflusste Pfotenzeiten - betroffene Pfotenzeiten)/(unbeeinflusste Pfotenzeiten + betroffene Pfotenzeiten) x 100</li>
	</ol>
</li>
	<li>Grid-Walking-Test<ol>
<li>Legen Sie die Ratte in der Mitte einer erhöhten Gitterfläche (Fläche: 1 m2; Höhe: 90 cm) mit Gitteröffnungen von 2,5 cm2.</li>
		<li>Drücken Sie die Hüften der Ratte leicht, um die Ratte zu ermutigen, die Gitteroberfläche zu durchqueren.</li>
		<li>Zeichnen Sie die Anzahl der Fußfehler auf, die von den nicht betroffenen (rechts) und betroffenen (linken) Gliedmaßen und der Gesamtzahl der Schrittzahlen in 1 min mit der Kamera gemacht wurden.</li>
		<li>Berechnen Sie die Fehlerzeiten: Fehlerzeiten (%) = [unbeeinflusste (rechte) Gliedmaße - betroffene (linke) Gliedmaße]/Gesamtschrittnummer x 100. HINWEIS: Die Gesamtzahl der Schritte unter 20-Schritte-Daten wurde entfernt.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Rotarod-Test12,13<ol>
<li>Richten Sie das Rattendrehstab-Ermüdungsgerät (Durchmesser 90 mm) von Ratten mit der unterstützenden Software auf eine Geschwindigkeit von 13 Umdrehungen pro Minute über einen Zeitraum von 5 min am Computer ein.</li>
		<li>Starten Sie die Computerprogramme und legen Sie die Ratte gleichzeitig auf die Rotarod-Sprossen.</li>
		<li>Beenden Sie eine Studie, wenn die Ratte von der Sprosse fällt oder 5 min weiterläuft und die rotierende Zeit aufzeichnet.</li>
		<li>Lassen Sie die Ratte 30 min ruhen.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 4.3.2-4.3.4 zweimal und wählen Sie den maximalwert aus, der die letzte Drehzeit sein soll.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Hebeseilprüfung14<ol>
<li>Legen Sie das Hebeseilinstrument (70 cm hoch; das Seil hat einen Durchmesser von 0,2 cm und 40 cm lang) auf den Schreibtisch.</li>
		<li>Lassen Sie die Ratte das Seil mit ihren Vorderbeinen greifen und hängen Sie die Ratte auf.</li>
		<li>Zeichnen Sie die Zeit des Aufhängens auf und berechnen Sie die Partituren. ANMERKUNG: Eine Punktzahl von 3: 0 x 2 s am Seil; Eine Punktzahl von 2: 3 x 4 s am Seil; Eine Punktzahl von 1: 5-6 s am Seil; Eine Punktzahl von 0: mehr als 7 s am Seil.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Kong, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutralization+of+chemokine-like+factor+1%2C+a+novel+C-C+chemokine%2C+protects+against+focal+cerebral+ischemia+by+inhibiting+neutrophil+infiltration+via+MAPK+pathways+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Neutralization of chemokine-like factor 1, a novel C-C chemokine, protects against focal cerebral ischemia by inhibiting neutrophil infiltration via MAPK pathways in rats.</a> Journal of Neuroinflammation. 11, 112(2014).</li>
<li>Jiang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroprotective+effects+of+bilobalide+on+cerebral+ischemia+and+reperfusion+injury+are+associated+with+inhibition+of+pro-inflammatory+mediator+production+and+down-regulation+of+JNK1%2F2+and+p38+MAPK+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Neuroprotective effects of bilobalide on cerebral ischemia and reperfusion injury are associated with inhibition of pro-inflammatory mediator production and down-regulation of JNK1/2 and p38 MAPK activation.</a> Journal of Neuroinflammation. 11, 167(2014).</li>
<li>Thomas, A., Detilleux, J., Flecknell, P., Sandersen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+Stroke+Therapy+Academic+Industry+Roundtable+%28STAIR%29+Guidelines+on+Peri-Anesthesia+Care+for+Rat+Models+of+Stroke%3A+A+Meta-Analysis+Comparing+the+Years+2005+and+2015%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Impact of Stroke Therapy Academic Industry Roundtable (STAIR) Guidelines on Peri-Anesthesia Care for Rat Models of Stroke: A Meta-Analysis Comparing the Years 2005 and 2015.</a> PLoS One. 12, e0170243(2017).</li>
<li>Kumar, A., Aakriti,, Gupta, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+on+animal+models+of+stroke%3A+An+update%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research+Bulletin%22%5BJournal%5D)">A review on animal models of stroke: An update.</a> Brain Research Bulletin. 122, 35-44 (2016).</li>
<li>Tong, F. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+enhanced+model+of+middle+cerebral+artery+occlusion+in+nonhuman+primates+using+an+endovascular+trapping+technique%5BTitle%5D)+AND+%22AJNR+Am.+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">An enhanced model of middle cerebral artery occlusion in nonhuman primates using an endovascular trapping technique.</a> AJNR Am. Journal of Neuroradiology. 36, 2354-2359 (2015).</li>
<li>Li, F., Omae, T., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+hyperthermia+and+its+mechanism+in+the+intraluminal+suture+middle+cerebral+artery+occlusion+model+of+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Spontaneous hyperthermia and its mechanism in the intraluminal suture middle cerebral artery occlusion model of rats.</a> Stroke. 30, 2464-2470 (1999).</li>
<li>Herson, P. S., Traystman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+stroke%3A+translational+potential+at+present+and+in+2050%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Neurology%22%5BJournal%5D)">Animal models of stroke: translational potential at present and in 2050.</a> Future Neurology. 9, 541-551 (2014).</li>
<li>Abrahám, H., Somogyvári-Vigh, A., Maderdrut, J. L., Vigh, S., Arimura, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Filament+size+influences+temperature+changes+and+brain+damage+following+middle+cerebral+artery+occlusion+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Filament size influences temperature changes and brain damage following middle cerebral artery occlusion in rats.</a> Exp. Brain Res. 142, 131-138 (2002).</li>
<li>Sun, M. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coumarin+derivatives+protect+against+ischemic+brain+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Medicinal+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Coumarin derivatives protect against ischemic brain injury in rats.</a> European Journal of Medicinal Chemistry. 67, 39-53 (2013).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20, 84-91 (1989).</li>
<li>Smith, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+site+and+lesion+topology+determine+efficacy+of+a+human+neural+stem+cell+line+in+a+rat+model+of+chronic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Implantation site and lesion topology determine efficacy of a human neural stem cell line in a rat model of chronic stroke.</a> Stem Cell. 30, 785-796 (2012).</li>
<li>Zhang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effects+of+Forsythia+suspense+extract+with+antioxidant+and+anti-inflammatory+properties+in+a+model+of+rotenone+induced+neurotoxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Neurotoxicology%22%5BJournal%5D)">Protective effects of Forsythia suspense extract with antioxidant and anti-inflammatory properties in a model of rotenone induced neurotoxicity.</a> Neurotoxicology. 52, 72-83 (2016).</li>
<li>Milani, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Poly-arginine+peptides+reduce+infarct+volume+in+a+permanent+middle+cerebral+artery+rat+stroke+model%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Poly-arginine peptides reduce infarct volume in a permanent middle cerebral artery rat stroke model.</a> BMC Neuroscience. 17, 19(2016).</li>
<li>DeGraba, T. J., Ostrow, P., Hanson, S., Grotta, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+performance%2C+histologic+damage%2C+and+calcium+influx+in+rats+treated+with+NBQX+after+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Motor performance, histologic damage, and calcium influx in rats treated with NBQX after focal ischemia.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 14, 262-268 (1994).</li>
<li>Liu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+a+preclinical+animal+model+to+assess+brain+recovery+after+acute+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Validation of a preclinical animal model to assess brain recovery after acute stroke.</a> European Journal of Pharmacology. 835, 75-81 (2018).</li>
<li>Zuo, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IMM-H004+prevents+toxicity+induced+by+delayed+treatment+of+tPA+in+a+rat+model+of+focal+cerebral+ischemia+involving+PKA-and+PI3K-dependent+Akt+activation%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">IMM-H004 prevents toxicity induced by delayed treatment of tPA in a rat model of focal cerebral ischemia involving PKA-and PI3K-dependent Akt activation.</a> European Journal of Neuroscience. 39, 2107-2118 (2014).</li>
<li>Yang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((L-3-n-butylphthalide+Promotes+Neurogenesis+and+Neuroplasticity+in+Cerebral+Ischemic+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22CNS+Neuroscience+%26+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">L-3-n-butylphthalide Promotes Neurogenesis and Neuroplasticity in Cerebral Ischemic Rats.</a> CNS Neuroscience & Therapeutics. 21, 733-741 (2015).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Viele Modelle, die Methoden und Verhaltensindikatoren, die gut in akuten zerebralen Ischämie verwendet werden möglicherweise keine signifikanten Veränderungen in der Erholung und Fortsetzung Sephase der GehirnIschämie16,17. Jedoch, die Zahl der Patienten mit Gehirn ischämische in der Genesung und Sequela-Stadien ist die größte. Es ist wichtig, ein geeignetes Tiermodell für die Erholung und Fortsetzung von Ischämie-Schlag zu wählen.
Wir...

Die Hirnischämie ist in drei Stadien mit verschiedenen Post-Stroke-Indikatoren unterteilt: das akute Stadium (innerhalb einer Woche), die Erholungsphase (1 Woche bis 6 Monate) und die Fortsetzungsphase (mehr als 6 Monate). Derzeit konzentrieren sich die meisten Studien auf das akute Stadium der Gehirnischämie wegen seiner signifikanten Wirkung und multi-relative Forschungsmodelle1,2,3. Jedoch, die Erholung und Fortsetzung Sendestadien des Gehirns Ischämie kann nicht ignoriert werden, aufgrund ihrer langfristigen Komplikation von Behinderungen. Daher ist der Zweck dieser Studie, ein stabiles, zuverlässiges und relativ einfaches Tiermodell zu erforschen, um die Erholungs- und Fortsetzungsstadien der Gehirnischämie zu erforschen.
Unter den vielen experimentellen Gehirn-Ischämie-Modellen verwenden wir mittlere Hirnarterienverschluss (MCAO) über Gewindebolzeneinfügung in die rechte mittlere Hirnarterie (MCA). Dieses Modell ähnelt dem menschlichen Schlaganfall, der größere Infarktvolumina erzeugen kann, zu vielen Verhaltensstörungen im Zusammenhang mit Schlaganfall führt und eine Blutreperfusion (R) durch Entfernen der Gewindeschraube4,5,6ermöglichen kann. MCAO/R gilt auch als das Goldstandard-Tiermodell der Gehirnischämie7. Darüber hinaus hängt die Schwere der Hirnverletzung vom Durchmesser und der Einfügelänge des Gewindebolzens, der Dauer der Gehirnischämie und dem Tierischen Gewicht (größere Ratten haben größere Gehirne und dickere Hirngefäße)ab 8. Daher kann durch die Änderung des Gewindeschraubentyps, der Infarktzeit und des Rattengewichts ein geeignetes Modell für die Erholung und Diesina-Stadien der Gehirnischämie bei MCAO/R-Ratten gefunden werden. Um das Rattenmodell zu validieren, führten wir eine 1-Tägige, 35-Tage-, 60-Tage- und 90-Tage-Studie des MCAO/R-Modells mit TTC-Färbungs- und sensorimotorischen Funktionsexperimenten durch (bilateraler Asymmetrietest, Grid-Walking-Test, Rotarod-Test und Hebeseiltest).

<table><tbody><tr><td>Anatomisches Mikroskop</td><td>Leica (Deutschland)</td><td>S8</td><td>Mikroskopisches Operationsinstrument</td></tr><tr><td>Klinge</td><td>Gellette</td><td>/</td><td>Schneiden von Hirnschnitten</td></tr><tr><td>Schüttelbett mit konstanter Temperatur</td><td>Taicang Experimentelle Ausrüstung Fabrik</td><td>THZ-C</td><td>Um die Färbung der Gehirnabschnitte gleichmäßig und bei konstanter Temperatur</td></tr><tr><td>zu halten Digitalkamera</td><td>Canon</td><td>700D</td><td>Zum Aufnehmen Bilder von TTC färben</td></tr><tr><td>Elektrorasierer</td><td>Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>3000#</td><td>Entfernung von Haaren vom Hals von Ratten</td></tr><tr><td>Pinzette Hamostatic</td><td>Shanghai Medical Device Co., Ltd.</td><td>14 cm</td><td>Verwendung zum Entfernen des Gehirns</td></tr><tr><td>Image Pro Plus Software</td><td>Media Cybernetics Inc.</td><td>6.0</td><td>Analysieren Sie das Infarktvolumen</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>RWD Life Science</td><td>217170702</td><td>Anästhesiegas</td></tr><tr><td>Mikrozange</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Gefäß-Mikromanipulationsmikroskopschere</td></tr><tr><td></td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Gefäßmikromanipulation</td></tr><tr><td>Ophthalmische Pinzette</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Hilfshaut und Muskelanatomie</td></tr><tr><td>Pphthalmische Schere</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Verwendung zum Schneiden der Haut des Halses</td></tr><tr><td>Rattenhirn Slice Mold</td><td>Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>400 g</td><td>Für das standardmäßige, gleichmäßige Schneiden von Gehirngewebe</td></tr><tr><td>Ratten-Ermüdungsgerät mit rotierendem Stab</td><td>Anhui Zhenghua Biological Instrument and Equipment Co., Ltd.</td><td>ZH-300B</td><td>Zum Testen der sensomotorischen Funktion</td></tr><tr><td>Anästhesiegerät für Kleintiere</td><td>Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>ABM3000</td><td>Ein Gasanästhesiegerät</td></tr><tr><td>Kleintierthermostat</td><td>Beijing Damida Technology Co., Ltd.</td><td>DM.7-YLS-20A</td><td>Um die Körpertemperatur des Tieres während des Betriebs konstant zu halten</td></tr><tr><td>Chirurgische Schere</td><td>Shanghai Medical device Co., Ltd.</td><td>16 cm</td><td>Verwendung zum Enthaupten und Entfernen des Gehirns</td></tr><tr><td>Naht</td><td>Shanghai Jinhuan Medical Devices Co., Ltd.</td><td>4-0 / 5-0</td><td>Verwendung für Haut- und Muskelnähte / Verwendung für Gefäßligaten</td></tr><tr><td>Thread Bolt</td><td>Beijing Cinontech Co., Ltd.</td><td>2636/2838/3040/3043-A4</td><td>Verschluss der mittleren Hirnarterie bei Ratten</td></tr><tr><td>5-Triphenyl-2H-tetrazoliumchlorid (TTC)</td><td>Sigma</td><td>LOT#BCBP3272V</td><td>Reagenz zur Färbung von Hirnschnitten</td></tr></tbody></table>

ein präklinisches modell zur beurteilung der gehirnerholung nach akutem schlaganfall bei ratten

A Preclinical Model to Assess Brain Recovery After Acute Stroke in Rats

Der Zweck dieser Studie war es, ein tierisches Gehirn Ischämie-Modell in der Erholung und Fortsetzung Sephase zu etablieren und zu validieren. Es wurde ein Modell der mittleren zerebralen Arterienverschluss/Reperfusion (MCAO/R) bei männlichen Sprague-Dawley-Ratten gewählt. Durch die Änderung des Gewichts der Ratte (260 bis 330 g), des Gewindeschraubentyps (2636/2838/3040/3043) und der Hirninfarktzeit (2-3 h) wurden eine höhere Longa-Punktzahl, ein größeres Infarktvolumen und ein größeres Modellerfolgsverhältnis anhand der Longa-Punktzahl und der TTC-Färbung abgeschirmt. Die optimale Modellbedingung (300 g, 3040 Gewindebolzen, 3 h Hirninfarktzeit) wurde erfasst und in einer Beobachtungszeit von 1-90 Tagen nach der Reperfusion mittels Beurteilung der sensorimotorischen Funktionen und des Infarktvolumens verwendet. Unter diesen Bedingungen hatte der bilaterale Asymmetrietest einen signifikanten Unterschied von 1 bis 90 Tagen, und der Grid-Walking-Test hatte einen signifikanten Unterschied von 1 bis 60 Tagen; beide Unterschiede könnten ein geeigneter sensorimotorischer Funktionstest sein. So wurde der am besten geeignete Zustand eines neuartigen Rattenmodells in den Erholungs- und Sequela-Stadien der Gehirnischämie gefunden: 300 g Ratten, die MCAO mit einem 3040 Fadenbolzen für einen 3 h Hirninfarkt unterzogen und dann reperfiert wurden. Die entsprechenden sensorimotorischen Funktionstests waren ein bilateraler Asymmetrietest und ein Grid-Walking-Test.

Verwendung des oben genannten Verfahrens für ein MCAO/R-Modell mit Longa-Punktzahl und TTC-Färbung, verschiedene Behandlungen mit mittlerem Gewicht (275/300/320 g), Schraubentypen (2636/2838/3040/3043; Tabelle 1) und ischämische Zeiten (2-3 h) und 1 Tag Reperfusion wurden verwendet, um für das optimale Gehirn Ischämie-Modell bei Ratten zu überprüfen. Modellparameter mit 300 g Gewicht, 3040 Gewindebolzen und 3 h Hirninfarktzeit waren am besten geeignet für den größten Hirn...

Der Zweck dieser Studie ist es, ein Tiermodell für die Forschung in der Erholung und Fortsetzung der Gehirn-Ischämie zu etablieren und zu validieren, indem Hirninfarkt und sensorimotorische Funktion nach mittlerer ZerebrierungSverschluss/Reperfusion (MCAO/R) nach 1-90 getestet werden. Tage in Ratten.

Ein präklinisches Modell zur Beurteilung der Gehirnerholung nach akutem Schlaganfall bei Ratten

The purpose of this study was to establish and validate an animal brain ischemia model in the recovery and sequela stages. A middle cerebral artery ...

Diese Studie verwendet ein etabliertes Tiermodell, um die Erholung und die Fortsetzungsstadien der Gehirn-Ischämie zu erforschen. Die Hauptvorteile dieser Technik sind, dass sie stabil, zuverlässig und relativ einfach ist. Beginnen Sie, indem Sie eine anästhesierte Ratte auf einen chirurgischen Fixiertisch legen.Während der gesamten Operation, halten Sie die Körpertemperatur der Ratte bei 37 Grad Celsius in einem kleinen Tierthermostat. Verbinden Sie den Mund mit der Anästhesie-Maschinenmaske und bestätigen Sie tiefe Anästhesie durch mangelende Extremitätsspannung, Hornhautreflexe und Schmerzen. Befestigen Sie die Gliedmaßen der Ratte mit Papierverbänden am Operationstisch.Mit einem elektrischen Rasierer, entfernen Sie den Nackenmantel und sterilisieren Sie den Hals mit 75%Alkohol. Verwenden Sie eine Augenschere, um zwei bis drei Zentimeter entlang der zentralen Längsform des Halses zu schneiden. Und dann mit ophthalmologischen Zangen, trennen Sie den subkutanen Muskel.Verwenden Sie hausgemachte Retraktor, um das Feld der Vision vollständig zu entlarven. Es muss darauf geachtet werden, dass für alle chirurgischen Überlebensoperationen eine geeignete aseptische Technik vorliegt. Die

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Chirurgische Induktion der ischämischen Hirnschädigung in der Ratte ist ein weit verbreitetes Modell für Schlaganfall-Forschung. Hier zeigen wir die Induktion fokaler zerebraler Ischämie durch Verschluss der mittleren Hirnarterie. Visualisierung der resultierenden Infarkt durch histologischer Färbung und Magnetresonanz-Tomographie wird ebenfalls angezeigt.

Fokaler zerebraler Ischämie-Modell von Endovascular Suture Verschluss der mittleren Hirnarterie im Rat

Um die Pathophysiologie des Schlaganfalls zu verstehen, ist es wichtig, zuverlässige Modelle zu verwenden. Dieses Papier wird eine der am häufigsten verwendeten Taktmodelle bei Mäusen beschreiben, die Arteria cerebri media Okklusion (MCAo) Modell genannt (auch bezeichnet als die intraluminale Faden oder Naht Modell) mit Reperfusion.

Chirurgische Ansatz für Arteria cerebri media Occlusion und Reperfusion fokaler zerebraler Ischämie bei Mäusen

Hier wird ein Protokoll zur Etablierung eines akuten Pontininfarkts in einem Rattenmodell über elektrische Stimulation mit einem einzigen Impuls vorgestellt.

Einrichtung eines akuten Pontininfarkts bei Ratten durch elektrische Stimulation

Dieses Protokoll beschreibt eine neuartige Technik zur Messung der drei wichtigsten Parameter ischämischer Hirnverletzungen an demselben Satz von Nagetier-Gehirnproben. Die Verwendung von nur einer Hirnprobe ist in Bezug auf ethische und wirtschaftliche Kosten sehr vorteilhaft.

Messung des Abbaus von Hirnödem nach dem Schlaganfall, Infarktzone und Blut-Hirn-Barrierenabbau in einem einzigen Satz von Nagetier-Gehirnproben

Hier wird das photothrombotische Schlaganfallmodell beschrieben, bei dem ein Schlaganfall durch den intakten Schädel erzeugt wird, indem eine permanente mikrovaskuläre Okklusion mittels Laserbeleuchtung nach Verabreichung eines lichtempfindlichen Farbstoffs induziert wird.

Modellierung von Schlaganfällen bei Mäusen: Fokale kortikale Läsionen durch Photothrombose

Verschiedene Modelle des mittleren Hirnarterienverschlusses (MCAo) werden in der experimentellen Schlaganfallforschung eingesetzt. Hier wird ein experimentelles Schlaganfallmodell der transienten MCAo über die Arteria carotis externa (ECA) beschrieben, das darauf abzielt, den menschlichen Schlaganfall nachzuahmen, bei dem der zerebrovaskuläre Thrombus aufgrund einer spontanen Gerinnsellyse oder -therapie entfernt wird.

Modellierung des Schlaganfalls bei Mäusen: Vorübergehender Verschluss der mittleren Hirnarterien über die Arteria carotis externa

Dieses Protokoll demonstriert ein einzigartiges Mausschlagmodell mit einem mittelgroßen Infarkt und einer ausgezeichneten Überlebensrate. Dieses Modell ermöglicht es präklinischen Schlaganfallforschern, die Dauer der Ischämie zu verlängern, gealterte Mäuse zu verwenden und langfristige funktionelle Ergebnisse zu bewerten.

Ein modifiziertes transkranielles Modell für den Verschluss der mittleren Hirnarterie zur Untersuchung von Schlaganfallergebnissen bei gealterten Mäusen

Ratten-In-vivo-Modelle sind unverzichtbare Werkzeuge, um die pathologischen Mechanismen und therapeutischen Ziele des ischämischen Schlaganfalls zu untersuchen. In dieser Arbeit wird die Durchführung von Immunfluoreszenzfärbungen in infarktierten Hirnschnitten nach einem Verschluss der mittleren Hirnarterie (MCAO) bei Ratten beschrieben.

Bewertung der Zelltodsignalisierung durch Immunfluoreszenz in einem Rattenmodell für ischämische Schlaganfälle

Riech ensheathing Zellen (OECs) sind Neuralleistenzellen, die das Wachstum der primären Riechzellen zu ermöglichen. Diese spezielle Eigenschaft kann für die zelluläre Transplantation verwendet werden. Wir stellen hier ein Modell der zellulären Transplantation basierend auf der Verwendung von OECs in einer Kehlkopfnervenschädigung-Modell.

Transplantation von olfaktorischen Zellen ensheathing zu Funktionswiederherstellung nach peripheren Nervenschäden Bewerten

Dieses Protokoll veranschaulicht die Implementierung einer optimierten N-Methyl-D-Glucamine (NMDG) schützende Wiederherstellungsmethode der Gehirn-Scheibe-Vorbereitung. Eine einziges Medium Formulierung wird verwendet, um Tiere jeden Alters und für verschiedenste experimentelle Anwendungen zuverlässig gesunde Gehirnscheiben einzuholen.

Vorbereitung der akuten Gehirnscheiben mit einem optimierten N-Methyl-D-Glucamine-schützende Recovery-Methode

Erfahren Sie ein validiertes Rattenmodell zur Untersuchung der Gehirnerholung nach ischämischem Schlaganfall mittels MCAO/R. Diese Methode ermöglicht Langzeitbeobachtungen von Infarktvolumen und sensomotorischen Funktionen bis zu 90 Tagen.

Ein präklinisches Modell zur Beurteilung der Gehirnerholung nach akutem Schlaganfall bei Ratten

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