Name: Erstellung eines Schweinemodells für postmyokarde Infarkt-Herzinsuffizienz für die Stammzellbehandlung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 24 s
Description: Erfahren Sie die Erstellung eines Schweinemodells für Herzinsuffizienz durch Okklusion der linken zirkumflexen Arterie und schnelle Stimulation. Diese Methode ermöglicht die Bewertung intramyokardialer Stammzellinjektionen zur Herzregeneration.

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Die Autoren würdigen Alfreda und Kung Tak Chung für ihre hervorragende technische Unterstützung bei den Tierversuchen.

Alle Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt, der von den US National Institutes of Health und Denkvorschriften der Universität Hongkong veröffentlicht wurde, und das Protokoll wurde vom Committee on the Use of Live Animals in Teaching and Research (CULTAR) an der University of Hong Kong genehmigt.
HINWEIS: Für diese Studie wurden weibliche Zuchtschweine mit einem Gewicht von 35-40 kg (9-12 Monate alt) verwendet. Das Flussdiagramm dieses Experiments ist in Abbildung 1dargestellt.
1. Chirurgische Eingriffe
<ol><li>Anästhesie und Zubereitung des Tieres<ol>
<li>Fasten Sie die Tiere für 12 h und unterliegen Wasserentzug für 4 h vor dem Experiment.</li>
		<li>Anästhesisieren Sie die Schweine durch eine intramuskuläre Injektion von Tiletamin+Zolezepam (2-7 mg/kg) und Xylazin (0,5-1 mg/kg), die in 20 ml normaler Saline hergestellt werden. Überwachen Sie die palpebralen Reflexe des Tieres, bis sie fehlen.</li>
		<li>Entfernen Sie die Haare des Schweins und sterilisieren Sie die Haut am Hals und die Leistengegend für abschnitte 1.3-1.5. Desinfizieren Sie den Operationsbereich 3x mit 70% Ethanol und Betadin.</li>
		<li>Legen Sie ein 7 mm Endotrachealrohr in die Schweinetrachea und legen Sie eine 22 G venöse Innedinnenadel in die Ohrvena.</li>
		<li>Bewegen Sie das Schwein auf den Operationstisch und platzieren Sie es in einer Rückenlage. Verbinden Sie das Endotrachealrohr mit dem Beatmungsgerät und belüften Sie das Tier mechanisch (inspitorisches/expiratorisches Zeitverhältnis 1:2), das Tier mit Isofluran (1,5%-2,0% Inhalation) und Sauerstoff (0,5-1,5 l/min Inhalation).</li>
		<li>Überwachen Sie das Oberflächenelektrokardiogramm und den Blutdruck und überwachen Sie kontinuierlich die Herzfrequenz, den Herzrhythmus und den arteriellen Blutdruck über elektrophysiologische Aufzeichnungssysteme.</li>
	</ol></li>
	<li>Echokardiographie<ol>
<li>Bewegen Sie das Schwein auf die linke seitliche Dekubitusposition und fixieren Sie es auf dem Tisch.</li>
		<li>Setzen Sie die Sonde auf die Perikardregion und führen Sie serielle Echokardiographie, einschließlich 2D- und M-Modus-Bildgebung, mit einem hochauflösenden echokardiographischen System und einem 3-9 MHz-Wandler an der Basislinie, vor der Zelltransplantation und 8 Wochen nach der Zelltransplantation durch (Ergänzende Abbildung 1).</li>
		<li>Analysieren Sie alle erhaltenen Bilder mit kommerzieller Software. Berechnen Sie die LV-End-Diastolische Dimension (LVEDD), DIE LV-Endsystol-Dimension (LVESD), das LV-Enddiastolische Volumen (LVEDV), das LV-Endsystolvolumen (LVESV), die LV-Auswurffraktion (LVEF) und die Wanddicke nach standardechokardiographischen Standardbildern werden aus der parasternalen Langachsenansicht erhalten. HINWEIS: Alle Off-Line-Analysen wurden von einem anderen unabhängigen Betreiber über eine Computerarbeitsstation durchgeführt. Die Variabilität der Messungen zwischen verschiedenen Beobachtern betrug 4% basierend auf 20 wiederholten zufälligen Bildern. Alle echokardiographischen Messungen wurden in Übereinstimmung mit den Empfehlungen der American Society of Echocardiography durchgeführt.</li>
	</ol></li>
	<li>Pacemaker-Implantation<ol>
<li>Bewegen Sie das Schwein in die Rückenlage und fixieren Sie die Gliedmaßen des Schweins auf dem Tisch mit Gurten.</li>
		<li>Finden Sie die richtige Karotisarterie und Jugularvene im Karotisdreieck (hinter dem Sternocleidomastoid und umgeben vom Stylohyoid, dem Digastric Muskel und dem Omohyoid) und isolieren Sie die rechte Halsschlagader und juguläre Vene mit hämostatischen Zangen unter sterilen Bedingungen (Ergänzungsfigur 2). Ligate das distale Ende der rechten Halsschlagader und Jugular Vene. Nähen Sie die beiden Muskeln mit 2:0 Vicryl. 
</li>
		<li>Die rechte Jugularvene mit einem Angiocath ankern und unter Röntgenführung eine Herzschrittmacherführung in die rechte Herzkammer setzen (Abbildung 2).</li>
		<li>Isolieren Sie das Sternocleidomastoid und den vorderen Schuppenmuskel mit Zangen. Implantieren Sie einen Herzschrittmacher zwischen den beiden Muskeln und nähen Sie die beiden Muskeln mit 2-0 Seide. Verbinden Sie den Herzschrittmacher an die Spitze.</li>
		<li>Programmieren Sie den Herzschrittmacher nach der Transplantation neu, um den VVI-Modus (35 bpm) durch einen Herzschrittmachergenerator zu sichern.</li>
		<li>Tragen Sie schnelles ventrikuläres Tempo (150 Schläge/min) auf, um HF durch einen Herzschrittmachergenerator 4 Wochen nach MI-Induktion zu induzieren. Stellen Sie dann den Herzschrittmacher wieder auf Backup VVI-Modus auf 8 Wochen.</li>
	</ol></li>
	<li>Invasive Druckvolumenschleifenanalyse HINWEIS: Führen Sie eine invasive hämodynamische Bewertung zu Beginn, vor der Zelltransplantation und 8 Wochen nach der Zelltransplantation durch, um Veränderungen der LV-Funktion zu bewerten.<ol>
<li>Isolieren Sie die rechte Femoralarterie und Femoral Vene im Oberschenkeldreieck (umgeben von leisten, Sartorius-Muskel, und Adduktoren-Longus-Muskel) (Ergänzungsfigur 2).</li>
		<li>Kanülieren Sie die rechte Femoralarterie mit einem Angiocath und legen Sie einen Führerdraht in die Arterie über den Angiocath. Entfernen Sie den Angiocath und können Sie unter Anleitung des Führungsdrahtes eine 9F-Hülle in die Arterie einbauen. Entfernen Sie den Führungsdraht.</li>
		<li>Kanülieren Sie die rechte Femoralvene mit einem 12F Mantel, wie in Schritt 1.4.2 beschrieben. Setzen Sie einen Ballonkatheter aus dem platzierten 12F Mantel unter Röntgenführung in die unterlegene Vena cava (IVC) ein.</li>
		<li>Kalibrieren Sie einen 7 Fr Druckvolumenkatheter (PV) in isotonischer Kochung mit einem PV-Signalprozessor.</li>
		<li>Setzen Sie den PV-Katheter aus dem platzierten 9F-Mantel unter Röntgenführung in den LV-Apex ein. Unterbrechen Sie die Belüftung und messen Sie die linksventrikuläre maximale Positivdruckableitung (+dP/dt), den endsystolischen Druck (ESP) und den enddiastolischen Drücken (EDP) mit dem PV-Signalprozessor.</li>
		<li>Messen Sie die End-Systol-Druck-Volumen-Beziehung (ESPVR) durch den PV-Signalprozessor während der Okklusion des IVC.</li>
		<li>Starten Sie die Belüftung neu, wenn der Vorgang abgeschlossen ist.</li>
	</ol></li>
	<li>Induktion von MI<ol>
<li>Intravenös Amiodaron (5 mg/kg intravenös über 1 h) und Lidocain (1,5 mg/kg intravenöser Bolus) vor der Induktion von MI an das Tier weitergeben, um ventrikuläre Arrhythmien zu verhindern.</li>
		<li>Kanülieren Sie die rechte Halsschlagader mit einem 8F Mantel, wie in Schritt 1.4.3 erwähnt.</li>
		<li>Führen Sie die koronare Angiographie über einen 6F JR4-Über-den-Draht-Führungskatheter über den platzierten Mantel durch Standard-C-Armfluoroskopie-Geräte.</li>
		<li>Die linke Zirkumflex-Herzkranzgefäße (LCX) distal zum ersten stumpfen Randzweig mit perkutaner transluminale koronarer Angioplastie (PTCA) Dilatation Ballonkatheterinflation unter Röntgenführung (Abbildung 2).</li>
		<li>Injizieren Sie 1 ml 700 m Schwammmikrosphären gemischt mit 3 ml Saline, die in einer 10 ml Spritze hergestellt werden, durch den Ballonkatheter, um den LCX zu blockieren, dann den Ballon zu entleeren und ein Angiogramm durchzuführen, um die Okklusion zu bestätigen.</li>
		<li>Wiederholen Sie den Injektionsvorgang, um eine erfolgreiche vollständige Verstopfung zu erreichen.</li>
		<li>Überwachen Sie die Herzfrequenz und den Rhythmus des Tieres, um Herzrhythmusstörungen zu erkennen. Wenn Kammerflimmern aufgetreten ist, verwenden Sie einen externen, biphasischen Defibrillator, um einen Sinusrhythmus mit 150-300 J-Schocks wiederherzustellen.</li>
	</ol></li>
	<li>Stammzellinjektion<ol>
<li>Ordnen Sie alle Tiere mit bemerkenswerter Beeinträchtigung der Herzfunktion (LVEF < 40% nach 8 Wochen nach der Induktion von MI) zufällig zwei verschiedenen Gruppen zu: eine, die die intramyokardiale Verabreichung von 2 x 108 humaninduzierten pluripotenten mesenchymalen Stammzellen (hiPSC-MSCs) erhält, und die andere, die keine HiPSC-MSCs erhält.</li>
		<li>Bereiten Sie die HiPSC-MSCs in 2 ml normaler Saline für die intramyokardiale Transplantation vor. Wiederholen Sie vor der intratramyokardialen HiPSC-MSCs-Transplantation die in Abschnitt 1.1 genannten Anästhesie- und Tierpräparationsschritte, diesmal sterilisieren sie 10 cm um den Scheitelpunkt. Führen Sie die linke Thorakotomie im 4-5 interkostalen Raum mit einem Retraktor durch. Führen Sie eine Perikardiotomie durch, um die infarktierte Seitenwand freizulegen. HINWEIS: Die Länge des Schnittes betrug 10-12 cm.</li>
		<li>
Verwenden Sie 5-8 intramyokardiale Injektionen (0,3 ml pro Injektion) um den Infarktbereich, um kulturmedium (Materialtabelle) einer Gruppe von Tieren oder 2 x 108 hiPSC-MSCs der anderen Gruppe zu verabreichen (Abbildung 3). Vermeiden Sie sorgfältig Schäden an den Herzkranzgefäßen, um das Blutungsrisiko zu reduzieren.
</li>
		<li>Schließen Sie den interkostalen Raum mit Eisendraht und schließen Sie die Muskelschicht mit 2-0 Seide. Nähen Sie das Unterhautgewebe und die Haut mit 2-0 Vicryl.</li>
	</ol></li>
	<li>Intrakardial programmierte elektrische Stimulation<ol>
<li>Führen Sie eine programmierte elektrische Stimulation mit einem programmierbaren Stimulator durch, um die Induzierbarkeit der ventrikulären Tachyarrhythmie (VT) nach der Zelltransplantationstherapie zu beurteilen.</li>
		<li>Setzen Sie einen elektrophysiologischen 6F-Katheter über die femorale Vene in die rechte ventrikuläre Spitze ein, bevor Sie alle Tiere opfern.</li>
		<li>Zeigen Sie die intrakardialen Aufnahmen mit den Oberflächenelektrokardiogrammleitungen I, II und III auf dem elektrophysiologischen Aufzeichnungssystem mit einer Geschwindigkeit von 200 mm/s an. Liefern Sie mit einem Stimulator eine Pulsbreite von 2 ms bei 2x der diastolischen Schwelle.</li>
		<li>Liefern Sie einen Schrittzug von acht Stimuli (S1) auf zwei Fahrzykluslängen (200 ms und 300 ms), gefolgt von einem (S2) oder zwei (S2 und S3) vorzeitigen zusätzlichen Reizen.</li>
		<li>Verkürzen Sie sequenziell die Kopplungsintervalle, bis eine ventrikuläre effektive Feuerfestperiode oder Arrhythmie induziert wird. Beachten Sie das Vorhandensein von induzierbaren anhaltenden VT (>10 s).</li>
	</ol></li>
</ol>2. Postoperatives Protokoll
<ol><li>Postoperative Medizin<ol>
<li>Führen Sie konventionelle pharmakologische Therapien für HF durch. In Kürze, oral verabreichen Metoprolol Succinat (25 mg) und Ramipril (2,5 mg) an alle Tiere täglich.</li>
		<li>Intramuskulär Enrofloxacin (5 mg/kg) und Buprenorphin (0,01 mg/kg) täglich 1 Woche nach der Operation an alle Tiere verabreichen, um infektionen zu verhindern und Schmerzen zu lindern.</li>
		<li>Um die immunologische Abstoßung zu minimieren, oral verabreichen Sie ein Steroid (40 mg/Tag oral) und Cyclosporin (200 mg/Tag oral) an alle Tiere von 3 Tage vor der Zelltransplantation bis 8 Wochen danach.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Infarktgrößenbewertung<ol>
<li>Euthanisieren Sie die Tiere durch eine Überdosierung von dorminal (Pentobarbital-Natrium, 100 mg/kg, IV) am Ende des Experiments.</li>
		<li>Öffnen Sie die Brust und sammeln Sie das Herz. Spülen Sie das Herz in 0,9% Saline.</li>
		<li>Serial-Sektion LV-Gewebeproben mit einem Skalpell mit 1 cm Dicke in LV-Querrichtung.</li>
		<li>Wählen Sie Teile der Scheiben aus, die das infarktierte Myokard enthalten, um die Wanddicke und den Infarktbereich zu messen.</li>
		<li>Erfassen Sie das Bild dieser Scheiben und analysieren Sie die Wanddicke und den Infarktbereich mit kommerzieller Bildanalysesoftware.</li>
		<li>Fixieren Sie das Gewebe in 10% Formalin bei 4 °C für einen Monat. Einbetten des Gewebes in Paraffin, nebenan und abgelegen zu den Infarktstellen (ca. 1 cm2 Stück). Schnitt in 5 m Scheiben mit einem Mikrotome zur histologischen Untersuchung.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Zellüberleben<ol>
<li>Nachweis der Transplantation der transplantierten Zellen durch immunhistochemische Färbung mit antihumanem Kernantigen (HNA) gemäß dem vom Hersteller vorgelegten Protokoll.</li>
		<li>Erfassen Sie das Bild in drei verschiedenen Abschnitten an fünf zufälligen Feldern in jedem Tier und analysieren Sie quantitativ die positiven Zellen in der Peri-Infarkt-Zone. HINWEIS: Das Bildaufnahmesystem und die Bildanalysesoftware wurden verwendet, um die Bilder der Herzabschnitte zu erfassen und zu analysieren.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Standard-Tiermodelle sind von größter Bedeutung, um die Pathophysiologie und Mechanismen von Krankheiten zu verstehen und neuartige Therapeutika zu testen. Unser Protokoll legt ein Schweinemodell von HF fest, das durch linke Zirkumflexarterienverstopfung und schnelles Tempo induziert wird. Acht Wochen nach der Induktion von MI entwickelten die Tiere eine signifikante Beeinträchtigung von LVEF, LVEDD, LVESD, +dP/dt und ESPVR. Dieses Protokoll testet auch die Verabreichungsmethode der Stammzelltherapie zur Herzregeneration...

Herz-Kreislauf-Erkrankungen, insbesondere koronare Herzkrankheit (CAD), sind nach wie vor die Hauptursache für Morbidität und Sterblichkeit in Hongkong und weltweit1. In Hongkong wurde ein Anstieg der Zahl der CAD-Patienten, die unter der Hospital Authority behandelt wurden, von 2012 bis 2017 um26% prognostiziert. Unter allen CADs ist akuter Myokardinfarkt (MI) eine der Hauptursachen für den Tod und nachfolgende Komplikationen, wie Herzinsuffizienz (HF). Diese tragen zu erheblichen medizinischen, sozialen und finanziellen Belastungen bei. Bei Patienten mit MI ist eine thrombolytische Therapie oder primäre perkutane koronare Intervention (PCI) eine wirksame Therapie zur Erhaltung des Lebens, aber diese Therapien können nur den Kardiomyozytenverlust (CM) während des MI reduzieren. Die verfügbaren Behandlungen sind nicht in der Lage, den dauerhaften Verlust von CMs wieder aufzufüllen, was zu Herzfibrose, Myokardumbau, Herzrhythmusstörungen und schließlich Herzinsuffizienz führt. Die Sterblichkeitsrate bei 1 Jahr nach dem MI liegt bei etwa 7%, wobei mehr als 20% der Patienten HF3entwickelten. Bei HF-Patienten im Endstadium ist die Herztransplantation die einzige verfügbare wirksame Therapie, die jedoch durch einen Mangel an verfügbaren Organen begrenzt wird. Neuartige Therapien sind notwendig, um die Entwicklung von Post-MI HF umzukehren. Infolgedessen wird die zellbasierte Therapie als attraktiver Ansatz zur Reparatur der beeinträchtigten CMs und zur Linderung der linksventrikulären (LV) Funktion in HF nach MI betrachtet. Unsere früheren Studien fanden heraus, dass die Stammzelltransplantation für die Verbesserung der Herzfunktion nach direkter Intramyokardieinininininininininat in Kleintiermodellen von MI4,5von Vorteil ist. Standardisierte präklinische HF-Protokolle für Großtiere sind daher erforderlich, um die Wirksamkeit und Sicherheit der Stammzelltransplantation vor der klinischen Anwendung weiter zu testen.
In den letzten Jahrzehnten wurde der weit verbreitete Einsatz von Schweinen in der Kardiovaskulären Forschung für die Stammzelltherapie miterlebt. HF-Schweine sind aufgrund ihrer Ähnlichkeit mit dem Menschen in Bezug auf Herzgröße, Gewicht, Rhythmus, Funktion und koronare Anatomie ein vielversprechendes Modell der translationalen Forschung. Darüber hinaus können Schweine-HF-Modelle Post-MI HF-Patienten in Bezug auf CM-Stoffwechsel, elektrophysiologische Eigenschaften und neuroendokrine Veränderungen unter ischämischen Bedingungen imitieren6. Das hier vorgestellte Protokoll verwendet ein solches standardisiertes Schweine-HF-Modell, das eine geschlossene Koronatorei-Ballonokklusion der linken Zirkumflexarterie (LCX) verwendet, gefolgt von einem schnellen Tempo, das durch Herzschrittmacherimplantation induziert wird. Die Studie optimiert auch den Weg der intramyokardialen Verabreichung von Stammzellen für die Behandlung von Post-MI HF. Ziel ist es, ein Schweinetiermodell mit chronischem Myokardinfarkt zu erstellen, das zur Entwicklung von Behandlungen verwendet werden kann, die für Patienten mit schwerem CAD klinisch relevant sind.

<table><tbody><tr><td>Amiodaron</td><td>Mylan</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Anästhesiegeräte und Beatmungsgerät</td><td>Dräger</td><td>Fabius plus</td><td></td></tr> <tr><td>XL-Angiocath</td><td>Becton Dickinson</td><td></td> <td>381147-Anti-humanes</td></tr> <tr><td>nukleares Antigen</td><td>abcam</td><td>ab19118-Axio</td><td></td></tr> <tr><td>Plus Bilderfassungssystem</td><td>Zeiss</td><td>Axioskop 2 PLUS</td><td>Axioskop 2 plus</td></tr><tr><td>AxioVision Rel. 4.5 Software</td><td>Zeiss</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Baytril</td><td></td> Bayer-enrofloxacin <td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Mundipharma</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>CardioLab Elektrophysiologie Aufzeichnungssysteme</td><td>GE Healthcare</td><td>G220f-Kulturmedien</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>MesenCult</td><td>05420-Cyclosporin</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Novartis</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Defibrillator</td><td>GE Healthcare</td><td>CardioServ-Dorminal</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>TEVA</td><td></td> <td>-</td></tr> <tr><td>Echokardiographisches System</td><td>GE Vingmed</td><td>Vivid i-EchoPac</td><td></td></tr> <tr><td>Software</td><td>GE Vingmed</td><td></td> <td>-</td></tr> <tr><td>Elektrophysiologischer Katheter</td><td>Cordis Corp</td> <td>-</td><td></td></tr> <tr><td>Embozene Microsphere</td><td>Boston Scientific</td><td>17020-S1</td><td>700 &mu; m</td></tr><tr><td>Endotrachealtubus</td><td>Vet Care</td><td>VCPET70PCW</td><td>Größe 7</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>VWR Chemikalien</td><td>20821.33-Formalin</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Sigma</td><td>HT501320</td><td>10%</td></tr><tr><td>IVC Ballon Dilatationskatheter</td><td>Boston Scientific</td><td>3917112041</td><td>Mustang</td></tr><tr><td>JR4 Führungskatheter</td><td>Cordis Corp</td><td>67208200</td><td>6F</td></tr><tr><td>Lidocain</td><td>Quala</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Mersilk</td><td>Ethicon</td><td>W584</td><td>2-0</td></tr><tr><td>Metoprolol-Succinat</td><td>Wockhardt</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Mikrotom</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>RM2125RT-Mobile C-Bogen-Fluoroskopie-Gerät</td><td>GE Healthcare</td><td>OEC 9900 Elite-Herzschrittmacher</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>St Jude Medical</td><td>PM1272</td><td>Assurity MRT-Herzschrittmacher</td></tr><tr><td>Herzschrittmacher-Generator</td><td>St Jude Medical</td><td>Merlln Modell 3330-Druck-Volumen-Katheter</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>CD Leycom</td><td>CA-71103-PL</td><td>7F</td></tr><tr><td>Druck&ndash; Lautstärkesignalprozessor</td><td>CD Leycom</td><td>SIGMA-M-Programmierbarer</td><td></td></tr> <tr><td>Stimulator</td><td>Medtronic Inc</td><td>5328-PTCA</td><td></td></tr> <tr><td>Dilatationsballon-Katheter</td><td>Boston Scientific</td><td>H7493919120250</td><td>MAVERICK over the wire</td></tr><tr><td>Ramipril</td><td>TEVA-</td><td></td><td>-</td></tr><tr><td>Hülle Einführgerät</td><td>Cordis Corp</td><td>504608X</td><td>8F, 9F, 12F</td></tr><tr><td>Steroid</td><td>Versus Arthritis</td> <td>-</td><td></td></tr> <tr><td>Temgesic</td><td>Nindivior-Buprenorphin</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Venöse Verweilnadel</td><td>TERUMO</td><td>SR+OX2225C</td><td>22G</td></tr><tr><td>Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>VCP320H</td><td>2-0</td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Zoletil</td><td>Virbac Neuseeland</td><td></td> <td>Limited-Tiletamin+Zolezepam</td></tr></tbody></table>

erstellung eines schweinemodells für postmyokarde infarkt-herzinsuffizienz für die stammzellbehandlung

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

Obwohl Fortschritte bei der Behandlung von Herzinsuffizienz (HF) nach Myokardinfarkt (MI) erzielt wurden, ist HF nach MI nach wie vor eine der Hauptursachen für Mortalität und Morbidität auf der ganzen Welt. Zellbasierte Therapien zur Herzreparatur und Verbesserung der linksventrikulären Funktion nach MI haben erhebliche Aufmerksamkeit erregt. Dementsprechend sollte die Sicherheit und Wirksamkeit dieser Zelltransplantationen in einem präklinischen Großtiermodell von HF vor der klinischen Anwendung getestet werden. Schweine sind weit verbreitet für Herz-Kreislauf-Erkrankungen Forschung aufgrund ihrer Ähnlichkeit mit menschenähnlichen in Bezug auf Herzgröße und koronare Anatomie verwendet. Daher versuchten wir, ein wirksames Protokoll für die Etablierung eines chronischen HF-Modells mit geschlossener Koronatorei-Ballonokklusion der linken Berundungsarterie (LCX) vorzulegen, gefolgt von einem schnellen ventrikulären Tempo, das mit einer Herzschrittmacherimplantation induziert wurde. Acht Wochen später wurden die Stammzellen durch intramyokardiale Injektion im Periinfarktbereich verabreicht. Anschließend wurden die Infarktgröße, das Zellüberleben und die linksventrikuläre Funktion (einschließlich Echokardiographie, hämodynamische Parameter und Elektrophysiologie) bewertet. Diese Studie hilft, ein stabiles präklinisches HF-Großtier-HF-Modell für die Stammzellbehandlung zu etablieren.

Sterblichkeit Insgesamt wurden in dieser Studie 24 Schweine verwendet. Drei von ihnen starben während der MI-Induktion aufgrund einer anhaltenden VT. Ein Tier starb in der Operation am offenen Herzen für die Zellinjektion aufgrund von Wundblutungen. Zwei Tiere starben an den Verletzungen. Zwei Tiere wurden aufgrund einer leichten EF-Reduktion ausgeschlossen (LVEF-Reduktion &gt; 40 % des Ausgangswerts). Damit absolvierten 16 Tiere das gesamte Studienprotokoll.
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Wir versuchten, ein Schweinemodell für Herzinsuffizienz zu etablieren, das durch linke Zirkumflexarterienverstopfung und schnelles Tempo verursacht wurde, um die Wirkung und Sicherheit der intramyokardialen Verabreichung von Stammzellen für zellbasierte Therapien zu testen.

Erstellung eines Schweinemodells für postmyokarde Infarkt-Herzinsuffizienz für die Stammzellbehandlung

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

Dieses Schweine-Herzinsuffizienz-Modell, induziert durch linke Zirkumflexarterienverstopfung und schnelles Tempo, kann verwendet werden, um die Auswirkungen der direkten intramyokardialen Stammzellinjektion auf die Herzregeneration zu bewerten. Unser Herzinsuffizienzmodell der Schweinekolonie ist recht stabil. Die neue Infarktgröße dieses Modells beträgt etwa 16 % des linken Ventrikels und des linken Ventrikelinjektionsinfarkts, der gegenüber dem Ausgangswert um mindestens 40 % reduziert wird.Mit dem experimentellen Schwein in der Supine-Position fixiert, lokalisieren Sie die rechte Halsschlagader und Jongleurvene im Karotis-Dreieck, und verwenden Sie hämostatische Zangen und aseptische Technik, um die rechte Karotisarterie und Jugularvene zu isolieren. Ligate das distale Ende der rechten Halsschlagader und JongleurVene und verwenden Sie einen Angiocath, um die rechte Jongleurvene zu kinieren. Nach dem Einsetzen eines Herzschrittmachers führen Sie unter Röntgenführung in den rechten Ventrikel, um die Brustocleidomastoid- und vorderen Schuppenmuskulatur zu isolieren und den Herzschrittmacher an die Spitze zu verbinden.Dann implantieren Sie einen Herzschrittmacher zwischen den beiden Muskeln. Dann schließen Sie die beiden Muskeln mit 2-0 Seide. Um Veränderungen in der funktionalen linken Ventrikel zu bewerten, isolieren Sie die rechte Femoralarterie und die Femoralvene im Femoraldreieck, und berechnen Sie die rechte Femoralarterie mit einem Angiocath.Legen Sie einen Führungsdraht in die femorale Vene über den Angiocath und entfernen Sie den Angiocath. Eine 12 französische Hülle unter Anleitung des Führungsdrahtes in die femorale Vene einbauen und den Führungsdraht entfernen. Kanülieren Sie die rechte Femoralarterie mit einer neun französischen Hülle, wie gerade gezeigt.Und legen Sie einen Ballonkatheter durch die 12 französische Hülle unter Röntgenführung in die innen liegende Vena cava ein. Kalibrieren Sie einen sieben französischen Druckvolumenkatheter in isotonischer Kochung mit einem Druckvolumensignalprozessor und setzen Sie den Katheter durch die neun französische Hülle unter Röntgenführung in den linken Ventrikel-Apex ein. Unterbrechen Sie die Belüftung und verwenden Sie den Druckvolumen-Signalprozessor, um den linken Ventrikel maximal und Unterdruckderivat sowie den systolischen Druck und den Enddruck zu messen.Starten Sie dann die Belüftung neu. Für myokardische Infarktinuktion, verabreichen Fünf Milligramm pro Kilogramm Amiodaron und 1,5 Milligramm pro Kilogramm Lidocain bolus intravenös über eine Stunde, um ventrikuläre Arrhythmien zu verhindern, bevor die richtige Halsschlagader mit einer acht französischen Hülle berechnet, wie gezeigt. Führen Sie die koronare Angiographie durch einen sechs französischen Mantel über dem Draht Führungskatheter über den platzierten Mantel durch Standard-C-Armfluoroskopie geführt.Schließen Sie nach links Zirkumflex koronare Arterie distal zum ersten stumpfen Randzweig mit perkutanen transluminalen koronaren angioplasty Angioplastie Ballonkatheter Inflation unter Röntgenführung. Laden Sie einen Milliliter 700 Mikrometer Schwammmikrosphären gemischt mit sieben Milliliter Iohexol in eine 10-Milliliter-Spritze und injizieren Sie die Mischung durch den Ballonkatheter, um die linke Zirkumflex-Herzkranzgefäßzublock zu blockieren. Dann entleeren Sie den Ballon und führen Sie ein Angiogramm durch, um die Okklusion zu bestätigen.Acht Wochen nach infarktiöser Induktionsbelastung zwei mal 10 bis zur achten vom Menschen induzierten pluripotenten Stammzell abgeleiteten mesenchymalen Stammzellen in zwei Milliliter normaler Kochsaline in eine Fünf-Milliliter-Spritze und sterilisieren 10 Zentimeter um den Spitzenschlagbereich des anästhesierten Versuchstiers. Verwenden Sie einen Retraktor, um eine linke Thorakotomie im vier oder fünf interkostalen Raum durchzuführen und führen Sie eine Perikardiotomie durch, um die infarktierte Seitenwand freizulegen. Wenn die infarktierten Bereiche sichtbar sind, führen Sie fünf bis acht intramyokardiale Injektionen von etwa 300 Mikroliter Zellen pro Injektion durch, bevor Sie den interkostalen Raum mit Eisendraht schließen und die Muskelschicht mit 2-0 Seidennähten und die subkutanen Gewebe und Hautschichten mit 2-0 Vicryl-Nähten schließen.Um die Induzierbarkeit der ventrikulären Tachyarrhythmie nach der Zelltherapie zu beurteilen, legen Sie einen sechs französischen elektrophysiologischen Katheter über die femorale Vene in die rechte ventrikuläre Spitze ein und zeigen die intrakardialen Aufnahmen mit dem Oberflächenelektrokardiogramm Leas I, II und III auf dem elektrophysiologischen Aufzeichnungssystem mit einer Geschwindigkeit von 200 Millimetern pro Sekunde an. Verwenden Sie einen Stimulator, um eine Pulsbreite von zwei Millisekunden bei zweifacher Diastolschwelle zu liefern und einen Schrittzug von acht Reizen bei einer 200-Millisekunde und einer 300-Millisekunden-Antriebszykluslänge, gefolgt von ein oder zwei vorzeitigen zusätzlichen Reizen, zu liefern. Dann verkürzte sequenziell die Kopplungsintervalle, bis die ventrikuläre effektive feuerfeste Periode der Arrhythmie induziert wird, unter Beunruhigung des Vorhandenseins einer induzierbaren anhaltenden ventrikulären Tachyarrhythmie.In diesem repräsentativen Experiment zeigte die serielle echokardiographische Untersuchung, dass die linke Ventrikelauswurffraktion von der Ausgangsbasis her signifikant abnahm, während die linke Ventrikelenddiastoldimension und die endsystolische Dimension nach acht Wochen nach der Induktion des Myokardinfarkts signifikant zunahmen. Im Gegensatz dazu nahm die linke Ventrikelauswurffraktion signifikant zu und die endsystolische Dimension nahm in der Zelltransplantationsgruppe acht Wochen nach der Verabreichung deutlich ab. Die Beziehung zwischen Unterdruckderivat und End-systolischem Druckvolumen verringerte sich nach acht Wochen nach induktion des Myokardinfarkts signifikant von der Ausgangsbasis, während die intramyokardiale Verabreichung von mesenchymalen Stammzellen zu einer Erhöhung dieser Funktionen führte.Die Messung der linken Ventrikelinfarktwanddicke in fünf bis sieben seriellen ein Zentimeter dicken Abschnitten von jedem Tier ergab einen Prozentsatz des linken Ventrikelinfarkts von etwa 16%Es gab acht Wochen nach der Transplantation kein Zellüberleben um die Injektionsstelle im Infarktbereich. Aber eine kleine Anzahl der überlebenden injizierten Stammzellen waren im Periinfarktbereich sichtbar. Die Vorfälle von induzierbaren anhaltenden ventrikulären Tachyarrhythmien könnten bei Tieren mit Herzinsuffizienz leicht erhöht werden.Bemerkenswert ist, dass die Stammzelltransplantation das zugrunde liegende Myokardsubstrat nicht signifikant verändert hat, um die Anfälligkeit für ventrikuläre Tachyarrhythmie zu reduzieren. Als linke Zirkumflex koronare Arterienverstopfung kann Arrhythmie induzieren. Achten Sie darauf, das EKG zu überwachen und sofort externen biphasischen Defibrillator zu verwenden, um bei Bedarf Dienebenen wiederherzustellen.Diese Methode bietet ein stabiles und reproduzierbares klinisch relevantes großfeines Modell der Herzinsuffizienz, um die Wirksamkeit von Stammzell-basierten Therapien zu testen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Eine Methode des Gentransfers für die Behandlung von ischämischen Herzinsuffizienz wird anhand einer Schweinegrippe-Modell des Myokardinfarkts. Unsere einfache und reproduzierbare Methode ermöglicht es uns, leicht Beurteilung der Wirksamkeit verschiedener Gen-Transfers mit einer sehr einfachen und reproduzierbaren Art und Weise.

Gentransfer bei ischämischen Herzinsuffizienz in einem vorklinischen Modell

Dieses Protokoll beschreibt die Schweine-Myokardinfarkt (MI)-Modell unter Verwendung eines 90 min geschlossener Brust koronare Ballon Okklusion der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD), gefolgt von der Reperfusion. Außerdem wird das Protokoll für mehrere Zielgrößen, wie Herzfunktion, Hämodynamik, mikrovaskuläre Widerstand und der Infarktgröße, sind ebenfalls dargestellt.

Myokardinfarkt und Functional Outcome Assessment in Schweine

Implantation eines biograft Myokardinfarkt durch LAD-Ligation in einem Nagetiermodell induzierte Behandlung wurde üblicherweise erforderlichen zwei Operationen am offenen Herzen. Um die Sterblichkeit zu reduzieren und optimale Bedingungen für die Fixierung von festen und gallertartige Biomatrices mit Zellen verbunden sind, haben minimal-invasive Verfahren entwickelt worden.

Zell-basierte Therapie bei Herzinsuffizienz in Rat: Doppel Thorakotomie für Herzinfarkt und Epikardiale Implantation von Zellen und Biomatrix

Wir präsentieren drei neue und effizientere Protokolle für den menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen in Kardiomyozyten, Endothelzellen differenzieren und glatten Muskelzellen und eine Fördermethode, die das Einwachsen von transplantierten Zellen verbessert durch Zellinjektion mit Patch-vermittelten Cytokin-Lieferung zu kombinieren.

Pluripotente Stammzellen Herzzellen für Myocardial Repair Abgeleitet

Dieses Protokoll stellt eine chirurgische große Tiermodell der chronischen, einzelne Schiff Ischämie, die regionale Anomalien führt aber schafft kein Infarkt, bekannt als Winterschlaf Myokard. Nach Einrichtung der chronische Ischämie werden die Tiere mit off-Pump LIMA-LAD koronare Bypass Graft-Operation zur ischämische Gewebe Revaskularisierung behandelt.

Chirurgische Schweine Modell der chronischen kardialen Ischämie von Off Pump Coronary Artery Bypass Graft-Chirurgie behandelt

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Induktion der linken Herzkammer Cryoinjury gefolgt von der Implantation eines Herzmuskels Patches, Menschliche iPS-Zellen Herzzellen in einem Meerschweinchen-Modell abgeleitet.

Implantation von HiPSC abgeleitete Herzmuskel Patches nach Myokard-Schädigung in einem Meerschweinchen-Modell

Dieses Protokoll zielt darauf ab, ein biogedrucktes 3D-Pflaster auf das Epikardium von infarktierten Mäusen zu transplantieren, die Herzinsuffizienz modellieren. Es enthält Details über Anästhesie, die chirurgische Brustöffnung, permanente Ligation der linken vorderen absteigenden (LAD) Koronararterie und die Anwendung eines biobedruckten Pflasters auf den Infarktbereich des Herzens.

Transplantation eines biobedruckten 3D-Patches in einem Murine-Modell des Myokardinfarkts

Das übergeordnete Ziel der aktuellen Studie ist es, die Techniken der Induktion von Myokardinfarkt (MI) und Post-Myokardinfarkt Herzinsuffizienz (post-MI HF) in geschlossenen Brust, erwachsenen Göttinger Minischweinen und die Charakterisierung des Post-MI HF-Modells in Göttinger Minischweinen im Vergleich zu Landrasseschweinen zu präsentieren.

Postmyokardinfarkt Herzinsuffizienz in geschlossener Koronierung/Reperfusion Modell in Göttingen Minischweine und Landrasse Schweine

Die myokardiale Gentherapie bei ischämischen Herzerkrankungen ist vielversprechend für zukünftige Therapeutika. Hier stellen wir ein Großtiermodell vor, um die Wirksamkeit der Gentherapie im ischämischen Herzen zu evaluieren.

Großtiermodell zur Evaluierung der Wirksamkeit der Gentherapie beim ischämischen Herzen

Die ultraschallgesteuerte Zellabgabe um die Stelle des Myokardinfarkts bei Mäusen ist eine sichere, effektive und bequeme Art der Zelltransplantation.

Ultraschallgesteuerte induzierte pluripotente Stammzell-abgeleitete Kardiomyozyten-Implantation bei myokardinfarktierten Mäusen

Das vorliegende Protokoll beschreibt drei Methoden zur Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweinemodell. Weibliche Landrassenschweine erhielten die Behandlung entweder: (1) Thorakotomie und transepikardiale Injektion, (2) kathetergestützte transendokardiale Injektion oder (3) intravenöse Infusion über die osmotische Minipumpe der Jugularvene.

Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweine-Myokardinfarkt-Modell

Erfahren Sie die Erstellung eines Schweinemodells für Herzinsuffizienz durch Okklusion der linken zirkumflexen Arterie und schnelle Stimulation. Diese Methode ermöglicht die Bewertung intramyokardialer Stammzellinjektionen zur Herzregeneration.

Erstellung eines Schweinemodells für postmyokarde Infarkt-Herzinsuffizienz für die Stammzellbehandlung

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