Name: Ein reversibles Siliziumöl-induziertes Okularhypertonie-Modell bei Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-15T10:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Lernen Sie ein reversibles Siliziumöl-induziertes Okularhypertonie-Modell bei Mäusen zur Untersuchung glaukomatöser Neurodegeneration. Diese Methode ermöglicht kontrollierte Studien zu Neuroprotektionsstrategien.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wird durch die NIH-Zuschüsse EY024932, EY023295 und EY028106 an YH unterstützt.

Alle Verfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Stanford University genehmigt.
1. Augen-Hypertonie-Induktion durch intracamerale Injektion von SO
<ol><li>Bereiten Sie eine Glas-Mikropipette für intracameral SO Injektion durch Ziehen einer Glaskapillare mit einem Pipettenzieher, um eine Mikropipette zu erzeugen. Schneiden Sie eine Öffnung an der Spitze der Mikropipette und schärfen Sie die Spitze mit einer Mikroschleifer-Abschrägungsmaschine weiter, um eine 35°-40°-Abschrägung zu machen.</li>
	<li>Polieren Sie die Ränder der Abschrägung und entfernen Sie alle Trümmer durch Waschen mit Wasser. Autoclavieren Sie die Mikropipette vor der Verwendung.</li>
	<li>Bereiten Sie die Paracentese-Nadel für den Hornhauteintrag vor. Befestigen Sie dazu eine 32 G Nadel an einer 5 ml Spritze an einem Luer-Schloss und sichern Sie sie weiter mit Klebeband. Biegen Sie die Nadelschräge nach oben bei 30°.</li>
	<li>Bereiten Sie den SO-Injektor vor, indem Sie zuerst eine stumpfe 18 G Nadel auf einer 10 ml Spritze befestigen und sichern. Dann befestigen Sie ein Kunststoffrohr mit der 18 G Nadel an einem Ende und füllen Sie es mit SO nach Bedarf durch das andere Ende.</li>
	<li>Befestigen Sie die sterilisierte Mikropipette am Kunststoffrohr und drücken Sie den Spritzenkolben, um die gesamte Mikropipette mit SO zu füllen.</li>
</ol>2. Intracameral SO Injektion für ein Auge
<ol><li>Legen Sie eine 9-10 Wochen alte männliche C57B6/J-Maus in eine Induktionskammer mit 3% Isofluran, die mit Sauerstoff bei 2 L/min für 3 min gemischt wird.</li>
	<li>Intraperitoneal injizieren 2,2,2-Tribromethanol bei 0,3 mg/g Körpergewicht. HINWEIS: Im Gegensatz zu Ketamin/Xylazin verursacht 2,2,2-Tribromethanol keine offensichtliche Pupillendilatation.</li>
	<li>Prüfen Sie, ob auf eine Zehenklemme und die fehlende Bewegung der Schnurrhaare oder des Schwanzes reagiert wird, um die Anästhesiestärke zu bestimmen.</li>
	<li>Platzieren Sie die Maus in einer seitlichen Position auf einer Operationsplattform. Um seine Empfindlichkeit während des Verfahrens zu reduzieren, wenden Sie vor der Injektion einen Tropfen von 0,5% Proparacainhydrochlorid auf die Hornhaut an.</li>
	<li>Machen Sie einen Einstiegsschnitt mit der 32 G Paracentese-Nadel am superotemporalen Quadranten, ca. 0,5 mm vom Limbus entfernt.</li>
	<li>Tunnel durch die Schichten der Hornhaut für ca. 0,3 mm, bevor sie in die vordere Kammer eindringt. Achten Sie darauf, die Linse oder Iris nicht zu berühren.</li>
	<li>Ziehen Sie die Nadel langsam zurück, um etwas wässrigen Humor (ca. 1,2 L) aus der vorderen Kammer durch den Tunnel (Parazentosien) freizusetzen.</li>
	<li>Warten Sie 8 min, um den IOP weiter zu verringern. Dies kann durch Messung des kontralateralen Kontrollauges bestimmt werden.</li>
	<li>Setzen Sie die mit SO vorinstallierte Glasmikropipette durch den Hornhauttunnel in die vordere Kammer ein, wobei die Abschrägung nach unten zur Irisoberfläche zeigt.</li>
	<li>Drücken Sie den Spritzenkolben langsam, um SO in die vordere Kammer zu injizieren, bis das SO-Tröpfchen den größten Teil der Irisoberfläche mit einem Durchmesser von 2,3 bis 2,4 mm bedeckt.</li>
	<li>Lassen Sie die Mikropipette in der vorderen Kammer für 10 s mehr, bevor Sie sie langsam zurückziehen.</li>
	<li>Drücken Sie vorsichtig das obere Augenlid, um den Hornhautschnitt zu schließen, um SO-Leckage zu minimieren.</li>
	<li>Antibiotikum Salbe (Bacitracin-Neomycin-Polymyxin) auf die Augenoberfläche auftragen.</li>
	<li>Während des gesamten Eingriffs befeuchten Sie häufig die Hornhaut mit künstlichen Tränen.</li>
	<li>Halten Sie die Maus auf dem Heizkissen, bis vollständig von der Anästhesie erholt.</li>
</ol>3. SO Entfernung
<ol><li>Bereiten Sie das Bewässerungssystem vor.<ol>
<li>Bereiten Sie die Bewässerungslösung gemäß den Anweisungen des Herstellers vor und legen Sie sie in die Bewässerungsflasche. Elevate die Bewässerungslösungflasche auf 110 x 120 cm (81 x 88 mmHg) über der Operationsplattform.</li>
		<li>Befestigen Sie einen IV-Verwaltungssatz an der Bewässerungslösungsflasche. Entfernen Sie Luftblasen aus dem IV-Schlauch. Schließen Sie eine 33 G Nadel, die auf 20° gegenüber gebogen ist, bis zum IV-Schlauch an.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Um das Entwässerungssystem vorzubereiten, entfernen Sie den Kolben aus einer 1 ml Spritze. Befestigen Sie eine 33 G Nadel an der Spritze und biegen Sie die Nadel auf 20°.</li>
	<li>Entfernen Sie SO aus der vorderen Kammer.<ol>
<li>Intraperitoneal injizieren 2,2,2-Tribromethanol (0,3 mg/g Körpergewicht). Prüfen Sie, ob die Zehenzange nicht reagiert, um die Anästhesiestärke und die bewegungsunbewegte Kraft der Schnurrhaare oder des Schwanzes zu bestimmen.</li>
		<li>Legen Sie die Maus auf eine Operationsplattform und befestigen Sie sie in der seitlichen Position mit Klebeband. Tragen Sie einen Tropfen 0,5% Proparacainhydrochlorid auf die Hornhaut auf, um ihre Empfindlichkeit zu reduzieren.</li>
		<li>Machen Sie zwei Einschnitte im zeitlichen Quadranten der Hornhaut zwischen 2 und 5 Uhr am Rand des SO-Tröpfchens mit der vorgefertigten 32 G Paracentesis-Nadel.</li>
		<li>Setzen Sie eine 33 G Bewässerungsnadel, die mit der Bewässerungslösung verbunden ist, durch einen Hornhautschnitt, maximale Geschwindigkeit.</li>
		<li>Setzen Sie eine weitere 33 G Drainagenadel an der Spritze ohne Kolben durch den anderen Hornhautschnitt befestigt, damit das SO-Tröpfchen die vordere Kammer verlassen kann, während es mit Bewässerungslösung bewässert wird.</li>
		<li>Ziehen Sie die Drainagenadel, dann die Bewässerungsnadel.</li>
		<li>Injizieren Sie eine Luftblase in die vordere Kammer, um ihre normale Tiefe zu erhalten, und drücken Sie, um den Hornhautschnitt zu schließen.</li>
		<li>Antibiotikum Salbe auf beide Augen auftragen.</li>
		<li>Halten Sie die Maus auf dem Heizrückgewinnungspad, bis vollständig aus der Anästhesie erholt.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. IOP-Messung einmal pro Woche
<ol><li>Legen Sie die Maus in eine Induktionskammer, die mit 3% Isofluran, gemischt mit Sauerstoff, bei 2L/min für 3 min durchsetzt ist.</li>
	<li>Intraperitoneal injizieren Xylazin und Ketamin (0,01 mg Xylazin/g, 0,08 mg Ketamin/g).</li>
	<li>Halten Sie die Hornhaut feucht, indem Sie künstliche Tränen während des gesamten Verfahrens anwenden.</li>
	<li>Warten Sie ca. 15 min, damit sich der Schüler vollständig vermehren kann.</li>
	<li>Messen Sie den IOP beider Augen mit einem Tonometer gemäß produktanweisungen. Bringen Sie das Tonometer in die Nähe des Mausauges. Halten Sie den Abstand von der Spitze der Sonde zur Maushornhaut bei ca. 3 x 4 mm. Drücken Sie die Messtaste 6x, um einen Messwert zu erzeugen. Von jedem Auge werden drei maschinengenerierte Messwerte erhalten, um den mittleren IOP zu erhalten.</li>
	<li>Opfern Sie die Tiere nach 8 Wochen nach der SO-Injektion und führen Sie die Immunhistochemie der gesamten Netzhaut, RGC-Zählung, Sehnerv (ON) halbdünnen Abschnitte und Quantifizierung der überlebenden Axone, die vor13beschrieben wurden.</li>
</ol>

<ol><li>Chang, E. E., Goldberg, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glaucoma+2.0%3A+neuroprotection%2C+neuroregeneration%2C+neuroenhancement%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Glaucoma 2.0: neuroprotection, neuroregeneration, neuroenhancement.</a> Ophthalmology. 119 (5), 979-986 (2012).</li>
<li>Tham, Y. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+prevalence+of+glaucoma+and+projections+of+glaucoma+burden+through+2040%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Global prevalence of glaucoma and projections of glaucoma burden through 2040: a systematic review and meta-analysis.</a> Ophthalmology. 121 (11), 2081-2090 (2014).</li>
<li>Pang, I. H., Clark, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+glaucoma+retinopathy+and+optic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Glaucoma%22%5BJournal%5D)">Rodent models for glaucoma retinopathy and optic neuropathy.</a> Journal of Glaucoma. 16 (5), 483-505 (2007).</li>
<li>Morrison, J. C., Johnson, E., Cepurna, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+models+for+glaucoma+research%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Rat models for glaucoma research.</a> Progress in Brain Research. 173, 285-301 (2008).</li>
<li>McKinnon, S. J., Schlamp, C. L., Nickells, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+retinal+ganglion+cell+death+and+glaucoma%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Mouse models of retinal ganglion cell death and glaucoma.</a> Experimental Eye Research. 88 (4), 816-824 (2009).</li>
<li>Chen, S., Zhang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Rodent+Model+of+Glaucoma+and+Its+Implications%5BTitle%5D)+AND+%22Asia+Pacific+Journal+of+Ophthalmology+%28Philadelphia%29%22%5BJournal%5D)">The Rodent Model of Glaucoma and Its Implications.</a> Asia Pacific Journal of Ophthalmology (Philadelphia). 4 (4), 236-241 (2015).</li>
<li>Sappington, R. M., Carlson, B. J., Crish, S. D., Calkins, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+microbead+occlusion+model%3A+a+paradigm+for+induced+ocular+hypertension+in+rats+and+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+and+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">The microbead occlusion model: a paradigm for induced ocular hypertension in rats and mice.</a> Investigative Ophthalmology and Visual Science. 51 (1), 207-216 (2010).</li>
<li>Chen, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+neuropathy+due+to+microbead-induced+elevated+intraocular+pressure+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+and+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Optic neuropathy due to microbead-induced elevated intraocular pressure in the mouse.</a> Investigative Ophthalmology and Visual Science. 52 (1), 36-44 (2011).</li>
<li>Cone, F. E., Gelman, S. E., Son, J. L., Pease, M. E., Quigley, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+susceptibility+to+experimental+glaucoma+among+3+mouse+strains+using+bead+and+viscoelastic+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Differential susceptibility to experimental glaucoma among 3 mouse strains using bead and viscoelastic injection.</a> Experimental Eye Research. 91 (3), 415-424 (2010).</li>
<li>Samsel, P. A., Kisiswa, L., Erichsen, J. T., Cross, S. D., Morgan, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+the+induction+of+experimental+glaucoma+using+magnetic+microspheres%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+and+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">A novel method for the induction of experimental glaucoma using magnetic microspheres.</a> Investigative Ophthalmology and Visual Science. 52 (3), 1671-1675 (2011).</li>
<li>Ichhpujani, P., Jindal, A., Jay Katz, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silicone+oil+induced+glaucoma%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Graefes+Archieves+for+Clinical+and+Experimental+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Silicone oil induced glaucoma: a review.</a> Graefes Archieves for Clinical and Experimental Ophthalmology. 247 (12), 1585-1593 (2009).</li>
<li>Kornmann, H. L., Gedde, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glaucoma+management+after+vitreoretinal+surgeries%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Glaucoma management after vitreoretinal surgeries.</a> Current Opinion in Ophthalmology. 27 (2), 125-131 (2016).</li>
<li>Zhang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silicone+oil-induced+ocular+hypertension+and+glaucomatous+neurodegeneration+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Silicone oil-induced ocular hypertension and glaucomatous neurodegeneration in mouse.</a> Elife. 8, (2019).</li>
<li>Kwong, J. M., Caprioli, J., Piri, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA+binding+protein+with+multiple+splicing%3A+a+new+marker+for+retinal+ganglion+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+and+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">RNA binding protein with multiple splicing: a new marker for retinal ganglion cells.</a> Investigative Ophthalmology and Visual Science. 51 (2), 1052-1058 (2010).</li>
<li>Rodriguez, A. R., de Sevilla Muller, L. P., Brecha, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+RNA+binding+protein+RBPMS+is+a+selective+marker+of+ganglion+cells+in+the+mammalian+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">The RNA binding protein RBPMS is a selective marker of ganglion cells in the mammalian retina.</a> Journal of Comparative Neurology. 522 (6), 1411-1443 (2014).</li>
<li>Smith, R. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSmith%2C+RS+%22Systematic+evaluation+of+the+mouse+eye+%3A+anatomy%2C+pathology%2C+and+biomethods%22">Systematic evaluation of the mouse eye : anatomy, pathology, and biomethods</a>. , CRC Press. (2002).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Hier zeigen wir ein einfaches, aber effektives Verfahren zur Induktion einer anhaltenden IOP-Erhöhung im Mausauge durch intracameral Injektion von SO. Dieses Verfahren kann schnell von jedem erlernt werden, der Erfahrung mit Mikrodissektion unter dem Mikroskop hat. Das primäre potenzielle Ausfallrisiko ist das Auslaufen von SO aus dem Hornhautschnitt. Einer der Vorteile der Verwendung von SO ist jedoch, dass wir, da das Öltröpfchen sichtbar und messbar ist, Leicht Mäuse identifizieren können, die Tröpfchen zu klein erhie...

Der fortschreitende Verlust von Netzhautganglienzellen (RGCs) und ihren Axonen ist das Kennzeichen des Glaukoms, einer häufigen neurodegenerativen Erkrankung in der Netzhaut1. Es wird bis 2040 mehr als 100 Millionen Personen im Alter von 40 bis 80 Jahren betreffen2. Der IOP bleibt der einzige veränderbare Risikofaktor bei der Entwicklung und Progression des Glaukoms. Um die Pathogenese, Progression und mögliche Behandlungen von Glaukom zu erforschen, ist ein zuverlässiges, reproduzierbares und induzierbares experimentelles okuläres Hypertonie-/Glaukommodell, das die wichtigsten Merkmale menschlicher Patienten repliziert, unerlässlich.
IOP hängt vom wässrigen Humorzufluss in die vordere Kammer vom Ziliarkörper in der hinteren Kammer ab und fließt durch das trabekuläre Netz (TM) im Winkel der vorderen Kammer aus. Bei Erreichen eines stabilen Zustands wird der IOP beibehalten. Wenn der Zufluss den Abfluss über- oder kleiner überschreitet, steigt bzw. fällt der IOP. Durch die Verringerung des wässrigen Abflusses entweder durch Verschluss des Winkels der vorderen Kammer oder durch Beschädigung der TM, wurden mehrere Glaukommodelle eingerichtet3,4,5,6,7,8,9,10. Diese Modelle sind normalerweise mit irreversiblen Augengewebeschäden verbunden, und der hohe IOP in der vorderen Kammer verursacht auch unerwünschte Komplikationen wie Hornhautödem eimten und intraokulare Entzündungen, die die Durchführung und Interpretation von Retinal-Bildgebung und sehischer Funktion erschweren.
Um ein Modell zu entwickeln, das diese Mängel überwindet, konzentrierten wir uns auf das gut dokumentierte Sekundärglaukom, das durch Silikonöl (SO) verursacht wird und als postoperative Komplikation der menschlichen vitreoinalen Chirurgie11,12auftritt. SO wird als Tamponade in Netzhautoperationen wegen seiner hohen Oberflächenspannung verwendet. SO kann die Pupille jedoch physisch ausblenden, da sie leichter ist als die wässrigen und glasigen Flüssigkeiten, was einen wässrigen Fluss in die Vorderkammer verhindert. Die Behinderung verursacht IOP-Erhöhung in der hinteren Kammer aufgrund der wässrigen Humor Akkumulation. Dies motivierte uns, ein neuartiges okulares Hypertonie-Mausmodell zu entwickeln und zu charakterisieren, das auf intracameraler SO-Injektion und Pupillenblock13basiert, mit den wichtigsten Merkmalen des Sekundärglaukoms: effektiver Pupillenblock, signifikante IOP-Erhöhung, die nach DER SO-Entfernung wieder normal werden kann, und glaukomatus Neurodegeneration.
Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll für SO-induzierte okuläre Hypertonie im Mausauge vor, einschließlich SO-Injektion und -Entfernung und IOP-Messung.

<table><tbody><tr><td>0,5% Proparacainhydrochlorid</td><td>Akorn, Somerset</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10mL Syinge</td><td>BD</td><td></td><td>Luer-Lok Tip</td></tr><tr><td>18G Nadel</td><td>BD</td><td></td><td>mit normaler Abschrägung, Nadellänge:25,4 mm</td></tr><tr><td>2,2,2-Tribromethanol (Avertin)</td><td>Fisher Scientific</td><td>CAS# 75-80-9</td><td>50g</td></tr><tr><td>32G nano</td><td>BD</td><td>320122</td><td>BD Nano Ultra Fine Pen Nadel-32G 4mm</td></tr><tr><td>33G Ophalmologie-Nadel</td><td>TSK/ VWR</td><td>TSK3313/ 10147-200</td><td></td></tr><tr><td>5mL Syinge</td><td>BD</td><td></td><td>Luer-Lok Tip</td></tr><tr><td>AnaSed Injection (Xylazin)</td><td>Butler Schein</td><td></td><td>100 mg/ml, 50 ml</td></tr><tr><td>künstliche Tränen</td><td>Alcon Laboratories</td><td>300651431414</td><td>Systane Ultra Lubricant Eye Drops</td></tr><tr><td>BSS PLUS Spüllösung</td><td>Alcon Laboratories</td><td></td><td></td>65080050</tr><tr><td>Zweistufiger Glas-Mikropipettenabzieher</td><td>NARISHIGE</td><td>PC-10</td><td></td></tr><tr><td>EZ-7000 Classic System</td><td>EZ System</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>VetOne</td><td>502017</td><td>Isofluran, USP, 250ml/Flasche</td></tr><tr><td>IV Verabreichungssets</td><td>EXELint/ Fisher</td><td>29081</td><td></td></tr><tr><td>KETAMINHYDROCHLORID INJEKTION</td><td>VEDCO</td><td>50989-996-06</td><td>KETAVED 100mg/ml * 10ml</td></tr><tr><td>Microgrind-Anfasmaschine</td><td>NARISHIGE</td><td>EG-401</td><td></td></tr><tr><td>Miniatur-EVA-Schlauch</td><td>McMaster-Carr</td><td>1883T4</td><td>0,05" ID, 0,09" AD, 10 ft. Länge</td></tr><tr><td>Silikonöl (SILIKON)</td><td>Alcon Laboratories</td><td>8065601185</td><td>1.000 mPa.s</td></tr><tr><td>Standard-Glaskapillaren</td><td>WPI/ Fisher</td><td>1B150-4</td><td>4 in. (100 mm) OD 1,5 mm ID 0,84 mm</td></tr><tr><td>TonoLab Tonometer</td><td>Colonial Medical Supply, Finnland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Veterinär-Antibiotika-Salbe</td><td>Dechra Veterinary</td><td>1223RX</td><td>BNP Augensalbe, Vetropolycin</td></tr></tbody></table>

ein reversibles siliziumöl-induziertes okularhypertonie-modell bei mäusen

A Reversible Silicon Oil-Induced Ocular Hypertension Model in Mice

Erhöhter Augeninnendruck (IOP) ist ein gut dokumentierter Risikofaktor für Glaukom. Hier beschreiben wir eine neuartige, effektive Methode zur konsequenten Induktion einer stabilen IOP-Erhöhung bei Mäusen, die die postoperative Komplikation der Verwendung von Silikonöl (SO) als Tamponade-Mittel in der menschlichen Glaskörperchirurgie imitiert. In diesem Protokoll wird SO in die vordere Kammer des Mausauges injiziert, um die Pupille zu blockieren und den Zustrom von wässrigem Humor zu verhindern. Die hintere Kammer akkumuliert wässrigen Humor und dies wiederum erhöht den IOP des hinteren Segments. Eine einzelne SO-Injektion erzeugt eine zuverlässige, ausreichende und stabile IOP-Erhöhung, die eine signifikante glaukomatige Neurodegeneration induziert. Dieses Modell ist eine echte Replik des sekundären Glaukoms in der Augenklinik. Um die klinische Umgebung weiter nachzuahmen, kann SO aus der vorderen Kammer entfernt werden, um den Drainageweg wieder zu öffnen und den Zufluss von wässrigem Humor zu ermöglichen, der durch das trabekuläre Netz (TM) im Winkel der vorderen Kammer entwässert wird. Da IOP schnell wieder normal ist, kann das Modell verwendet werden, um die Wirkung der Senkung des IOP auf glaukomatous retinale Ganglienzellen zu testen. Diese Methode ist einfach, erfordert keine spezielle Ausrüstung oder Wiederholungsverfahren, simuliert klinische Situationen genau und kann auf verschiedene Tierarten anwendbar sein. Es können jedoch geringfügige Änderungen erforderlich sein.

Bald nach der Injektion können wir leicht Mäuse identifizieren, die keine stabile okuläre Hypertonie erzeugen, weil die SO-Tröpfchen zu klein sind (ca. 1,5 mm)13. Diese Tiere sind von späteren Versuchen ausgeschlossen. Nach den Injektionsverfahren erhalten mehr als 80 % der SO-injizierten Mäuse Tröpfchen, die größer als 1,6 mm sind. Wir haben den IOP dieser Mausaugen einmal pro Woche für 8 Wochen nach einer einzigen SO-Injektion gemessen. Der IoD des Auges, das SO erhielt, blieb hoch, im Allgemein...

Hier stellen wir ein Protokoll zur Induzieren von okulärer Hypertonie und glaukomatischer Neurodegeneration in Mausaugen durch intracameralInjektion von Silikonöl und das Verfahren zur Silikonölentfernung aus der vorderen Kammer vor, um erhöhten Augeninnendruck Normalen.

Ein reversibles Siliziumöl-induziertes Okularhypertonie-Modell bei Mäusen

Elevated intraocular pressure (IOP) is a well-documented risk factor for glaucoma. Here we describe a novel, effective method for consistently inducing ...

Glaukom ist die Hauptursache für irreversible Erblindung, gekennzeichnet durch retinalen Ganglienzelltod und die Opto-Neurodegeneration. Die Erhöhung des Augeninnendrucks, auch augenokulärer Bluthochdruck genannt, ist der am meisten anerkannte Risikofaktor für Glaukom. Ein einfaches, aber effektives okuläres Hypertoniemodell bei Versuchstieren wie Mäusen ist wichtig für die Untersuchung von Glaukometern bei der Neurodegeneration und die Erprobung der Behandlung auf Neuroprotektion.So entwickeln wir mit den Ergebnissen ein mausokuläres Hypertoniemodell, das das bei menschlichen Patienten beobachtete sekundäre Glaukom genau imitiert. Dieses Modell replizieren originalgetreu das Sekundärglaukom, das durch Silikonöl verursacht wird, das für die Pupillenblockierung induziert wird. Das Verfahren ist einfach, die IOP-Erhöhung ist stabil, und wenn die Neurodegeneration im Zusammenhang mit okulärer Hypertonie bei Augenaugen schwer ist, ist die okuläre Hypertonie reversibel, da das Silikonöl leicht von den Mausaugen entfernt werden kann.Demonstriert wird das Verfahren von Dr.Fang Fang, einem Post-Op-Stipendiaten aus meinem Labor. Zu Beginn eine Glasmikropipette für die intracameral Silikonöl-Injektion machen, indem Sie eine Glaskapillare mit einem Pipettenzieher ziehen. Schneiden Sie eine Öffnung an der Spitze der Mikropipette und schärfen Sie die Spitze mit einer Mikroschleifer-Abschrägungsmaschine, um eine 35- bis 40-Grad-Abschrägung herzustellen.Polieren Sie die Ränder der Abschrägung und waschen Sie sie mit Wasser, um alle Trümmer zu entfernen. Autoclavieren Sie die Mikropipette vor der Verwendung. Um die Parazentesenadel für den Hornhauteintrag vorzubereiten, befestigen Sie eine 32-Meter-Nadel an einer Fünf-Milliliter-Spritze auf einem Köderschloss und sichern Sie sie weiter mit Klebeband.Biegen Sie die Nadel-Abschrägungsspitze, nach oben, bei 30 Grad. Zur Vorbereitung des Silikonölinjektors eine stumpfe 18-Meter-Nadel an einer 10-Milliliter-Spritze befestigen und befestigen. Dann befestigen Sie ein Kunststoffrohr mit der 18-Spur-Nadel an einem Ende und füllen Sie mit Silikonöl nach Bedarf durch das andere Ende.Nach der Anästhesisierung einer neun bis zehn Wochen alten C57 schwarze 6J Maus, überprüfen Sie auf die fehlende Reaktion auf die Zehenprise mit der fehlenden Bewegung der Schnurrhaare oder des Schwanzes. Platzieren Sie die Maus in einer seitlichen Position auf einer Operationsplattform. Tragen Sie vor der Injektion einen Tropfen 5%proparacaines Hydrochlorid auf die Hornhaut auf, um seine Empfindlichkeit während des Eingriffs zu reduzieren.Verwenden Sie die 32 Gauge Paracentesis Nadel, um einen Eintrag Schnitt am super zeitlichen Quadranten etwa 5 Millimeter vom Limbus zu machen. Tunnel durch die Schichten der Hornhaut für etwa 3 Millimeter, bevor piercing in die vordere Kammer, achten Darauf, nicht die Linse oder Iris berühren. Ziehen Sie die Nadel langsam zurück, um etwa ein bis zwei Mikroliter wässrigen Humors aus der vorderen Kammer durch den Tunnel freizusetzen und warten Sie etwa acht Minuten, um den Augeninnendruck weiter zu verringern.Messen Sie das kontralaterale Kontrollauge, um den Druck zu bestimmen. Legen Sie die mit Silikonöl vorbelastete Glasmikropipette durch den Hornhauttunnel in die Vorderkammer mit der Abschrägung nach unten in die Irisoberfläche ein. Drücken Sie den Spritzenkolben langsam, um Silikonöl in die vordere Kammer zu injizieren, bis das Öltröpfchen den größten Teil der Irisoberfläche bedeckt, etwa 2,3 bis 2,4 Millimeter im Durchmesser.Lassen Sie die Mikropipette für weitere 10 Sekunden in der vorderen Kammer, bevor Sie sie langsam zurückziehen. Drücken Sie vorsichtig das obere Augenlid, um den Hornhautschnitt zu schließen, um Silikonöllecks zu minimieren. Und dann Antibiotikasalbe auf die Augenoberfläche auftragen.Halten Sie die Maus auf dem Heizkissen, bis vollständig von der Anästhesie erholt. Um Silikonöl aus der vorderen Kammer zu entfernen, befeuchten Sie die Maus und überprüfen Sie dann auf die fehlende Reaktion auf die Zehenklemme, um die Anästhesiefestigkeit und die Bewegungsschwäche der Schnurrhaare oder des Schwanzes zu bestimmen. Legen Sie die Maus auf eine Operationsplattform und befestigen Sie sie in der seitlichen Position mit Klebeband.Tragen Sie einen Tropfen 5%proparacaines Hydrochlorid auf die Hornhaut auf, um ihre Empfindlichkeit zu reduzieren. Mit der vorgefertigten 32-Meter-Parazentesenadel zwischen etwa zwei und fünf Uhr am Rand des Silikonöltröpfchens zwei Schnitte im zeitlichen Quadranten der Hornhaut machen. Setzen Sie eine 33-Grad-Bewässerungsnadel ein, die mit der Bewässerungslösung verbunden ist, durch einen Hornhautschnitt bei maximaler Geschwindigkeit.Setzen Sie eine weitere 33-Spur-Drainagenadel an der Spritze ohne Kolben durch den anderen Hornhautschnitt, damit das Silikonöltröpfchen die vordere Kammer verlassen kann, während es mit Bewässerungslösung bewässert wird. Ziehen Sie die Drainagenadel dann die Bewässerungsnadel ab. Verwenden Sie eine Glas-Mikropipette, die mit einer Hamilton-Spritze verbunden ist, um eine Luftblase in die vordere Kammer zu injizieren, um ihre normale Tiefe zu erhalten, und drücken Sie, um den Hornhautschnitt zu schließen.Tragen Sie Antibiotikasalbe auf beide Augen auf und halten Sie die Maus auf dem Heizrückgewinnungspad, bis sie vollständig aus der Anästhesie erholt ist. Legen Sie die Maus in eine Induktionskammer. Anästhetisieren Sie es wie im Manuskript beschrieben und halten Sie seine Hornhaut feucht, indem Sie künstliche Tränen während des gesamten Verfahrens anwenden.Warten Sie etwa 15 Minuten, damit sich der Schüler vollständig vermehren kann. Messen Sie den IOP beider Augen mit einem Tonometer gemäß produktanweisungen. Bringen Sie das Tonometer in die Nähe des Mausauges und halten Sie den Abstand von der Spitze der Sonde zur Maushornhaut bei etwa drei bis vier Millimetern.Drücken Sie die Messtaste sechsmal, um einen Messwert zu generieren, und erhalten Sie von jedem Auge drei maschinengenerierte Messwerte, um den mittleren IOP zu erhalten. Führen Sie die Immunhistochemie der retinalen Ganglien-Zelle mit einer Gesamtmontage durchführen und die halbdünnen Abschnitte des Sehnervs zählen und die Quantifizierung überlebender Axone an den Tieren, die acht Wochen nach der Silikonölinjektion geopfert wurden. Der Augeninnendruck von Mausaugen mit Silikonöltröpfchen größer als 1,6 Millimeter wurde einmal pro Woche für acht Wochen gemessen, nach einer einzigen Silikonölinjektion.Der Druck des Auges, das das Öl erhält, blieb hoch, meist doppelt so hoch wie der Druck des kontralateralen Kontrollauges, was auf eine effektive Pupillenblockierung hindeutet. In einer anderen Gruppe von Mäusen wurde Silikonöl zwei Wochen nach der Injektion aus der vorderen Kammer gespült. Nachdem Sie eine Woche gewartet hatten, damit sich die Hornhaut erholen kann, normalisierte sich der Augeninnendruck wieder, so wie das Kontrollauge.Um die Auswirkungen der Silikonöl-induzierten okulären Hypotonie auf retinale Ganglienzellen zu bestimmen, wurde die überlebende Somata in den peripheren Regionen der retinalen ganzen Halterungen durch RBPMS-Färbung quantifiziert, die einen dramatischen Tod von Retinalen Ganglienzellen nach Silikonölinjektion zeigte. Die überlebenden Axone im Sehnerv-Halbquerschnitt wurden acht Wochen nach der Injektion durch PBD-Färbung quantifiziert. Es gab eine große Axondegeneration bei Silikonöl-induzierter okulärer Hypertonie.Die Tiere können mit SLOOCT abgebildet werden, um die Veränderung der Netzhaut zu bestimmen. Die sehische Funktion der Tiere kann auch durch Muster ERG und OKR überprüft werden. Dieses okuläre Hypertoniemodell wird die Untersuchung der hohen IOP-induzierten Glaukometer-Neurodegeneration erleichtern.Es kann auch verwendet werden, um vielversprechende neuroprotektive Therapien präklinisch zu testen.

a-reversible-silicon-oil-induced-ocular-hypertension-model-in-mice

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Das Glaukom ist eine der Hauptursachen für Blindheit in der Welt. Erhöhten Augeninnendruck ist ein Hauptrisikofaktor. Laserkoagulation induzierte okulärer Hypertension ist eine der etablierten Tiermodell. Dieses Video zeigt, wie okulärer Hypertension durch Argon Laser-Photokoagulation bei Ratten zu induzieren.

Laser-induzierte chronische Ocular Hypertension Modell auf SD-Ratten

In diesem Video wird eine anästhesierte Ratte einem Augeneingriff unterzogen, bei dem magnetische Kügelchen unter einem Magnetfeld in die Vorderkammer injiziert werden, um den Iridokornealwinkel zu blockieren. Diese Blockade verstopft das Trabekelwerk, verhindert den Abfluss des Kammerwassers und führt zu einem erhöhten Augeninnendruck, wodurch die Ganglienzellen der Netzhaut und der Sehnerv geschädigt werden. Dabei entwickelt sich ein glaukomähnlicher Zustand.

Experimentelle Glaukom-Induktion über Iridokornealwinkelobstruktion in einem Mausmodell

Quelle: Lani-Louzada, R., et al., Full-Circle Cauterization of Limbal Vascular Plexus for Surgically Induced Glaucoma in Nagetiers. J. Vis. Exp. (2022)Dieses Video zeigt die Induktion und Überwachung eines erhöhten Augeninnendrucks (IOD) in einem Rattenmodell. Bei diesem Verfahren werden die limbalen Blutgefäße kauterisiert, was zu einem Gefäßverschluss und einem erhöhten Augeninnendruck führt. Die Ratte kann sich dann erholen, und der Augeninnendruck wird zum Vergleich sowohl in den...

 Induktion eines erhöhten Augeninnendrucks im Rattenmodell

Chronische Augenhypertension induziert wird mittels Laserkoagulation der Trabekelnetzwerk in Maus Augen. Der Augeninnendruck (IOP) wird für mehrere Monate nach der Laser-Behandlung erhöht. Die Abnahme der Sehschärfe und Kontrastempfindlichkeit von Versuchstieren werden anhand des optomotor Test.

Ein Laser-induzierten Maus-Modell der chronischen Ocular Hypertension zu Sehfehler Charakterisierung

Wir stellen eine Methode zur Induktion eines erhöhten Augeninnendrucks (IOD) vor, indem magnetische Mikrosphären in das Rattenauge injiziert werden, um das Glaukom zu modellieren. Dies führt zu starken Druckanstiegen und einem ausgedehnten Absterben der Neuronen. Dieses Protokoll ist einfach durchzuführen, erfordert keine wiederholten Injektionen und erzeugt einen stabilen, lang anhaltenden IOD-Anstieg.

Experimentelle Glaukom von Ocular Injektion von magnetischen Mikrokügelchen Induzierte

Hier stellen wir ein Protokoll okulärer Hypertension im murinen Auge zu induzieren, die in dem Verlust von retinalen Ganglionzellen führt, wie bei Glaukom beobachtet. Magnetische Mikrokügelchen werden in die vordere Kammer injiziert und angezogen, um den Kammerwinkel unter Verwendung eines Magneten den Abfluss von Kammerwasser zu blockieren.

Ein Magnet Microbead Occlusion Modell Ocular Hypertension Abhängige Glaucoma in Mäusen zu induzieren

Dieser Artikel beschreibt ein Verfahren für die retinale Ischämie-Reperfusionsverletzung von erhöhtem Augeninnendruck bei Mäusen zu induzieren. Retinaler Ischämie-Reperfusionsschaden durch erhöhten Augeninnendruck dient menschlichen Krankheiten zu modellieren, indem kompromittiert Sauerstoff- und Nährstoffversorgung in der Retina gekennzeichnet, so dass die Forscher potentielle zelluläre Mechanismen und Therapien für menschliche Erkrankungen der retinalen Gefäß-Nerven-Einheit zu untersuchen.

Ein Maus-Modell der Netzhautischämie-Reperfusionsschaden Durch Erhöhung des intraokularen Druck

Chronische okulärer Hypertension wird induziert durch die Anwendung einer Circumlimbal Naht bei Ratten und Mäusen, was zu funktionellen und strukturellen Verschlechterung der retinalen Ganglienzellen, die konsistent mit Glaukom.

Ein Modell des Glaukoms induziert durch Circumlimbal Naht bei Ratten und Mäusen

Hier beschreiben wir die Verwendung der spektralen optischen Kohärenztomographie (SD-OCT) zur Visualisierung von Netzhaut- und Augenstrukturen in vivo in Modellen der Netzhautdegeneration, des Glaukoms, der diabetischen Retinopathie und der Myopie.

In-vivo-Strukturbewertungen von Augenerkrankungen in Nagetiermodellen mittels optischer Kohärenztomographie

Das Ziel dieses Protokolls ist es, ein neuartiges Modell der glaukomatösen Neurodegeneration zu charakterisieren, das auf einer thermischen 360°-Kauterisierung des limbalen Gefäßplexus basiert und eine subakute okuläre Hypertonie induziert.

Vollkreiskauterisierung des limbalen Gefäßplexus bei chirurgisch induziertem Glaukom bei Nagetieren

Hier präsentieren wir eine Methode zur Etablierung eines Mausmodells des wässrig-defizienten trockenen Auges durch Exzidierung der extraorbitalen und infraorbitalen Tränendrüsen und bewerten die Veränderungen der Augenoberfläche beim wässrigen Mangel-Trockenauge.

Etablierung eines Mausmodells für den Kammerwassermangel Trockenes Auge

Lernen Sie ein reversibles Siliziumöl-induziertes Okularhypertonie-Modell bei Mäusen zur Untersuchung glaukomatöser Neurodegeneration. Diese Methode ermöglicht kontrollierte Studien zu Neuroprotektionsstrategien.

Ein reversibles Siliziumöl-induziertes Okularhypertonie-Modell bei Mäusen

Weitere Videos entdecken