Name: Leukozyten-Infiltration von Cremaster-Muskeln bei Mäusen bewertet durch Intravital-Mikroskopie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 11 s
Description: Erfahren Sie die Intravital-Mikroskopie zur Untersuchung von Leukozyten-Endothel-Interaktionen in der Cremaster-Muskulatur von Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Echtzeit-Visualisierung entzündlicher Prozesse in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Studie wurde vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) 01GL1746E im Rahmen des PRIMAL-Konsortiums unterstützt. Die Autoren würdigen Britta Heckmann und Silvia Pezer für geschickte technische Unterstützung.

Die Tiere wurden in der IBF (Interfakultäre Biomedizinische Forschungseinrichtung) in Heidelberg unter kontrollierten und spezifischen pathogenfreien Bedingungen untergebracht. Alle hier beschriebenen Verfahren wurden vom örtlichen IRB und dem Regierungspraesidium Karlsruhe, Baden-Württemberg, Deutschland genehmigt.
1. Anästhesie-Verwaltung
<ol><li>Anästhesisieren Sie die Maus durch intraperitoneale (i.p.) Bolusinjektion von 125 mg/kg Ketamin und 12,5 mg/kg Xylazin.</li>
	<li>Platzieren und fixieren Sie die Maus in einer dorsalen Liegeposition auf einem Heizkissen, um die Körpertemperatur der Maus (36,5-38 °C) aufrechtzuerhalten. Verwenden Sie eine nicht resorbierbare sterile Naht (6/0), um eine einfache Schlaufe um die Stirnzähne zu wickeln und die Verbindungsenden der Naht an das Heizkissen zu kleben. Diese Fixierung zielt darauf ab, den Mund offen zu halten, um Störungen in der Atmung zu vermeiden.</li>
	<li>Überprüfen Sie die Maus auf angemessene Tiefe der Anästhesie durch interdigitale Zehenklemme (Entzug sollte nicht gesehen werden).</li>
	<li>Sobald eine ausreichende Anästhesie erreicht ist, gehen Sie zur chirurgischen Vorbereitung. Bestätigen Sie wiederholt die Anästhesie entlang des laufenden Experiments alle 30 min. Bei Bedarf erneut Medikamente wie oben beschrieben.</li>
	<li>Gleichgewichtsphysiologische Salzlösung (PSS, Zusammensetzung: 132 mmol/L NaCl, 4,7 mmol/L KCl, 1,2 mmol/L MgS04, 2,0 mmol/L CaCl2, 18 mmol/L NaHCO3) mit 5% CO2/95% N2 für 15 Minuten. Kontinuierlich Blasen PSS mit 5% CO2/95%N2 während des gesamten Experiments und halten sie bei 37 °C.</li>
</ol>2. Chirurgische Vorbereitung der Luftröhre und Halsschlagader (optional)
<ol><li>Sezieren Sie die Haut aus dem Nackenbereich, indem Sie die Haut sanft mit einer Pinzette in der Mittellinie ziehen. Verwenden Sie eine Schere, um einen kreisförmigen Schnitt von 1-2 cm Durchmesser aufzutragen, um genügend Platz für die chirurgische Vorbereitung zu geben.</li>
	<li>Sezieren Sie vorsichtig die umgebenden Muskel-, Fett- und Bindegewebe mit einer Pinzette.</li>
	<li>Machen Sie einen Querschnitt (ca. 1,3 mm) mit einer kleinen chirurgischen Schere in die Luftröhre und führen Sie ein Polyethylenrohr (I.D x O.D. 0,034" x 0,050") in das kaudale Ende der Luftröhre ein, um die oberen Atemwege zu sichern.</li>
	<li>Befestigen Sie das Rohr in der Luftröhre durch eine einzige kreisförmige Knotennaht (6/0 USP).</li>
	<li>Suchen Sie die Halsschlagader entlang der rechten Seite der Luftröhre und sezieren Sie das umgebende Gewebe von der Halsschlagaderwand. Alternativ könnte die Jugular- oder auch die Schwanzvene für den i.v. Zugang verwendet werden. Versuchen Sie, Verletzungen des Vagalnervs zu vermeiden, da er sich in der Nähe befindet.</li>
	<li>Passieren Sie zwei Stücke der Naht (6/0) unter der Halsschlagader. Platzieren Sie die erste Schädelnaht proximal, in der Nähe der Bifurkation der Karotisarterien und binden Sie sie dauerhaft. Die zweite Naht wird etwa 5-8 mm distal von der ersten befinden und später verwendet werden, um das Rohr in der Halsschlagader zu sichern. Binden Sie es noch nicht.</li>
	<li>Bereiten Sie ein Polyethylenrohr (I.D x O.D. 0.011" x 0.024") mit einer Länge von 30 cm vor, indem Sie das Endteil auf eine 1 ml Spritzennadel biegen, die mit Salin (0,9% NaCl) gefüllt ist. Strenge Spülung ist wichtig, um Luftembolisation während der Vorbereitung zu verhindern.</li>
	<li>Verwenden Sie einen 7 mm Gefäßclip, um die Halsschlagader distal der zweiten Naht zu klemmen.</li>
	<li>Führen Sie einen kleinen Querschnitt (ca. 0,5 mm) in der Halsschlagader durch und führen Sie das sterile Polyethylenrohr ein. Sichern Sie die Röhre in der Arterie mit der zweiten Naht zuvor vorbereitet.</li>
	<li>Entfernen Sie den Gefäßclip und tragen Sie vorsichtig eine kleine Spannung auf die Spritze auf, die mit dem Polyethylenrohr verbunden ist. Dieser Karotiskatheter kann nun zur Verabreichung von Medikamenten oder zur Entnahme von Blutproben verwendet werden, bei Bedarf ist sogar eine Überwachung des Blutdrucks oder der Pulsfrequenz mit entsprechenden Geräten möglich.</li>
</ol>3. Chirurgische Vorbereitung des Cremaster-Muskels
<ol><li>Übertragen Sie die Maus auf dem Heizkissen (zusammen mit dem Heizkissen) auf den maßgeschneiderten Kunststoffrahmen, der die Bühne für die spätere Mikroskopie hält. Richten Sie die Maus mit ihrem Hodensack zur Mikroskopstufe.<ol>
<li>Die Tiefe der Anästhesie neu bewerten, bevor Sie fortfahren; bei Bedarf eine Viertel- bis halber Anästhesiedosis erneut verabreichen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lokalisieren Sie den Hodensack, halten Sie ihn an seinem distalsten Teil mit einer Pinzette, ziehen Sie ihn sanft und schneiden Sie einen kreisförmigen Abschnitt der scrotalen Haut mit einem Durchmesser von etwa 5 mm ab. Achten Sie darauf, die zugrunde liegenden Strukturen wie den Cremaster-Muskel nicht zu beschädigen. Achten Sie darauf, das offene Gewebe gut hydratisiert mit Einer Saline-Lösung zu halten.</li>
	<li>Sezieren Sie loses Bindegewebe mit zwei Pinzetten und lokalisieren Sie beide Hoden.</li>
	<li>Halten Sie einen Hoden distally und sanft beginnen, es herauszuziehen, entfernen Umgebendes Bindegewebe Schritt für Schritt.</li>
	<li>Sobald der Hoden aussenisiert ist, fixieren Sie sein distales Ende an den Gummiring, der die Bühne umgibt. Bei der Exteriorisation das Gewebe während des gesamten Prozesses mit einer Salinelösung hydratisieren.</li>
	<li>
Kritischer Schritt: Entfernen Sie vorsichtig Bindegewebe, ohne den darunter liegenden Cremaster-Muskel zu schädigen. Überschüssiges Bindegewebe kann das Sehvermögen in der späteren Mikroskopie behindern und verschwommene Bilder erzeugen.</li>
	<li>Pin den distalen Teil des Hodens nach unten und öffnen Sie den Cremaster-Muskel durch einen kleinen Querschnitt (ca. 1 mm), gefolgt von Längsschnitt vom sehr distalen bis zum proximalen Ende. Dadurch sollte sich der Cremaster-Muskel sphärisch öffnen. Makroskopisch sichtbares Gefäß sollte nicht abgetrennt werden, da dies die Hämodynamik beeinträchtigen kann.</li>
	<li>Den Muskel vorsichtig über die Glasbühne verteilen und an den Gummiring heften. Achten Sie darauf, den zentralen Bereich nicht zu berühren oder zu beschädigen, da hier die Mikroskopie durchgeführt wird. Achtung: Überschüssige Dehnung kann den Blutfluss behindern.</li>
	<li>Pin die restlichen Hoden beiseite, um den Zugang zu der Region von Interesse zu geben. Achten Sie darauf, mit PSS wiederholt zu befeuchten, um ein Trocknen zu verhindern. Der montierte Muskel ist nun für die Mikroskopie bereit.</li>
</ol>4. Intravitale Mikroskopie
<ol><li>Legen Sie den montierten Cremaster-Muskel in das aufrechte Mikroskop und führen Sie die Mikroskopie mit einem 40-fachen Objektiv durch.</li>
	<li>Erfassen Sie Daten und exportieren Sie sie mithilfe der Bildspektrographie mit hohem Durchsatz.</li>
	<li>Führen Sie Aufnahmen unter kontinuierlicher Überfusion mit vorgewärmten (35-37 °C) PSS17durch. Tragen Sie die Superfusion durch einen kleinen Schlauch auf, der auf das aufrechte Ziel des Mikroskops geklebt wurde, um ein kontinuierliches Abtropfen von PSS neben dem Objektiv auf das Muskelgewebe zu ermöglichen.</li>
	<li>Identifizieren Sie postkapillare Venulen (Zusammenfluss von zwei kleineren Gefäßen) und messen Sie die Mikrozirkulation an Venulen mit einem Durchmesser von 20-40 m.</li>
	<li>Zeichnen Sie hochauflösende Bilder der Mikrozirkulation aus dem Cremaster-Muskel in einem Zeitbereich von 30 s auf. Da es während der Aufnahme zu einer leichten Kontraktion und Entspannung des Muskelgewebes sein kann, stellen Sie sicher, dass Sie den Fokus kontinuierlich anpassen. In der Regel neigt die Maus dazu, eine stabile Zirkulation für etwa 2 Stunden zu zeigen. Es ist möglich, mehrere Aufnahmen von verschiedenen Schiffen aus verschiedenen Regionen zu erwerben. Ein oder beide Hoden können nachträglich verwendet werden. HINWEIS: Da dies ein Modell der Entzündung ist, sind häufige Wege der Induktion: systemische Anwendung Noder lokale skrotale Injektion von pro-inflammatorischen Mediatoren sowie Superfusion mit zum Beispiel N-Formylmethionyl-Leucyl-Phenylalanin (fMLP). Lokale TNF-A-Stimulation wird häufig verwendet, um Leukozytenrekrutierung auszulösen; LPS-induzierte Endotoxämie ist ein Modell der schweren systemischen Entzündung von SIRS.</li>
</ol>5. Leukozyten-Visualisierung
HINWEIS: Haftende und rollende Leukozyten sind ohne weitere Visualisierung leicht zu sehen. Um die Mittelliniengeschwindigkeit frei beweglicher Leukozyten zu bestimmen, führen Sie Differentialfärbungen durch.
<ol><li>Wenn eGFP-gekennzeichnete Mäuse verwendet werden, analysieren Sie sie direkt durch Fluoreszenzmikroskopie.</li>
	<li>Für nicht-eGFP beschriftete Mausstämme, verwenden Sie Rhodamine Färbung.<ol>
<li>Rhodam in 6G bei 0,2 mg/kg Körpergewicht verabreichen. Wiederholte Dosen können erforderlich sein, um ausreichende Färbeintensitäten zu erreichen. Achten Sie darauf, kleine Volumes beizubehalten, da größere Volumes hämodynamische Parameter beeinflussen können.</li>
		<li>Für die sofortige Färbung von Leukozyten, verabreichen Sie den Fleck über die Halsschlagader. Wenn keine Karotisarteriensektion durchgeführt wurde, kann eine ausreichende Färbung durch i.p. Anwendung mit der gleichen Dosis18erreicht werden. Als Alternative zur Karotisarterienkatheterisierung kann jede andere venöse Katheterisierung durchgeführt werden. HINWEIS: Beachten Sie, dass die Rhodamine-Färbung im Gegensatz zur eGFP-Kennzeichnung den Zeitlichenzerfall der Fluoreszenzintensität sowie ein Gesamtfärbemaximum von etwa 80 % der Leukozyten in höheren Konzentrationen aufweist.</li>
		<li>Visualisieren Sie frei bewegliche Rhodamine-gefärbte Leukozyten durch Fluoreszenzmikroskopie.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. Ende des Experiments
HINWEIS: Die geschätzte Gesamtzeit für die Ausführung dieses Protokolls sollte 90 – 150 Minuten betragen.
<ol><li>Beenden Sie das Experiment mit Euthanasie durch zervikale Dislokation.</li>
	<li>Für weitere Analysen, wie z.B. Transmigration, fixieren Sie den Cremaster-Muskel in PFA, während sie noch auf der Bühne gestreckt und für die Histologie nach Bedarf gefärbt sind.</li>
</ol>7. Offline-Analyse
<ol><li>Analysieren Sie die folgenden Parameter als einfache Zählungen während der Videowiedergabe.<ol>
<li>Berechnen des Rollflusses [Zahl/min]: Anzahl der Rollzellen, die eine imaginäre Linie/min passieren</li>
		<li>Berechnung der Haftung [Anzahl/mm2]: Anzahl der Zellen, die innerhalb des Sichtfeldes an der Gefäßwand kleben [ mm2].</li>
	</ol>
</li>
	<li>Messen Sie die folgenden hämodynamischen und mikrovaskulären Parameter werden mit ImageJ gemessen.<ol>
<li>Berechnen Sie den Gefäßdurchmesser [m] als Innenwanddurchmesser.</li>
		<li>Berechnen Sie die Gefäßlänge [m] als mittlere Linienlänge des Schiffes.</li>
		<li>Berechnen Sie <img alt="Mikrometer pro Sekunde Symbol [μm/s] zur Geschwindigkeitsmessung in wissenschaftlichen Gleichungen." src="/files/ftp_upload/60509/60509eq1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 1"> die Mittelliniengeschwindigkeit, die aus der Frame-to-Frame-Videoanalyse frei beweglicher Leukozyten in der Mittellinie ermittelt wird.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verwenden Sie die folgenden Gleichungen als Schätzung.<ol>
<li>Berechnen Sie die Gefäßoberfläche in [mm2]: Gefäßlänge [m] x Gefäßdurchmesser [m] x x 10-6.</li>
		<li>Berechnen Sie die <img alt="Analyse des statischen Gleichgewichts; ΣFx=0-Symbol; Konzept-Illustration; Physikunterricht." src="/files/ftp_upload/60509/60509eq2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 2"> Wandscherrate : 4,9 <img alt="Mikrometer pro Sekunde Symbol [μm/s] zur Geschwindigkeitsmessung in wissenschaftlichen Gleichungen." src="/files/ftp_upload/60509/60509eq1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 1"> x (8 x Mittelliniengeschwindigkeit x 0,625/Gefäßdurchmesser [m]).</li>
		<li>Berechnen Sie die <img alt="Mikrometer pro Sekunde Symbol [μm/s] zur Geschwindigkeitsmessung in wissenschaftlichen Gleichungen." src="/files/ftp_upload/60509/60509eq1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 1"> mittlere Durchblutungsgeschwindigkeit : Mittelliniengeschwindigkeit <img alt="Mikrometer pro Sekunde Symbol [μm/s] zur Geschwindigkeitsmessung in wissenschaftlichen Gleichungen." src="/files/ftp_upload/60509/60509eq1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 1"> x 0,625.</li>
		<li>Berechnen Sie den gesamten <img alt="Gleichung zur Darstellung der Geschwindigkeitsmessung in Zahleneinheiten pro Minute für die experimentelle Datenanalyse." src="/files/ftp_upload/60509/60509eq4.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 4"> Leukozytenfluss <img alt="Konzentrationsmessung in Zahleneinheiten pro Mikroliter [Anzahl/μL], die in Laborberechnungen verwendet wird." src="/files/ftp_upload/60509/60509eq5.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 5"> : systemische Leukozytenzahl x (mittlere Durchblutungsgeschwindigkeit <img alt="Mikrometer pro Sekunde Symbol [μm/s] zur Geschwindigkeitsmessung in wissenschaftlichen Gleichungen." src="/files/ftp_upload/60509/60509eq1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 1"> x 60/1000) x x <img alt="Formel zur Berechnung des Gefäßdurchmessers, Diagramm für die mikrovaskuläre Messung und Analyse." src="/files/ftp_upload/60509/60509eq6.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 6"> .</li>
		<li>Berechnen Sie die Walzstromfraktion [%]: Rollfluss/Gesamt-Leukozytenfluss x 100.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Ley, K., Laudanna, C., Cybulsky, M. I., Nourshargh, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Getting+to+the+site+of+inflammation%3A+the+leukocyte+adhesion+cascade+updated%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews.+Immunology%22%5BJournal%5D)">Getting to the site of inflammation: the leukocyte adhesion cascade updated.</a> Nature Reviews. Immunology. 7 (9), 678-689 (2007).</li>
<li>Zanardo, R. C. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+down-regulatable+E-selectin+ligand+is+functionally+important+for+PSGL-1-independent+leukocyte-endothelial+cell+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">A down-regulatable E-selectin ligand is functionally important for PSGL-1-independent leukocyte-endothelial cell interactions.</a> Blood. 104 (12), 3766-3773 (2004).</li>
<li>Woodfin, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ICAM-1-expressing+neutrophils+exhibit+enhanced+effector+functions+in+murine+models+of+endotoxemia%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">ICAM-1-expressing neutrophils exhibit enhanced effector functions in murine models of endotoxemia.</a> Blood. 127 (7), 898-907 (2016).</li>
<li>Frommhold, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RAGE+and+ICAM-1+cooperate+in+mediating+leukocyte+recruitment+during+acute+inflammation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">RAGE and ICAM-1 cooperate in mediating leukocyte recruitment during acute inflammation in vivo.</a> Blood. 116 (5), 841-849 (2010).</li>
<li>Braach, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RAGE+controls+activation+and+anti-inflammatory+signalling+of+protein+C%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">RAGE controls activation and anti-inflammatory signalling of protein C.</a> PloS One. 9 (2), 89422(2014).</li>
<li>Frommhold, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RAGE+and+ICAM-1+differentially+control+leukocyte+recruitment+during+acute+inflammation+in+a+stimulus-dependent+manner%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Immunology%22%5BJournal%5D)">RAGE and ICAM-1 differentially control leukocyte recruitment during acute inflammation in a stimulus-dependent manner.</a> BMC Immunology. 12 (1), 56(2011).</li>
<li>Braach, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anti-inflammatory+functions+of+protein+C+require+RAGE+and+ICAM-1+in+a+stimulus-dependent+manner%5BTitle%5D)+AND+%22Mediators+of+Inflammation%22%5BJournal%5D)">Anti-inflammatory functions of protein C require RAGE and ICAM-1 in a stimulus-dependent manner.</a> Mediators of Inflammation. 2014, 743678(2014).</li>
<li>Girbl, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+Compartmentalization+of+the+Chemokines+CXCL1+and+CXCL2+and+the+Atypical+Receptor+ACKR1+Determine+Discrete+Stages+of+Neutrophil+Diapedesis%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Distinct Compartmentalization of the Chemokines CXCL1 and CXCL2 and the Atypical Receptor ACKR1 Determine Discrete Stages of Neutrophil Diapedesis.</a> Immunity. 49 (6), 1062-1076 (2018).</li>
<li>Smith, M. L., Olson, T. S., Ley, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CXCR2-+and+E-selectin-induced+neutrophil+arrest+during+inflammation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">CXCR2- and E-selectin-induced neutrophil arrest during inflammation in vivo.</a> The Journal of Experimental Medicine. 200 (7), 935-939 (2004).</li>
<li>Emre, Y., Jemelin, S., Imhof, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+Neutrophils+and+Monocytes+in+Mesenteric+Veins+by+Intravital+Microscopy+on+Anaesthetized+Mice+in+Real+Time%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Imaging Neutrophils and Monocytes in Mesenteric Veins by Intravital Microscopy on Anaesthetized Mice in Real Time.</a> Journal of Visualized Experiments. (105), (2015).</li>
<li>Eriksson, E., Boykin, J. V., Pittman, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+for+in+vivo+microscopy+of+the+cutaneous+microcirculation+of+the+hairless+mouse+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Microvascular+Research%22%5BJournal%5D)">Method for in vivo microscopy of the cutaneous microcirculation of the hairless mouse ear.</a> Microvascular Research. 19 (3), 374-379 (1980).</li>
<li>von Andrian, U. H. Intravital microscopy of the peripheral lymph node microcirculation in mice. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3avon+Andrian%2C+UH+%22Microcirculation%22">Microcirculation</a>. 3 (3), New York, N.Y. 287-300 (1996).</li>
<li>Hudalla, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LPS-induced+maternal+inflammation+promotes+fetal+leukocyte+recruitment+and+prenatal+organ+infiltration+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Research%22%5BJournal%5D)">LPS-induced maternal inflammation promotes fetal leukocyte recruitment and prenatal organ infiltration in mice.</a> Pediatric Research. 84 (5), 757-764 (2018).</li>
<li>Grant, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+observation+ok+skeletal+muscle+blood+vessels+%28rat+cremaster%29%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Direct observation ok skeletal muscle blood vessels (rat cremaster).</a> The Journal of Physiology. 172 (1), 123-137 (1964).</li>
<li>Thiele, J. R., Goerendt, K., Stark, G. B., Eisenhardt, S. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+digital+imaging+of+leukocyte-endothelial+interaction+in+ischemia-reperfusion+injury+%28IRI%29+of+the+rat+cremaster+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Real-time digital imaging of leukocyte-endothelial interaction in ischemia-reperfusion injury (IRI) of the rat cremaster muscle.</a> Journal of Visualized Experiments. (66), e3973(2012).</li>
<li>Kranig, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dystrophin+deficiency+promotes+leukocyte+recruitment+in+mdx+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Research%22%5BJournal%5D)">Dystrophin deficiency promotes leukocyte recruitment in mdx mice.</a> Pediatric Research. 11, 4457(2019).</li>
<li>Bagher, P., Segal, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mouse+cremaster+muscle+preparation+for+intravital+imaging+of+the+microcirculation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">The mouse cremaster muscle preparation for intravital imaging of the microcirculation.</a> Journal of Visualized Experiments. (52), e2874(2011).</li>
<li>Reichenbach, Z. W., Li, H., Gaughan, J. P., Elliott, M., Tuma, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IV+and+IP+administration+of+rhodamine+in+visualization+of+WBC-BBB+interactions+in+cerebral+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy+Research+and+Technique%22%5BJournal%5D)">IV and IP administration of rhodamine in visualization of WBC-BBB interactions in cerebral vessels.</a> Microscopy Research and Technique. 78 (10), 894-899 (2015).</li>
<li>Secklehner, J., Lo Celso, C., Carlin, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+microscopy+in+historic+and+contemporary+immunology%5BTitle%5D)+AND+%22Immunology+and+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Intravital microscopy in historic and contemporary immunology.</a> Immunology and Cell Biology. 95 (6), 506-513 (2017).</li>
<li>Nussbaum, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophil+and+endothelial+adhesive+function+during+human+fetal+ontogeny%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Leukocyte+Biology%22%5BJournal%5D)">Neutrophil and endothelial adhesive function during human fetal ontogeny.</a> Journal of Leukocyte Biology. 93 (2), 175-184 (2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

IVM als Methode wurde weit verbreitet verwendet, um verschiedene Zelltypen in verschiedenen Organen zu studieren und wurde ausführlich beschrieben und diskutiert19. Das Hauptziel dieser Studie ist es, einen effizienten Ansatz zu bieten, um IVM im Cremaster-Muskel einzurichten und durchzuführen. Das Üben der Methode führt zu zuverlässigen und reproduzierbaren Ergebnissen. Daher sind Planung und Standardisierung Schlüsselfaktoren, um die Technik zu beherrschen. Vor allem ist die Technik sehr abhängi...

Intravital-Mikroskopie (IVM) ist ein häufig angewandtes Werkzeug auf dem Gebiet der Leukozytenbiologie. Leukozyten Rekrutierung folgt einer Kaskade von genau definierten Ereignissen durch Leukozyten-Capture, Rollen und Adhäsion an der Endothelwand initiiert, und schließlich Transmigration und Extravasation von Leukozyten an die tatsächliche Stelle der Entzündung1. Jeder Schritt wird durch verschiedene Chemokine (z.B. IL-8/CXCL8), Rezeptoren (z.B. LFA-1, Mac-1) und entsprechenden Endothelzelladhäsionsmolekülen (z.B. ICAM-1, VCAM-1 und E-Selectin)2,3. Die Wechselwirkung verschiedener regulatorischer Standorte, Steuerungsfaktoren und Mediatoren der Leukozytenrekrutierungskaskade wie Rezeptor fortschrittlicher Glykationsendprodukte (RAGE), interzelluläres Adhäsionsmolekül 1 (ICAM-1), C-X-C-Motivliganden (CXCL)1/2 und deren Rezeptor CXCR2 wurden mit IVM4,5,6,7,8,9.
Die Methode der IVM wurde für viele verschiedene Organe und Gewebe wie der Darm10, Haut11, Lymphknoten12, der embryonale Dottersack13 und andere beschrieben. Die am weitesten untersuchte Methode von IVM ist jedoch das Cremaster-Modell, das zuerst in Ratten14beschrieben wurde. Während noch bei Ratten15verwendet, wird die Methode heutzutage vor allem bei Mäusen aufgrund der hohen Fülle von verschiedenen transgenen Linien angewendet. Unsere Gruppe hat vor kurzem die mögliche Rolle von Cremaster IVM auf dem Gebiet der entzündlichen Muscolopathien wie Duchenne Muskeldystrophie (DMD) Untersuchung dystrophin-deficient mdx Mäuse16hervorgehoben. Aufgrund seiner dünnen verwobenen und leicht zugänglichen Faserzusammensetzung stellt der Cremaster-Muskel den idealen Kandidatenmuskel dar, der als Gesamtberg mittels Licht- oder Fluoreszenzmikroskopie untersucht werden kann. Leukozytenrekrutierung und Extravasation finden hauptsächlich in postkapillaren Venulen statt, die leicht auf einer kontinuierlichen Muskelschicht im Cremaster-Muskel identifiziert werden können.
Der Vorteil der In-vivo-Bildgebung im Vergleich zu anderen In-vitro-Assays ist ihr biologischer Kontext in einem lebenden Organismus. Gleichzeitig kann die Abgrenzung zellspezifischer Beiträge zur veränderten Leukozytenrekrutierung zusätzliche In-vitro-Modelle wie Strömungskammern oder endotheliale Assays erfordern. Die Kombination mehrerer Methoden liefert überzeugende Daten. Wissenschaftler sollten sich der Einschränkungen des Cremaster-Modells bewusst sein, da jede chirurgische Manipulation zu einem verstärkten Leukozytenhandel und Rekrutierung führen wird. Daher ist die Einstellung von Baselinen mit dieser Methode schwer abzuschätzen. Trotz seiner breiten Anwendung kann IVM des Cremasters eine Herausforderung sein und ein neuartiges Setup kann Zeit und Ressourcen in Anspruch nehmen. Wir stellen jetzt ein einfaches Protokoll zur Verfügung, das dazu beitragen wird, einige der häufigsten Fehler in IVM zu vermeiden. Außerdem werden Einschränkungen diskutiert und gegebenenfalls kostenlose Methoden hervorgehoben.
IVM des Cremasters stellt einen idealen Ansatz dar, der im Bereich der entzündlichen und infektiösen Studien umgesetzt werden kann. Genauer gesagt, kann das Cremaster-Modell von hohem Interesse für Wissenschaftler sein, die Skelettmuskelbiologie im Kontext von entzündlichen Erkrankungen studieren.

<table><tbody><tr><td>Material</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketanest S</td><td>Pfizer Pharma GmbH</td><td>PZN: 08509909</td><td>Anästhesie. Generika / IUPAC Bezeichnung: Ketamin</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>CP-Pharma GmbH</td><td>Artikel-Nr.: 1205&nbsp;</td><td>Anästhesie. Generikum / IUPAC Name: Xylazin (als Hidrochlorid)</td></tr><tr><td>Kochsalzlösung</td><td>B. Braun Melsungen&nbsp;</td><td>PZN 02737756</td><td>chirurgische Vorbereitung. Generikum / IUPAC Bezeichnung: Natriumchlorid</td></tr><tr><td>Spritzennadel Omnican F</td><td>B. Braun Melsungen&nbsp;</td><td>REF 9161502</td><td>chirurgische Vorbereitung&nbsp;</td></tr><tr><td>Naht 6/0 USP</td><td>Resorba</td><td>REF 4217</td><td>chirurgische Vorbereitung&nbsp;</td></tr><tr><td>Polyethylen-Tube #10&nbsp;</td><td>BD GmbH</td><td>Lieferanten-Nr. 427401</td><td>chirurgische Präparat&nbsp;</td></tr><tr><td>Polyethylen-Tube #90&nbsp;</td><td>BD GmbH</td><td>Lieferanten-Nr. 427421</td><td>chirurgische Präparate&nbsp;</td></tr><tr><td>Rhodamin 6G</td><td>Sigma-Aldrich Chemie GmbH</td><td>CAS-Nummer 989-38-8&nbsp;</td><td>Leukozyten-Färbung. Generisches / IUPAC Name: Ethyl-2-[3-(ethylamino)-6-ethylimino-2,7-dimethylxanthen-9-yl]benzoat</td></tr><tr><td>Setup Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Upright mikroskop&nbsp;</td><td>Olympus&nbsp;</td><td>BX51W1</td><td></td></tr><tr><td>40-fach Objektiv</td> für Mikroskopie<td>Zeiss</td><td>Achroplan 40 & /0,80 W</td><td>Mikroskopie</td></tr><tr><td>ImSpector Software</td><td>Lavision Biotec GmbH</td><td>Ver. 4.0.469</td><td>Software</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>National Institute of Health, USA</td><td>Ver. 1.51J8</td><td>Software</td></tr></tbody></table>

leukozyten-infiltration von cremaster-muskeln bei mäusen bewertet durch intravital-mikroskopie

Leukocyte Infiltration of Cremaster Muscle in Mice Assessed by Intravital Microscopy

Intravital-Mikroskopie (IVM) ist weit verbreitet, um physiologische und pathophysiologische Prozesse innerhalb der Leukozyten-Rekrutierungskaskade in vivo zu überwachen. Das aktuelle Protokoll stellt eine praktische und reproduzierbare Methode dar, um die Leukozyten-Endothel-Wechselwirkung zu visualisieren, die zu einer Leukozytenrekrutierung im skelettierten Muskelgewebe innerhalb des intakten Organismus der Maus führt. Das Modell gilt für alle Forschungsbereiche, die sich auf die Granulozytenaktivierung und ihre Rolle bei Krankheiten konzentrieren.
Wir bieten ein Schritt-für-Schritt-Protokoll, um die Methode zu durchführen und mögliche Fallstricke und technische Schwierigkeiten aufzuzeigen. Das Protokoll behandelt folgende Aspekte: experimentelle Einstellungen und benötigtes Material, Anästhesie der Maus, Zerlegung des Cremastermuskels sowie Tracheal- und Karotiskannulation, IVM-Aufnahmen und Offline-Analyse. Datenformate wie haftende Leukozyten, Rolling Flux (RF) und Rolling Flux Fraction (RFF) werden ausführlich erläutert und entsprechende Anwendungen diskutiert. Repräsentative Ergebnisse von Dystrophin-Mangel mdx Mäuse nd werden im Ergebnisbereich zur Verfügung gestellt.
IVM ist ein leistungsfähiges Instrument zur Bewertung der Leukozytenrekrutierung in einem In-vivo-Umfeld; Die Abgrenzung z.B. der Endothel- und Leukozytenfunktion kann jedoch eine Kombination mit ex vivo-Setups wie Strömungskammerexperimenten erfordern. Darüber hinaus kann der genetische Hintergrund von Tieren von Interesse die Einstellung von Baselinen stark beeinflussen, was eine individuelle Feinabstimmung des vorgelegten Protokolls erfordert. Trotz seiner Einschränkungen kann IVM als Plattform dienen, um In-vitro-Befunde leicht in einen lebenden Wirbeltierorganismus zu übersetzen.

IVM nach dem bereitgestellten Protokoll liefert einzigartige Einblicke in die Kaskade der Leukozytenrekrutierung im Skelettmuskel. Der Ergebnisabschnitt konzentriert sich auf typische Ergebnisse von IVM und hebt potenzielle Probleme auf, die auftreten können.
Der Versuchsaufbau für die intravitale Mikroskopie ist in Abbildung 1dargestellt. Die Vorbereitung des Cremaster-Muskels und die Entfernung des Bindegewebes ist entscheidend, um fokussierte mikroskopische Bil...

Hier zeigen wir, wie man eine intravitale Mikroskopie auf postkapillaren Venulen des Maus-Cremaster-Muskels durchführt. Häufig angewendet auf verschiedene Modelle von Entzündungen und Sepsis, insbesondere solche, die durch Chemokine und Zytokine induziert werden, heben wir ihre Relevanz in der Untersuchung von Muskopathien mit übertriebener Muskel-Leukozyten-Infiltration hervor.

Leukozyten-Infiltration von Cremaster-Muskeln bei Mäusen bewertet durch Intravital-Mikroskopie

Intravital microscopy (IVM) is widely used to monitor physiological and pathophysiological processes within the leukocyte recruitment cascade in vivo. The ...

Diese praktische und reproduzierbare Methode kann verwendet werden, um die Endothelleukozyten-Wechselwirkungen zu visualisieren, die zu einer Leukozytenrekrutierung innerhalb einer intakten Maus führen. Diese Technik stellt auch ein leistungsfähiges Werkzeug zur Überwachung physiologischer und pathophysiologischer Prozesse innerhalb der Leukozytenrekrutierungskaskade in vivo dar. Die Methode kann in verschiedenen entzündlichen und septischen Modellen angewendet werden.Zum Beispiel haben wir vor kurzem seine Relevanz in der Studie von Muskulaturen mit übertriebener Muskel-Leukozyten-Infiltration hervorgehoben. Unser Vorschlag an andere Wissenschaftler, die erwägen, diese Technik zu verwenden, ist, so viel praktische Erfahrung wie möglich zu erhalten, da die Methode sehr anfällig für geringfügige Abweichungen ist. Demonstriert wird das Verfahren von Simon Kranig, einem Arzt und leitenden Wissenschaftler aus meinem Labor.Nach der Bestätigung eines Mangels an Reaktion auf Zehenkneifen im anästhesierten Versuchstier, fixieren Sie die Maus in einer dorsalen Liegeposition auf einem 37 Grad Celsius Heizpad und verwenden Sie eine nicht resorbierbare sterile 6-0 Naht, um eine einfache Schleife um die Frontalzähne zu wickeln. Kleben Sie die Verbindungsenden der Naht an das Heizkissen und verwenden Sie eine Pinzette, um die Haut an der Mittellinie sanft zu heben. Als nächstes machen Sie einen kreisförmigen Ein- bis zwei Zentimeter Durchmesser Schnitt über den Hals und oberen Thorax und verwenden Pinzette, um sorgfältig die umgebenden Muskel- und Fett- und Bindegewebe zu sezieren.Legen Sie eine Naht unter die Luftröhre. Verwenden Sie eine kleine chirurgische Schere, um einen ca. 1,3 Millimeter quer in die Luftröhre geschnitten zu machen und führen Sie ein Polyethylenrohr in das kaudale Ende der Luftröhre ein, um die oberen Atemwege zu sichern. Fixieren Sie das Rohr mit einer einzigen kreisförmigen Knoten Naht und lokalisieren Sie die Halsschlagader entlang der rechten Seite der Luftröhre.Sezieren Sie das umgebende Gewebe von der Halsschlagaderwand und passieren Sie zwei Stücke der Naht unter der Arterie. Binden Sie die erste Schädelnaht proximal an die Bifurkation der Karotisarterien und positionieren Sie die zweite Naht etwa fünf bis acht Millimeter distal von der ersten Naht ohne Bindung. Als nächstes befestigen Sie ein 30-Zentimeter-Stück Polyethylenschläuche an einer mit Einer Milliliter-Spritze gefüllten Spritzennadel und klemmen Sie die Halsschlagader mit einem sieben Millimeter langen Gefäßclip distal an die zweite Naht.Machen Sie einen ca. 0,5 Millimeter quer geschnittenen in der Halsschlagader und führen Sie das sterile Polyethylenrohr in die Arterie ein. Sichern Sie das Rohr mit der zweiten Naht und entfernen Sie den Behälterclip. Drücken Sie dann vorsichtig den Spritzenkolben, um Dies in das Gefäß zu spülen.Um den Cremaster-Muskel vorzubereiten, übertragen Sie die Maus auf einen maßgeschneiderten Kunststoff-Mikroskoprahmen mit dem Hodensack zur Mikroskopstufe und greifen Sie den Hodensack an seinem distalsten Ende mit einer Pinzette vorsichtig. Ziehen Sie den Hodensack sanft, entfernen Sie einen kreisförmigen Abschnitt von etwa fünf MillimeterDurchmesser der skrotalen Haut halten das offene Gewebe gut hydratisiert mit Saline. Verwenden Sie zwei Pinzette, um das lose Bindegewebe zu sezieren und beide Hoden zu lokalisieren.Greifen Sie einen Testis distally und sanft beginnen, das Fortpflanzungsgewebe entfernen alle umgebenden Bindegewebe Schritt für Schritt. Sobald der Hoden exzessiver geworden ist, fixieren Sie das distale Ende des Gewebes an den Gummiring, der das Stadium umgibt, und hydratisieren Sie das Gewebe mit Einer Saline. Als nächstes entfernen Sie vorsichtig das Bindegewebe, ohne den darunter liegenden Cremaster-Muskel zu schädigen.Es ist wichtig, das gesamte Bindegewebe zu entfernen, was zu verschwommenen Bildern führen würde, ohne den zugrunde liegenden Cremaster-Muskel zu schädigen. Wenn das gesamte Gewebe entfernt wurde, machen Sie einen einen Millimeter Querschnitt, um den Cremaster-Muskel zu öffnen, bevor Sie einen Längsschnitt vom sehr distalen bis zum proximalen Ende des Gewebes machen. Der Muskel sollte sich sphärisch öffnen.Verteilen Sie den Muskel vorsichtig über die Glasbühne und heften Sie den Muskel an den Gummiring, wobei darauf geachtet wird, den zentralen Bereich des Gewebes nicht zu berühren oder zu schädigen. Dann heften Sie die restlichen Hoden an die Seite, um Den Zugang zu der Region von Interesse zu geben und hydratisieren Sie das Gewebe mit PSS. Zur intravitalen Visualisierung der Muskelvaskulatur legen Sie den montierten Cremaster-Muskel in das aufrechte Mikroskop und wählen Sie das 40X-Objektiv aus.Führen Sie die Aufnahmen unter kontinuierlicher Superfusion mit 35 bis 37 Grad Celsius PSS durch ein Stück kleiner Schläuche durch, die auf das aufrechte Ziel des Mikroskops geklebt wurden, um ein kontinuierliches Abtropfen von PSS neben dem Objektiv auf den Muskel und das Gewebe zu ermöglichen. Identifizieren Sie die postkapillaren Venules. Messen Sie die Mikrozirkulation an Venulen mit einem Durchmesser von 20 bis 40 Mikrometern.Dann nehmen Sie hochauflösende Bilder der Mikrozirkulation aus dem Cremaster-Muskel über einen 30-Sekunden-Zeitraum kontinuierlich Anpassung des Fokus aufgrund von leichten Veränderungen in der Kontraktion und Entspannung des Muskelgewebes auf. Überschüssiges Bindegewebe kann zu verschwommenen mikroskopischen Bildern führen. In diesem repräsentativen mikroskopischen Bild können die postkapillaren Venulen, die zwischen 20 und 40 Mikrometer Durchmesser haben sollten, durch den Zusammenfluss von zwei kleineren Gefäßen identifiziert werden.Anhühlunglerundige und rollende Leukozyten können visualisiert werden, während zirkulierende Leukozyten nur in Zeitlupenwiedergabe von aufgenommenen Videos verfolgt werden dürfen. Eine Vielzahl von Parametern kann die Leukozytenrekrutierung in vivo beeinflussen, einschließlich der Herzleistung, des Gefäßdurchmessers, der Mittelliniengeschwindigkeit, der Wandscherrate und der Anzahl der zirkulierenden Leukozyten. Beachten Sie, dass die Mittelliniengeschwindigkeit durch Herzleistung, periphere Gefäßresistenz und Intravasalvolumen beeinflusst wird.Zum Beispiel erhöht ein großes Volumen von Rhodamine oder einer anderen experimentellen Substanz, die über den Karotiskatheter gegeben wird, die postkapillare Mittellinie geschwindigkeit und hemmt Die Leukozytenaufnahme und das Walzen. Im Gegenteil, Herzinsuffizienz, tiefe Anästhesie oder Unterkühlung können den postkapillaren Fluss verringern. Zur Bestimmung der Mittelliniengeschwindigkeit können frei zirkulierende fluoreszierende Leukozyten verwendet werden oder die Leukozyten müssen mit fluoreszierenden Reagenzien wie Rhodamine gefärbt werden.Beachten Sie, dass Wildtypstämme physiologische Varianz aufweisen können. Beispielsweise zeigen C57BL/6-Mäuse im Vergleich zu C57BL/10ScSn-Tieren deutlich verbessertes Leukozytenwalzen, Adhäsion und Transmigration. Die Planungs- und Standardisierungsphasen sind wichtig für die Beherrschung der Technik, insbesondere bei der Vorbereitung von Cremaster-Muskeln für die Mikroskopie.Andere Methoden zur Visualisierung der Leukozytenrekrutierung können durchgeführt werden, um zusätzliche Informationen zu liefern und den individuellen Beitrag von Leukozyten und Endothelzellen zur Rekrutierungskaskade zu sezieren. Diese Technik bietet eine Plattform für die präklinische Bewertung von pharmakologischen Meditierenden und neuartigen immunmodulatorischen Substanzen.

leukocyte-infiltration-cremaster-muscle-mice-assessed-intravital

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Ein Gewebe Vorbereitung ist für die Visualisierung und experimentelle Manipulation des Lebendigen Mikrozirkulation beschrieben. In narkotisierten männlichen Mäusen ist die dünne, stark vaskularisierten M. cremaster für Intravitalmikroskopie zu mikrovaskulären Netzwerken, einschließlich Arteriolen, Kapillaren und Venolen Studie vorbereitet. Die Zubereitung ist leicht für Ratten und Hamstern angepasst.

Die Maus Cremaster Muscle Vorbereitung Intravital Imaging der Mikrozirkulation

Wir beschreiben ein Protokoll von Hellfeld Intravitalmikroskopie zur Messung dynamischer Neutrophilen-Endothel-Zell-Interaktionen während der neutrophilen Granulozyten Rekrutierung in Reaktion auf die Quelle eines neutrophilen Lockstoff in vivo. Neutrophile intraluminale Krabbeln, transendotheliale Migration und Chemotaxis in Maus cremaster Muskelgewebe visualisiert mit Zeitraffer-Video Fotografie und verfolgt mit ImageJ.

Tracking-Neutrophil Intraluminale Crawling, transendotheliale Migration und Chemotaxis in Tissue durch Intravital Video-Mikroskopie

Digitale intravitalen Epifluoreszenzmikroskopie von postkapillären Venolen in der cremasterica Mikrozirkulation ist eine bequeme Methode, um Einblicke in die Leukozyten-Endothel Interaktion zu...

Real-time Digital Imaging von Leukozyten-Endothel-Interaktion in der Ischämie-Reperfusionsschaden (IRI) der Ratte Cremastermuskel

Hier berichten wir über eine experimentelle Technik der Fluoreszenz-Intravitalmikroskopie um heterotypische Thrombozyten-Neutrophilen-Interaktionen auf dem aktivierten Endothel während der vaskulären Entzündungen und Thrombusbildung in lebenden Mäusen sichtbar zu machen. Diese mikroskopische Technik wird wertvoll sein, um die molekularen Mechanismen der vaskulären Erkrankungen zu studieren und pharmakologische Mittel unter pathophysiologischen Bedingungen zu testen.

Real-time Imaging der heterotypische Platelet-Neutrophilen-Interaktionen auf aktiviertem Endothel Während Vascular Entzündung und Thrombusbildung in lebenden Mäusen

Intravitalmikroskopie der Maus M. cremaster Mikrozirkulation bietet eine einzigartige und in-vivo-Modell für die Analyse von peripheren Knochenmark-Stammzellen Migration gut standardisiert.

Intravitalmikroskopie der Mikrozirkulation in der Maus Cremaster-Muskel für die Analyse der peripheren Stammzell Migration

Diese vereinfachte Anwendung der Intravitalmikroskopie von Mesenterialvenen bei Mäusen kann in verschiedenen Entzündungsmodellen verwendet werden, um Leukozyten-Endothel- und Thrombozyten-Leukozyten-Wechselwirkungen zu beobachten.

Intravitalmikroskopie der Leukozyten-Endothel und Plättchen-Leukozyten-Wechselwirkungen in Mesenterialvenen in Mice

Wir beschreiben ein Protokoll zur Überwachung des Verhaltens von Neutrophilen und Monozyten in Mesenterialvenen unter stationären und entzündlichen Bedingungen mittels intravitaler konfokaler Mikroskopie an anästhesierten Mäusen.

Abbilden Neutrophilen und Monozyten in Mesenterialvenen von Intravitalmikroskopie an narkotisierten Ratten in Echtzeit

Hier beschreiben wir einen Lichtbogen-Mikroskop-Ansatz, um das Herz-CD45 + -Leukozyten-Infiltrat in einem murinen Modell der aseptischen fulminanten Myokarditis zu visualisieren, das durch die intratracheale Diphtherie-Toxin-Behandlung von CD11.DTR-Mäusen induziert wird.

Quantitative Visualisierung von Leukozyten-Infiltrat in einem Murin-Modell der Fulminant-Myokarditis durch Licht-Blatt-Mikroskopie

Wir beschreiben eine Methode zur Visualisierung von GFP-markierten IELs mit intravitaler Bildgebung des murinen Dünndarms durch invertierte Konfokalmikroskopie der Spinnscheibe. Diese Technik ermöglicht die Verfolgung von lebenden Zellen innerhalb der Schleimhaut für bis zu 4 h und kann verwendet werden, um eine Vielzahl von darmen immun-epitheliale Wechselwirkungen zu untersuchen.

Intravitale Bildgebung von intraepitheliale Lymphozyten im murinen Dünndarm

Die Rekrutierung von Leukozyten und Blutplättchen stellt eine wesentliche Komponente dar, die für das effektive Wachstum von Kollateralarterien während der Arteriogenese notwendig ist. Die Multiphotonenmikroskopie ist ein effizientes Werkzeug zur Verfolgung der Zelldynamik mit hoher räumlicher und zeitlicher Auflösung in vivo und geringerer Phototoxizität, um die Rekrutierung und Extravasation von Leukozyten während der Arteriogenese zu untersuchen.

Multiphotonen-Intravital-Bildgebung zur Überwachung der Leukozytenrekrutierung während der Arteriogenese in einem murinen Hintergliedmaßenmodell

Die In-vivo-Bildgebung der Gelenke ist eine wertvolle Technik, um das Migrationsverhalten der Leukozyten und die molekulare Dynamik in den entzündeten Gelenken aufzudecken. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll für die in vivo Bildgebende der Gelenke mit einem Mausmodell der Typ-II-Kollagen-induzierten Arthritis (CIA) vor.

Im lebenden Organismus Die Bildgebung deckt das Wanderverhalten der Leukozyten in den Gelenken auf

Erfahren Sie die Intravital-Mikroskopie zur Untersuchung von Leukozyten-Endothel-Interaktionen in der Cremaster-Muskulatur von Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Echtzeit-Visualisierung entzündlicher Prozesse in vivo.

Leukozyten-Infiltration von Cremaster-Muskeln bei Mäusen bewertet durch Intravital-Mikroskopie

Weitere Videos entdecken