Risikogefährdete Programme zur Vermehrung von Schmetterlingen, um das Wissen um die Lebensgeschichte und effektive Ex-Situ-Konservierungstechniken zu verbessern

Diese Methode stellt einen Teil eines größeren Ex-situ-Konservierungszuchtprotokolls dar, das für die Labormassenproduktion von gefährdeten Schmetterlingen verwendet wird. Es zeigt, wie grundlegende Haltungsmethoden für die wissenschaftliche Forschung angepasst werden können, um wichtige Verhaltens-, Lebens- oder ökologische Datenlücken zu beheben. Die spezifischen Methoden zur Beurteilung der Larvenentwicklungszeit und der Anzahl der Larvenstadien haben eine breite Anwendbarkeit auf andere Zucht- oder Forschungsprogramme zur Schmetterlingskonservierung.

Diese Technik ist ein effektiver Ansatz, um die Lebensverlaufsmetriken eines gefährdeten Schmetterlings wie die Anzahl der Larveninsterne, die Dauer der Entwicklungsstadien und die Größe aller Lebensphasen zu dokumentieren. Wir haben unser Protokoll optimiert, so dass Produktivität und Effizienz im Labor gesteigert werden können, was besonders wichtig ist, wenn Daten in kurzer Zeit gesammelt werden. Diese Methode erfordert Geschicklichkeit und Liebe zum Detail, um Schäden des Organismus zu vermeiden, da Schmetterlingslarven besonders als Neonate sehr klein sind.

Demonstriert wird das Verfahren von Jacob Hornfeldt, einem Studenten unseres Labors. Um zu beginnen, verwenden Sie einen kleinen Kamel Haar Aquarell Pinsel sorgfältig zu bewegen und zu isolieren eine einzelne Larve und legen Sie es unter einem Sezieren Mikroskop in einer Petrischale. Tauchen Sie ein einzelnes Haar des Insektenstifts in ungiftige leuchtende Farbe von kontrastierender Farbe zu der der Larve, und legen Sie vorsichtig einen kleinen Tropfen Farbe auf der Rückseite der Larve.

Nach 30 Sekunden trocknet die Farbe. Mit Hilfe eines kleinen Kamelhaar-Aquarellpinsels, legen Sie jede einzelne Larve in ihre eigene zwei Unzen klare Kunststoff Portion Tasse enthält etwa ein bis drei kleine Blätter von frischem Terminal-Host-Material, und schreiben Sie eine einzigartige Kennung auf die Tasse und Deckel. Den Deckel fest befesten.

Überprüfen Sie jede Larve täglich sorgfältig. Mit Zangen entfernen Sie die Blätter und legen Sie sie auf eine weiße Oberfläche. Prüfen Sie den Becher und den klaren Deckel.

Untersuchen Sie die Blätter unter einem Sezieren des Mikroskops auf das Vorhandensein von Larvenexuviaund und Kopfkapseln. Wenn ein Larvenexuvia beobachtet wird, entfernen Sie es aus der Tasse und legen Sie es in eine Durchstechflasche, die mit 0,2 Mikroliter Glycerin gefüllt ist. Beschriften Sie die Oberseite des Deckels und die Seite mit der Larvennummer, dem Datum des Molts und der Kopfkapsel.

Legen Sie die Larvenexuvia und die zugehörige Kopfkapsel in einen durchsichtigen Plastikportionsbecherdeckel und legen Sie ein paar Tropfen Ethanol hinein. Beobachten Sie die Larvenexuvia unter einem Sezierendes Mikroskop. Wenn die Larvenkopfkapsel bereits vom Exuvia getrennt ist, legen Sie einen Tropfen Glycerin auf die Spitze der spitzen entymologischen Zange und berühren Sie sanft die Kopfkapsel zum Glycerin.

Legen Sie die Kopfkapsel in das zugehörige Mikrozentrifugenrohr. Wenn die Kopfkapsel noch an der Larvenexuvia befestigt ist, verwenden Sie spitze Zangen und einen Insektenstift, um die Kopfkapsel von der Larvenexuvia zu trennen. Sobald es getrennt ist, verwenden Sie die Glycerin-Technik, um die Kopfkapsel aufzunehmen.

Nach jedem Molt die Larven neu lackieren und die Molt-Datteln aufzeichnen. Verwenden Sie jeden Tag digitale Bremssättel, um die gesamte Körperlänge vom Kopf bis zum letzten Bauchsegment jeder Larve zu messen. Nehmen Sie drei Messungen vor und erfassen Sie den Durchschnitt der drei zusammen mit Datum und Uhrzeit.

Überprüfen Sie den entsprechenden Kunststoffbecher, um sicherzustellen, dass keine Form darin ist. Entfernen Sie alle Frass und alten Host-Trümmer und fügen Sie frisches Host-Material nach Bedarf hinzu. Bringen Sie die Larve in den Becher zurück.

Halten Sie die Becher unter Labortemperatur zwischen 27 und 32 Grad Celsius für eine optimale Larvenaktivität und -entwicklung. Halten Sie den Zustand, bis alle Larven ihren letzten Instar erreichen und beginnen Sie die Vorbereitungsphase. Wenn Larven aufhören zu füttern, drehen Sie eine einheitliche stumpfgrün-braune Farbe, verlieren ihre Chevrons, und oft wandern sie vom Wirt, legen Sie ein kleines Stück Wellpappe in den Becher.

Sobald jede Larve vollständig verpupont hat, messen Sie ihre Gesamtlänge und erfassen Sie das Datum der Verpupation. Dies ist der letzte Molt jedes Einzelnen. Überprüfen Sie die Pupae täglich.

Wenn sie zu Schmetterlingen herangewachsen sind, verwenden Sie Zangen, um den erwachsenen Schmetterling zu halten und sanft auf die Flügel zu blasen, um die Oberflächenfarbe des oberen Flügels zu offenbaren. Männchen scheinen blau über den Flügeln zu haben und Weibchen haben blau und einen orangefarbenen Augenfleck auf dem Hinterflügel reduziert. Zeichnen Sie das Eclosionsdatum und das Geschlecht jedes resultierenden erwachsenen Schmetterlings auf.

Um die Flügelakkordlänge jedes Schmetterlings zu messen, halten Sie den Schmetterling vorsichtig mit Zangen und verwenden Sie digitale Bremssättel. Falls der Schmetterling zu aktiv ist, um gemessen zu werden, legen Sie ihn 30 Sekunden oder weniger in einen Kühlschrank und versuchen Sie es erneut. Dieses Protokoll ermöglichte gezielte Forschung und umfangreiche Datenerhebung zu zahlreichen wichtigen Datenlücken, die wichtig sind, um die besten Laborzucht- und Haltungspraktiken zu verbessern.

Hier sind die vier Kopfkapseln für eine Person gesammelt. Die Mehrheit der Larven hatte vier Molts mit jedem unreifen Lebensstadium weniger als fünf Tage. Weibchen entwickelten sich in der Regel schneller in allen unreifen Stadien im Vergleich zu Männern.

Obwohl dies mit einem p-Wert von 0,625 kein signifikanter Effekt war. Dieser Schritt ist sehr akribisch, vor allem, wenn Larven frisch geschlüpft eisten Neonate sind. Es ist wichtig, sich daran zu erinnern, während dieses Schritts ein Mikroskop zu verwenden, um sicherzustellen, dass die Farbe an der entsprechenden Stelle auf der Rückseite der Raupe aufgetragen wird.

Diese Methoden können erweitert werden, um die Überlebensraten der Entwicklungsstufe, die unterschiedliche Leistung auf mehreren Larvenhosts zu bewerten und Forschern dabei zu helfen, Daten aus dem Feld besser zu interpretieren. Diese einfache Methode zeigt, wie mit ein wenig Planung grundlegende Organismen Haltungspraktiken leicht für die wissenschaftliche Forschung angepasst werden können. Die Ergebnisse können dann verwendet werden, um Ex-situ-Methoden zu informieren und möglicherweise anzupassen, um den Erfolg zu steigern.