Name: Einsatz der mikroskaligen Thermophorese zur Messung von Protein-Lipid-Wechselwirkungen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-10T12:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 45 s
Description: Erfahren Sie die mikroskalige Thermophorese zur Messung von Protein-Lipid-Wechselwirkungen mit Vam7 und Phosphatidsäure. Diese Methode ermöglicht schnelle, kostengünstige KD-Bestimmungen für die frühe pharmazeutische Entwicklung.

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Diese Forschung wurde durch ein Stipendium der National Science Foundation (MCB 1818310) an RAF unterstützt. Diese Arbeit wurde zum Teil von der Chemical Biology Core Facility/Protein Crystallography Unit am H. Lee Moffitt Cancer Center (NIH/NCI: P30-CA076292) unterstützt.

1. Vorbereitung der Materialien
<ol><li>Herstellung von phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS): 137 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 10 mM NaH2PO4 und 2 mM KH2PO4, pH 7,41.</li>
	<li>Bereiten Sie NTA-Atto 647 N Farbstoff vor. Verdünnen Sie den NTA-Atto 647 N-Farbstoff auf 100 nM von einer 100%igen DMSO-Lösung in PBS ohne Tween.</li>
	<li>Express Vam7-His8 – Protein als Fusionsprotein in E. coli und Reinigung mittels Ni-NTA und Größenausschlusschromatographie8.</li>
	<li>Titrieren Sie den Analyten im PBS-Puffer. Wenn sich der Analyt in einem anderen Puffer befindet, ist der markierte MST nicht besonders empfindlich gegenüber geringfügigen Pufferunterschieden von Molekülen wie DMSO, es sei denn, der Gehalt des Analytpuffers interagiert mit dem markierten Protein.</li>
</ol>2. Vorbereitung des MST-Geräts
<ol><li>Schalten Sie den Netzschalter auf der Rückseite des Geräts ein.</li>
	<li>Öffnen Sie die Steuerungssoftware und stellen Sie sicher, dass der Laptop auf dem an das Gerät angeschlossenen Computer eingeschaltet und verbunden ist.</li>
	<li>Geben Sie die Fluoreszenz- und MST-Einstellungen für dieses Experiment ein. Stellen Sie MST Before auf 3 s, MST auf 30 s und Fluoreszenzrückgewinnung (Fluo.) nach 1 s ein. Vorher misst die anfängliche Fluoreszenz und benötigt keine langen Zeiten; MST ist die tatsächliche Zeitspanne, in der das Gleichgewicht nach der Wärmeinduktion erreicht werden muss.</li>
	<li>
Tabelle der Kapillaren: Geben Sie für jedes Kapillarröhrchen den Namen des Ziels (Liganden), den Namen des Liganden (Analyten), die Konzentration des Ziels und die höchste Titrationskonzentration ein und verwenden Sie das Autofill-Titrationsverhältnis. Geben Sie beispielsweise 50 nM für die Zielkonzentration von Vam7-His8, Vam7-His8 für den Zielnamen, (1,2-Dioctanoylphosphatidsäure) Di-C8 PA für den Ligandennamen und die höchste Konzentration des Liganden ein, der 1:1 auswählt und zu den Autofill-Steckplätzen 2-16 nach unten zieht.</li>
	<li>Führen Sie einen Cap Scan durch, um die entsprechende LED (20% LED (Preset)) basierend auf dem Signal des Zielproteins auszuwählen und zwischen 200 und 2000 Fluoreszenzeinheiten für markierte MST einzustellen. Cap Scans sollten einheitliche, abgerundete glockenförmige Spitzen zeigen.</li>
	<li>Wählen Sie einen Bereich von MST-Leistungen aus und geben Sie Werte für jeden ein, um die robusteste Bindungsanpassung zu testen, und drücken Sie Start Cap Scan + Measurement, wobei verschiedene Werte gescannt werden, um die besten Betriebsbedingungen für die zu testende Interaktion zu bestimmen.</li>
	<li>Bestimmen Sie die MST-Leistung mit einer optimalen Passform mit der Analysesoftware und der Voreinstellung für die Thermophorese mit Tjump. Analysieren Sie die Anpassungen entsprechend der meisten Fluoreszenztrennung zwischen niedrigster und höchster Konzentration im Vergleich zur MST-Leistung mit der besten Passform und wählen Sie die MST-Leistung für Replikationsversuche.</li>
	<li>Stellen Sie fest, ob zwischen dem ersten und zweiten Durchlauf Photobleaching stattgefunden hat, indem Sie zur Analysesoftware gehen und die Analyse in den Expertenmodus schalten. Als nächstes wählen Sie Fluoreszenz anstelle von Thermophorese für die Analyse. Wählen Sie den Expertenmodus und dann das Fotobleichen.</li>
</ol>3. Vorbereitung von Proben für etikettierte MST
<ol><li>Bringen Sie die Vam7-His8-Lösung auf eine Konzentration von 200 nM in PBS ohne Tween.</li>
	<li>Bringen Sie den NTA-Atto 647 Farbstoff auf 100 nM in PBS ohne Tween.</li>
	<li>Mischen Sie den Farbstoff Vam7-His8 und NTA-Atto 647 in einem volumetrischen Verhältnis von 1:1 und lassen Sie ihn 30 min bei Raumtemperatur sitzen, die von Licht bedeckt ist. Bestimmen Sie die geeignete Konzentration des Zielproteins gemäß Abschnitt 2.5 (siehe Ergänzung zur Verwendung von KD von Ni-NTA-Farbstoff wie im Video gezeigt).</li>
	<li>Zentrifugenmischung aus NTA-Atto 647 N-Farbstoff und Protein für 10 min in einem dunklen Raum mit einer Tischzentrifuge bei ca. 8.161 x g.</li>
	<li>Die Mischung nach dem Experiment bei 4 °C oder während des Experiments auf Eis lagern, um sie bei Bedarf innerhalb weniger Stunden wiederzuverwenden, um eine Denaturierung des Proteins zu verhindern.</li>
	<li>Verwenden Sie den NT-Konzentrationsfinder, um den für die Titration erforderlichen Konzentrationsbereich zu bestimmen.</li>
	<li>Bringen Sie Di-C8 PA auf die entsprechende maximale Konzentration in Wasser.</li>
	<li>Titrieren Sie den Analyten mit einer seriellen 1:1-Verdünnung im PBS-Puffer für 16 Konzentrationen basierend auf dem vorherigen Schritt. Im Gegensatz zu SPR ist die Thermophorese nicht so empfindlich gegenüber Pufferunterschieden.</li>
</ol>4. MST von Proben
<ol><li>Schalten Sie das Gerät und den angeschlossenen Laptop ein.</li>
	<li>Drücken Sie den Aufwärtspfeil an der Vorderseite des Geräts und schieben Sie das Kapillargestell heraus.</li>
	<li>Laden Sie Kapillaren im Rack mit der höchsten Konzentration an Position 1.</li>
	<li>Wählen Sie in der Steuerungssoftware den Roten Kanal aus, der NTA-Atto 647 N entspricht.</li>
	<li>Geben Sie Konzentrations-, Positions- und Namensinformationen für jede Kapillare in die Tabelle der Kapillaren ein.</li>
	<li>Führen Sie einen Kapillarscan durch, indem Sie auf Start Cap Scan bei 20% LED (voreingestellt) klicken und zwischen 200 und 2000 Fluoreszenzeinheiten entsprechend einstellen, indem Sie entweder LED-Intensitätseinstellungen oder die Konzentration des Liganden (markiertes Protein) verwenden.</li>
	<li>Wählen Sie einen Bereich der MST-Leistung aus.</li>
	<li>Starten Sie Cap Scan + MST-Messung.</li>
	<li>Analysieren Sie mit der Analysesoftware.</li>
</ol>5. Analyse von MST-Daten
HINWEIS: Die von Nanotemper bereitgestellte Analysesoftware ist proprietär und wird mit M.O. Affinity Analysis durchgeführt. Es gibt verschiedene Möglichkeiten, Bindungsaffinitäten basierend auf Fluoreszenz oder Thermophorese zu messen. Neuere Versionen dieser Software sind voreingestellt, um Daten mithilfe der Thermophorese automatisch auszuwerten, und sind für die Verwendung der Thermophorese voreingestellt, wobei Tjump beide Messungen nutzt. Alternativ kann man entweder Tjump alone oder Thermophorese alone wählen. Darüber hinaus ermöglicht die Analysesoftware geschätzte Affinitätsmessungen unter Verwendung der anfänglichen Fluoreszenz. Auf diese Einstellungen kann nur im Expertenmodus zugegriffen werden.
<ol><li>Stellen Sie die Auswertungsstrategie in der Analysesoftware auf expert ein, indem Sie auf das Kästchen für den Blitz neben einem Datensatz im Datenauswahlbildschirm klicken. Die Analysesoftware ist für die Analyse auf MST-Analyse voreingestellt. Ein Forscher kann jedoch Neue Analyse erstellen und Initiale Fluoreszenzanalyse auswählen, um Bindungsaffinitäten basierend auf der anfänglichen Fluoreszenz zu schätzen. Der Expertenmodus ist auch für die anfängliche Fluoreszenz verfügbar. In der unten beschriebenen Analyse wurden Thermophorese und Tjump verwendet, um das KD des vorgestellten Vam7-His8 mit seinem natürlichen Substrat, der Lipidphosphatidsäure, zu bestimmen.</li>
</ol>

<ol><li>Jerabek-Willemsen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroScale+Thermophoresis%3A+Interaction+analysis+and+beyond%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Structure%22%5BJournal%5D)">MicroScale Thermophoresis: Interaction analysis and beyond.</a> Journal of Molecular Structure. 1077, 101-113 (2014).</li>
<li>Chapman, D., Hochstrasser, R., Millar, D., Youderia, nP. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+proteins+without+primary+sequence+tryptophan+residues%3A+mutant+trp+repressors+with+aliphatic+substitutions+for+tryptophan+side+chains%5BTitle%5D)+AND+%22Gene%22%5BJournal%5D)">Engineering proteins without primary sequence tryptophan residues: mutant trp repressors with aliphatic substitutions for tryptophan side chains.</a> Gene. 163 (1), 1-11 (1995).</li>
<li>Duff, M. R., Grubbs, J., Howell, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isothermal+titration+calorimetry+for+measuring+macromolecule-ligand+affinity%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Isothermal titration calorimetry for measuring macromolecule-ligand affinity.</a> Journal of Visualized Experiments. (55), (2011).</li>
<li>Jerabek-Willemsen, M., Wienken, C. J., Braun, D., Baaske, P., Duhr, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+interaction+studies+using+microscale+thermophoresis%5BTitle%5D)+AND+%22Assay+and+Drug+Development+Technologies%22%5BJournal%5D)">Molecular interaction studies using microscale thermophoresis.</a> Assay and Drug Development Technologies. 9 (4), 342-353 (2011).</li>
<li>Wienken, C. J., Baaske, P., Rothbauer, U., Braun, D., Duhr, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein-binding+assays+in+biological+liquids+using+microscale+thermophoresis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Protein-binding assays in biological liquids using microscale thermophoresis.</a> Nature Communications. 1, 100(2010).</li>
<li>Khavrutskii, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+purification-free+method+of+binding+affinity+determination+by+microscale+thermophoresis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Protein purification-free method of binding affinity determination by microscale thermophoresis.</a> Journal of Visualized Experiments. (78), (2013).</li>
<li>Seidel, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Label-free+microscale+thermophoresis+discriminates+sites+and+affinity+of+protein-ligand+binding%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie+International+Edition+English%22%5BJournal%5D)">Label-free microscale thermophoresis discriminates sites and affinity of protein-ligand binding.</a> Angewandte Chemie International Edition English. 51 (42), 10656-10659 (2012).</li>
<li>Starr, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphatidic+acid+induces+conformational+changes+in+Sec18+protomers+that+prevent+SNARE+priming%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Phosphatidic acid induces conformational changes in Sec18 protomers that prevent SNARE priming.</a> Journal of Biological Chemistry. 294 (9), 3100-3116 (2019).</li>
<li>Miner, G. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Central+Polybasic+Region+of+the+Soluble+SNARE+%28Soluble+N-Ethylmaleimide-sensitive+Factor+Attachment+Protein+Receptor%29+Vam7+Affects+Binding+to+Phosphatidylinositol+3-Phosphate+by+the+PX+%28Phox+Homology%29+Domain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">The Central Polybasic Region of the Soluble SNARE (Soluble N-Ethylmaleimide-sensitive Factor Attachment Protein Receptor) Vam7 Affects Binding to Phosphatidylinositol 3-Phosphate by the PX (Phox Homology) Domain.</a> Journal of Biological Chemistry. 291 (34), 17651-17663 (2016).</li>
<li>Collins, M. D., Gordon, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Short-chain+phosphoinositide+partitioning+into+plasma+membrane+models%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Short-chain phosphoinositide partitioning into plasma membrane models.</a> Biophysical Journal. 105 (11), 2485-2494 (2013).</li>
<li>Zhao, H., Lappalainen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+guide+to+biochemical+approaches+for+analyzing+protein-lipid+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Biology+of+the+Cell%22%5BJournal%5D)">A simple guide to biochemical approaches for analyzing protein-lipid interactions.</a> Molecular Biology of the Cell. 23 (15), 2823-2830 (2012).</li>
<li>Kaufmann, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stress+proteins%3A+virulence+factors+of+intracellular+disease+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Immunitat+und+Infektion%22%5BJournal%5D)">Stress proteins: virulence factors of intracellular disease agents.</a> Immunitat und Infektion. 17 (4), 124-128 (1989).</li>
<li>le Maire, M., Champeil, P., Moller, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+of+membrane+proteins+and+lipids+with+solubilizing+detergents%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+Biophysica+Acta%22%5BJournal%5D)">Interaction of membrane proteins and lipids with solubilizing detergents.</a> Biochimica et Biophysica Acta. 1508 (1-2), 86-111 (2000).</li>
<li>Corradi, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emerging+Diversity+in+Lipid-Protein+Interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Reviews%22%5BJournal%5D)">Emerging Diversity in Lipid-Protein Interactions.</a> Chemical Reviews. 119 (9), 5775-5848 (2019).</li>
<li>Rainard, J. M., Pandarakalam, G. C., McElroy, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+Microscale+Thermophoresis+to+Characterize+Hits+from+High-Throughput+Screening%3A+A+European+Lead+Factory+Perspective%5BTitle%5D)+AND+%22SLAS+Discovery%22%5BJournal%5D)">Using Microscale Thermophoresis to Characterize Hits from High-Throughput Screening: A European Lead Factory Perspective.</a> SLAS Discovery. 23 (3), 225-241 (2018).</li>
<li>Sparks, R. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+small-molecule+competitive+inhibitor+of+phosphatidic+acid+binding+by+the+AAA%2B+protein+NSF%2FSec18+blocks+the+SNARE-priming+stage+of+vacuole+fusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">A small-molecule competitive inhibitor of phosphatidic acid binding by the AAA+ protein NSF/Sec18 blocks the SNARE-priming stage of vacuole fusion.</a> Journal of Biological Chemistry. 294 (46), 17168-17185 (2019).</li>
</ol>

Die Autoren erklären keinen potenziellen Interessenkonflikt.

Die Bestimmung der Vam7-His8-Bindung an DiC8-PA ergab ein robustes angepasstes KD für die gegebene Wechselwirkung, das eine etwas geringere Affinität aufweist als das gemessene KD von Vam7-His8 zu PA-Liposomen (unveröffentlicht). Dieser Unterschied ist höchstwahrscheinlich auf das Fehlen einer Membran zurückzuführen, was im Allgemeinen zu einer geringeren Affinität für membranspezifische Lipidbindungsinteraktionen führt und daher die Rolle des Liposomenmembran-Ger...

Die mikroskalige Thermophorese ist eine relativ neue Technik zur Bestimmung von Dissoziationskonstanten (KD) sowie Hemmungskonstanten (IC50) zwischen biochemisch relevanten Liganden. Der führende kommerzielle Einzelhändler für MST (z. B. NanoTemper) bietet zwei beliebte MST-Technologien an: 1) labelfreie MST, die einen fluoreszierenden Tag erfordert, und 2) markierte Thermophorese, die die inhärente Fluoreszenz von Proteinen in Abhängigkeit von der Anzahl der in jedem Protein vorhandenen aromatischen Rückstände verwendet1. Ein Nachteil der markierungsfreien Thermophorese besteht darin, dass sie in den meisten Fällen keine Messung von Protein-Protein-Wechselwirkungen zulässt. Es könnte jedoch möglich sein, Proteine ohne aromatische Aminosäuren wie Tryptophan für die Verwendung in der markierungsfreien Thermophorese zu entwickeln2.
MST misst die Bewegung von Partikeln als Reaktion auf die Induktion mikroskopischer Temperaturfelder, die von einem Infrarotlaser in derzeit verfügbaren Technologien initiiert werden1. MST kann verwendet werden, um Protein-Protein-Interaktionen, Protein-Lipid-Interaktionen, Protein-Kleinmolekül-Experimente, Wettbewerbsexperimente und sogar Interaktionen zwischen kleinen Molekülen zu messen, solange man eine ausreichende Signaltrennung erzeugen kann. Darüber hinaus ermöglicht MST die Messung von Membran-Protein-basierten Interaktionen, die entweder in Liposomen oder Nanoscheiben eingebettet sind. Die markierte Thermophorese nutzt die Verwendung fluoreszierend markierter Tags, die eine chemisch kontrollierbare Trennung des Signals zwischen Ligand und Analyt ermöglichen. KD-Werte können mittels Thermophorese für Wechselwirkungen mit Proteinbindung bei niedrigen nanomolaren Konzentrationen erhalten werden, was in den meisten Fällen eine viel niedrigere Proteinkonzentration darstellt als für die isotherme Kalorimetrie (ITC)3. Darüber hinaus hat MST keine strengen Pufferanforderungen, wie sie für die Oberflächenplasmonenresonanz (SPR)4 erforderlich sind, und die markierte Thermophorese kann sogar verwendet werden, um Bindungskonstanten von Proteinen von Interesse aus nicht vollständig gereinigten Proteinlösungen5 mit genetisch eingefügten fluoreszierenden Tags zu messen6. Ein Nachteil von MST ist, dass kinetische Parameter für MST wie in SPR2 nicht ohne weiteres erhalten werden können.
Thermophoresemessungen hängen von der lokalen Temperaturdifferenz einer Lösung ab. Diese Wärme kann von einem Infrarotlaser erzeugt werden. Das MST-Gerät verfügt über einen Fluoreszenzdetektor, der an einen Infrarotstrahl (IR) gekoppelt ist und Änderungen der Fluoreszenz durch lokale Konzentrationsänderungen der fluoreszierenden Moleküle an dem Punkt aufnehmen kann, an dem der IR-Laser anvisiert wird. Das MST-Gerät verwendet einen IR-gezielten Laser, der direkt mit einem Fluoreszenzdetektor gekoppelt ist, der auf den gleichen Punkt fokussiert ist, an dem die Wärme in der Lösung erzeugt wird. Dies ermöglicht eine robuste Detektion von Temperaturänderungen, die der Erschöpfung von Molekülen an der vom IR-Laser erzeugten Wärmestelle entsprechen. Die gemessene Fluoreszenz nimmt im Allgemeinen näher am IR-Laser als Reaktion auf Temperaturerhöhungen ab. Die als Ergebnis gemessenen Unterschiede können auf mehrere Faktoren zurückzuführen sein, darunter Ladung, Größe oder Solvatationsentropie. Diese Unterschiede werden als Änderungen der Fluoreszenz als Reaktion auf die Induktion von Wärme oder die Bewegung von Molekülen von heißen zu kälteren Teilen der Kapillare gemessen.
Beim Laden einer Kapillare mit einer gegebenen Lösung ist es wichtig, Luft an beiden Enden der Kapillare zu belassen und die Kapillare nicht vollständig voll zu laden. Die kommerzielle Kapillare fasst etwa 10 μL Lösung. Man kann genaue Messungen mit 5 μL Lösung erreichen, solange die Lösung bis zur Mitte der Kapillare manipuliert wird, es keine Luftblasen gibt (möglicherweise vor dem Laden der Kapillare entgasen) und man vorsichtig ist, das Rack zu laden, um die Lösung nicht aus der Mitte der Kapillare zu drängen, wo der Infrarotlaser anvisiert wird. Wenn der Laser nicht vollständig mit der Lösung in Berührung kommt, wird das Ergebnis höchstwahrscheinlich einer von drei unbrauchbaren Ausgängen für diese Konzentration sein: 1) keine oder niedrige Fluoreszenzdetektion, 2) höhere Fluoreszenzdetektion (möglicherweise mit gezacktem Peak) oder 3) Fluoreszenzdetektion innerhalb anderer Werte aus gegebener Titration, jedoch mit einem gezackten und ungerundeten Peak.
Für die markierte Thermophorese ist es optimal, ein Fluoreszenzsignal über 200 und unter 2000 Fluoreszenzeinheiten zu haben7. Das MST-Gerät verwendet einen Bereich von LED-Intensitäten von 0 bis 100, die ausgewählt werden können, um ein Signal über 200 oder unter 2000 zu erreichen. Alternativ kann man verschiedene Konzentrationen des markierten Liganden verwenden, um das Fluoreszenzsignal auf ein optimales Niveau zu modifizieren. Es ist wichtig, bei der Datenanalyse einen Cap-Scan mit einer bestimmten MST-Messung als Referenz durchzuführen, da ein schlechter Cap-Scan oft zu einem Punkt führen kann, der später als Ausreißer eingestuft werden kann. Jeder Durchlauf sollte ungefähr 30 Minuten dauern, wenn eine einzelne MST-Leistung mit einem Cap-Scan gemessen wird. Die kommerziellen Geräte ermöglichen Änderungen der MST-Leistung. In älteren Softwareversionen konnte dies von 0 auf 100 eingestellt werden; und in späteren Versionen kann man niedrige, mittlere oder hohe MST wählen. Um robuste Ablaufverfolgungen zu erhalten, muss ein Forscher möglicherweise jede dieser Ablaufverfolgungen ausprobieren und entscheiden, welche MST-Einstellung zu den robustesten Daten für eine bestimmte Interaktion führt.

<table><tbody><tr><td>Cy5 Maleimid Mono-Reaktivfarbstoff</td><td>GE Healthcare</td><td>PA23031</td><td>Für die Proteinmarkierung</td></tr><tr><td>Graphpad Prsim</td><td>Graphpad Software</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Monolith NT.115 Kapillaren (1000 Stück)</td><td>Nanotemper</td><td>MO-K022</td><td>Kapillaren für MST</td></tr><tr><td>Monolith NT.115 Maschine</td><td>Nanotemper</td><td></td><td>Universitätsausrüstung</td></tr><tr><td>NTA-Atto 647 N</td><td>Sigma</td><td>2175</td><td>Beschriftung für Seine Tags</td></tr><tr><td>Phosphatidylinositol 3-phosphat diC8 (PI(3)P diC8)</td><td>Echelon</td><td>P-3008</td><td>Lipid für Bindungsexperimente</td></tr></tbody></table>

einsatz der mikroskaligen thermophorese zur messung von protein-lipid-wechselwirkungen

Use of Microscale Thermophoresis to Measure Protein-Lipid Interactions

Die Fähigkeit, die Bindungsaffinität von Lipiden an Proteine zu bestimmen, ist ein wesentlicher Bestandteil des Verständnisses von Protein-Lipid-Wechselwirkungen beim Membrantransport, der Signaltransduktion und dem Zytoskelett-Umbau. Klassische Werkzeuge zur Messung solcher Wechselwirkungen sind die Oberflächenplasmonenresonanz (SPR) und die isotherme Titrationskalorimetrie (ITC). Obwohl diese Ansätze mächtige Werkzeuge sind, haben sie Rückschläge. ITC erfordert große Mengen an gereinigtem Protein sowie Lipiden, die teuer und schwierig herzustellen sein können. Darüber hinaus sind sowohl ITC als auch SPR sehr zeitaufwendig, was die Kosten für die Durchführung dieser Experimente erheblich erhöhen könnte. Eine Möglichkeit, diese Einschränkungen zu umgehen, besteht darin, die relativ neue Technik der Mikroskalen-Thermophorese (MST) zu verwenden. MST ist schnell und kostengünstig, wenn kleine Probenmengen verwendet werden, um eine Sättigungskurve für ein bestimmtes Bindungsereignis zu erhalten. Derzeit stehen zwei Arten von MST-Systemen zur Verfügung. Eine Art von MST erfordert die Kennzeichnung mit einem Fluorophor im blauen oder roten Spektrum. Das zweite System beruht auf der intrinsischen Fluoreszenz aromatischer Aminosäuren im UV-Bereich. Beide Systeme erkennen die Bewegung von Molekülen als Reaktion auf die lokalisierte Induktion von Wärme durch einen Infrarotlaser. Jeder Ansatz hat seine Vor- und Nachteile. Markierungsfreie MST kann native Proteine ohne Tags verwenden; Viele Analyten, einschließlich Pharmazeutika, fluoreszieren jedoch im UV-Bereich, was die Bestimmung genauer KD-Werte beeinträchtigen kann. Im Vergleich dazu ermöglicht die markierte MST eine größere Vielfalt messbarer paarweiser Wechselwirkungen unter Verwendung fluoreszierend markierter Sonden, die an Liganden mit messbaren Absorptionen im sichtbaren Bereich im Gegensatz zu UV befestigt sind, wodurch das Potenzial für Störsignale von Analyten begrenzt wird.

Dies ist eine Beispielausgabe, die die Affinitätsanalyse verwendet. Die markierte MST wurde verwendet, um die Bindungskonstante des Vam7-His8 an das lösliche Dioctanoyl (DiC8) PA eines seiner natürlichen Substrate zu bestimmen9. Abbildung 1 zeigt die thermophoretischen Spuren aus einem Versuch einer 1:1-Titration von DiC8 PA ab 500 μM gegenüber 50 nM Vam7-His8. Die anfängliche Fluoreszenz (Zeit vor dem Einschalten des Infrarotlasers), Tjump (Zeit nach dem Einschalten ...

Die mikroskalige Thermophorese erhält schnell Bindungskonstanten bei geringen Materialkosten. Entweder gekennzeichnete oder markierungsfreie mikroskalige Thermophorese ist kommerziell erhältlich; Die markierungsfreie Thermophorese ist jedoch nicht in der Lage, die Vielfalt der Wechselwirkungsmessungen zu erreichen, die mit fluoreszierenden Markierungen durchgeführt werden können. Wir bieten ein Protokoll für markierte Thermophoresemessungen an.

Einsatz der mikroskaligen Thermophorese zur Messung von Protein-Lipid-Wechselwirkungen

The ability to determine the binding affinity of lipids to proteins is an essential part of understanding protein-lipid interactions in membrane ...

Die markierte mikroskalige Thermophorese erhält effizient Dissoziationskonstanten oder KDs verschiedener biochemischer Wechselwirkungen. Dieses Protokoll und das begleitende Video geben die ungefähre Affinität von Vam7, dem einzigen löslichen SNARE-Protein in Hefe, zu Phosphatidsäure an. Auf diese Weise assoziiert sich Vam7 mit zwei Membranen, bevor es mit anderen Proteinen interagiert.Diese Methode erhält schnell KDs für verschiedene biochemische Wechselwirkungen zu niedrigen Kosten, mit hoher Reproduzierbarkeit und mit minimalen Proteinkosten. Diese Technik eignet sich für die pharmazeutische Entwicklung der ersten Stufe, so dass leicht erhältliche KDs potenzielle Leitverbindungen bestimmen können. Bevor Sie mit einer Analyse beginnen, schalten Sie den Netzschalter auf der Rückseite des MST-Geräts ein und öffnen Sie die Steuerungssoftware.Vergewissern Sie sich, dass der Computer an das Gerät angeschlossen ist und sich im verbundenen Status befindet, und stellen Sie den MST Before auf 3 Sekunden, den MST auf 30 Sekunden und die Fluoreszenzwiederherstellung auf nach 1 Sekunde ein. Geben Sie für jedes Kapillarröhrchen den Namen des Zielliganden, den Namen des Ligandenanalyten, die Konzentration des Ziels und die höchste Titrationskonzentration unter Verwendung des Autofill-Titrationsverhältnisses ein. Wählen Sie einen Bereich von MST-Leistungen aus und geben Sie Werte für jede Leistung ein, um die robusteste Bindungsanpassung zu testen.Um markierte MST-Proben herzustellen, verdünnen Sie eine Vam7-Octahistidin-Lösung auf eine 200-Nanomol-Konzentration und einen NTA-Atto 647-Farbstoff auf eine 100-Nanomolar-Konzentration, beide in PBS. Mischen Sie das Vam7-Octashetidine und den NTA-Atto 647-Farbstoff in einem volumetrischen Verhältnis von 1:1 und lassen Sie die Mischung 30 Minuten lang bei Raumtemperatur lichtgeschützt sitzen. Am Ende der Inkubation zentrifugieren Sie das Farbstoff- und Proteingemisch und lagern Sie die Lösung vor dem Gebrauch bis zu einigen Stunden bei 4 Grad Celsius.Bereiten Sie dann die Probe vor, nehmen Sie einen gefärbten Liganden und belichten Sie den Analyten. Für die mikroskalige Thermophorese der Probe öffnen Sie das Gerät und schieben Sie das Kapillargestell heraus. Laden Sie die Probenkapillaren mit der höchsten Konzentration an Position eins in das Rack und wählen Sie den roten Kanal in der Steuerungssoftware aus.Laden Sie dann das Rack in das Instrument. Wählen Sie dann einen Bereich der MST-Leistung aus und starten Sie die Cap Scan MST-Messung und bewerten Sie die Schichtreaktion. Thermophoretische Spuren aus einem Versuch einer 1:1-Titration von DiC8 PA ab 500 Mikromol gegen 50 nanomolare NTA-Atto 647-markierte Vam7-Domäne sind hier gezeigt.Die anfängliche Fluoreszenz, der Zeitsprung und die Thermophorese können beobachtet werden, so dass KD aus einer oder einer Kombination dieser Messungen berechnet werden kann. Aus diesen Ergebnissen kann eine Sättigungskurve dargestellt werden, beispielsweise für die Thermophorese mit der Zeitsprungausgabe, wie in der Grafik dargestellt. Im Allgemeinen werden die MST-Ergebnisse unter Verwendung der Log-Skala unter Berücksichtigung der Proteinkonzentration bestimmt, um die Bindungsaffinität durch Auswahl des KD-Modells und Eingabe der Proteinkonzentration zu bestimmen.Stellen Sie bei der Durchführung dieses Protokolls sicher, dass sich die Lösung in der Mitte der Kapillare befindet und dass keine Luftblasen vorhanden sind und dass die Kapillare keinen Staub oder keine Lösung an der Außenseite der Kapillare aufweist. Isotherme Titrationkalorimetrie oder Oberflächenplasmonenresonanz könnten verwendet werden, um die erhaltene experimentelle KD zu validieren. Wenn es eine potenzielle kooperative Bindung gibt, wäre ITC die nächste logische Methode, die unter Berücksichtigung der Ressourcen durchgeführt wird.Diese Technik hat es traditionellen Biologieforschern ermöglicht, biophysikalische Screening-Techniken in ihre Forschung zur Bestimmung von Signalwegbeziehungen zu integrieren. Ein Beispiel für diese Technik ist die Zelllysase mit dem Zielprotein, das endogen exprimiert wird, wobei der GFP-Tag eine neuartige Möglichkeit ist, einen traditionellen Pulldown-Assay durchzuführen.

use-of-microscale-thermophoresis-to-measure-protein-lipid-interactions

Research

Forschung

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemie

Dieses Video demonstriert die mikroskalige Thermophorese zur Untersuchung der Protein-Lipid-Wechselwirkung. Der Assay detektiert die Wechselwirkung zwischen Molekülen, indem er die thermophoretische Bewegung von fluoreszenzmarkierten Proteinen als Reaktion auf einen Temperaturgradienten quantifiziert. Das fluoreszierende Molekül wird mit unterschiedlichen Konzentrationen der nicht fluoreszierenden Lipidmoleküle gemischt, und das Molekülgemisch in der Lösung wird in Kapillaren geladen. Dabei...

Mikroskalige Thermophorese zur Untersuchung von Protein-Lipid-Wechselwirkungen in Lösung

Dieses Video demonstriert eine dissipative Mikrogravimetrie-Technik, um die Bindung von Proteinen an Lipiddoppelschichten zu untersuchen. Kleine unilamelläre Vesikel werden hinzugefügt, um die Oberfläche des Quarzsensors einer Mikrowaage zu beschichten. Unter Verwendung der Calciumionen-abhängigen Bindung des Zielphospholipid-bindenden Proteins an die Doppelschicht werden Änderungen der Schwingungsfrequenz des Sensors und der Dissipation der Oszillation überwacht, um die Art der...

Dissipative Mikrogravimetrie-Technik zur Untersuchung der Protein-Lipid-Doppelschicht-Wechselwirkung

In diesem Video demonstrieren wir Protein-Phosphoinositid-Wechselwirkungen in einem mikrofluidischen Muster unter Verwendung des pH-Modulationsassays unter Verwendung eines pH-empfindlichen Fluoreszenzfarbstoffs, der an das Phosphatidylethanolamin-Lipid einer unterstützten Lipiddoppelschicht, einer sogenannten mikrofluidischen Plattform, gebunden ist. Die Modulation des pH-Werts nach der Proteinbindung an Phospholipid führt zu einer Fluoreszenzlöschung.

pH-Modulationsassay an gestützten Lipiddoppelschichten zum Nachweis von Protein-Phosphoinositid-Wechselwirkungen

Microscale Thermophorese (MST) kann in weiten Bereichen zur Bestimmung der Bindungsaffinität werden ohne Reinigung des Zielproteins aus Zelllysaten. Das Protokoll umfasst die Überexpression des GFP-Fusionsprotein, Zell-Lyse in nicht-denaturierenden Bedingungen, sowie Erkennung MST Signal in der Gegenwart von variierenden Konzentrationen des Liganden.

Protein Purification-freie Methode der Bindungsaffinität Bestimmung durch Microscale Thermophorese

Die dynamische Differential-Fluorimetrie ist eine weit verbreitete Methode zum Screening von Bibliotheken kleiner Moleküle auf Wechselwirkungen mit Proteinen. Hier stellen wir eine einfache Methode vor, um diese Analysen zu erweitern, um eine Schätzung der Dissoziationskonstante zwischen einem kleinen Molekül und seinem Proteinpartner zu erhalten.

Bestimmung der Protein-Ligand-Wechselwirkungen mit Differential Scanning Fluorimetrie

Oberflächenplasmonresonanz (SPR) ist eine markierungsfreie Verfahren zur Detektion biomolekularer Wechselwirkungen in Echtzeit. Hierin wird ein Protokoll für ein Membranprotein: Rezeptor-Interaktion Experiment beschrieben, bei der Diskussion der Vor- und Nachteile der Technik.

Echtzeit-Messungen von Membranprotein: Rezeptor-Wechselwirkungen Mit Oberflächenplasmonenresonanz (SPR)

MicroScale Thermophorese (MST) ist eine empfindliche Technologie zur Charakterisierung von Aptamer-Ziel-Wechselwirkungen. Dieses Manuskript beschreibt ein MST-Protokoll zur Charakterisierung von Aptamer-Kleinmolekül-Wechselwirkungen.

Kartierung der Bindungsstelle eines Aptamer auf ATP Mit Micro Thermophorese

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll für die Herstellung und Reinigung von Proteinen, die gekennzeichnet sind mit stabilen Isotopen und anschließende Charakterisierung von Protein-Protein-Wechselwirkungen mit Spektroskopie der Kernspinresonanz (NMR) und MicroScale Thermophorese (MST) Experimente.

Messung der Interaktionen von Kugelsternhaufen und filamentösen Proteinen Kernresonanzspektroskopie (NMR) und Microscale Thermophorese (MST)

Dieser Artikel beschreibt die Protokolle für die Probenvorbereitung, Datenreduktion und Datenanalyse in Neutronenspinechostudien (NSE) von Lipidmembranen. Eine umsichtige Deuteriummarkierung von Lipiden ermöglicht den Zugang zu unterschiedlichen Membrandynamiken auf mesoskopischen Längen- und Zeitskalen, über die lebenswichtige biologische Prozesse ablaufen.

Neutronenspin-Echospektroskopie als einzigartige Sonde für Lipidmembrandynamik und Membran-Protein-Wechselwirkungen

Dieses Protokoll kombiniert Massenphotometrie mit einem neuartigen Mikrofluidik-System, um Protein-Protein-Wechselwirkungen mit geringer Affinität zu untersuchen. Dieser Ansatz basiert auf der schnellen Verdünnung hochkonzentrierter Komplexe in Lösung, was Messungen mit geringer Affinität ermöglicht und die Anwendbarkeit der Massenphotometrie erweitert.

Analyse der Proteinkomplexbildung bei mikromolaren Konzentrationen durch Kopplung von Mikrofluidik und Massenphotometrie

Erfahren Sie die mikroskalige Thermophorese zur Messung von Protein-Lipid-Wechselwirkungen mit Vam7 und Phosphatidsäure. Diese Methode ermöglicht schnelle, kostengünstige KD-Bestimmungen für die frühe pharmazeutische Entwicklung.

Einsatz der mikroskaligen Thermophorese zur Messung von Protein-Lipid-Wechselwirkungen

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